TRABALHO RELATORIOS DE AULAS PRATICAS - LILIANE

Prévia do material em texto

unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 1 
 
 
 
 
 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (R.A.) 201811141. 
 
RELATÓRIO 1 
 
 
1. Tema: Esfregaço Sanguíneo e Coloração (Panótico Rápido) 
 
2. Objetivo 
 Realizar o esfregaço sanguíneo e a coloração com panótico; 
 E então realizar a observação das células sanguíneas; 
 Aprender como é realizado essa técnica e aprender de forma correta sua execução. 
 
3. Metodologia 
COMPOSIÇÃO DO SANGUE 
Plasma (Líquida) 
 Fibrinogênio; 
 Proteínas; 
 Cascata de Coagulação. 
 
 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 2 
 
 
 
 
 
Sangue = Hemácias 
 Leucócitos Sólidos 
 Plaquetas 
 
LEUCÓCITOS 
 Linfócitos; 
 Neutrófilos (Segmentados/Bastonetes); 
 Monócitos; 
 Eosinófilos; 
 Basófilos; 
 Soro: Sangue colhido sem anticoagulante, sem fibrinogênio (ativação da fibrina); 
 Plasma: Sangue colhido com anticoagulante, com fibrinogênio. 
 
Para realizar essa técnica foi utilizado sangue de cão. 
1) Com a pipeta de Pasteur foi coletado o sangue (material fresco) e colocada uma gota 
do material próximo a extremidade inferior da lâmina (A); 
2) Então foi colocada outra lâmina sobre a lâmina com a amostra de sangue em um 
ângulo de 45º (A); 
3) A lâmina de cima foi movida com um movimento rápido de cima para baixo sob a 
lâmina da amostra, até encostar-se ao sangue (B); 
4) Depois deve-se levar a lâmina para frente para que espalhe a amostra de forma 
uniforme na lâmina debaixo, após foi feita a secagem da lâmina, agitando-a e 
deixando secando naturalmente ao ambiente; 
5) Após esse processo foi feita a coloração com panótico rápido da seguinte forma: 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 3 
 
 
 
 
 
 A lâmina foi mergulhada por 5 segundos no primeiro corante, que é o fixador 
(triarilmetano a 0,1%), e então foi escorrido o excesso de corante; 
 Depois foi mergulhada por 5 segundos no segundo corante, de cor vermelho (xantenos 
a 0,1%); 
 E após a lâmina foi mergulhada por 10 segundos no terceiro corante, de cor azul 
(tiazinas a 0,1%); 
 A lâmina foi lavada com água e deixada secar. 
6) No microscópio foi colocada a lâmina e focalizada até a objetiva de 100x e colocado 
o óleo de imersão; 
7) Depois da lâmina ter secado, foi levada para o microscópio para focalização e 
observação até a objetiva 100x das células sanguíneas; 
8) Após todo o processo de confecção das lâminas hematológicas coradas deve-se 
identificar as diferenças morfológicas entre, hemácias, leucócitos, plaquetas. A 
contagem e realizado próximo a cauda do esfregaço. 
 
 
4. Resultados e Discussão 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 4 
 
 
 
 
 
Na visualização da lâmina foram encontrados neutrófilos segmentados, 
neutrófilos bastonetes, linfócitos e monócitos, não sendo encontrado nenhum eosinófilo. 
 
Imagem da visualização no microscópio da lâmina confeccionada. 
 
5. Considerações Finais 
Com o esfregaço sanguíneo e a coloração em panótico foi possível aprender como 
é feita essa técnica, e sua importância. Podendo visualizar os tipos de leucócitos 
sanguíneos. Tendo essa técnica a função de quantificar a resposta medular frente a um 
quadro de anemia. 
 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 5 
 
 
 
 
 
6. Referências Bibliográficas 
O presente conteúdo é com base no material de aula cedido pela Profª Dra. Jandra 
Pacheco do Santos. 
Arquivo Pessoal. 
 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (R.A.) 201811141. 
 
RELATÓRIO 2 
 
 
1. Tema: Hematócrito 
 
2. Objetivo 
 A determinação do hematócrito tem o objetivo de determinar a porcentagem de 
eritrócitos presentes no sangue, sendo um exame de bastante utilidade, podemos 
verificar a coloração do plasma sanguíneo e a capa leucocitária; 
 A diferenciação de leucócitos compreende o leucograma, onde auxilia na 
avaliação hematológica da resposta do paciente perante uma infecção bacteriana 
e para o diagnóstico de leucemias. 
 
3. Metodologia 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 6 
 
 
 
 
 
1. A determinação do hematócrito foi realizado da seguinte forma: 
 Foi homogeneizado o frasco contendo a amostra de sangue; 
 Foi utilizado um tubo capilar e preenchido 2/3 do tubo de sangue por capilaridade; 
 A extremidade onde não continha sangue foi fechada com chama do bico de 
Bunsen; 
 O tubo capilar foi levado para a centrífuga, onde foi centrifugado por 5 minutos a 
1.200 rpm; 
 Após ter sido centrifugado, o tubo foi retirado para fazer a leitura, onde foi feito 
a leitura através da tabela; 
2. A avaliação da proteína plasmática foi realizada da seguinte forma: 
 Após ter sido centrifugado o tubo foi quebrado logo acima do ponto da porção das 
plaquetas e dos leucócitos; 
 Foi colocada algumas gotas de plasma no refratômetro; 
 Na parte de cima do refratômetro aperta para que espalhe o plasma na região do 
prisma do refratômetro; 
 Então foi realizada a leitura da proteína plasmática; 
3. A diferenciação de leucócitos foi realizada da seguinte forma: 
 Foi feita a visualização das lâminas no microscópio, visualizando a morfologia e 
identificando os tipos de leucócitos. 
 
4. Resultados e Discussão 
Após a interpretação dos resultados da determinação do hematócrito, chegou-se 
ao valor de 54 % de hematócrito. Na leitura da proteína plasmática no refratômetro 
chegou-se ao valor de 7,8 de proteína plasmática. Após a visualização da lâmina podemos 
verificar os seguintes leucócitos: 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 7 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Os linfócitos o núcleo é arredondado a oval, é bem grande e ocupa quase todo o 
espaço, com citoplasma incolor; 
 Os neutrófilos podem ser segmentados ou bastonetes. Os bastonetes são células 
jovens, seu formato lembra uma ferradura e tem formato da letra “c”, com lados 
paralelos e lisos. Os segmentados possuem o núcleo com constrição ao longo do seu 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 8 
 
 
 
 
 
perímetro e tem graus bem variados de endentação, possuem grânulos pequenos e 
corados, tem a membrana do núcleo irregular; 
 Os monócitos são células grandes, bem visíveis, seu núcleo pode ser de formas 
variadas, com o oval, feijão, ferradura ou ameboide, lembrando a forma dos 
neutrófilos. Para diferenciar dos neutrófilos, eles são maiores e tem o citoplasma com 
coloraçãoacinzentada; 
 Os eosinófilos apresentam granulações de coloração vermelho-alaranjados, tem o 
núcleo segmentado. São maiores que os neutrófilos; 
 Os basófilos são cheios de granulações e são células bem visíveis. 
 
