Relatório estagio 3

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CENTRO UNIVERSITÁRIO MAURÍCIO DE NASSAU NÚCLEO DE SAÚDE
CURSO DE FARMÁCIA
RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM FARMÁCIA
GUSTAVO HENRIQUE SALES
Paulista Dezembro, 2022
FACULDADE MAURÍCIO DE NASSAU NÚCLEO DE SAÚDE
CURSO DE FARMÁCIA
RELATÓRIO DE ESTÁGIO SUPERVISIONADO EM FARMÁCIA
GUSTAVO HENRIQUE SALES
Relatório final de conclusão de estágio curricular em Farmácia supervisionado III realizado pelo Discente Gustavo Henrique Sales apresentado como parte das exigências curriculares do curso de Farmácia.
	
RESUMO
 
Este Relatório foi desenvolvido em função para mostrar um pouco sobre a atividade de um profissional Farmacêutico no Laboratório. Sendo necessário elaborar um documento que apresentasse uma adequação das atividades típicas do profissional, com a finalidade de promover melhor direcionamento distribuindo o desempenho das atividades desenvolvidas por esse profissional no Laboratório.
A área das análises clínicas se enquadra dentro das inúmeras competências e habilidades atribuídas ao profissional farmacêutico, para a qual necessita de seus conhecimentos teórico-práticos obtidos por meio de várias disciplinas para o desenvolvimento das atividades relacionadas. Nesse setor, o farmacêutico irá realizar e interpretar os exames laboratoriais, emitindo laudos e responsabilizando-se tecnicamente pelo laboratório. A carreira de farmacêutico analista clínico é valorizada pelo mercado de trabalho. Ser especialista em análises clínicas exige do profissional conhecimentos aprofundados e abrangentes, devido à complexidade da atividade.
Palavras-chave: Análises clínicas, Parasitologia, uroanálise, amostras biológicas, hematologia.
	
SUMÁRIO
	1
	INTRODUÇÃO.......................................................................
	05
	2
	OBJETIVOS ..........................................................................
	06
	
	2.1 GERAL.....................................................................................................
2.2 ESPECÍFICOS.........................................................................................
	06
06
	3
	CARACTERIZAÇÃO DO ESTÁGIO...................................
	07
	
	3.1. CARACTERIZAÇÃO DA EMPRESA............................................
	
	
	3.2. SUPERVISÃO DE ESTÁGIO.......................................................
	
	4
	PORTIFÓLIO........................................................................
	09
	5
	ATIVIDADES DO ESTÁGIO................................................
	17
	
	
REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA
	
38
	
1- INTRODUÇÃO
Este trabalho descreve as atividades desenvolvidas durante o estágio de análises clínicas do curso de Farmácia, no período de 20 de agosto até o dia 31 de dezembro. Realizado no período da manhã, no laboratório de análises clínicas da Uninassau-Paulista/PE, localizado na Rodovia 15 - KM - Centro, Paulista – PE, no qual foi supervisionado pelo preceptor Wendeo Costa, totalizando uma carga horária de 200horas.
No Estágio Supervisionado de Análises Clínicas foram executadas as atividades relacionadas como uroanálise, parasitologia, hematologia, bioquímica clínica e microbiologia.
Aprendemos que o conjunto de exames que as análises clínicas abrangem são a principal ferramenta utilizada por médicos para verificar as condições de saúde do paciente. À medida que sem um exame de laboratório é praticamente impossível dar um diagnóstico preciso, fica claro que a medicina laboratorial é parte fundamental do atendimento clínico.
2- OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GERAL
· O estágio tem como função o ensinamento de atividades profissional e à contextualização curricular, objetivando o desenvolvimento do educando para a vida. Descreve também as atividades desenvolvidas durante o estágio realizado no laboratório de análises clínicas.
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
· Realização de coleta sanguínea, acompanhar a separação, através da centrifugação, os componentes sanguíneos (glóbulos, plasma e soro) para análises;
· Observar, em nível de microscopia, lâminas com preparações hematológicas;
· Realizar as análises bioquímicas;
· Fazer a limpeza e a esterilização do material de descarte;
· Emitir os resultados das análises em laudos;
· Observar a rotina laboratorial nos diversos setores.
3- CARACTERIZAÇÃO DO ESTÁGIO
3.1 CARACTERIZAÇÃO DA EMPRESA
	NOME FANTASIA
	Centro Universitário Maurício de Nassau 
	RAZÃO SOCIAL
	SER EDUCACIONAL S.A
	DESCRIÇÃO
	FACULDADE
	CNPJ
	04.986.320/0001-13
	ENDEREÇO
	Av. Senador Salgado Filho
	
