Relatório Diagnostico Laboratorial de Infecções Parasitárias

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UNIVERSIDADE PAULISTA
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS
CURSO: FARMÁCIA 
DISCIPLINA: DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE INFECÇÕES PARASITÁRIAS
 SANTOS, SP. 2023
INTRODUÇÃO.
A relação entre as populações de homens, vetores e agentes etiológicos é bastante complexa e não parece estar no horizonte, para os próximos anos, a miragem de uma vida livre de infecções (Barata, 2000).
Entre as doenças decorrentes da "pobreza", destacamos as parasitárias, ou as parasitoses. Entende-se que parasitismo é apenas um dentre muitos tipos de associação de dois organismos e não há um caráter único possível para rotular um animal como parasita (Wilson, 1980).
O parasita obtém alimento às expensas de seu hospedeiro, consumindo-lhe os tecidos e humores ou o conteúdo intestinal, sendo que o relacionamento do parasita com seu hospedeiro tem base nutricional não podendo lesar drasticamente o hospedeiro, evitando alterações comprometedoras, o que o faria perder o seu hospedeiro. O parasitismo ideal é aquele que não causa dano ao hospedeiro e, por conseguinte, não provoca doença. Isso é o que acontece com alguns parasitas que, ao longo de milhares de anos, se adaptaram de tal forma aos seus hospedeiros que passaram a viver outro tipo de relação entre dois organismos denominada simbiose. Por volta de 1860, os fundamentos da ciência chamada de parasitologia foram estabelecidos e os parasitas se tornaram então os responsáveis por importantes doenças do homem e dos seus animais domésticos. Apesar de muitos parasitologistas terem qualificações médicas, a parasitologia se estabeleceu como um ramo da história natural na metade do século 19; muitos dos personagens que se distinguiram na parasitologia eram médicos, zoólogos, ou de outros ramos da história natural. Embora houvesse muita especulação se os parasitas seriam os responsáveis pelas sérias condições patológicas apresentadas pelas doenças, foi nesse período que se constatou que a hidatidose e a trichinelose tinham como agentes patogênicos os parasitas (Foster, 1965).
Segundo Foster, a história da parasitologia não é uma história de grandes eventos; ela se desenrolou ao longo dos séculos 19 e 20 nos laboratórios das universidades, na grande maioria das vezes, em precárias condições. Os maiores avanços e descobertas da parasitologia tropical foram realizados por homens isoladamente ao redor do mundo pertencentes a algumas universidades: Army e Laveran, na Argélia; Bunch, na África do Sul; Ross, na Índia; Manson, na China; e Bancroft, Queensland e Wucherer, no Brasil. Na Europa, podemos destacar Rudolphi, Von Siebold e Leuckhart, apoiados por grandes universidades e Kcheinmeister e Cobbold, indivíduos independentes, que nunca tiveram posição acadêmica de muita importância. Em 1872, Timoty Lewis localizou o nematóide causador da filariose no sangue de hematúricos, denominando-o Filaria sanguinis hominis. Os primeiros relatos dos parasitas adultos apareceriam anos depois em um abscesso linfático examinado por Bancroft. Manson, atento a essas observações, desvendou grande parte do ciclo da filária, entre 1877 e 1878. Conseguiu comprovar o mecanismo de infecção pelo mosquito Culex e a "periodicidade" que a filária realizava invadindo a circulação periférica ao cair da tarde e refluindo durante o dia, de acordo com o ciclo de vida do vetor, através da dissecação progressiva dos mosquitos (Foster, 1965).
A descoberta de Manson consagrou um novo modelo de experiência e reformulou uma série de questões no campo da patologia. Questões que requeriam novos saberes e dinâmicas de pesquisa para dar conta dos complexos ciclos de vida dos parasitos patogênicos, envolvendo mudança de hospedeiros e numerosas adaptações e metamorfoses nos organismos parasitados e no meio externo (Benchimol, 2000).
DESENVOLVIMENTO.
Aula 1 – Roteiro 1 - Exame coproparasitológico para pesquisa de protozoários (Sheater ou Faust).
OBJETIVO: Mostrar ao aluno a técnica de exame de fezes para pesquisa de protozoários.
Técnica de Sheater: Exame coproparasitológico para pesquisa de protozoários.
Finalidade: Exame coproparasitológico qualitativo com princípio de centrífugo-flutuação para pesquisa de cistos e oocistos de protozoários intestinais.
Procedimento:
1. Utilizar 11 ml de solução B (Solução B corresponde a 3 partes de solução A e 1 parte de água, a solução A é constituída por 1 Kg de açúcar em 781,25 ml de água).
2. Pegar 1 g de fezes.
3. Homogeneizar aos poucos os 11 ml de solução B no 1 grama de fezes em um copo plástico.
4. Coar com tamis para outro copo.
5. Preencher o falcon (tubo de centrífuga), equilibrar o peso de 2 tubos.
6. Centrifugar por 10 minutos a 1600 rpm.
7. Flambar a alça bacteriológica.
8. Esfriar em recipiente com água.
9. Pegar uma gota da flutuação.
10. Pingar uma gota na lâmina.
11. Cobrir a lâmina com lamínula.
12. Levar ao microscópio para leitura de 100x.
 