5. Considerações Finais 
Com a realização dessas técnicas podemos verificar a quantidade de eritrócitos na 
amostra de sangue utilizada e a coloração do plasma, aprendendo como é feita a 
sedimentação de cada elemento do sangue e interpretando seu resultado. Onde verifica-
se a importância de cada procedimento e como é realizada cada técnica. 
 
6. Referências Bibliográficas 
O presente conteúdo é com base no material de aula cedido pela Profª Dra. Jandra Pacheco 
do Santos. 
Fotos de Arquivo Pessoal. 
 
 
 
 
 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 9 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (R.A.) 201811141. 
 
RELATÓRIO 3 
 
 
1.Tema: Contagem Manual de Leucócitos mais Explicação de Anemias 
 
2. Objetivo 
 Realizar a contagem de leucócitos em uma amostra de sangue de um cão; 
 Avaliando a quantidade de células de defesas contidas na amostra; 
 Aprendendo como realiza essa contagem manual através da câmara de Neubauer; 
 Classificação da Anemia: Anemia Arregenerativa e Anemia Regenerativa. 
 
3. Metodologia 
Para realizar essa técnica necessário os seguintes materiais: 
 Foi utilizada uma câmara de Neubauer; 
 Ponteiras, pipetas de volume ajustável, (1000 e 100 microlitros); 
 Tubo de ensaio de 5 ml; 
 Ácido acético a 4%; 
 Sangue coletado com EDTA e homogeneizado; 
 Estante. 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 10 
 
 
 
 
 
Técnica: 
1) Foi feita uma diluição de 1:20, então foi utilizado um tubo de ensaio para pipetar 1900 
microlitros de ácido acético a 4%, e depois pipetado 100 microlitros de sangue, após 
ter sido pipetado foi feito a homogeneização da diluição, onde pipetou a solução por 
3 vezes; 
2) Após isso foi aguardado 5 minutos para que o ácido quebrasse as hemácias e então 
ficassem somente os leucócitos; 
3) Enquanto foi aguardado esse tempo, foi preparada a câmara de Neubauer, fixando a 
lamínula na câmara; 
4) Depois de passado os 5 minutos, foi feita a homogeneização da diluição, pipetando 3 
vezes a solução, e então pipetou entre a lamínula e a câmara; 
5) Para a realização da leitura, levou a câmara de Neubauer para o microscópio e foi 
feita a leitura em um único lado da câmara, o local da contagem de leucócitos, onde 
possui 4 quadrantes com 16 quadrados cada; 
6) Para a contagem as células que tocam a linha inferior e da direita dos quadrados não 
são contadas, apenas as células que tocam a linha superior e da esquerda de cada 
quadrado; 
7) Depois de feita a contagem é feita a soma da quantidade de leucócitos de cada 
quadrante e então faz a seguinte conta: total de leucócitos X o fator de diluição X 10 
/ 4; 
8) Ou podendo também fazer de outra forma, total de leucócitos X 50, e então chegando 
a um valor final de leucócitos. 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 11 
 
 
 
 
 
 
Demonstração da forma correta da contagem de leucócitos na câmara de Neubauer. 
 
4. Resultados e Discussão 
O resultado obtido na contagem manual de leucócitos foi o seguinte: 
1º quadrante: 199. 
2º quadrante: 180. 
3º quadrante: 208. 
4º quadrante: 235. 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 12 
 
 
 
 
 
Total: 822 leucócitos. 
1º opção: total de leucócitos X fator de diluição X 10 / 4. 
822 x 20 x 10 = 164.400 /4 = 41.100 
2º opção: total de leucócitos X 50 
822 x 50 = 41.100 
 
5. Considerações Finais 
Com a realização dessa técnica de contagem manual de leucócitos foi possível 
verificar como é feito a técnica, aprendendo a realizar de forma correta e verificando a 
importância da realização dessa técnica, além claro uma explicação sanado dúvidas sobre 
anemia arregenerativa tem um quadro de início lento e crônico, há uma diminuição das 
células em geral e ocorre uma queda na contagem das hemácias, e lesões na medula óssea 
ou tem ausência de elementos para eritropoiese, além claro diminuição na produção de 
eritrócitos e também sobre anemia regenerativa no hemograma há sinais de reposta 
medular, onde a determinação da regeneração ela feira pela contagem de reticulócitos. 
 
6. Referências Bibliográficas 
César, Diego. Contagem de Leucócitos pela Câmara de Neubauer. Universidade 
Federal do Vale do São Francisco. Colegiado de Ciências Biológicas. Página 2. 
O presente conteúdo é com base no material de aula cedido pela Prof.ª Dra. Jandra 
Pacheco do Santos. 
 
 
 
 
 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 13 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (RA) 201811141. 
 
RELATÓRIO 4 
 
 
1.Tema: Anatomia, Histologia e Bioquimica Renal 
 
2. Objetivo 
 Em anatomia foram expostas peças anatômicas dos rins, figado e pâncreas; 
 Em histologia foi visulizado no microscopio lâminas do rins, fígado e pâncreas; 
 Espectrofotometria é um método usado para medir o quanto uma substância química 
ela absorve a luz, e assim medir sua intensidade quando penetra no feixe de luz e 
assim passa através da solução da amostra. 
 
3. Metodologia 
ANATOMIA 
 Rim sua localização, sua forma em diversas espécies em animais domésticos 
demonstrando em peças anatômicas, além claro de sua função e eliminar substâncias 
nocivas do sangue, produzir hormônios e regular a pressão arterial; 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 14 
 
 
 
 
 
 Fígado e de extrema importância no metabolismo de proteínas, glicose, lipídios; 
hormônios esteroides, minerais, vitaminas, na cetogêneses, armazenamento de glicose 
na forma de glicogênio e visualizou em peças anatômicas; 
 Pâncreas responsável por produzir diversas enzimas as quais ajuda na digestão e além 
claro na produção de hormônios como a insulina e o glucagon e a insulina, foi 
mostrado em peças anatômicas. 
 