	NÚMERO: S/N
	COMPLEMENTO:
Shopping North Way
	Ao lado do
	
	BAIRRO: CENTRO
	
	CIDADE: PAULISTA
	ESTADO:PERNAMBUCO
	
	CEP: 53401-440
	HORÁRIO DE FUNCIONAMENTO DO ESTABELECIMENTO
	
Segunda-feira 07:00-22:30
Terça-feira 07:00-22:30
Quarta-feira 07:00-22:30
Quinta-feira 07:00-22:30
Sexta-feira 07:00-22:30 
	EMAIL
	emec@sereducacional.com
	TELEFONE
	4020-9734
	CRBIO
	 WENDEO KENNEDY COSTA
	ÁREA FÍSICA (descrição da empresa)
	O centro Universitário Maurício de Nassau-Paulista é composto por três blocos, sendo o bloco A localizado na área central da cidade, onde encontra-se o CRA, a biblioteca, a coordenação, salas de aula, laboratórios, sanitários, etc. Os blocos B e C estão localizados ao lado do Shopping North Way. O bloco B possui CRA, salas de aula e sanitários, e bloco C tem salas de aula, laboratórios, sanitários, pátio com área de vendas de lanches, estacionamento, etc.
	ÁREA FÍSICA DO AMBIENTE DE ESTÁGIO (descrição do local de estágio)
	O estágio foi realizado no Bloco C da instituição, no laboratório de análises clínicas. A estrutura do laboratório dispõe de bancadas, quadro branco, Televisor para leitura de pdfs, vidrarias (béckers, provetas, pipetas, termômetros, bastões de vidro, vidros de relógio, grau com
pistilo, espátulas, etc), equipamentos (balança analítica, chapa aquecedora, estufa, banho maria, etc).
3.2 SUPERVISÃO DE ESTÁGIO
	SUPERVISOR
	WENDEO KENNEDY COSTA
	CRBIO
	 125.363/05-D
	FUNÇÃO
	SUPERVISOR DE ESTÁGIO
	DESCRIÇÃO
	BIÓLOGO
	ENDEREÇO
	AV. SENADOR SALGADO FILHO
	
	NÚMERO:S/N
	
	BAIRRO: CENTRO
	
	CIDADE:PAULISTA
	
	CEP:53401-440
	HORÁRIO DE PERMANÊNCIA DO SUPERVISOR
	
Segunda-feira 08:00-12:00
Terça-feira 08:00-12:00
Quarta-feira 08:00-12:00
Quinta-feira 08:00-12:00
Sexta-feira 08:00-12:00
	E-MAIL:
	WENDEOKENNEDY@GMAIL.COM
	TELEFONE:
	(81) 992037498
4- PORTIFÓLIO
	PORTIFÓLIO
	RELATÓRIO DE ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
	ALUNO(A)
	Gustavo henrique Sales
	MÊS/ANO
	Agosto/2022
	DESCRIÇÃO
	Urinálise e espermograma
	PERÍODO DE ESTÁGIO
	20/07-31/12/2022
	EMPRESA
	Uninassau
	CURSO
	Paulista
Durante o perío de de estágio, vimos no setor de urinálise os principais exames para análise da urina, sendo eles: exame químico, físico e a sedimentoscopia.
No exame químico, utilizamos as fitas reativas e avaliamos: densidade, pH, proteínas, glicose, corpos cetônicos, sangue, bilirrubina, urobilinogênio, nitrito, leucócitos.
Para o exame físico foram analisados os parâmetros de cor, aspecto e densidade.
Já a sedimentoscopia, trata-se do exame microscópico e foi realizado da seguinte maneira: Colocamos 5 a 10 mL da amostra de urina em tubo cônico; Centrifugamos por 5 a 10 min (1000 a 1500 rpm); Desprezamos o sobrenadante, deixando apenas 0,5 mL a 1 mL no tubo.; Ressuspendemos o sedimento.; Depositamos duas gotas do sedimento em uma lâmina (separadamente); Colocamos, em seguida, uma lamínula sobre a primeira gota para observação do sedimento a fresco não-corado; Depositamos uma gota do corante urinário sobre a outra gota do sedimento, homogeneizamos e cobrimos com lamínula para observação do sedimento urinário corado; A observação do sedimento foi realizada ao microscópio, com baixa intensidade de luz, utilizando primeiramente um menor aumento (100x) e depois a um maior aumento (400x).
Finalizando as práticas de urinálise, realizamos o laudo com os resultados encontrados.
Quanto ao espermograma, verificamos a quantidade de espermatozoides na amostra, motilidade e morfologia destes.
NOTIFIQUEAQUI,	MÁQUINAS,	APARELHOS	E	EQUIPAMENTOS	OU INSTRUMENTOS UTILIZADOS.
Centrífuga, tubo de ensaio, pipeta de pasteur, micropipeta, ponteiras, lâmina, lamínula, microscópio, estante, fitas reativas, tubo coletor de urina.
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 17 horas e 30 minutos (Julho/Agosto)
REALIZAÇÃO DO ESTÁGIO-HORÁRIOS:
Segunda-Feira 18:30 às 22:00
 Terça-feira 18:30 às 22:00
 Quarta-feira 18:30 às 22:00
 Quinta-feira 18:30 às 22:00
 Sexta- feira 18:30 às 22:00
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 3 horas e 30 minutos 
(Setembro/Outubro/Novembro/Dezembro)
		
Assinatura do preceptor	Professor da disciplina
__________________
	 
	PORTIFÓLIO
	RELATÓRIO DE ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
	ALUNO(A)
	Gustavo Henrique Sales
	MÊS/ANO
	Outubro/2022
	DESCRIÇÃO
	Parasitologia e hematologia
	PERÍODO DE ESTÁGIO
	20/07-31/12/2022
	EMPRESA
	Uninassau
	CURSO
	Paulista
No setor de parasitologia fizemos análises mascroscópicas e microscópicas das amostras, em seguida realizamos os principais métodos de exames utilizados. As técnicas foram: exames direto, método de Lutz ou de Hoffmann, Pons e Janer, método de Willis, método de Ritchei, método de Faust, método de Rugai e o método de Graham, ou fita adesiva.
Para todos os métodos, providenciamos as amostras, fizemos a pesagem indicada para cada exame e seguimos o roteiro específico para cada técnica. Com os resultados obtidos elaboramos um laudo parasitológico e anexamos as observações microscópicas.
No setor de hematologia, realizamos as técnicas para coleta sanguínea, com seringa e a vácuo; preparamos esfregaços sanguíneos e fizemos a coloração destas; determinamos o hematócrito; contagem de eritrócitos; realizamos os índices hemantimétricos; fizemos leucograma, plaquetograma, tempo de coagulação, determinação da retração do coágulo e tempo de sangramento. Para todos os procedimentos, a coleta sanguínea foi realizada entre os próprios alunos sobre a supervisão do preceptor. O sangue coletado foi utilizado nas práticas seguindo a metodologia para cada exame.
NOTIFIQUE AQUI, MÁQUINAS, APARELHOS E EQUIPAMENTOS OU INSTRUMENTOS UTILIZADOS.
Centrífuga, tubo de ensaio, pipeta de pasteur, micropipeta, ponteiras, bécker, lâmina, lamínula, cálice, espátula, microscópio, estante, balança analítica, vidro de relógio, bastão de vidro, proveta.
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 17 horas e 30 minutos (Julho/Agosto)
REALIZAÇÃO DO ESTÁGIO-HORÁRIOS:
Segunda-Feira 18:30 às 22:00
 Terça-feira 18:30 às 22:00
 Quarta-feira 18:30 às 22:00
 Quinta-feira 18:30 às 22:00
 Sexta- feira 18:30 às 22:00
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 3 horas e 30 minutos 
(Setembro/Outubro/Novembro/Dezembro)
		
