RELATORIO DE ESTAGIO ANALISES

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CENTRO UNIVERSITÁRIO MAURÍCIO DE NASSAU 
NÚCLEO DE SAÚDE 
CURSO DE FARMÁCIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 	 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM FARMÁCIA 
 
 
 
A 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Paulista 
Dezembro, 2021 
FACULDADE MAURÍCIO DE NASSAU 
NÚCLEO DE SAÚDE 
CURSO DE FARMÁCIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM FARMÁCIA 
 
 
 
A
 
 
 
Relatório final de conclusão de estágio curricular em Farmácia supervisionado III realizado pelo Discente A apresentado como parte das exigências curriculares do curso de Farmácia. 
 
 
 
 
 
 
 
Paulista 
Dezembro, 2021 
 
RESUMO 
 
O estágio em análises clínicas teve como finalidade relatar as observações e as práticas que ocorreram durante o período de 15 de agosto até o dia 17 de dezembro, no laboratório de análises clínicas da Uninassau-Paulista/PE que abrange os setores de hematologia, imunologia, parasitologia, microbiologia, uroanálises e bioquímica. O profissional farmacêutico nesse contexto tem função de realizar exames e monitorar de forma a garantir a qualidade no contexto da saúde através do auxílio no diagnóstico de doenças bem como eficácia da terapia. Diante disso podemos entender que o estágio em análises clínicas complementa o aprendizado do aluno e contribui para que o mesmo consiga desenvolver sua função nesta área. 
 
 
 
Palavras-chave: Análises clínicas, amostras biológicas, hematologia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
 
1 INTRODUÇÃO....................................................................... 05 2 OBJETIVOS .......................................................................... 06 
 2.1 GERAL..................................................................................................... 06 
2.2 ESPECÍFICOS......................................................................................... 06 
 
3 CARACTERIZAÇÃO DO ESTÁGIO................................... 07 
3.1. CARACTERIZAÇÃO DA EMPRESA............................................ 
3.2. SUPERVISÃO DE ESTÁGIO....................................................... 
 
4 PORTIFÓLIO........................................................................ 09 
 	 
5 ATIVIDADES DO ESTÁGIO................................................ 15 
 	 
 	 	 
 	REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA 	46 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
1- INTRODUÇÃO 
 
Este trabalho descreve as atividades desenvolvidas durante o estágio de análises clínicas do curso de Farmácia, realizado pela discente Poliana Kessia Ramos de Oliveira dos Santos, no período de 15 de agosto até o dia 17 de dezembro. Realizado no período da manhã, no laboratório de análises clínicas da Uninassau-Paulista/PE, localizado na Rodovia 15 - KM - Centro, Paulista – PE, no qual foi supervisionado pela preceptora Nathalia do Nascimento Marinho, totalizando uma carga horária de 200horas. 
No Estágio Supervisionado de Análises Clínicas foram executadas as atividades relacionadas com urinálise, parasitologia, hematologia, bioquímica clínica e microbiologia. 
Aprendemos que as análises clínicas é um termo utilizado para designar exames que buscam estudar de forma aprofundada os diferentes componentes biológicos do organismo, como sangue, urina e fezes, por exemplo. 
Além disso, o estudo de análises clínicas também pode envolver outras substâncias do corpo, como a saliva e o sêmen, pedaços de tecido removidos por conta de biópsias, líquido cefalorraquidiano e outros. 
Esses materiais podem ser coletados em um laboratório médico especializado, em um hospital ou até mesmo na coleta domiciliar. Assim que são coletadas, as amostras são encaminhadas para as análises clínicas. Elas são observadas em laboratório, analisadas com diferentes equipamentos laboratoriais e, então, o paciente recebe seus resultados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2- OBJETIVOS 
 
2.1 OBJETIVO GERAL 
 
· Descrever as atividades desenvolvidas durante o estágio realizado no laboratório de análises clínicas. 
 
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS 
 
· Execução de técnicas laboratoriais em análises clínicas; 
· Elaboração de laudos laboratoriais; 
· Avaliação de mecanismos que estão associados aos procedimentos em análises clínicas e doença; 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3-CARACTERIZAÇÃO DO ESTÁGIO 
 
3.1 CARACTERIZAÇÃO DA EMPRESA 
	NOME FANTASIA 
	Centro Universitário Maurício de Nassau Paulista 
	RAZÃO SOCIAL 
	SER EDUCACIONAL S.A 
	DESCRIÇÃO 
	FACULDADE 
	CNPJ 
	04.986.320/0001-13 
	ENDEREÇO 
	Av. Senador Salgado Filho 
	
	NÚMERO: S/N 
	COMPLEMENTO: Ao lado 
do Shopping North Way 
	
	BAIRRO: CENTRO 
	
	CIDADE: PAULISTA 
	ESTADO:PERNAMBUCO 
	
	CEP: 53401-440 
	HORÁRIO DE FUNCIONAMENTO DO ESTABELECIMENTO 
	 
Segunda-feira 07:00-21:30 
Terça-feira 07:00-21:30 
Quarta-feira 07:00-21:30 Quinta-feira 07:00-21:30 
Sexta-feira 07:00-21:30 
Sábado 
	EMAIL 
	emec@sereducacional.com 
	TELEFONE 
	4020-9734 
	RESPONSÁVEL TÉCNICO 
	Reitor/Dirigente Principal: FRANCISLENE ANDREIA 
HASMANN 
	CRF-PE 
	 
	ÁREA FÍSICA (descrição da empresa) 
	 O centro Universitário Maurício de Nassau-Paulista é composto por três blocos, sendo o bloco A localizado na área central da cidade, onde encontra-se o CRA, a biblioteca, a coordenação, salas de aula, laboratórios, sanitários, etc. Os blocos B e C estão localizados ao lado do Shopping North Way. O bloco B possui CRA, salas de aula e sanitários, e bloco C tem salas de aula, laboratórios, sanitários, pátio com área de vendas de lanches, estacionamento, etc. 
	ÁREA FÍSICA DO AMBIENTE DE ESTÁGIO (descrição do local de estágio) 
	O estágio foi realizado no Bloco C da instituição, no laboratório de análises clínicas. A estrutura do laboratório dispõe de bancadas, quadro branco, vidrarias (béckers, provetas, pipetas, termômetros, bastões de vidro, vidros de relógio, grau com pistilo, espátulas, etc), equipamentos (balança analítica, chapa aquecedora, estufa, banho maria, etc). 
 