HISTOLOGIA 
 Rins visualizou na lamina cápsula de Bowman, células mesangiais entre os capilares 
epitélio simples pavimentoso, corpúsculo renal. 
 Fígado nas laminas observou -se um ramo de ductos biliares e da artéria hepática, 
formados por epitélio cuboide, capilares sinusóides, cápsula de Glisson, veias centro 
lobulares. 
 Pâncreas na lâmina observou Ilhota de Langherans, tecido conjuntivo denso. 
 
BIOQUIMICA RENAL 
 Tem um refletor de luz passando através de um prisma e tem uma fonte de luz e vai 
passar por um prisma e var ter diferentes variações de cor, princípio de uma análise 
que vai atingir esse material, as leituras são avaliadas na absorvência e a amostra 
absorve a luz. 
 Os desvios servem como parâmetros paraavaliar a resposta medular 
Mielócitos, metomielócito, bastonete Segmentado, hipersegmentado 
 
DESVIO PARA ESQUERDA (JOVENS) DESVIO PARA DIREITA (VELHAS) 
 
Regenerativo Degenerativo 
 
 Medula Óssea Resposta 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 15 
 
 
 
 
 
 
4. Resultados e Discussão 
Na anotomia e histologia discutiu sobre o sistema funções fazendo correlações. 
Na espectrometria sempre deve fazer a limpeza com água destilada e antes de incluir a 
urina, onde existe uma manual que deve seguir passon a passo. Não deu resultado, pois 
ultrapassou o linear da leitura. Houve explicação sobre o desvio pra esquerda, o qual é 
classificado segundo o número de células jovens este em relação ao número das células 
maduras, e a regenerativa. Regenerativa: esta é o número de células jovens (mielócitos, 
bastonetes, metamielócitos) que não excede o número de células maduras. 
 
 Desvio para Direita 
 Manutenção dos Neutrófilos 
1° Leucócitos Totais Leucocitose aumentada 
 Leucopenia baixa 
2°Neutrófilos Segmentados Neutrofilia alta 
 Neutropenia baixa 
 
3° Identificar se há desvio a esquerda? Como? Olhar o número de bastonetes e 
identificar se está acima do valor referencial. Caso sim. Há desvio a esquerda; 
4° Agora deve-se classificar o desvio a esquerda. Os bastonetes superam 
numericamente os segmentados? 
 Sim Degenerativo; 
 Não Regenerativo; 
 Citopenias tudo baixo. 
 Anemia. 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 16 
 
 
 
 
 
 
5. Considerações Finais 
Foi de extrema importância visto que houve uma revisão alpem claro assuntos que 
abordam os temas auxiliando em uma melhor compreensão. 
 
6. Referências Bibliográficas 
O presente conteúdo é com base no material de aula cedido pela Profª Dra. Jandra 
Pacheco do Santos. 
 
 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (R.A.) 201811141. 
 
RELATÓRIO 5 
 
 
1. Tema: Visita Técnica ao Abatedouro Frango Heloysa no Município de 
Avelinópolis. 
 
2. Objetivo 
 -A visita teve como objetivo compreender e entender como é realizado todo o 
processo de abate de aves, iniciando a partir a entrada das aves no abatedouro e 
encerrando com a saída das aves embaladas e refrigeradas do local. 
 
3. Metodologia 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 17 
 
 
 
 
 
 No dia 02 de março de 2022, foi realizada uma visita técnica ao Frango Heloysa 
organizada e acompanhada pela professora Samantha Verdi Figueira, que fica 
localizado no município de Avelinópolis a cerca de 76 km da UNIGOIÁS (Centro 
Universitário de Goiás). 
 Para a entrada no local foram exigidos o uso de roupas adequadas, ou seja, de 
EPI’s, sendo eles, jaleco, calça comprida e galocha na cor branca. 
 Todo o processo de abate foi apresentado pelo responsável técnico do local, que é 
formado em medicina veterinário, sendo o médico veterinário do local. 
 O processo de abate começa com a determinação da quantidade de aves que deram 
entrada no local através de caminhão, onde a quantidade deve ser determinada das 
aves mortas e das aves vivas. 
 Em seguida, é realizada a verificação quanto a doenças respiratórias em todas as aves, 
devendo ser separadas e descartadas de imediato aquelas que apresentem alguma 
doença respiratória. 
 
Etapas: 
 Primeiramente, antes da entrada nas salas, foi exigido, que as mãos e que as galochas 
fossem lavadas. 
 O processo de abate é realizado de maneira manual. 
1ª - As etapas iniciam com a chegada, entrada das aves no local; 
2ª - Em seguida, é realizada a determinação da quantidade de aves mortas e de aves 
vivas; 
3ª - Após, é realizado o descarregamento e a pendura das aves; 
4ª - A seguir é realizada a insensibilização; 
5ª - Em seguida, é realizada a sangria por meio da incisão da jugular; 
6ª - Após, é realizada a escaldagem e a depenagem; 
7ª - A seguir, ocorre a escaldagem dos pés em uma temperatura maior ao da escaldagem 
do restante do corpo; 
8ª - Em seguida, é realizada a evisceração, sendo realizado o descarte das vísceras para 
subprodutos; 
9ª - Após, é realizado o resfriamento ou chiler dos miúdos e da cabeça; 
10ª - A seguir, é realizado o gotejamento; 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 18 
 
 
 
 
 
11ª - Em seguida, é realizado os cortes; 
12ª - E por último as aves são classificadas em inteiras ou em cortes, pesadas, embaladas 
e refrigeradas. 
 
 Para cada etapa da evisceração há um profissional responsável, sendo que um 
profissional fica responsável por realizar a incisão abdominal, um profissional fica 
responsável por realizar a retirada das vísceras, onde ocorre a separação das 
vísceras que podem ser aproveitas como, o coração e a moela e das vísceras que 
devem ser descartadas, um profissional fica responsável por realizar o corte das patas, 
um profissional fica responsável por realizar o corte da cabeça e um profissional que 
fica responsável por limpar aquelas vísceras aproveitadas e a carcaça. 
 No decorrer da visita, o responsável técnico anotava em um quadro a quantidade de 
aves que tiveram condenação total e a quantidade de aves que tiveram condenação 
parcial como por exemplo nos casos de contusão ou fratura. 
 A verificação do processo de cada etapa é realizada pelo médico veterinário, que é o 
responsável técnico do local, devendo verificar se os EPI’s estão sendo utilizados e 
de maneira correta, de forma a evitar que contamine a carcaça, se a temperatura de 
escaldagem e de resfriamento está correta. 
 Após a visita de todo o processo de abate de aves, o abatedouro serviu almoço para 
todos. 
 