Assinatura do preceptor	Professor da disciplina
__________________
	
	PORTIFÓLIO
	RELATÓRIO DE ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
	ALUNO(A)
	Gustavo Henrique Sales
	MÊS/ANO
	Novembro/2022
	DESCRIÇÃO
	Bioquímica
	PERÍODO DE ESTÁGIO
	20/07-31/12/2022
	EMPRESA
	Uninassau
	CURSO
	Paulista
Nesta fase do estágio, iniciamos as práticas do setor de bioquímica. Foram abordados de forma teórica e prática os principais exames desta área de atuação farmacêutica que constou dos testes a seguir:
Avaliação da função renal. Neste tópico, trabalhamos os exames de ureia, creatinina e ácido úrico.
Avaliação hepática. Realizamos os exames de Aspartato Aminotransferase (AST), Alanina Aminotransferase (ALT), colesterol, proteínas totais e albumina.
Os exames foram realizados com material biológico providenciado pelos próprios alunos e foram utilizados os kits para cada teste disponibilizados pelo preceptor. A metodologia de cada prática foi baseada nas instruções contidas nas embalagens dos kits. Ao final dos exames, foi solicitado pelo preceptor a elaboração do laudo com os resultados obtidos.
NOTIFIQUE AQUI, MÁQUINAS, APARELHOS E EQUIPAMENTOS OU INSTRUMENTOS UTILIZADOS.
Centrífuga, tubo de ensaio, pipeta de pasteur, micropipeta, ponteiras, bécker, lâmina, lamínula, espátula, microscópio, estante, balança analítica, vidro de relógio, bastão de vidro, proveta
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 17 horas e 30 minutos (Julho/Agosto)
REALIZAÇÃO DO ESTÁGIO-HORÁRIOS:
Segunda-Feira 18:30 às 22:00
 Terça-feira 18:30 às 22:00
 Quarta-feira 18:30 às 22:00
 Quinta-feira 18:30 às 22:00
 Sexta- feira 18:30 às 22:00
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 3 horas e 30 minutos 
(Setembro/Outubro/Novembro/Dezembro)
		
Assinatura do preceptor	Professor da disciplina
__________________
	 
	PORTIFÓLIO
	RELATÓRIO DE ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
	ALUNO(A)
	Gustavo Henrique Sales
	MÊS/ANO
	Dezembro/2022
	DESCRIÇÃO
	Microbiologia
	PERÍODO DE ESTÁGIO
	20/07-31/12/2022
	EMPRESA
	Uninassau
	CURSO
	Paulista
Na área de microbiologia, iniciamos revisando o que já havíamos abordado em períodos passados sobre meios de cultura: conceito, tipos e indicação. Revisamos também alguns conhecimentos quanto as bactérias e as patologias associadas as mesmas.
A prática deste setor foi dada início com a preparação dos meios de cultura sólidos, tanto em placas de petri quanto em tubos. Os meios foram preparados seguindo os rótulos dos produtos e as especificações solicitadas pelo preceptor. Basicamente, o processo para a preparação de todos os meios foi: pesagem, dissolução, aquecimento, colocar na placa ou no tubo, aguardar o esfriamento para solidificar e dar continuidade com o semeio das bactérias.
Com os meios de cultura prontos, realizamos o semeio das bactérias tanto nas placas quanto no tubos, aguardamos o período para que ocorresse a proliferação, analisamos as colônias que conseguiram se desenvolver e fizemos a identificação das bactérias.
NOTIFIQUE AQUI, MÁQUINAS, APARELHOS E EQUIPAMENTOS OU INSTRUMENTOS UTILIZADOS.
Centrífuga, tubo de ensaio, pipeta de pasteur, micropipeta, ponteiras, bécker, lâmina, lamínula, espátula, microscópio, estante, balança analítica, vidro de relógio, bastão de vidro, proveta, lamparina, placas de petri
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 17 horas e 30 minutos (Julho/Agosto)
REALIZAÇÃO DO ESTÁGIO-HORÁRIOS:
Segunda-Feira 18:30 às 22:00
 Terça-feira 18:30 às 22:00
 Quarta-feira 18:30 às 22:00
 Quinta-feira 18:30 às 22:00
 Sexta- feira 18:30 às 22:00
CARGA HORÁRIA SEMANAL: 3 horas e 30 minutos 
(Setembro/Outubro/Novembro/Dezembro)
		