 
 
 
3.2 SUPERVISÃO DE ESTÁGIO 
	SUPERVISOR 
	ALINE DYELLE DA SILVA SOUZA 
	CRF/COREN 
	 
	FUNÇÃO 
	SUPERVISORA DE ESTÁGIO 
	DESCRIÇÃO 
	ENFERMEIRA 
	ENDEREÇO 
	AV. SENADOR SALGADO FILHO 
	
	NÚMERO:S/N 
	
	BAIRRO: CENTRO 
	
	CIDADE:PAULISTA 
	
	CEP:53401-440 
	HORÁRIO DE PERMANÊNCIA DO SUPERVISOR 
	 
Segunda-feira 08:00-18:00 
Terça-feira 08:00-18:00 
Quarta-feira 08:00-18:00 Quinta-feira 08:00-18:00 
Sexta-feira 08:00-18:00 
 
	E-MAIL: 
	aline.dyelle@mauriciodenassau.ed.br 
	TELEFONE: 
	(81)3414-3665 
 
 
	PRECEPTOR 
	Wendeo Kennedy 
	CRF 
	- 
	FUNÇÃO 
	Biólogo 
	HORÁRIO DE PERMANÊNCIA DO ORIENTADOR 
 
Segunda a sexta das 13:00 às 18:00 
 
	EMAIL: 
	wendeocosta@gmail.com 
	TELEFONE: 
	 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4- PORTIFÓLIO 
	PORTIFÓLIO 
	RELATÓRIO DE ATIVIDADES DESENVOLVIDAS 
	ALUNO(A) 
	
	MÊS/ANO 
	Setembro/2021 
	DESCRIÇÃO 
	Urinálise e espermograma 
	PERÍODO DE ESTÁGIO 
	14/09-14/12/2021 
	EMPRESA 
	Uninassau-Paulista 
	CURSO 
	Farmácia 
 
A urina é um elemento muito importante para avaliação dos rins, por exemplo. Nela podem ser encontrados indícios de uma patologia existente ou uma provável desregulação metabólica. 
Sobre os exames capazes de avaliar os fatores relacionados com este fluído, temos o sumário de urina, que compreende as análises físicas, químicas e de sedimento. 
Os testes físicos na urina realizados no estágio, avaliaram cor, aspecto e densidade. A avaliação dos parâmetros químicos foi feita por meio da utilização de fitas reagentes e podemos analisar densidade, pH, proteínas, glicose, corpos cetônicos, sangue, bilirrubina, urobilinogênio, nitrito, leucócitos. Após esses processos, continuamos com a sedimentoscopia. Para isso, submetemos uma quantidade da amostrade urina à centrifugação, descartamos o sobrenadante e pipetamos uma pequena quantidade numa lãmina, cobrimos com a lamínula e levamos para visualizar no microscópio. 
O espermograma foi outro exame realizado no estágio. Para este, os testes foram relativos a viscosidade, cor, pH, volume e liquefação. Em seguida, preparamos a câmara de Neubauer com um pouco do sêmene analisamos a concentração de espermatozoides por mL e por volume total ejaculado, motilidade, vitalidade e morfologia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
NOTIFIQUE AQUI, MÁQUINAS, APARELHOS E EQUIPAMENTOS OU INSTRUMENTOS UTILIZADOS. 
Centrífuga, tubo de ensaio, pipeta de pasteur, micropipeta, ponteiras, lâmina, lamínula, microscópio, estante, fitas reativas, tubo coletor de urina. 
 
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 9 horas 
 
REALIZAÇÃO DO ESTÁGIO-HORÁRIOS: 
 
Terça-feira 18:00-22:00 
 
Sábados 13:00-19:00 
 
 
 
 
 
 
 
 
_____________________________ 	 ___________________________ 
 Assinatura do preceptor Professor da disciplina 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
	PORTIFÓLIO 
	RELATÓRIO DE ATIVIDADES DESENVOLVIDAS 
	ALUNO(A) 
	
	MÊS/ANO 
	Outubro/2021 
	DESCRIÇÃO 
	Parasitologia e hematologia 
	PERÍODO DE ESTÁGIO 
	14/09-14/12/2021 
	EMPRESA 
	Uninassau-Paulista 
	CURSO 
	Farmácia 
 
Os parasitas, como as verminoses, podem ser contraídas por meio de alimentos contaminados ou por uma má higienização das mãos. Eles penetram no organismo e são responsáveis por causar diversas patologias. O exame parasitológico de fezes colabora para detecção destes parasitas, além de sinalizar quanto a alterações do intestino e/ou estruturas relacionadas. 
 Nas práticas do estágio, utilizamos pequenas porções de fezes para realizar diferentes métodos parasitológicos, sendo eles: exames direto, método de Lutz ou de Hoffmann, Pons e Janer, método de Willis, método de Ritchei, método de Faust, método de Rugai e o método de Graham, ou fita gomada. Todos estes exames foram finalizados com a microscopia, sendo este parte do processo. 
 Com relação a área da hematologia, as práticas iniciaram do conteúdo básico, realizando a coleta e esfregaço sanguíneo, em seguida, continuamos com os exames: determinação do hematócrito, contagem de eritrócitos, índices hemantimétricos; fizemos leucograma, plaquetograma, tempo de coagulação, determinação da retração do coágulo e tempo de sangramento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
NOTIFIQUE AQUI, MÁQUINAS, APARELHOS E EQUIPAMENTOS OU INSTRUMENTOS UTILIZADOS. 
Centrífuga, tubo de ensaio, pipeta de pasteur, micropipeta, ponteiras, bécker, lâmina, lamínula, cálice, espátula, microscópio, estante, balança analítica, vidro de relógio, bastão de vidro, proveta. 
 
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 9 horas 
 
REALIZAÇÃO DO ESTÁGIO-HORÁRIOS: 
 
Terça-feira 18:00-22:00 
 
Sábados 13:00-19:00 
 
 
 
_____________________________ 	 ___________________________ 
 Assinatura do preceptor Professor da disciplina 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
	PORTIFÓLIO 
	RELATÓRIO DE ATIVIDADES DESENVOLVIDAS 
	ALUNO(A) 
	
	MÊS/ANO 
	Novembro/2021 
	DESCRIÇÃO 
	Bioquímica 
	PERÍODO DE ESTÁGIO 
	14/09-14/12/2021 
	EMPRESA 
	Uninassau-Paulista 
	CURSO 
	Farmácia 
 
 
A bioquímica também é um setor muito importante para as análises clínicas. É por meio deste setor que conseguimos realizar exames para avaliar o funcionamento renal e hepático, por exemplo. 
Tanto os rins quanto o fígado possuem biomarcadores que servem para analisarmos o funcionamento destes órgãos. No estágio focamos nos exames avaliativos da função renal onde utilizamos kits para verificar a ureia, a creatinina e o ácido úrico. 
E também, determinamos a avaliação hepática, avaliando os biomarcadores Aspartato Aminotransferase (AST), Alanina Aminotransferase (ALT), colesterol, proteínas totais e albumina. 
Ao finalizar os exames, elaboramos um laudo com os resultados obtidos. 
NOTIFIQUE AQUI, MÁQUINAS, APARELHOS E EQUIPAMENTOS OU INSTRUMENTOS UTILIZADOS. 
Centrífuga, tubo de ensaio, pipeta de pasteur, micropipeta, ponteiras, bécker, lâmina, lamínula, espátula, microscópio, estante, balança analítica, vidro de relógio, bastão de vidro, proveta 
 