4. Resultados e Discussão 
Durante a visita técnica foram discutidos e mostrados passo a passo como o abate 
de aves é realizado, sendo possível ver como de que forma as aves são descartadas e como 
é feita a condenação parcial e total. Conforme foi explicado em sala de aula pela 
professora Samantha durante a disciplina de produção de aves e suínos. Sendo assim 
possível esclarecer todas as dúvidas quanto ao conteúdo. 
 
5. Considerações Finais 
A visita técnica possibilitou o conhecimento dos EPI’s que devem ser utilizados 
durante o abate de aves e a compreensão e o entendimento de como é realizado todo o 
processo de abate das aves. 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 19 
 
 
 
 
 
 
6. Referências Bibliográficas 
O presente conteúdo é com base na visita técnica e no material de aula cedido pela Prof.ª 
Dra. Samantha Verdi Figueira. 
 
 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (R.A.) 201811141. 
 
RELATÓRIO 6 
 
 
1.Tema: Dermatologia mais Trato Urinário e Visualização das Lâminas de Sarnas2. Objetivo 
 Identificar microrganismos primordiais na etiologia das afecções de pele; 
 Apontar os exames complementares de extrema importância na dermatologia para 
assim estabelecer o diagnóstico e a forma a ser realizada a coleta de forma adequada 
do material para análises; 
 Métodos de coleta de urina; 
 Visualização das lâminas de sarnas. 
 
3. Metodologia 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 20 
 
 
 
 
 
Diversos métodos de diagnóstico para lesão cutânea na epiderme superficial e 
derme e hipoderme. 
 Teste com fita de acetato foi realizado em um cão. Primeiramente coloca-se na 
impressão cutânea com a fita de acetato, onde os dedos indicador e polegar são 
comprimidos na pele coma a fita, e em seguida é retirado e posteriormente fixado 
sobre uma lâmina de vidro; 
 A coleta de amostra por aposição permite que sejam realizadas em lesões ulceradas. 
Contudo, o risco de coletar células inflamatórias é grande e também debris celulares, 
e podem retirar células de nódulos palpáveis em tecidos ou órgãos, por aspiração, usa-
se uma agulha de calibre fino, a qual é acoplada a uma seringa colocada em punho 
apropriado, e assim facilitando o seu manuseamento; 
 A punção por aspiração foi realizada em um cão. Quando a punção por capilaridade 
não tem material suficiente para o exame citológico, deve-se usar uma seringa de 5 a 
10 ml, a coleta de material deve ser realizada no dorso do paciente se este for um cisto 
de inclusão epidérmico, e um tumor benigno; 
 A aspiração por agulha fina foi realizada em um cão, sendo este o método mais 
habitual, onde é feita análise das células das massas tumorais, órgãos internos, 
linfonodos, de extrema importância para se diferenciar uma inflamação de uma 
neoplasia; 
 A raspagem cultânea foi realizada em um cão, sendo que para esta coleta deve-se 
comprimir sobre a pele com força entre os dedos e assim fazer a raspagem da pele 
(profunda ou superficial) usando uma lâmina de vidro ou bisturi e este é colocada em 
outra lâmina e posteriormente analisada em um microscópio; 
 Esfregaços direto foi realizado com o sangue de um cão, o qual deve ser realizado nas 
lesões após fazer a rapagem. Coloca-se a lâmina sobre ele e o comprime. 
Posteriormente ao esfregaço deve-se confeccionar a lâmina para análise 
microscópica; 
 O Teste de luz de Wood foi realizado uma cadela, uma vez que para esse teste a luz 
de Wood foi passada em todo o corpo, sendo este um teste usado para determinar a 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 21 
 
 
 
 
 
extensão da lesão dermatológica, o seu tamanho e também o seu grau e claro avaliar 
as características da lesão. Deve-se passar a luz de Wood sobre a pele do animal para 
que se tenha uma melhor visualização, depois desligar a lâmpada e deixar no escuro, 
caso o animal tenha alguma lesão dermatológica, o local ficará verde ao passar a luz. 
 A biopsia e a retirada do fragmento não foram realizadas na prática, porém foram 
informadas sobre as técnicas e é um tratamento que pode ter ou não intervenção 
cirúrgica. Faz-se a avaliação de pedaços de órgão ou tecidos e usa as técnicas de 
coloração em um microscópio. 
Foi visualizado nas lâminas: 
 Demodex ssp, a qual tem um corpo alongado e apresenta-se em animais 
imunossupressivos, sendo transmitida apenas através de contato prolongado. 
 Sarcoptes scbiei é pruriginosa causada por ácaros e transmitida por contato direto e 
infectam apenas a camada superficial da pele, e assim migram por ela, formando a 
formação de túneis, objetivo e raspar áreas mais amplas de pele ao invés de fazer o 
raspado profundo, não sendo necessário o sangramento capilar. 
 Otodectes cynotis acomete o ouvido, é um ácaro muito comum em cães, gatos e 
coelhos. 
URINA 
 Foi nos informado sobre as técnicas de coleta de urina, onde a micção natural pode 
ser obtida de forma natural no momento exato em que o animal for urinar deve-se 
colocar o material abaixo e a coleta. Cateterismo. 
 Foi realizada a técnica por sondagem uretral em cão usa-se a luva para evitar 
contaminação expõe o pênis mede a sonda e a introduz pela uretra até a bexiga e assim 
aspiração da urina lembrando de certificar que o animal bebeu bastante líquido antes 
de fazer o exame, devendo realizar antes a palpação. Essa técnica é realizada mais em 
cães machos devido a facilidade anatômica. 
 
4. Resultados e Discussão 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 22 
 
 
 
 
 
Uma revisão de dois sistemas urinário e tegmunentar o correlacionando com parte 
clínica e diganostico auxiliando assim em uma melhor compreensão. 
 
5. Considerações Finais 
Sempre fazer estas aulas expositivas auxilia em uma melhor compreensão. 
 
6. Referências Bibliográficas 
O presente conteúdo é com base no material de aula cedido pela Profª Dr. Ronaldo 
Alves Pereira Junior. 
 
 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (R.A.) 201811141. 
 
RELATÓRIO 7 
 
 
1.Tema: Bromatologia Determinação de Matéria Seca 
 
2. Objetivo 
 Auxiliar no manejo da pastagem; 
 Nos ajustes de dietas de confinamento; 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 23 
 
 
 
 
 
 Na produção; 
 Fornecimento de alimentos volumosos. 
 