Assinatura do preceptor	Professor da disciplina
__________________
5- ATIVIDADES DO ESTÁGIO
URINÁLISE: EXAME QUÍMICO
Parâmetros a serem observados: densidade, pH, proteínas, glicose, corpos cetônicos, sangue, bilirrubina, urobilinogênio, nitrito, leucócitos.
Procedimento
1- Colocar a amostra da urina na estante;
2- Colocar a primeira tira reativa dentro da amostra de urina (mergulhando por alguns segundos) e retirar;
3- Passar a fita, delicadamente, no papel toalha para remover o excesso de urina; 4-Aguardar o tempo especificado para a reação ocorrer;
5-Comparar o resultado das cores da fita com as cores dos parâmetros atrás da embalagem das fitas;
Anotar os resultados
URINÁLISE: EXAME FÍSICO
Parâmetros a serem observados: cor, aspecto e densidade
Procedimento
1- Verificar a olho nu, e com a tabela de cores para urina, a cor que a urina se apresente, podendo ser: amarelo claro, amarelo, âmbar, marrom ou vermelho.
2- Analisar o aspecto: ver através de um recipiente transparente, em um fundo branco. O aspecto pode estar: límpido, ligeiramente turvo, turvo ou leitoso.
3- Verificar por meio do teste com a fita reativa o valor da densidade.
SEDIMENTOSCOPIA
Procedimento
1- Usar 10ml da amostra no tubo coletor;
2- Levar para centrifugar 1500-2000 rpm/5 min; 3-Descartar o sobrenadante;
4-Com a pipeta, retirar 0,02 ml da amostra e colocar na lâmina; 5-Cobrir com a lamínula;
6-Observar no microscópio nas objetivas: 20x e 40x; 7-Contar 10 campos.
Obs: podem ser observados hemácias, leucócitos, células epiteliais, células pavimentadas, cilindros, bactérias, leveduras, espermatozoides, muco, cristais e/ou artefatos.
ESPERMOGRAMA
Procedimento
1- Análise da liquefação: deixar a amostra por 60 minutos em temperaturaambiente. Após esse tempo o esperma deve ficar com a textura de um gel, mais 5 ou 30 minutos, o esperma se transforma em um coágulo em seguida volta para a fase de liquefação;
2- Volume: deve ser observado logo após a liquefação e estar em 2-5ml;
3- Determinaçao do tempo de coagulação: Método-Análise virtual: observa-se a dissolução do coagulado- valores de referência devem estar entre 5-30 minutos após a coleta;
4- Verificar a cor: deve ser ligeiramente acinzentado ou esbranquiçado;
5- Viscosidade: Encostar o bastão de vidro no esperma e levantar o bastão rapidamente observando o “fio” de esperma formado. Valor normal: 2,0 cm de altura;
6- Pipetar na câmara de Neubauer o esperma para analisar a motilidade dos espermatozoides, a vitalidade e realizar a contagem dos espermatozoides.
PARASITOLOGIA
Procedimentos
Análise macroscópica
1- Analisar a cor: castanha parda-normal, esverdeada-verduras, amarelada-láctea, preto esverdeado-ferro, negra-sangue não digerido, descorada-ausência de estercobilina, avermelhada-sangue não digerido.
2- Analisar a consistência: líquida, pastosa ou sólida;
3- Examinar a superfície da amostra para observar a presença de proglotes de tênias, ancilostomídeos ou oxiúros adultos;
4- Verificar a presença de sangue ou muco.
Análise microscópica
Quer se trate do exame direto ou do exame indireto, após enriquecimento é necessário percorrer toda a preparação com a objetiva de 10x. Estruturas suspeitas= passar para objetiva de 40x.
Exame direto 1
1- Colocar duas a três gotas de solução salina a 0,85% em uma lâmina;
2- Tocar com a ponta de um palito em vários pontos das fezes, transferir uma pequena porção para a lâmina;
3- Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço e examinar ao microscópio.
Exame direto 2
1- Colocar uma gota de solução salina a 0,85% no centro da metade esquerda da lâmina e uma gota de lugol no centro da metade direita;
2- Pegar uma pequena porção da amostra e misturar com a gota de solução salina; 3- Pegar uma pequena porção da amostra e misturar com a gota de lugol;
4- Colocar a lamínula;
5- Observar todos os campos da lâmina.
Método de Lutz ou de Hoffmann, Pons e Janer
1- Colocar aproximadamente 2-5 g de fezes em um frasco de Borrel com cerca de 5 ml de água e dissolver bem;
2- Acrescentar mais 20 ml de água;
3- Coar a suspensão em gaze cirúrgica umedecida dobrada em quatro partes e colocada em um coador plástico num cálice cônico de 100 ml. Os detritos retidos na gaze serão lavados com mais 100ml de água;
4- Completar o volume do cálice com água;
5- Deixar essa suspensão em repouso durante 2 a 24 horas;
6- Desprezar o líquido sobrenadante cuidadosamente, homogeneizar o sedimento e coletar uma porção do mesmo;
7- Colocar parte do sedimento numa lâmina, corar com lugol e cobrir com lamínula; 8-Examinar no mínimo duas lâminas de cada amostra.
Método de Willis
1. Colocar 10g de fezes num frasco de Borrel ou no próprio recipiente onde estão as fezes
2. Homogeneízá-las com um pouco de solução saturada de sal (NaCl ) ou de açúcar
3. Completar o volume até a borda do frasco.
4. Colocar na boca do frasco uma lâmina, que deverá estar em contato com o líquido.
5. Deixar em repouso por 20 minutos.
6. Findo esse tempo, retirar rapidamente a lâmina, deixando a parte molhada voltada para cima.
7. Corar com Lugol, cobrir com lamínula e examinar com objetiva 10x.
Método Ritchei
1. Preparar uma suspensão 2 g de fezes com cerca de 20 ml de água e dissolver bem.
2. Filtrar através de uma gaze dobrada para 2 tubos de centrifugação.
3. Centrifugar 2500 rpm/ 1 minuto e decantar.
4. Adicionar 2 mL de solução de formol a 10%, agitar e logo em seguida deixar em repouso por 3 minutos.