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 9 horas 
 
REALIZAÇÃO DO ESTÁGIO-HORÁRIOS: 
 
Terça-feira 18:00-22:00 
 
Sábados 13:00-19:00 
 
 
 
_____________________________ 	 ___________________________ 
 Assinatura do preceptor Professor da disciplina 
	PORTIFÓLIO 
	RELATÓRIO DE ATIVIDADES DESENVOLVIDAS 
	ALUNO(A) 
	 
	MÊS/ANO 
	Dezembro/2021 
	DESCRIÇÃO 
	Microbiologia 
	PERÍODO DE ESTÁGIO 
	14/09-14/12/2021 
	EMPRESA 
	Uninassau-Paulista 
	CURSO 
	Farmácia 
 
As práticas microbiológicas tratadas no estágio foram a preparação de meios de cultura (preparação e tipos) e semeio de bactérias. 
Os meios sólidos usados foram: TSI, ágar Levine, ágar citrato e ágar Muller Hinton, A técnica de semeadura em meio sólido por esgotamento que realizamos, foi feita da seguinte forma: Dividimos a Placa de Petri em três partes, fizemos linhas com pincel marcador na parte de baixo da placa, mergulhamos a alça de platina esterilizada na cultura bacteriana, fizemos estrias em cada divisão, respeitando as linhas e utilizando da melhor forma possível toda a superfície da placa. 
 
NOTIFIQUE AQUI, MÁQUINAS, APARELHOS E EQUIPAMENTOS OU INSTRUMENTOS UTILIZADOS. 
Centrífuga, tubo de ensaio, pipeta de pasteur, micropipeta, ponteiras, bécker, lâmina, lamínula, espátula, microscópio, estante, balança analítica, vidro de relógio, bastão de vidro, proveta, lamparina, placas de petri 
 
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 9 horas 
 
REALIZAÇÃO DO ESTÁGIO-HORÁRIOS: 
 
Terça-feira 18:00-22:00 
 
Sábados 13:00-19:00 
 
 
 
 
 
 
____________________________ 	_ ___________________________ 
 Assinatura do preceptor Professor da disciplina 
5- ATIVIDADES DO ESTÁGIO 
 
 
URINÁLISE 
 
 
EXAME QUÍMICO 
 
Parâmetros a serem observados: densidade, pH, proteínas, glicose, corpos cetônicos, sangue, bilirrubina, urobilinogênio, nitrito, leucócitos. 
 
Materiais 	Reagentes/Soluções 
Tubo coletor de urina 	Álcool 70% 
Estante 	Detergente 
Tiras reativas 	Água 
Papel toalha 
Papel+caneta 
 
 
Procedimento 
 
1- Colocar a amostra da urina na estante; 
2-Colocar a primeira tira reativa dentro da amostra de urina (mergulhando por alguns segundos) e retirar; 
3-Passar a fita, delicadamente, no papel toalha para remover o excesso de urina; 
4-Aguardar o tempo especificado para a reação ocorrer; 
5-Comparar o resultado das cores da fita com as cores dos parâmetros atrás da embalagem das fitas; Anotar os resultados. 
 
 
 
 
 
 
EXAME FÍSICO 
 
Parâmetros a serem observados: cor, aspecto e densidade 
 
 
Materiais 	Reagentes/Soluções 
Tubo coletor de urina 	Álcool 70% 
Estante 	Detergente 
Tiras reativas 	Água 
Papel toalha 
Papel+caneta 
 
 
 
 
Procedimento 
 
1-Verificar a olho nu, e com a tabela de cores para urina, a cor que a urina se apresente, podendo ser: amarelo claro, amarelo, âmbar, marrom ou vermelho. 
2-Analisar o aspecto: ver através de um recipiente transparente, em um fundo branco. O aspecto pode estar: límpido, ligeiramente turvo, turvo ou leitoso. 3-Verificar por meio do teste com a fita reativa o valor da densidade. 
 
 
SEDIMENTOSCOPIA 
 
Exame realizado em amostra de urina 
 
Materiais 	Reagentes/Soluções 
Tubo coletor de urina 	Álcool 70% 
Estante 	Detergente 
Lâmina 	Água 
Lâmínula 	 
Pipeta+ponteira 
Papel toalha 
Procedimento 
 
1-Usar 10ml da amostra no tubo coletor; 
2- Levar para centrifugar 1500-2000 rpm/5 min; 
3-Descartar o sobrenadante; 
4-Com a pipeta, retirar 0,02 ml da amostra e colocar na lâmina; 
5-Cobrir com a lamínula; 
6-Observar no microscópio nas objetivas: 20x e 40x; 7-Contar 10 campos. 
Obs: podem ser observados hemácias, leucócitos, células epiteliais, células pavimentadas, cilindros, bactérias, leveduras, espermatozoides, muco, cristais e/ou artefatos. 
 
 
ESPERMOGRAMA 
 
 
 
Aspectos físicos-químicos realizado em amostra de esperma 
 
	Materiais pote coletor 
Lâmínula 
Bastão de vidro 
Pipeta+ponteira 
Papel toalha 
Câmara de neubauer 
	Reagentes/Soluções 
Álcool 70% 
Detergente Água 
 
Procedimento 
 
1-Análise da liquefação: deixar a amostra por60 minutos em temperatura ambiente. Após esse tempo o esperma deve ficar com a textura de um gel, mais 5 ou 30 minutos, o esperma se transforma em um coágulo em seguida volta para a fase de liquefação; 
2-Volume: deve ser observado logo após a liquefação e estar em 2-5ml; 
3-Determinaçao do tempo de coagulação: Método-Análise virtual: observa-se a dissolução do coagulado- valores de referência devem estar entre 5-30 minutos após a coleta; 
4-Verificar a cor: deve ser ligeiramente acinzentado ou esbranquiçado; 
5-Viscosidade: Encostar o bastão de vidro no esperma e levantar o bastão rapidamente observando o “fio” de esperma formado. Valor normal: 2,0 cm de altura; 
6-Pipetar na câmara de Neubauer o esperma para analisar a motilidade dos espermatozoides, a vitalidade e realizar a contagem dos espermatozoides. 
 
 
 
 
 
 
PARASITOLOGIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
5 
 
 
 
 
 
48 
 
Realizado em amostra de fezes 
 
Materiais pote coletor lâmina Lâmínula 
Bastão de vidro 
Pipeta+ponteira 
Papel toalha 
Câmara de Neubauer frasco de Borrel ou copo descartável gaze cirúrgica coador cálice de 100ml tubo de Wasserman fita-cola transparente 
espátula 
 
Equipamentos 
 
Balança analítica 
Centrífuga 
Microscópio 
Banho maria 
 
Reagentes/Soluções 
Álcool 70% 
Detergente 
Água destilada 
Lugol 
Iodeto de potássio Solução NaCl solução de formol a 10% éter ou acetato de etila solução de sulfato de zinco a 
33% 
Procedimentos 
 
 
Análise macroscópica 
 
1-Analisar a cor: castanha parda-normal, esverdeada-verduras, amarelada-láctea, preto esverdeado-ferro, negra-sangue não digerido, descorada-ausência de estercobilina, avermelhada-sangue não digerido. 
2-Analisar a consistência: líquida, pastosa ou sólida; 
3-Examinar a superfície da amostra para observar a presença de proglotes de tênias, ancilostomídeos ou oxiúros adultos; 4-Verificar a presença de sangue ou muco. 
 