3. Metodologia 
1) Pesar o recipiente (prato) que será usado para secar a amostra, anotar o peso ou tarar 
(zerar) a balança; 
2) Observar sempre a potência do micro-ondas; 
3) Para o procedimento deve ser pesado 100 gramas do material e anular o peso do 
recipiente; 
4) No micro-ondas, deve-se colocar o prato e um copo com dois dedos de água no fundo 
do aparelho, pois a água evita que amostra se queime; 
5) Colocar no micro-ondas por 3 minutos, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e anotar; 
6) Colocar no micro-ondas por 2 minutos, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e anotar; 
7) Colocar no micro-ondas por 2 minutos, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e anotar; 
8) Colocar no micro-ondas por 1 minuto, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e anotar; 
9) Colocar no micro-ondas por 1 minuto, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e anotar; 
10) Colocar no micro-ondas por 30 segundos, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e 
anotar; 
11) Colocar no micro-ondas por 30 segundos, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e 
anotar; 
12) Até que a amostra fique sem umidade. 
 
CAPIM 
1) O capim deve ser cortado com uma tesoura em pedaços pequenos; 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 24 
 
 
 
 
 
2) Pesar o recipiente (prato) que será usado para secar a amostra, anotar o peso ou tarar 
(zerar) a balança; 
3) Observar sempre a potência do micro-ondas; 
4) Para o procedimento deve ser pesado 100 gramas do material e anular o peso do 
recipiente; 
5) No micro-ondas colocar o prato e um copo com dois dedos de água no fundo do 
aparelho, pois a água evita que amostra se queime; 
6) Colocar no micro-ondas por 3 minutos, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e anotar; 
7) Colocar no micro-ondas por 2 minutos, retirar a amostra, deixaresfriar, pesar e anotar; 
8) Colocar no micro-ondas por 1 minuto, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e anotar; 
9) Colocar no micro-ondas por 30 segundos, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e 
anotar; 
10) Colocar no micro-ondas por 30 segundos, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e 
anotar; 
11) Colocar no micro-ondas por 30 segundos, retirar a amostra, deixar esfriar, pesar e 
anotar; 
12) Até que a amostra fique sem umidade. 
 
4. Resultados e Discussão 
SILAGEM 
 Prato: 168,65 g. 
 AU: 100,38 g. 
 Pega-se o peso do prato menos o material que = a secagem. 
Secagem Material + Prato 
3 min = 68,85 g 237,5 g 
2 min = 51,65 g 220,3 g 
2 min=37,34 g 205,99 g 
1 min = 31,54 g 200,19 g 
1 min = 26,71, g 195,36 g 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 25 
 
 
 
 
 
30 segs. = 25,05 g 193,70 g 
30 segs. = 23,54 g 192,19 g 
 Deixar esfriar por 1 min entre a secagem. 
FÓRMULA: MS (%) = (PESO FINAL/PESO INICIAL) X 100 
MS% = (23,54/100,38).100 
MS% = 23,45% de MS o ideal seria de 32%, porém a amostra já é antiga. 
CAPIM 
 Prato: 170,50 g. 
 AU: 93,10 g. 
Secagem Prato + Matéria 
3 min = 61,34 g 
2min = 44,38 g 214,98 g 
1min = 39,27 g 209,87 g 
30 segs. = 37,12 g 207,72 g 
30 segs. = 35,26g 205,86 g 
30 segs. = 33,26 203,86 g 
Fórmula MS (%) = (PESO FINAL/PESO INICIAL) X 100 
MS (%) = (33,26/93,10) X100 
MS (%) = 35,72 de MS (ponto certo de fazer a matéria seca). 
 
5. Considerações Finais 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 26 
 
 
 
 
 
A porção que sobra de qualquer alimento de matéria seca após a retirada da sua 
umidade é muito diferente de alimento para alimento e de extrema importância para 
fornecer matéria seca de forma adequada. 
 
6. Referências Bibliográficas 
O presente conteúdo é com base no material de aula cedido pela Profª. Dra. Marcela Luiza 
Rodrigues Pereira . 
 
 
 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (R.A.) 201811141. 
 
RELATÓRIO 8 
 
 
1.Tema: Urinálise 
 
2. Objetivo 
 A colheita da urina é importante e diferencia de acordo com a espécie, a mostra de 
urina pode ser obtida por: micção natural em um recipiente direcionado no momento 
certo da liberação da urina que compromete a qualidade, cateterismo que é feito com 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 27 
 
 
 
 
 
uma sonda uretral até a bexiga, o material usado é uma sonda e uma seringa acoplada 
em sua ponta e, cistocentese é a melhor amostra para cultura uma amostra fidedigna; 
 Tiras de reagentes de análise química; 
 Refratômentro: análise fisica que avalia a capacidade dos rins de diluir a urina ou 
concentrar; este é primeiro indicio de doença tubular renal. 
 
3. Metodologia 
TIRAS DE RAGENTES 
1) Exame químico com utilização das tiras reagentes, onde a tira é colocada dentro de 
um tubo de ensaio contendo urina; 
2) Como amostra é usada urina recente, bem homogeneizada e não centrifugada; 
3) Por um 1 segundo emegir as áreas reagentes; 
4) Deve-se tirar o excesso de urina que esta na tira reagente com um papel toalha . 
5) E após 1 minuto realizar a leitura das reações químicas, devendo manter a fita na 
posição horizontal durante a comparação com a tabela de cores; 
6) Almofadas absorventes são mergulhadas a substância química, as quais devem estar 
aderidas a uma tira de plástico. 
EXAME DO REFRATÔMETRO 
1) Exame químico de urina em tubo de ensaio; 
2) Com a pipeta de Pasteur pingar 1 gota no refratômetro; 
3) O refratômetro deve ser colocado em frente a uma luz para uma melhor visualização 
e assim fazer a leitura. 
EXAME FÍSICO 
1) Deve-se medir a quantidade de amostra em cada frasco; 
2) A coloração deve ser determinada; 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 28 
 
 
 
 
 