5. Adicionar 2 mL de éter ou acetato de etila, agitar bem.
6. Centrifugar 2500 rpm/ 1 minuto e decantar.
7. Juntar duas gotas de Lugol, agitar e colocar parte do sedimento numa lâmina.
Método de Faust
1. Diluir 10g de fezes em 20 ml de água e homogeneizar bem.
2. Filtrar em gaze dobrada em quatro, num copo plástico, e transferir para um tubo de Wasserman.
3. Centrifugar por um minuto a 2.500 rpm. Desprezar o líquido sobrenadante e ressuspender o sedimento em água.
4. Repetir a operação 3 até que o sobrenadante fique claro.
5. Desprezar o sobrenadante claro e ressuspender o sedimento com uma solução de sulfato de zinco a 33%.
6. Centrifugar novamente por um minuto a 2.500 rpm.
7. Os cistos e os ovos leves presentes estarão na película superficial; a mesma é recolhida, colocada numa lâmina junto com uma gota de Lugol e coberta com lamínula.
8. O material deve ser examinado imediatamente. O sulfato de zinco pode deformar os cistos e os ovos.
Método de Rugai
1. Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo em gazes, fazendo uma pequena “trouxa”.
2. Colocar o material assim preparado, com a abertura voltada para baixo, num cálice de sedimentação, contendo água aquecida (45ºC), em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes.
3. Deixar em repouso por uma hora.
4. Coletar o sedimento no fundo do cálice, com ajuda de uma pipeta.
5. Corar as larvas com Lugol e observá -las com o maior aumento para identificar.
· Fezes diarréicas (as larvas morrem muito rapidamente) ou coletadas em conservador não se prestam para esses métodos.
Método de Graham ou da fita adesiva
1- Emprega fita-cola transparente montada na extremidade de uma espátula.
2- Tocar 2 a 3 vezes a face com cola da fita na região peri anal e, em seguida, distendê- la sobre uma lâmina de microscopia.
3- Não sendo possível a observação microscópica imediata, a preparação mantém-se alguns dias em condições de exame.
HEMATOLOGIA
Coleta de sangue com seringa
Procedimento
1. Confira se tem à disposição todos materiais que precisa;
2. Higienize as mãos;
3. Organize os materiais conforme a ordem de uso;
4. Explique ao paciente como será feita a coleta;
5. Confirme com ele os dados e cole as etiquetas nos tubos;
6. Coloque a luva e mostre ao paciente as seringas e agulhas nas embalagens antes de abrir;
7. Veja onde pode fazer a punção venosa;
8. Faça assepsia do local e garroteie o braço do paciente pedindo para que ele feche a mão;
9. Tire a capa da agulha, faça a punção, solte o garrote e peça para o paciente abrir a mão;
10. Colete a quantidade de sangue necessária para a realização dos exames solicitados;
11. Quando terminar, retire a agulha, peça para que o paciente faça pressão por três minutos em média;
12. Descarte a agulha e coloque o sangue em tubo de coleta fazendo a homogeneização recomendada;
13. Faça um curativo no paciente e oriente para que continue pressionando o local;
14. Descarte a seringa e as luvas.
Coleta de sangue à vácuo
Procedimento
1- Coloque a agulha no adaptador para retirada de sangue cuidadosamente, sem tocar na base da agulha, manuseando-a apenas pela capa;
2- Ajuste o garrote no braço do paciente de forma cuidadosa;
3- Peça que o paciente feche a mão e escolha a veia que será puncionada;
4- Limpe o braço do seu paciente utilizando algodão e álcool 70% e não toque mais o local da punção;
5- Então, retire do adaptador a capa da agulha e faça a punção, no local escolhido; 6-Imediatamente, coloque o tubo de coleta no canhão;
7- Retire, então, o garrote tão logo o sangue flua pelo tubo;
8- Tire a agulha e faça seu descarte de forma apropriada, bem como do próprio canhão;
9- Pressione cuidadosamente o local da punção e oriente o paciente para que mantenha pressionado, sem dobrar o braço.
Distenção de sangue
Procedimento
1- Pipetar uma pequena quantidade de sangue na lâmina;
2- “esfregar” a lâmina distensora sobre a amostra sanguínea: A lâmina distensora é aplicada a um ângulo de 15 a 30º na frente da gota de sangue e recuada até tocá-la. Uma vez espalhado o sangue ao longo da borda da distensora, esta é impelida para a frente com um movimento suave e uniforme, de forma a distender uma fina película de sangue sobre a lâmina;
3- Lavar a lâmina distensora; 4- Identificar a lâmina
5-Secar a lâmina
Coloração de lâmina
Procedimento
· Preencher 3 béckers comas soluções de solução (1) de triarilmetano a 0,1%, solução
(2) de xantenos a 0,1% e solução (3) de tiazinhas a 0,1%, respectivamente.
· Submergir as lâminas na solução n 1 mantendo-se um movimento contínuo de cima para baixo ou para os lados durante 5 segundos (5 imersões de 1 segundo cada) e deixar escorrer bem;
· Submergir as lâminas na solução n 2 mantendo-se um movimento contínuo de cima para baixo ou para os lados durante 5 segundos (5 imersões de 1 segundo cada) e deixar escorrer;
· Submergir as lâminas na solução n 3 mantendo-se um movimento contínuo de cima para baixo ou para os lados durante 5 segundos (5 imersões de 1 segundo cada) e deixar escorrer bem;
· Lavar com água deionizada, secar ao ar na posição vertical e com o final da extensão voltado para cima.
· Microhematócrito
HEMATÓCRITO
Procedimento
· Preencher um tubo capilar com sangue até ¾ da sua altura;
· Fechar uma das extremidades com a massa seladora;
· Colocar o capilar na centrífuga e programar 11.500 rpm por 5 minutos;
	