Análise microscópica 
 
Quer se trate do exame direto ou do exame indireto, após enriquecimento é necessário percorrer toda a preparação com a objetiva de 10x. Estruturas suspeitas= passar para objetiva de 40x. 
 
 
Exame direto 1 
 
1-Colocar duas a três gotas de solução salina a 0,85% em uma lâmina; 
2-Tocar com a ponta de um palito em vários pontos das fezes, transferir uma pequena porção para a lâmina; 
3-Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço e examinar ao microscópio. 
 
Exame direto 2 
 
1-Colocar uma gota de solução salina a 0,85% no centro da metade esquerda da lâmina e uma gota de lugol no centro da metade direita; 
2-Pegar uma pequena porção da amostra e misturar com a gota de solução salina; 
3- Pegar uma pequena porção da amostra e misturar com a gota de lugol; 
4-Colocar a lamínula; 
5-Observar todos os campos da lâmina. 
 
 
 
Método de Lutz ou de Hoffmann, Pons e Janer 
 
1-Colocar aproximadamente 2-5 g de fezes em um frasco de Borrel com cerca de 5 ml de água e dissolver bem; 2-Acrescentar mais 20 ml de água; 
3-Coar a suspensão em gaze cirúrgica umedecida dobrada em quatro partes e colocada em um coador plástico num cálice cônico de 100 ml. Os detritos retidos na gaze serão lavados com mais 100ml de água; 4-Completar o volume do cálice com água; 
5-Deixar essa suspensão em repouso durante 2 a 24 horas; 
6-Desprezar o líquido sobrenadante cuidadosamente, homogeneizar o sedimento e coletar uma porção do mesmo; 
7-Colocar parte do sedimento numa lâmina, corar com lugol e cobrir com lamínula; 8-Examinar no mínimo duas lâminas de cada amostra. 
 
 
 
Método de Willis
 
1. Colocar 10g de fezes num frasco de Borrel ou no próprio recipiente onde estão as fezes 
2. Homogeneízá-las com um pouco de solução saturada de sal (NaCl ) ou de açúcar 
3. Completar o volume até a borda do frasco. 
4. Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deverá estar em contato com o líquido. 
5. Deixar em repouso por 20 minutos. 
6. Findo esse tempo, retirar rapidamente a lâmina, deixando a parte molhada voltada para cima. 
7. Corar com Lugol, cobrir com lamínula e examinar com objetiva 10x. 
 
 
 
Método Ritchei 
 
1. Preparar uma suspensão 2 g de fezes com cerca de 20 ml de água e dissolver bem. 
2. Filtrar através de uma gaze dobrada para 2 tubos de centrifugação. 
3. Centrifugar 2500 rpm/ 1 minuto e decantar. 
4. Adicionar 2 mL de solução de formol a 10%, agitar e logo em seguida deixar em repouso por 3 minutos. 
5. Adicionar 2 mL de éter ou acetato de etila, agitar bem. 
6. Centrifugar 2500 rpm/ 1 minuto e decantar. 
7. Juntar duas gotas de Lugol, agitar e colocar parte do sedimento numa lâmina. 
 
 
 
Método de Faust 
 
1. Diluir 10g de fezes em 20 ml de água e homogeneizar bem. 
2. Filtrar em gaze dobrada em quatro, num copo plástico, e transferir para um tubo de Wasserman. 
3. Centrifugar por um minuto a 2.500 rpm. Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender o sedimento em água. 
4. Repetir a operação 3 até que o sobrenadante fique claro. 
5. Desprezar o sobrenadante claro e ressuspender o sedimento com uma solução de sulfato de zinco a 33%. 
6. Centrifugar novamente por um minuto a 2.500 rpm. 
7. Os cistos e os ovos leves presentes estarão na película superficial; a mesma é recolhida, colocada numa lâmina junto com uma gota de Lugol e coberta com lamínula. 
8. O material deve ser examinado imediatamente. O sulfato de zinco pode deformar os cistos e os ovos. 
 
 
 
 
Método de Rugai
 
1. Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo em gazes, fazendo uma pequena “trouxa”. 
2. Colocar o material assim preparado, com a abertura voltada para baixo, num cálice de sedimentação, contendo água aquecida (45ºC), em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes. 
3. Deixar em repouso por uma hora. 
4. Coletar o sedimento no fundo do cálice, com ajuda de uma pipeta. 
5. Corar as larvas com Lugol e observá -las com o maior aumento para identificar. 
• Fezes diarréicas (as larvas morrem muito rapidamente) ou coletadas em conservador não se prestam para esses métodos. 
 
 
Método de Graham ou da fita adesiva 
 
1-Emprega fita-cola transparente montada na extremidade de uma espátula. 
2- Tocar 2 a 3 vezes a face com cola da fita na região peri anal e, em seguida, distendêla sobre uma lâmina de microscopia. 
3- Não sendo possível a observação microscópica imediata, a preparação mantém-se alguns dias em condições de exame. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
HEMATOLOGIA
 
 
Coleta de sangue com seringa 
 
Materiais 
Algodão 
Álcool 70% Seringa+agulha estante 
Tubo de coleta sanguínea 
Band aid 
Garrote 
Lixo para perfuro cortante 
Lixo para material infectante 
 
Procedimento 
 
1. Confira se tem à disposição todos materiais que precisa; 
2. Higienize as mãos; 
3. Organize os materiais conforme a ordem de uso; 
4. Explique ao paciente como será feita a coleta; 
5. Confirme com ele os dados e cole as etiquetas nos tubos; 
6. Coloque a luva e mostre ao paciente as seringas e agulhas nas embalagens antes de 
abrir; 
7. Veja onde pode fazer a punção venosa; 
8. Faça assepsia do local e garroteie o braço do paciente pedindo para que ele feche a mão; 
9. Tire a capa da agulha, faça a punção, solte o garrote e peça para o paciente abrir a mão; 
10. Colete a quantidade de sangue necessária para a realização dos exames solicitados; 11. Quando terminar, retire a agulha, peça para que o paciente faça pressão por três minutos em média; 
12. Descarte a agulha e coloque o sangue em tubo de coleta fazendo a homogeneização recomendada; 
13. Faça um curativo no paciente e oriente para que continue pressionando o local; 
14. Descarte a seringa e as luvas. 
 