3) Classificar o grau de turvação; 
4) O tubo deve ser colocado contra a uma folha com escritas em preto e assim verificar 
se está límpida a amostra e assim permite que seja feita a leitura do escrito quando 
colocado contra o papel. 
EXAME DO SEDIMENTO URINÁRIO 
1) A urina colocasa em tubo de ensaio deve ser refrigerada (2º a 8ºC) por um período 
máximo de 12 horas; 
2) Colocar 5mL (no mínimo 2mL) da amostra da urina em um tubo cônico, o fechar e 
centrifugar a 1500 rpm por 5 minutos colocar em x para haver um equilíbrio; 
3) Deve-se olhar a ausência ou a presença de sedimento, onde a gordura será removida 
da camada superior do sobrenadante; 
4) Com a pipeta de Pasteur colocar 1 gota na lente do refratômetro e assim fazer a leitura; 
5) Introduzir a lâmina em um microscópio e visualizar primeiro na objetiva de 40 x e 
posteriormente na objetiva de 100x. 
COLORAÇÃO DE GRAM 
1. A mesma lâmina que utilizou para o exame de sedimento urinário deve ser corada; 
2. Colocar o cristal violeta sobre a lâmina em cima da amostra da urina e aguardar 1 
minuto; 
3. Colocar o lugol, o qual intesifica a coloração roxa, sobre a lamina em cima da amostra 
da urina e aguardar 1 minuto; 
4. Colocar o alcool e acetona sobre a lâmina em cima da amostra da urina aguardar não 
tem tempo e incline a lâmina para escorrer; 
5. Colocar o fuccina ou sfomina, que intesifica a cor rosa, sobre a lamina em cima da 
amostra da urina e aguardar 1 minuto; 
6. Introduzir a lâmina em microscopio visualizar primeiro na objetiva de 40 x e 
posteriormente na objetiva de 100 x. 
 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 29 
 
 
 
 
 
4. Resultados e Discussão 
Foi feita a seguinte leitura das tiras de reagentes: 
 Resultado VR 
Cor Amarela Amarela 
Odor Límpido Límpido 
pH Normal Normal 
Densidade 6 5 a 6,5 
Proteínas 1025 (filo) 
1046 (refratômetro) 
1013 a 1042 
Acetona Ausente Ausente 
Glicose Ausente Ausente 
Pig. Biliares Ausente Ausente 
Hemoglobina Ausente Ausente 
Urobilirrubinogênio Normal Normal 
Nitrito Negativo Negativo 
Sedimentoscopia ---------- ---------- 
Leucócitos --------- 0 a 5 
Hemacias 0 a 3 
Cél. Epiteliais Ausente 
Fil. Mucoso Ausente 
Cilindros Ausente 
Cristais Ausente 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 30 
 
 
 
 
 
Flora Normal 
 
Refratômetro: a cada traço é x 2 no caso foram 3 portanto, 3 x 2 = 6 no caso resultado 
foi 1046 que é o final de sua leitura. 
 Exame Fisico: Ao colocar em frente a folha com escrita verificou que é nítida a leiura 
através do tubo, portanto a urina é límpida. 
Exame do Sedimento Urinário: não encontrou nenhuma alteração. 
Coloraçao de Gram: Ao analisar no microscópio foi encontrada a bactéria de 
diplococos. 
 
5. Considerações Finais 
 A urinálise é um recurso utilizado para auxiliar no diagnóstico ou de triagem, pois 
detecta anormalidades de substâncias, infecções urinárias e de células relacionadas a 
distúrbios renais ou infecção urinarias e metabólicos, ele pode ser solicitado em intervalo 
ou para acompanhar a evolução do problema ou até após tratamento. Dentreos exames 
realizados somente na coloração de gram foi encontrada alguma alteração, sendo esta a 
bactéria de diplococos. 
 
6. Referências Bibliográficas 
O presente conteúdo é com base no material de aula cedido pela Dra. Jandra Pacheco do 
Santos. 
MANUAL DE PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA 3ª edição Santa Maria, 2007 
Sonia Terezinha dos Anjos Lopes, Alexander Welker Biondo, Andrea Pires dos Santos. 
 
 
 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 31 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (R.A.) 201811141. 
 
RELATÓRIO 9 
 
 
1.Tema: Coloração de Gram e Antibiograma 
 
2. Objetivo 
 Coloração de Gram é um passo muito importante na caracterização e classificação 
inicial das bactérias; 
 Antibiograma auxilia a classificar e verificar o crescimento bacteriano. 
 
3. Metodologia 
ANTIBIOGRAMA 
1) Placas com colônias de bactérias Gram positivas e Gram negativas; 
2) Placas contendo meio sólido Mueller- Hinton ; 
3) Salina estéril; 
4) Escala de MacFarland; 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 32 
 
 
 
 
 
5) Discos com Antibióticos; 
6) Alça de inoculação; 
7) Swabs; 
8) Pinça; 
9) Régua (1 unidade). 
PROCEDIMENTO: 
Cultura de Urina 
1) Deve ser realizada a transferência da amostra para o meio de cultura. Colocar 
aproximadamente 10 ml no canto da placa e espalhar (por técnica de esgotamento) 
girando em um ângulo de 60º entre cada repetição, as quais são 3 repetições. 
Meio de Cultura 
 Placa de Petri; 
 Alça de transferência plástico de estéril; 
1) Transferência da amostra por meio de cultura. 
2) Colocar em estufa a 37°C por 24 horas; 
 Passar 24 horas; 
 Placas com crescimento. 
3) Fazer um esfregaço em lâmina com a bactéria (meio de cultura sólido); 
 Solução fisiológica; 
 Alça de transferência plástico de estéril; 
 Lâmina; 
 Bico de Bunsen. 
4) Fazer a transferência para a lâmina o soro fisiológico e esperara secar; 
5) Abrir a placa que tem a cultura; 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 33 
 
 
 
 
 
6) Com a alça de transferência plástico estéril deve-se usar a técnica de esgotamento na 
placa de Petri; 
7) E fazer o esgotamento, após secar fazer a coloração de gram; 
8) Colocar o cristal violeta sobre a lâmina em cima da amostra e aguardar 1 minuto; 
9) Colocar o hugol, o qual intensifica a coloração roxa, sobre a lâmina em cima da 
amostra e aguardar 1 minuto; 
10) Colocar o álcool e acetona sobre a lâmina em cima da amostra da urina aguardar não 
tem tempo e incline a lâmina para escorrer; 
11) Colocar o fucsina ou safranina, que intensifica a cor rosa, sobre a lâmina em cima da 
amostra da urina e aguardar 1 minuto; 
12) Introduzir a lâmina em microscópio visualizar primeiro na objetiva de 40 x e 
posteriormente na objetiva de 100 x colocar óleo de imersão. 
Fazer o Inóculo 
1) Para isso usar a solução fisiológica e a escala McFarland; 
2) Pegar a colônia com alça de estéril; 
3) Colocar a colônia dentro do tubo com solução fisiológica; 
4) E misturar até ficar com a cor turva da escala; 
5) Misturar o ágar MH em movimentos horizontais, verticais e ao redor da placa com 
cuidado para não furar, fazendo movimentos leves. 
Transferência do Inóculo para Placa 
1) Usar o swab para colocar dentro do tubo que contém solução fisiológica; 
2) Em seguida colocar e levar a placa, girando em um ângulo de 60º entre cada repetição; 
3) Pegar uma nova placa que está com o nome do aluno e com a pinça pegar os discos 
para antibiograma, os quais são: cefalexina, azitromicina, tetraciclina e amoxicilina 
Ac. Não devendo colocar na parede da placa e dar espaço entre elas. 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 34 
 