· Resultado: A interpretação do resultado é feita em uma escala de leitura onde se limitam as marcas de 0 a 100, observando na escala o limite de separação da massa dos eritrócitos com o plasma.
CONTAGEM DE ERITRÓCITOS
Procedimento
· Acrescentar 4,0 mL do líquido diluidor (solução salina) à 0,02 mL (20 µL) da amostra (sangue);
· Após fixação da lamínula sobre a câmera de Neubauer preencher com o sangue diluído, proceder a contagem seguido do cálculo;
· Contar os eritrócitos presentes nos cinco campos – 4 laterais e 1 central) do quadrado central.
· Proceder a soma e multiplicar por 10.000.
· Na contagem de hemácias a diferença entre os quadrados (grupo de 16 quadradinhos) não deve ultrapassar 20 células.
ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS
· VCM - volume corpuscular médio – VCM= Ht / GV x 10
É calculado dividindo-se o hematócrito pelo número de eritrócitos e multiplicando-se por 10. Representa o tamanho médio dos eritrócitos e sua unidade é fentolitros (fL.).
Através do VCM classifica-se as anemias como:
· Macrocíticas – Hemácias acima de 100 fL (adulto). – Está associada à deficiência de vitamina B12,quimioterapia, doença hepática, hipotireoidismo emieloma
· Microcíticas – Hemácias abaixo de 80 fL (adulto). – Está associada à deficiência de ferro e talassemias
· Normocíticas
· HCM – hemoglobina corpuscular média– HCM= Hb/GV x 10
calculada dividindo-se a hemoglobina pelo número de eritrócitos e multiplicando-se por
10. Sua unidade é picogramas (pcg ou pg.)
· Valores normais – 27 a 32 pg
· CHCM - concentração de hemoglobina corpuscular média – CHCM= Hb/ Ht x 100
calculado pela razão entre hemoglobina e hematócrito deve ser expressa em %.
· Valores normais 32 a36%
· RDW (Red blood cell Distribution Width) – expressão numérica da anisocitose: fornecido por contadores automáticos, que indica a variação no volume (tamanho) dos eritrócitos determinando o grau de anisocitose.
· Valores normais: 11-14,5 %
OBS: Anisocitose - Variação no tamanho das hemácias
LEUCOGRAMA
Realizar coleta sanguínea
O leucograma é composto por:
Contagem de glóbulos brancos (WBC) e contagem diferencial
· Contagem de glóbulos brancos (WBC)
Procedimento
· Pipetar em tubo de ensaio 20 µL de sangue total para 400 µL de solução de Turk (ácido acético+azul de metileno), ou seja, diluir o sangue de 1:20: O líquido de turk lisa as hemácias mantendo a morfologia dos leucócitos.
· Homogeneizar e transferir aproximadamente 15 µL para a câmara de Neubauer.
· Deve-se observar a distribuição das células sobre o retículo. Na contagem a diferença entre os quadrados deve ser no máximo de 12 células.
· Contagem diferencial de leucócitos
Procedimento
· Com a objetiva de pequeno aumento, selecionar a área da extensão sanguínea própria para a contagem.
· Desprezar as regiões da “cabeça” e da “cauda” da extensão, utilizando -se apenas a região intermediária (corpo) para a contagem.
· Com a objetiva de imersão contar 100 leucócitos fazendo a diferenciação entre os diversos tipos de leucócitos, anotando separadamente cada um dos tipos contados.
· Para a contagem deve-se usar o método em “zigue-zague”.
· RESULTADO: A contagem diferencial de leucócitos é expressa em % (valor relativo).
· Exemplo: Se em 100 leucócitos contados foram observados 60 neutrófilos segmentados, o valor relativo para esse tipo de leucócito é 60%.
· Baseando-s e nos valores percentuais encontrados na contagem diferencial e na contagem global de leucócitos, pode-se calcular os valores absolutos para cada tipo de leucócito.
· Exemplo: Neutrófilos segmentados = 60% / Número global de leucócitos = 7.000/mm3 de sangue
· Número absoluto de neutrófilos segmentados por mm3 de sangue será:
· 60𝑥7000 100 = 4200/𝑚𝑚3
PLAQUETOGRAMA
· Método Indireto (método de Fônio):
· Colher o sangue total com EDTA e realizar extensão e coloração do mesmo modo utilizado para contagem diferencial de leucócitos.
· Contar as plaquetas existentes em 10 campos e fazer uma média do somatório das plaquetas encontradas nestes campos. Verificar campos que contenham aproximadamente 200 eritrócitos/campo para que a qualidade da contagem seja garantida.
· Multiplicar o resultado por 10000 obtendo assim o número de plaquetas/mm3 de sangue.
· Por exemplo: em 10 campos de aproximadamente 200 eritrócitos (portando em 2.000 eritrócitos) contaram-se 75 plaquetas. O número de eritrócitos do paciente era de 5.000.000/mm3 , assim o número de plaquetas/mm3 será:
75 plaquetas	2000 eritrócitos
x = ....................................... 5.000.000/mm3 (eritrócitos)
· x = 375.000 plaquetas/mm
· Método Direto
· Coletar sangue
· Realizar o hematócrito
· Determinar o volume plasmático (VP = VT – VGV).
· Deixar o sangue em repouso por 30 a 60 minutos a temperatura ambiente (não refrigerar) a fim de sedimentar as hemácias e obter um plasma rico em plaquetas.
· Enquanto o sangue sedimenta:
· Preparar a solução de formol 40%
– C1.V1=C2.V2
– 100.V1=40.10
– 100.V1=400
– = 4mL de Formol
· Solução diluente:
· 1 mL de formol 40%
· 99 mL de NaCl 0,85%
· Pipetar 4 mL da solução diluidora em um tubo de ensaio. Pipetar 20 µL do plasma obtido.
· A diluição é de 1:200. Vedar o tubo e homogeneizar várias vezes por inversão.
· Fazer a montagem com 15 ul da solução na câmara de Neubauer fixando a lamínula.
· Deixar em repouso por 5 a 10 minutos em placa de Petri com gaze úmida para a sedimentação das plaquetas.
· Proceder a contagem das plaquetas (objetiva x 40) nos 25 quadrados do retículo central (1 mm 2 ) usado para a contagem de hemácias. Sistematizar a contagem de modo que sejam contadas todas as plaquetas do interior do quadrado e as que estão sobre as linhas externas à esquerda e superior.
Tempo de coagulação
· Coletar sangue venoso, procurando escolher veia de fácil punção não mantendo o braço garroteado por muito tempo.
· Acionar o cronômetro tão logo o sangue comece a fluir na seringa.
· Aspirar 3 a 4 mL de sangue.
· Retirar a agulha da seringa e colocar aproximadamente 1 mL de sangue em cada um dos 2 tubos de hemólise tendo o cuidado de não fazer espuma.
· Incubar os tubos em banho-maria a 37ºC.
· Manter os tubos em repouso durante 4 minutos e passar então a examinar um dos tubos, a cada 30 segundos por ligeira inclinação até que possa ser inclinado aproximadamente noventa graus, sem que o sangue escorra pela parede do tubo.
· Anotar o tempo gasto para formar o coágulo.
· Inclinar então o segundo tubo de 30 em 30 segundos, semelhante ao primeiro.
· O tempo de coagulação será a média dos valores obtidos nos dois tubos.
· VALORES DE REFERÊNCIA: 5 a 9 minutos
Determinação da Retração do Coágulo
· 1. Após a realização do tempo de coagulação manter os tubos a 37ºC por mais duas horas.
· 2. Observar o coágulo de cada tubo ao término da 1ª e 2ª horas, sem os agitar durante os intervalos.
· VALORES DE REFERÊNCIA: Após a 1ª hora, a retração do coágulo de pelo menos 1 tubo deverá ser parcial ou total.
· Depois da 2ª hora a retração dos dois tubos deverá ser completa.
· Tempo de sangramento
· 1. Fazer a assepsia do lóbulo da orelhacom álcool a 70%.
· 2. Com a lanceta descartável fazer uma incisão de três milímetros de profundidade, permitindo que o sangue escoe livremente.
· 3. Ligar o cronômetro na ocasião do surgimento do sangue.
· 4. Usando papel de filtro, secar suavemente o local da incisão.
· 5. Quando o sangue deixar de manchar o papel, parar o cronômetro.
· 6. Registrar a duração da hemorragia como o tempo de sangria.
BIOQUÍMICA
· Ureia
AVALIAÇÃODA FUNÇÃO RENAL
· Condições: não exige jejum
· Amostra: soro, plasma ou urina
· Valor de referência: 10 à40 mg/dL
· Métodos: enzimático (urease)/colorimétrico.
· Tampão de uso:
Procedimento
Adicionar o conteúdo do frasco nº 2 (100 mL) a 400 mL de água destilada ou deionizada e misturar. Estável 12 meses em frasco âmbar entre 2-8 ºC.
· Oxidante de uso:
Adicionar o conteúdo do frasco nº 3 (25 mL) a 475 mL de água destilada ou deionizada e misturar. Estável 12 meses em frasco plástico entre 2-8 ºC.
· Urease tamponada:
Adicionar 1,0 mL de Urease (nº 1) a 20 mL do Tampão de Uso. Estável 21 dias em frasco de vidro âmbar entre 2-8 ºC.
· Tomar 3 tubos de ensaio e proceder como a seguir:
· Misturar e incubar a 37 ºC durante 5 minutos.
Misturar e incubar a 37 ºC durante 5 minutos. Determinar as absorbâncias do teste e padrão em 600 nm (580 a 620), acertando o zero com o branco. A cor é estável 2 horas.
	