Coleta de sangue à vácuo 
 
Materiais 
Algodão 
Álcool 70% Agulha+adaptador 
estante 
Tubo de coleta sanguínea 
Band aid 
Garrote 
Lixo para perfuro cortante 
Lixo para material infectante 
 
Procedimento 
 
1-Coloque a agulha no adaptador para retirada de sangue cuidadosamente, sem tocar na base da agulha, manuseando-a apenas pela capa; 
2-Ajuste o garrote no braço do paciente de forma cuidadosa; 
3-Peça que o paciente feche a mão e escolhaa veia que será puncionada; 
4-Limpe o braço do seu paciente utilizando algodão e álcool 70% e não toque mais o local da punção; 
5-Então, retire do adaptador a capa da agulha e faça a punção, no local escolhido; 
6-Imediatamente, coloque o tubo de coleta no canhão; 
7-Retire, então, o garrote tão logo o sangue flua pelo tubo; 
8-Tire a agulha e faça seu descarte de forma apropriada, bem como do próprio canhão; 9-Pressione cuidadosamente o local da punção e oriente o paciente para que mantenha pressionado, sem dobrar o braço. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Distenção de sangue 
 
 
Ma
teriais
 
L
âmina
 
Lâmina distensora 
Amostra de sangue 
Pipeta de pasteur 
 
Procedimento 
 
1-Pipetar uma pequena quantidade de sangue na lâmina; 
2-“esfregar” a lâmina distensora sobre a amostra sanguínea: A lâmina distensora é aplicada a um ângulo de 15 a 30º na frente da gota de sangue e recuada até tocá-la. Uma vez espalhado o sangue ao longo da borda da distensora, esta é impelida para a frente com um movimento suave e uniforme, de forma a distender uma fina película de sangue sobre a lâmina; 
3- Lavar a lâmina distensora; 
4- Identificar a lâmina 
5-Secar a lâmina 
 
 
 
 
Coloração de lâmina 
 
 
Materiais 
3 Béckers 
Papel toalha 
 
Reagentes/soluções 
(1)solução de triarilmetano a 0,1% 
(2)solução de xantenos a 0,1% 
(3)solução de tiazinas a 0,1% 
Água deionizada 
 
 
Procedimento 
 
• Preencher 3 béckers com as soluções de solução (1) de triarilmetano a 0,1%, solução 
(2) de xantenos a 0,1% e solução (3) de tiazinhas a 0,1%, respectivamente. 
· Submergir as lâminas na solução n 1 mantendo-se um movimento contínuo de cima para baixo ou para os lados durante 5 segundos (5 imersões de 1 segundo cada) e deixar escorrer bem; 
· Submergir as lâminas na solução n 2 mantendo-se um movimento contínuo de cima para baixo ou para os lados durante 5 segundos (5 imersões de 1 segundo cada) e deixar escorrer; 
· Submergir as lâminas na solução n 3 mantendo-se um movimento contínuo de cima para baixo ou para os lados durante 5 segundos (5 imersões de 1 segundo cada) e deixar escorrer bem; 
· Lavar com água deionizada, secar ao ar na posição vertical e com o final da extensão voltado para cima. 
 
HEMATÓCRITO
 
 
 
•
 
Mic
roh
ematócrito
 
 
Materiais 
Tubo capilar 
Massa seladora para tubo capilar 
Tabela para leitura de microhematócrito 
 
Equipamentos 
Centrífuga 
 
Procedimento 
· Preencher um tubo capilar com sangue até ¾ da sua altura; 
· Fechar uma das extremidades com a massa seladora; 
· Colocar o capilar na centrífuga e programar 11.500 rpm por 5 minutos; 
· Resultado: A interpretação do resultado é feita em uma escala de leitura onde se limitam as marcas de 0 a 100, observando na escala o limite de separação da massa dos eritrócitos com o plasma. 
CONTAGEM DE ERITRÓCITOS 
 
Materiais 	Reagentes/soluções 
Tubo coletor 	Solução salina 
Estante 
Câmara de Neubauer 
Lamínula 
Micropipeta+ponteira 
 
Equipamentos 
Microscópio 
 
Procedimento 
 
· Acrescentar 4,0 mL do líquido diluidor (solução salina) à 0,02 mL (20 µL) da amostra (sangue); 
· Após fixação da lamínula sobre a câmera de Neubauer preencher com o sangue diluído, proceder a contagem seguido do cálculo; 
· Contar os eritrócitos presentes nos cinco campos – 4 laterais e 1 central) do quadrado central. 
· Proceder a soma e multiplicar por 10.000. 
· Na contagem de hemácias a diferença entre os quadrados (grupo de 16 quadradinhos) não deve ultrapassar 20 células. 
 
 
ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS 
 
VCM - volume corpuscular médio – VCM= Ht / GV x 10 
 
É calculado dividindo-se o hematócrito pelo número de eritrócitos e multiplicando-se por 10. Representa o tamanho médio dos eritrócitos e sua unidade é fentolitros (fL.). 
 Através do VCM classifica-se as anemias como: 
· Macrocíticas – Hemácias acima de 100 fL (adulto). – Está associada à deficiência de vitamina B12,quimioterapia, doença hepática, hipotireoidismo emieloma 
· Microcíticas – Hemácias abaixo de 80 fL (adulto). – Está associada à deficiência de ferro e talassemias 
· Normocíticas 
 
HCM – hemoglobina corpuscular média– HCM= Hb/GV x 10 
 
calculada dividindo-se a hemoglobina pelo número de eritrócitos e multiplicando-se por 
10. Sua unidade é picogramas (pcg ou pg.) 
– Valores normais – 27 a 32 pg 
 
CHCM - concentração de hemoglobina corpuscular média – CHCM= Hb/ Ht x 100 
 
calculado pela razão entre hemoglobina e hematócrito deve ser expressa em %. 
· Valores normais 32 a36% 
 
RDW (Red blood cell Distribution Width) – expressão numérica da anisocitose: fornecido por contadores automáticos, que indica a variação no volume (tamanho) dos eritrócitos determinando o grau de anisocitose. 
· Valores normais: 11-14,5 % 
OBS: Anisocitose - Variação no tamanho das hemácias 
 
LEUCOGRAMA 
 
 
• Contagem de glóbulos brancos (WBC) 
 
	Materiais 
Pipeta volumétrica+ponteira 
Tubo de ensaio 
Câmara de Neubauer 
Lamínula 
 
Equipamentos 
microscópio 
 
	Reagentes/soluções 
Ácido acético 2,0 ml 
Azul de metileno 1% 
Procedimento 
 
· Pipetar em tubo de ensaio 20 µL de sangue total para 400 µL de solução de Turk (ácido acético+azul de metileno), ou seja, diluir o sangue de 1:20: O líquido de turk lisa as hemácias mantendo a morfologia dos leucócitos. 
· Homogeneizar e transferir aproximadamente 15 µL para a câmara de Neubauer. – Deve-se observar a distribuição das células sobre o retículo. Na contagem a diferença entre os quadrados deve ser no máximo de 12 células. 
 