 
 
 
 
Fazer Experimento Individual de Inóculo 
1) Pegar em um tubo de ensaio o soro fisiológico com swab; 
2) Passá-lo no material, que no caso foi usada a capa do celular; 
3) Em seguida fazer o esgotamento na placa de Petri; 
4) Colocar na estufa por 24 horas a 36°C. 
Análise / Interpretação (ALUNOS): 
Utilizando uma régua, meça os diâmetros (mm) dos halos de inibição de 
crescimento em torno de cada um dos discos de antibióticos e registre os dados obtidos. 
Os halos são medidos em milímetros usando uma régua, que é encostada na parte de trás 
da placa de Petri invertida. 
 
4. Resultados e Discussão 
No esfregaço em lâmina com a bactéria (meio de cultura sólido) foi possivel 
visualizar bactérias coco falta,o experimento individual feito pelo aluno no meu caso a 
capa de um celular encontrou se bactérias. O antibiograma permite verificar se uma 
bactéria possui resistência ao antibiotico ou sensibilidade aos antibióticos, havendo uma 
melhor compreensão. Houve a formação um halo de inibição devido ao fato da bactéria 
ser sensível ao antibiótico. 
 Utilizando a Tabela padrão, foi analisada a sensibilidade das bactérias aos 
diversos antibióticos pesquisados. 
Antibiótico Diâmetro do halo (mm) Interpretação 
Amoxicilina (AMC) 37mm ≥20 
Tetraciclina (TET) 42mm ≥19 
Cefalexina (CFE) 30mm ≥18 
Azitromicina (AZI) 40mm ≥18 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 35 
 
 
 
 
 
 
 
5. Considerações Finais 
Auxilio para um melhor entendimento sobre antibiograma junção da pratica e 
teórica. 
 
6. Referências Bibliográficas 
O presente conteúdo é com base no material de aula cedido pela Profª Dra. Jandra 
Pacheco do Santos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 36 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (R.A.) 201811141. 
 
RELATÓRIO 10 
 
 
1.Tema: Croparasitológico 
 
2. Objetivo 
 As técnicas que foram realizadas tem o objetivo de detectar larvas ou ovos de 
parasitas, sendo testes qualitativos e quantitativos. Foram utilizadas amostras de fezes 
de cão. 
 As técnicas de flutuações fazem com que os ovos ou os cistos de parasitas flutuem na 
superfície, e podem determinar o número de ovos por grama de fezes, determinando 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 37 
 
 
 
 
 
a carga parasitária do animal, e podem proporcionar a visualização de ovos na 
amostra, quando está presente. 
 As técnicas de sedimentação são realizadas para visualização de ovos pesados. 
 As técnicas de recuperação de larvas de nematódeo são usadas para remoção das fases 
larvais vivas de nematódeos presentes em fezes. 
 
3. Metodologia 
1. Dentre as técnicas de flutuações foram realizadas a técnica de Willis-Mollay 
modificada com flutuação em solução de sal, onde foi realizada daseguinte forma: 
 Foi colocado 15 ml de solução saturada em um tubo de ensaio; 
 Foi pesado 2 gramas de fezes; 
 Foi adicionada a amostra de fezes em um copo, e então colocou uma pequena 
quantidade de solução saturada; 
 Utilizou-se um bastão para homogeneizar as fezes; 
 Foi colocado o restante da solução salina junto a amostra de fezes; 
 Então foi coado e colocado o líquido coado num tubo de ensaio; 
 Em cima do tubo de ensaio foi colocada uma lâmina e deixando-a durante 15 minutos; 
 Após esse tempo retirou a lâmina e colocou sobre ela uma lamínula; 
 Levou a lâmina para o microscópio para observação. 
2. Outra técnica de flutuação realizada foi a técnica de Gordon & Whitlock 
(McMaster) modificada, sendo da seguinte forma: 
 Foi pesado 4 gramas de fezes em um copo; 
 Então foram adicionados 60 ml de solução salina e misturou bem; 
 Filtrou as fezes em um coador e homogeneizou; 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 38 
 
 
 
 
 
 Pipetou a amostra e colocou nos dois lados da câmara de McMaster; 
 Depois levou a câmara para o microscópio para realizar a contagem de ovos, 
realizando a contagem nas 6 linhas da câmara. 
3. A técnica de sedimentação simples foi realizada da seguinte maneira: 
 Foi diluída em um béquer uma pequena quantidade de amostra de fezes em 200 ml de 
água; 
 Foi coado e então deixou descansando por 15 minutos, e repetiu esse processo 
novamente; 
 Pipetou algumas gotas da amostra e colocou na lâmina, e depois colocou uma 
lamínula por cima da lâmina; 
 Levou para o microscópio para observação. 
4. A técnica de Baermann modificada foi realizada da seguinte forma: 
 Em um filtro de papel foi colocado 10 gramas de fezes; 
 Fechou e amarrou o filtro, e então foi colocado em um cálice de sedimentação e 
deixando o filtro suspenso; 
 Foi adicionada água morna no cálice de sedimentação, numa quantidade que chegou 
a encostar-se ao fundo do filtro; 
 Ficou descansando entre 4 a 8 horas para que as larvas pudessem se acumular no 
fundo do cálice; 
 Depois desse tempo, o filtro foi retirado e jogado fora, colocou o sedimento num tubo 
e deixou o material sedimentar durante 5 minutos; 
 Pipetou uma gota no fundo do tubo e colocou numa lâmina e levou para o microscópio 
para observação. 
5. O método de Baermann-Moraes modificado foi realizado da seguinte forma: 
 Pesou 10 gramas de fezes; 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 39 
 
 
 
 
 
 Foram colocadas as fezes pesadas em uma gaze dobrada, e então colocou a gaze em 
um funil de vidro; 
 Foi colocado um tubo de borracha com um tubo de vidro no final do funil; 
 Colocou água aquecida no funil deixando entrar em contato com as fezes; 
 Deixou a amostra em descanso por 1 hora; 
 Após esse período, colocou o líquido em uma placa de Petri, corou com hugol e levou 
para o microscópio para observação. 
 