· Creatinina
Procedimento
· Tomar 3 tubos de ensaio e proceder como a seguir:
Homogeneizar e incubar em banho-maria 37°C por 10 minutos. Ler as absorbância da Amostra e do Padrão em 510 nm (500 - 540 nm), acertando o zero com o Branco. A absorbância da Amostra será A1 e a do Padrão será P.
· Em seguida adicionar:
Homogeneizar e aguardar 5 minutos entre 15 e 30°C. Ler a absorbância A2 da Amostra em 510 nm (500 - 540 nm), acertando o zero com Branco. A reação de cor é estável por 30 minutos.
	
· Ácido úrico
Procedimento
· Tomar 3 tubos de ensaio e proceder como a seguir:
Misturar e incubar em banho-maria a 37 ºC durante 5 minutos. O nível água no banho deve ser superior ao nível do reagente nos tubos de ensaio. Determinar as absorbâncias do teste e padrão em 505 nm ou filtro verde (490-540 nm) acertando o zero com o branco. A cor é estável por 30 min.
AVALIAÇÃO DA FUNÇÃO HEPÁTICA
· Aspartato aminotransferase (AST)
Procedimento
NaOH de Uso. Transferir quantitativamente o conteúdo do frasco nº 3 (160 mL) para um balão volumétrico ou proveta, completar para 500 mL com água destilada.
Soro . 4 a 36 Unidades/mL UI =Unidades/mL x 0,482
· Alanina aminotransferase (ALT)
Procedimento
NaOH de Uso . Transferir quantitativamente o conteúdo do frasco nº 3 (160 mL) para um balão volumétrico ou proveta, completar para 500 mL com água destilada.
	