 
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Técnica de Faust:
Procedimento:
1. Pegar 1 g de fezes.
2. Homogeneizar 1 grama de fezes em 10 ml de água em um copo plástico.
3. Coar com tamis para outro copo.
4. Colocar a suspensão no falcon (tubo de centrífuga), equilibrar o peso em 2 tubos.
5. Centrifugar 3x a 2500 rpm durante 1 minuto, descartar o sobrenadante entre uma centrifugação e outra.
6. Homogeneizar tudo com 10 ml de sulfato de zinco.
7. Centrifugar por 1 minuto a 2500 rpm.
8. Manter o tubo em repouso por 5 minutos.
9. Coletar 1 gota do sobrenadante com alça bacteriológica.
10. Colocar em uma lâmina.
11. Corar com 1 gota de lugol.
12. Observar no microscópio em aumento de 100 x.
	Materiais
	Quantidade
	Solução B de açúcar [3 partes de A (solução A consta de 1 kg de açúcar para 781,25 ml de água) e 1 parte de água]
	
	Copos descartáveis
	
	Coador (tamis)
	
	Palitos de madeira
	
	Tubo de centrífuga (falcon de 15 ml) e centrífuga
	
	Alça bacteriológica
	
	Lâminas e lamínulas
	
	Fezes
	
	Sulfato de zinco a 33%
	
	Lugol
	
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
 
 
 
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AULA 1 – ROTEIRO 2 - Identificação de lâminas de protozoários, helmintos e artrópodes em Lâminas (microscópio).
OBJETIVO: Mostrar ao aluno a identificação dos protozoários em lâminas prontas.
Lâminas de protozoários:
Procedimento:
1. Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz através de movimento do revólver.
2. Colocar a lâmina (com lamínula para cima) na platina.
3. Encostar o condensador na lâmina e ligar a luz.
4. Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o parasito em imagem nítida.
5. Aperfeiçoar o foco com o parafuso micrométrico e observar a imagem com as respec- tivas estruturas indicadas pelo professor (que podem ser detectados neste aumento).
6. Repetir o processo utilizando as outras objetivas até a objetiva de 40X, porém, nesta não utilizar mais o parafuso macrométrico para foco e sim o parafuso micrométrico.
7. Ajustar a iluminação, se necessário.
	Materiais
	Quantidade
	
	
	Lâminas dos parasitas (laminário UNIP)
	
	Microscópio
	
	Lenços de papel
	
 
 
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AULA 2 – ROTEIRO 1 - Exame coproparasitológico para pesquisa de helmintos I (Willis). 
OBJETIVO: Mostrar ao aluno a técnica de exame de fezes para a pesquisa de ovos de helmintos.
Técnica de Willis Moolay: Exame coproparasitológico para pesquisa de ovos de helmintos.
Finalidade: Exame coproparasitológico qualitativo com princípio de flutuação para pesquisa de ovos de helmintos.
Procedimento:
1. Pegar 3,0 gramas de fezes.
2. Homogeneizar 3,0 gramas de fezes em 40 ml de solução saturada de NaCl (35%) em um copo plástico.
3. Coar com tamis e gaze para outro copo.
4. Sobre uma placa de Petri, preencher um borel (tubo plástico de filme) com a sus- pensão de fezes coado, até formar um menisco convexo (solução deve ultrapassar leve- mente a parte superior do borel) na borda do borel.
5. Colocar a lamínula sobre o menisco, com cuidado para não formar bolhas.
6.Deixar a lamínula em repouso de 10 a 15 minutos.
7. Arrastar a lamínula para cima da lâmina.
8. Levar ao microscópio para leitura de 10x e 40x
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	Materiais
	Quantidade
	Solução hipersaturada de cloreto de sódio (35%, sendo 350 g de sal para 1 litro de água)- Usar 40 ml, aproximadamente
	
	Copos descartáveis
	
	Coador (tamis)
	