4. Resultados e Discussão 
Em todas as técnicas realizadas não foram encontrados ovos e nem larvas nas 
amostras de fezes, indicando que o animal da referida amostra está saudável. 
 
5. Considerações Finais 
Nas técnicas realizadas foi possível aprender como é feita cada técnica e as 
diferentes formas de visualizar ovos e larvas em amostra de fezes, e verificando a 
importância de cada técnica. Tendo como vantagem e desvantagem em cada técnica as 
seguintes: 
 Técnica de Willis-Mollay modificada-flutuação em solução de sal: tem como 
vantagem o fato da solução salina ter um custo baixo e ter pouca sujeira para 
obscurecer a visão dos parasitos. E como desvantagem o fato de que alguns ovos de 
cestódeos e trematódeos não flutuarem, não puder ser feita com fezes gordurosas e 
poder ter distorção de cistos de Giardia sp. 
 Técnica de Gordon & Whitlock (McMaster) modificada: tem como vantagem o fato 
de ser uma técnica rápida e de baixo custo, os ovos flutuam sem sujeira, onde facilita 
a contagem dos ovos. E tem como desvantagem o fato de ser necessário o uso de uma 
câmara McMaster para realizar a técnica. 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 40 
 
 
 
 
 
 Técnica de sedimentação simples: tem como vantagem o fato de ser uma técnica de 
baixo custo e não necessitar de centrífuga para ser realizada. E como desvantagem o 
fato de ser uma técnica com mais sujidade e menos sensível para detecção de formas 
parasitárias. 
 Técnica de Baermann modificado e técnica de Baermann-Moraes modificada: essas 
duas técnicas tem como vantagem o baixo custo e como desvantagem tem um tempo 
maior de ser realizada. 
 
6. Referências Bibliográficas 
O presente conteúdo é com base no material de aula cedido pelo Profª Dr. Ronaldo Alves 
Pereira Junior. 
RELATÓRIOS DE AULAS PRÁTICAS 
Curso: Medicina Veterinária. 
Disciplina: Estágio Curricular em Habilidades Laboratoriais. 
Professores: Dra. Jandra Pacheco dos Santos e Dr. Ronaldo Alves Pereira Junior. 
Nome completo (RA): Liliane Gomes Rocha. (RA) 201811141. 
 
RELATÓRIO 11 
 
 
1.Tema: Biocarrapaticidograma 
 
2. Objetivo 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 41 
 
 
 
 
 
 Orientar o uso de um carrapaticida adequado para cada propriedade em intervalos 
corretos para as aplicações. Diagnosticar quais drogas carrapaticidas adequadas para 
cada propriedade. 
3. Metodologia 
PREPARAÇÃO 
1) No livro do Protocolo do Laboratório deve registrar a amostra; 
2) Ficha de controle de biocarrapaticidogrma deve ser prenchida; 
3) Selecioanar as fêmeas avaliando seu físico, aquelas que forem mais (gordinhas) 
maiores e tenha uma boa motibilidade; 
4) Cada placa deve ser pesada individualmente devendo-se tarar a balança e 
posteriormente colocar as teleóginas; 
5) Separar 4 grupos, sendo selecionado para cada grupo 20 teleóginas e a dividido em 
duas placas de Petri contendo 10 cada uma e evitar variação de peso; 
6) Cada grupo terá um grupo de controle e outro para teste. 
PREPARAÇÃO DAS SOLUÇÕES 
1) Diluir os carrapaticidas no experimento foi usado Colosso FC30. 
PREPARO 
1) Deve-se imergir as teleóginas em copo com solução de Colosso F300 e outro com 
água; 
2) Os recipientes de diluição do produto testado devem ser os mesmos, para cada produto 
utilizado, sendo identificados e bem lavados após o uso para evitar acúmulo de 
resíduos no recipiente; 
3) As teleóginas devem ser colocadas em placas de Petri uma com o nome do 
carrapaticida e o outro com controle após serem secas; 
4) A ficha de controle para Biocarrapaticidograma deve ser devidamente preenchida; 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 42 
 
 
 
 
 
5) Em 27°C deve colocar as placas de Petri, devido a temperatura do laboratório, não 
sendo necessário colocar em uma estufa. 
LEITURA 
2) Após 7 dias verificar se houve postura, se alguma morreu e assim podendo verificar 
se o tratamento é eficaz; 
3) O cálculo do percentual de eclosão é feito por meio de contagens de larvas e ovos de 
todas as partenóginas, esta contagem é feita dos grupos não tratados como os de 
controles; 
4) Com uma pinça pegar os ovos que estão em uma placa de Petri, colocar em um tubo 
de ensaio colocar algodão em cima a fechando; 
5) Colocar o tubo de ensaio dentro de um Becker com água e em outro Becker colocar 
glicerina com uma quantia desejadapara realizar a homogeneização, colocar ao redor 
do Becker e dentro do tubo das massas dos ovos, cascas e larvas; 
6) Com a pipeta, pegar os ovos dentro do tubo e em outra placa fazer 3 linhas com auxílio 
de uma pinça ou palito; 
7) Levar para lupa e realizar a contagem de casca de e larvas. 
 
4. Resultados e Discussão 
O resultado foi ineficaz, devido ao fato de não completar o período necessário 
para uma análise fidedigna e assim interferindo nos resultados. 
ICO = Peso Ovos/Peso Fêmea x100 
ICO = 0,88/1,69 x 100 = 52 é um bom resultado 
Carrapaticida bom é o que não deixa os ovos eclodirem que não reproduz e acima 
de 90% considerável, até 70% mais ou menos e abaixo não usar, a variação de peso até 
0,01 grama. Deve-se usar amostra de água do local que você pegou os carrapatos. O 
experimento não deu certo, pois não deu tempo das teleóginas eclodirem, mais foi feita a 
 
 
unigoias.com • 0800 605 9003 
Av. João Cândido de Oliveira, 115 – Cidade Jardim – Goiânia – Goiás • 74423-115 
Versão 1 – Página: 43 
 
 
 
 
 
simulação da contagem das larvas, ovos, da casca um teste de estudo foi feita uma 
simulação. 
 
5. Considerações Finais 
É de extrema importância a escolha correta do produto para cada propriedade além 
de ser uma análise de preço viável levando em conta a contenção de custo. 
 
6. Referências Bibliográficas