 
• Contagem diferencial de leucócitos 
 
Realizar extensão sanguínea e fazer coloração 
 
Reagentes/soluções 
Óleo de imersão 
 
 
 
 
Procedimento 
 
• Com a objetiva de pequeno aumento, selecionar a área da extensão sanguínea própria para a contagem. 
– Desprezar as regiões da “cabeça” e da “cauda” da extensão, utilizando -se apenas a região intermediária (corpo) para a contagem. 
• Com a objetiva de imersão contar 100 leucócitos fazendo a diferenciação entre os diversos tipos de leucócitos, anotando separadamente cada um dos tipos contados. 
– Para a contagem deve-se usar o método em “zigue-zague”. 
· RESULTADO: A contagem diferencial de leucócitos é expressa em % (valor relativo). – Exemplo: Se em 100 leucócitos contados foram observados 60 neutrófilos segmentados, o valor relativo para esse tipo de leucócito é 60%. 
· Baseando-s e nos valores percentuais encontrados na contagem diferencial e na contagem global de leucócitos, pode-se calcular os valores absolutos para cada tipo de leucócito. 
– Exemplo: Neutrófilos segmentados = 60% / Número global de leucócitos = 
7.000/mm3 de sangue 
· Número absoluto de neutrófilos segmentados por mm3 de sangue será: • 60𝑥7000 100 = 4200/𝑚𝑚3 
 
 
 
PLAQUETO
GRAMA
 
 
 
· Método Indireto (método de Fônio): 
 
· Colher o sangue total com EDTA e realizar extensão e coloração do mesmo modo utilizado para contagem diferencial de leucócitos. 
· Contar as plaquetas existentes em 10 campos e fazer uma média do somatório das plaquetas encontradas nestes campos. Verificar campos que contenham aproximadamente 200 eritrócitos/campo para que a qualidade da contagem seja garantida. 
· Multiplicar o resultado por 10000 obtendo assim o número de plaquetas/mm3 de sangue. 
– Por exemplo: em 10 campos de aproximadamente 200 eritrócitos (portando em 2.000 eritrócitos) contaram-se 75 plaquetas. O número de eritrócitos do paciente era de 5.000.000/mm3 , assim o número de plaquetas/mm3 será: 
75 plaquetas .................................... 2000 eritrócitos x = ....................................... 5.000.000/mm3 (eritrócitos) 
 – x = 375.000 plaquetas/mm 
 
 
 
• Método Direto 
 
· Coletar sangue 
· Realizar o hematócrito 
· Determinar o volume plasmático (VP = VT – VGV). 
· Deixar o sangue em repouso por 30 a 60 minutos a temperatura ambiente (não refrigerar) a fim de sedimentar as hemácias e obter um plasma rico em plaquetas. 
 
· Enquanto o sangue sedimenta: 
· Preparar a solução de formol 40% 
· C1.V1=C2.V2 
· 100.V1=40.10 
· 100.V1=400 – = 4mL de Formol 
• Solução diluente:· 1 mL de formol 40% 
· 99 mL de NaCl 0,85% 
 
· Pipetar 4 mL da solução diluidora em um tubo de ensaio. Pipetar 20 µL do plasma obtido. 
· A diluição é de 1:200. Vedar o tubo e homogeneizar várias vezes por inversão. 
· Fazer a montagem com 15 ul da solução na câmara de Neubauer fixando a lamínula. 
· Deixar em repouso por 5 a 10 minutos em placa de Petri com gaze úmida para a sedimentação das plaquetas. 
· Proceder a contagem das plaquetas (objetiva x 40) nos 25 quadrados do retículo central (1 mm 2 ) usado para a contagem de hemácias. Sistematizar a contagem de modo que sejam contadas todas as plaquetas do interior do quadrado e as que estão sobre as linhas externas à esquerda e superior. 
 
Tempo de coagulação 
 
· Coletar sangue venoso, procurando escolher veia de fácil punção não mantendo o braço garroteado por muito tempo. 
· Acionar o cronômetro tão logo o sangue comece a fluir na seringa. 
· Aspirar 3 a 4 mL de sangue. 
· Retirar a agulha da seringa e colocar aproximadamente 1 mL de sangue em cada um dos 2 tubos de hemólise tendo o cuidado de não fazer espuma. 
· Incubar os tubos em banho-maria a 37ºC. 
· Manter os tubos em repouso durante 4 minutos e passar então a examinar um dos tubos, a cada 30 segundos por ligeira inclinação até que possa ser inclinado aproximadamente noventa graus, sem que o sangue escorra pela parede do tubo. 
· Anotar o tempo gasto para formar o coágulo. 
· Inclinar então o segundo tubo de 30 em 30 segundos, semelhante ao primeiro. 
· O tempo de coagulação será a média dos valores obtidos nos dois tubos. 
· VALORES DE REFERÊNCIA: 5 a 9 minutos 
 
 
 
 
Determinação da Retração do Coágulo 
 
· 1. Após a realização do tempo de coagulação manter os tubos a 37ºC por mais duas horas. 
· 2. Observar o coágulo de cada tubo ao término da 1ª e 2ª horas, sem os agitar durante os intervalos. 
· VALORES DE REFERÊNCIA: Após a 1ª hora, a retração do coágulo de pelo menos 1 tubo deverá ser parcial ou total. 
· Depois da 2ª hora a retração dos dois tubos deverá ser completa. 
 
 
· Tempo de sangramento 
 
•1. Fazer a assepsia do lóbulo da orelha com álcool a 70%. 
· 2. Com a lanceta descartável fazer uma incisão de três milímetros de profundidade, permitindo que o sangue escoe livremente. 
· 3. Ligar o cronômetro na ocasião do surgimento do sangue. 
· 4. Usando papel de filtro, secar suavemente o local da incisão. 
· 5. Quando o sangue deixar de manchar o papel, parar o cronômetro. 
· 6. Registrar a duração da hemorragia como o tempo de sangria. 
 
 
BIOQUÍMICA 
 
AVALIAÇÃO DA FUNÇÃO RENAL 
 
• Ureia 
 
· Condições: não exige jejum 
· Amostra: soro, plasma ou urina 
· Valor de referência: 10 à40 mg/dL 
· Métodos: enzimático (urease)/colorimétrico. 
 
	Materiais 
Pipeta+ponteira 
Tubos de ensaio 
 
Equipamentos 
Espectrofotômetro 
Cubetas 
Banho maria 
 
	Reagentes/soluções 
Água destilada 
Tampão de uso 
Oxidante de uso 
Urease tamponada 
 
 
 
 
 
 
 
Procedimento 
· Tampão de uso: 
Adicionar o conteúdo do frasco nº 2 (100 mL) a 400 mL de água destilada ou deionizada e misturar. Estável 12 meses em frasco âmbar entre 2-8 ºC. 
· Oxidante de uso: 
Adicionar o conteúdo do frasco nº 3 (25 mL) a 475 mL de água destilada ou deionizada e misturar. Estável 12 meses em frasco plástico entre 2-8 ºC. 
· Urease tamponada: 
Adicionar 1,0 mL de Urease (nº 1) a 20 mL do Tampão de Uso. Estável 21 dias em frasco de vidro âmbar entre 2-8 ºC. 
· Tomar 3 tubos de ensaio e proceder como a seguir: 
 
 
· Misturar e incubar a 37 ºC durante 5 minutos. 
 