Soro . 4 a 32 Unidades/mL UI =Unidades/mL x 0,482
· Colesterol
Procedimento
· Proteínas totais
Procedimento
· Albumina
Procedimento
· Técnicas de semeadura Meios sólidos:
Esgotamento de alça
MICROBIOLOGIA MEIOS DE CULTURA
•Técnica utilizada para obtenção de crescimento bacteriano;
•Observação de propriedades bioquímicas da bactéria;
•A semeadura é feita da base do meio para a extremidade do mesmo
•Da base para a extremidade do meio. Picada
•Técnica utilizada para que se possa observar funções metabólicas.
Estria simples
•A estria pode ser realizada em movimento de zig- zag (estria sinuosa) ou como uma linha reta sobre o meio (estria reta).
Estria múltiplas para isolamento
•Consiste em espalhar o material com o auxílio de uma alça bacteriológica, fazendo estrias sucessivas até o esgotamento do material
· Catalase
Teste da catalase: retirar uma colônia da placa, colocá-la na lâmina e pingar água oxigenada. Observar a formação de bolhas, devido a reação de degradação do peróxido de hidrogênio em água e oxigênio, pela enzima catalase, produzida pelos estafilococos.
· TSI
Preparação:
Suspender 64.5g de pó em 1 litro de água destilada ou deionizada. Aquecer até ferver até que se dissolva completamente. Dispensar em tubos finais. Esterilizar em autoclave a 121°C por 15 minutos. Resfriar os tubos em uma posição inclinada de modo que o fundo tenha pelo menos 3.5cm de profundidade.
Técnica:
· Inocular o fundo do meio por perfuração e estrias na área inclinada com as colônias suspeitas retiradas do meio isolado.
· Incubar a 36± 1°C por 24 horas com as tampas frouxas favorecendo as trocas gasosas. A fermentação do açúcar é mostrada pela mudança do indicador vermelho fenol para amarelo. A concentração de glicose é de 1/10 se comparado com a lactose e sacarose, para uma detecção prévia de presença de bactérias fermentadoras somente de glicose. A fermentação da glicose é determinada na superfície (onde há condições aeróbicas) pela produção de íons de amônia e a mudança do indicador vermelho fenol para o vermelho (pH alcalino), enquanto que no fundo, onde há condições anaeróbicas, a fermentação da glicose é determinada pela produção de ácidos e mudança do indicador vermelho fenol para o amarelo (pH ácido). A fermentação de lactose e sucrose determinam uma reação ácida na superfície.
· A sacarose é adicionada ao Agar T.S.I. para eliminar alguns organismos fermentadores de sacarose e organismos não fermentadores de lactose, tais como Proteus e Citrobacter spp. O tiossulfato de sódio é reduzido a sulfito de hidrogênio que em seguida reage com o sal de ferro produzindo um típico sulfito de ferro preto. A produção de gás é determinada pela formação de bolhas em cima do ágar até uma fragmentação mais ou menos severa do mesmo.
· Ágar BEM (Levine)
Preparação
· Suspender 37,5 g do meio desidratado em 1 litro de água destilada ou deionizada.
· Levar lentamente a ebulição, com agitação constante até dissolução completa.
· Esterilizar em um autoclave a 121°C por 15 minutos
· Resfriar e manter o meio entre 44-47°C.
· Misturar bem para oxidar o azul de metileno e garantir uma suspensão homogênea do preciptado.
· Despejar em placas de Petri estéreis.
· Deixar solidificar sobre uma superfície fria.
· Secar em uma incubadora com as tampas parcialmente removidas.
· Inocular por estrias.
· Incubar a 37°C por 18 a 24 horas.
· Ágar citrato
Preparação:
Suspender 24,3g de pó em 1 litro de água destilada ou deionizada. Aquecer até ferver dissolvendo completamente. Dispensar nos tubos finais e esterilizar em autoclave a 121°C por 15 minutos. Deixar que o meio se solidifique numa posição inclinada.
· Tiras de oxidase
1. Com o auxílio de uma alça bacteriológica, transferir assepticamente uma ou duas colônias da bactéria em análise e espalhar sobre a superfície da área reagente da tira.
– Pingar uma gota de solução salina 0,85% estéril na tira de oxidase. Posteriormente, com o auxílio de uma alça bacteriológica, transferir assepticamente
uma ou duas colônias da bactéria em análise e espalhar sobre a superfície da área reagente da tira.
2. Observar o resultado em até 2 minutos.
· Ágar Mueller Hinton
· Embeber um swab estéril na suspensão bacteriana, retirar o excesso de líquido, comprimindo-o contra a parede do tubo, e semear suavemente, em todos os sentidos, na superfície do ágar Mueller Hinton.
· O tempo entre a semeadura na placa e a adição dos discos não deve ultrapassar 15 minutos.
· Colocar os discos de papel com o auxílio de uma pinça flambada, resguardando um espaço de, pelo menos, 2 cm do disco para a borda da placa e de, pelo menos, 3 cm entre um disco e outro;
· Medir o diâmetro dos halos na zona de inibição com régua apropriada, a utilização de paquímetro é recomendada.
6 - ANEXOS
	
6- REFERÊNCIAS
 Notícias/colunista-farmacia-o-que-faz-o-profissional-farmaceutico-nas-analises-clinicas
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Manual de Biossegurança. 2ª Ed. Editora Manole Ltda., Barueri, 2012.
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BAIN, Barbara J. Células sanguíneas: um guia prático. 4. ed. Porto Alegre (RS): Artmed, 2007.
FAILACE, Renato Rego. Hemograma: manual de interpretação. 5. ed. Porto Alegre: ARTMED, 2009.
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RAVEL, R. Laboratório Clínico: Aplicações Clínicas dos dados laboratoriais. 6ª Ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1997.
STRASINGER, S.K. Uroanálise e fluídos biológicos. São Paulo: Premier, 1998.
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