 
Misturar e incubar a 37 ºC durante 5 minutos. Determinar as absorbâncias do teste e padrão em 600 nm (580 a 620), acertando o zero com o branco. A cor é estável 2 horas. 
 
 
 
• Creatinina 
 
• Paciente: 
- Evitar prática de exercício excessivo durante 8h. 
· Amostra: Soro, plasma isento de hemólise, lipemia ou icterícia . 
· Principio: cinético ou enzimático 
· Valores de referência para a creatinina 
· Homens 0,6 a 1,2 mg /dL 
· Mulheres 0,6 a 1,1 mg /dL 
· Urina (homens) 14 a 26 mg /kg /dL 
· Urina (mulheres) 11 a 20 mg /kg /dL 
 
Materiais 
Pipeta+ponteira 
Tubos de ensaio 
 
Equipamentos 
Espectrofotômetro 
Cubetas 
Banho maria 
 
 
 
 
 
Procedimento 
 
· Tomar 3 tubos de ensaio e proceder como a seguir: 
 
Homogeneizar e incubar em banho-maria 37°C por 10 minutos. Ler as absorbância da Amostra e do Padrão em 510 nm (500 - 540 nm), acertando o zero com o Branco. A absorbância da Amostra será A1 e a do Padrão será P. 
· Em seguida adicionar: 
 
Homogeneizar e aguardar 5 minutos entre 15 e 30°C. Ler a absorbância A2 da Amostra em 510 nm (500 - 540 nm), acertando o zero com Branco. A reação de cor é estável por 30 minutos. 
 
 
 
• Ácido úrico 
 
· Paciente. Não necessita jejum nem cuidados especiais. 
· Amostras. Soro, plasma e urina. 
· Separar o soro e o plasma mais rápido possível das células. 
· Evitar amostras com lipemiaintensa e com traços de hemólise. 
• Valores de referência : 
· Homem 3,5 a 7,2 mg/dL 
· Mulher: 2,6 a 6,0 mg/dL 
 
Materiais 
Pipeta+ponteira 
Tubos de ensaio 
 
Equipamentos 
Espectrofotômetro 
Cubetas 
Banho maria 
 
 
 
Procedimento 
 
• Tomar 3 tubos de ensaio e proceder como a seguir: 
 
Misturar e incubar em banho-maria a 37 ºC durante 5 minutos. O nível água no banho deve ser superior ao nível do reagente nos tubos de ensaio. Determinar as absorbâncias do teste e padrão em 505 nm ou filtro verde (490-540 nm) acertando o zero com o branco. A cor é estável por 30 min. 
 
 
AVALIAÇÃO DA FUNÇÃO HEPÁTICA 
 
• Aspartato aminotransferase (AST) 
 
Materiais 	Reagentes/soluções 
Pipeta+ponteira 	NaOH de uso 
Tubos de ensaio 	Água destilada 
Balão volumétrico ou proveta 	 
 
Equipamentos 
Espectrofotômetro 
Cubetas 
Banho maria 
 
 
 
Procedimento 
 
NaOH de Uso. Transferir quantitativamente o conteúdo do frasco nº 3 (160 mL) para um balão volumétrico ou proveta, completar para 500 mL com água destilada. 
 
 
 
 
Soro . 4 a 36 Unidades/mL 
UI =Unidades/mL x 0,482 
 
• Alanina aminotransferase (ALT) 
	Materiais 
Pipeta+ponteira 
Tubos de ensaio 
Balão volumétrico ou proveta 
 
Equipamentos 
Espectrofotômetro 
Cubetas 
Banho maria 
 
 
 
 
	Reagentes/soluções 
NaOH de uso 
Água destilada 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Procedimento 
 
NaOH de Uso . Transferir quantitativamente o conteúdo do frasco nº 3 (160 mL) para um balão volumétrico ou proveta, completar para 500 mL com água destilada. 
 
Soro . 4 a 32 Unidades/mL 
UI =Unidades/mL x 0,482 
 
• Colesterol 
 
Materiais 
Pipeta+ponteira 
Tubos de ensaio 
 
Equipamentos 
Espectrofotômetro 
Cubetas 
Banho maria 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Procedimento 
 
 
•
 
Proteínas totais
 
 
Materiais 
Pipeta+ponteira 
Tubos de ensaio 
 
Equipamentos 
Espectrofotômetro 
Cubetas 
 
 
 
Proc
edimento
 
 
 
 
 
• Albumina 
 
Materiais 
Pipeta+ponteira 
Tubos de ensaio 
 
Equipamentos 
Espectrofotômetro 
Cubetas 
 
Procedimento
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MICROBIOLOGIA 
 
MEIOS DE CULTURA
 
 
 
•
 
Técnicas de semeadura
 
 
Meios sólidos: 
 
Esgotamento de alça 
 
•Técnica utilizada para obtenção de crescimento bacteriano; 
•Observação de propriedades bioquímicas da bactéria; 
•A semeadura é feita da base do meio para a extremidade do mesmo 
•Da base para a extremidade do meio. 
 
Picada 
 
•Técnica utilizada para que se possa observar funções metabólicas. 
 
 
 
 
Estria simples 
 
•A estria pode ser realizada em movimento de zig- zag (estria sinuosa) ou como uma linha reta sobre o meio (estria reta). 
 
Estria múltiplas para isolamento 
 
•Consiste em espalhar o material com o auxílio de uma alça bacteriológica, fazendo estrias sucessivas até o esgotamento do material 
 
 
• Catalase 
 
Teste da catalase: retirar uma colônia da placa, colocá-la na lâmina e pingar água oxigenada. Observar a formação de bolhas, devido a reação de degradação do peróxido de hidrogênio em água e oxigênio, pela enzima catalase, produzida pelos estafilococos. 
 
 
• TSI 
 
Preparação: 
 
Suspender 64.5g de pó em 1 litro de água destilada ou deionizada. Aqueceraté ferver até que se dissolva completamente. Dispensar em tubos finais. Esterilizar em autoclave a 121°C por 15 minutos. Resfriar os tubos em uma posição inclinada de modo que o fundo tenha pelo menos 3.5cm de profundidade. 
 
Técnica: 
 
· Inocular o fundo do meio por perfuração e estrias na área inclinada com as colônias suspeitas retiradas do meio isolado. 
· Incubar a 36± 1°C por 24 horas com as tampas frouxas favorecendo as trocas gasosas. A fermentação do açúcar é mostrada pela mudança do indicador vermelho fenol para amarelo. A concentração de glicose é de 1/10 se comparado com a lactose e sacarose, para uma detecção prévia de presença de bactérias fermentadoras somente de glicose. A fermentação da glicose é determinada na superfície (onde há condições aeróbicas) pela produção de íons de amônia e a mudança do indicador vermelho fenol para o vermelho (pH alcalino), enquanto que no fundo, onde há condições anaeróbicas, a fermentação da glicose é determinada pela produção de ácidos e mudança do indicador vermelho fenol para o amarelo (pH ácido). A fermentação de lactose e sucrose determinam uma reação ácida na superfície. 
· A sacarose é adicionada ao Agar T.S.I. para eliminar alguns organismos fermentadores de sacarose e organismos não fermentadores de lactose, tais como Proteus e Citrobacter spp. O tiossulfato de sódio é reduzido a sulfito de hidrogênio que em seguida reage com o sal de ferro produzindo um típico sulfito de ferro preto. A produção de gás é determinada pela formação de bolhas em cima do ágar até uma fragmentação mais ou menos severa do mesmo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
• Ágar BEM (Levine) 
 
 
 
Preparação 
 
· Suspender 37,5 g do meio desidratado em 1 litro de água destilada ou deionizada. 
· Levar lentamente a ebulição, com agitação constante até dissolução completa. - Esterilizar em um autoclave a 121°C por 15 minutos - Resfriar e manter o meio entre 44-47°C. 
· Misturar bem para oxidar o azul de metileno e garantir uma suspensão homogênea do preciptado. 
· Despejar em placas de Petri estéreis. 
· Deixar solidificar sobre uma superfície fria. 
· Secar em uma incubadora com as tampas parcialmente removidas. 
· Inocular por estrias. 
· Incubar a 37°C por 18 a 24 horas. 
 
Resultados 
 
As colônias apresentam a seguinte aparência: 
 
 
 
• Ágar citrato 
Preparação: 
Suspender 24,3g de pó em 1 litro de água destilada ou deionizada. Aquecer até ferver dissolvendo completamente. Dispensar nos tubos finais e esterilizar em autoclave a 121°C por 15 minutos. Deixar que o meio se solidifique numa posição inclinada. 
 
 
• Tiras de oxidase 
1. Com o auxílio de uma alça bacteriológica, transferir assepticamente uma ou duas colônias da bactéria em análise e espalhar sobre a superfície da área reagente da tira. – Pingar uma gota de solução salina 0,85% estéril na tira de oxidase. Posteriormente, com o auxílio de uma alça bacteriológica, transferir assepticamente uma ou duas colônias da bactéria em análise e espalhar sobre a superfície da área reagente da tira. 
2. Observar o resultado em até 2 minutos. 
 
• Ágar Mueller Hinton 
· Embeber um swab estéril na suspensão bacteriana, retirar o excesso de líquido, comprimindo-o contra a parede do tubo, e semear suavemente, em todos os sentidos, na superfície do ágar Mueller Hinton. 
· O tempo entre a semeadura na placa e a adição dos discos não deve ultrapassar 15 minutos. 
· Colocar os discos de papel com o auxílio de uma pinça flambada, resguardando um espaço de, pelo menos, 2 cm do disco para a borda da placa e de, pelo menos, 3 cm entre um disco e outro; 
· Medir o diâmetro dos halos na zona de inibição com régua apropriada, a utilização de paquímetro é recomendada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6- ANEXOS 
 
 
 
7- REFERÊNCIAS 
 
LACAZ, Carlos da Silva. Tratado de micologia médica Lacaz. São Paulo (SP): SARVIER, 2002. 
 
SIDRIM, Jose Julio Costa; ROCHA, Marcos Fábio Gadelha. Micologia médica à luz de autores contemporâneos. Rio de Janeiro (RJ): Guanabara Koogan,2012. 
 
TRABULSI, L. R.; ALBERTHUM, F. Microbiologia. 5a ed. São Paulo: Atheneu, 2008. 
 
HENRY, J. B. Diagnósticos clínicos e tratamento por métodos laboratoriais. 20. ed. Barueri: Manole, 2008. 
 
 
SIDRIM, Jose Julio Costa; ROCHA, Marcos Fábio Gadelha. Micologia médica à luz de autores contemporâneos. Rio de Janeiro (RJ): Guanabara Koogan,2012. 
 
OPLUSTIL, C. P.; ZOCCOLI, C. M.; TOBOUTI, N. R. Procedimentos Básicos em Microbiologia Clínica, 3ª Ed., São Paulo: Ed. Sarvier, 2010. 
 
SACKHEIM, G.F.; LEHMAN, D.D. Química e bioquímica para ciências biomédicas. 8.ed. São Paulo: Manole, 2001. 
 
TRABULSI, L. R.; ALBERTHUM, F. Microbiologia. 5a ed. São Paulo: Atheneu, 2008. 
 
KONEMAN, E. W.; ALLEN, S. D.; JANDA, W. M.; SCHRECKENBERGER, D. C.; WINN JR., W. C. Diagnóstico microbiológico: texto e atlas colorido. 6. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2008. 
 
MOTTA, V. T. Bioquímica clínica para o laboratório: princípios e interpretações. 
5. ed. Rio de Janeiro: Medbook, 2009. 
 
JANEWAY, C.A. Jr., et al. Imunobiologia: o sistema imune na saúde e na doença. 6 ed. São Paulo, Artmed, 2007. 
 
JAWETZ, E.; MELNICK, J. R.; ADELBERG, E. A.; BROOKS, J. F.; BUTEL, J. S.; MORSE, S. A. Microbiologia médica. 24. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2009. 
 
ABBAS, A. K.; LICHTMAN, A. H.; POBER, J. S. Imunologia celular e molecular. 6. ed Rio de Janeiro, Elsevier, 2008. 
 
CARVALHO, W. F. Técnicas médicas de hematologia e imuno-hematologia. 8. ed. Belo Horizonte: Coopmed, 2008. 
 
LACAZ, Carlos da Silva. Tratado de micologia médica Lacaz. São Paulo (SP): SARVIER, 2002. 
 
SIDRIM, Jose Julio Costa; ROCHA, Marcos Fábio Gadelha. Micologia médica à luz de autores contemporâneos. Rio de Janeiro (RJ): Guanabara Koogan,2012. 
 
OPLUSTIL, C. P.; ZOCCOLI, C. M.; TOBOUTI, N. R. Procedimentos Básicos em Microbiologia Clínica, 3ª Ed., São Paulo: Ed. Sarvier, 2010. 
 
SACHER, R. Interpretação clínica dos exames laboratoriais. São Paulo: Manole, 2001. 
 
SACKHEIM, G.F.; LEHMAN, D.D. Química e bioquímica para ciências biomédicas. 8.ed. São Paulo: Manole, 2001. 
 
 
ZAITZ, Clarisse. Compêndio de micologia médica. Rio de Janeiro (RJ): MEDSI, 1998.