	Gaze
	
	Palitos de madeira
	
	Borel
	
	Placa de Petri
	
	Lâminas e Lamínulas
	
	Fezes
	
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
Atividade de Fixação
1. Discutir sobre as técnicas utilizadas nesta aula, seus princípios de diagnóstico e quais ovos de parasitas podemos identificar.
Esta técnica é indicada para diagnóstico de nematóides cujos ovos são leves, tais como: Ancylostoma spp, Spirocerca lupi; e também pode ser usada para oocisto de coccídios (Cystoisopora, Sarcocystis, Toxoplasma). 
2. Estabeleça uma orientação ao paciente de como deve ser coletada a amostra de fezes e o encaminhamento dela até a laboratório.
– Colher fezes em recipiente limpo de boca larga, tomando cuidado de não contaminar as fezes com a urina ou água do vaso sanitário. 
– Pegar uma porção de fezes coletada do tamanho de uma moeda e passar para o frasco fornecido pelo laboratório. Se for observado presença de muco ou sangue, colher também essa porção “feia” das fezes, sendo muito importante para análise. 
– Tampar bem o frasco e identificar com seu nome completo e encaminhar ao laboratório. 
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AULA 3 – ROTEIRO 1 - Exame coproparasitológico direto a fresco. 
OBJETIVO: Mostrar ao aluno a identificação de trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários e de ovos e larvas de helmintos.
Procedimento:
1. Colocar duas a três gotas de salina a 0,85% em uma lâmina de vidro.
2. Tocar com a ponta de um palito em vários pontos das fezes, transferindo uma peque- na porção para a lâmina de microscopia.
3. Espalhar as fezes, fazendo um esfregaço, colocar uma lamínula e examinar ao mi- croscópio. Obs.: A espessura do esfregaço não deve impedir a passagem de luz.
4. Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz através de movimento do revólver.
5. Colocar a lâmina (com lamínula para cima) na platina.
6. Encostar o condensador na lâmina e ligar a luz.
7. Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o parasito em imagem nítida.
8. Aperfeiçoar o foco com o parafuso micrométrico e observar a imagem das respec- tivas estruturas indicadas pelo professor (que podem ser detectados neste aumento).
9. Ajustar a iluminação.
	Materiais
	Quantidade
	Fezes
	
	Lâminas e lamínulas
	
	Microscópio
	
	Lenços de papel
	
	Solução salina a 0,85%
	
	Pipetas Pasteur ou palitos de madeira
	
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
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AULA 3 – ROTEIRO 2 - Exame coproparasitológico para pesquisa de helmintos (Hoffman).
OBJETIVO: Proporcionar a realização da técnica de exame de fezes para pesquisa de ovos “pesados” de helmintos, em especial da classe Cestoda e Trematoda.
Técnica de Hoffman: Exame coproparasitológico para pesquisa de ovos “pesados” de helmintos.
Finalidade: Exame coproparasitológico qualitativo com princípio de sedimentação para pesquisa de ovos de helmintos.
Procedimento:
1. Pegar 5 a 10 g de fezes.
2. Homogeneizar estas fezes em 250 a 300 ml de água.
3. Filtrar a suspensão de fezes para um cálice de sedimentação e aguardar cerca de 25 minutos.
4. Desprezar 2/3 do sobrenadante.
5. Acrescentar água até a borda do cálice.
6. Aguardar cerca de 25 minutos.
7. Repetir o procedimento, até a solução ficar “limpa”.
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8. Pipetar o sedimento para uma lâmina.
9. Cobrir a mesma com lamínula.
10. Observar no microscópio com aumento de 40x.
	Materiais
	Quantidade
	Água
	
	Copos descartáveis
	
	Coador (tamis)
	
	Gaze
	
	Palitos de madeira
	
	Cálice de sedimentação
	
	Pipeta Pasteur
	
	Lâminas e Lamínulas
	
	Fezes
	
	Microscópio
	
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
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AULA 4 – ROTEIRO 1 - Exame coproparasitológico para pesquisa de larvas.
OBJETIVO: Mostrar ao aluno a identificação de larvas de parasitas intestinais utilizando a técnica de Rugai.
Procedimento:
1. Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes e envolvê-lo em gazes, fa- zendo uma pequena “trouxa”.
2. Colocar o material assim preparado, (trouxa) com a abertura voltada para cima, num cálice de sedimentação, preso por um barbante e um palito atravessado no copo de sedimentação contendo água aquecida (45 ºC), em quantidade suficiente para entrar em contato com as fezes somente na parte de baixo da “trouxinha.”
3. Deixar em repouso por uma hora.
4. Pegar o sedimento no fundo do cálice, com ajuda de uma pipeta.
5. Colocar 1 gota deste sedimento em uma lâmina de vidro, acrescentar 1 gota de lugol e recobrir com uma lamínula.
6. Colocar a objetiva de menor aumento na direção da luz através de movimento do revólver.
7. Colocar a lâmina (com lamínula para cima) na mesa de platina do microscópio.
8. Encostar o condensador na lâmina e ligar a luz.
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)
9. Movimentar o parafuso macrométrico até focalizar o parasito em imagem nítida.
10. Aperfeiçoar o foco com o parafuso micrométrico e observar a imagem das respec- tivas estruturas (larvas) indicadas pelo professor.
11. Ajustar a iluminação, se necessário.
	Materiais
	Quantidade
	
	
	Lâminas e lamínulas de vidro
	
	Microscópio
	
	Lenços de papel
	
	Cálices de sedimentação
	
	Pipetas Pasteur descartável
	
	Gaze
	
	Fezes ou terra fresca e úmida de jardim
	
	Barbante
	
	Água aquecida exatamente a 45 ºC
	
	Lugol
	
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
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Atividade de Fixação
1. Sobre a Técnica de Rugai realizada nesta aula prática, qual seria a melhor forma de orientar a paciente sobre a coleta da amostra biológica?
Nessa Técnica é necessário que o paciente traga as fezes em 
estado sólido, frescas e sem conservantes.
2. Correlacione estas técnicas realizadas em aula prática e quais parasitas podemos identificar em cada uma delas, baseado no ciclo de vida do parasita.
O Exame Parasitológico de Fezes pode utilizar de vários métodos para o diagnóstico de enteroparasitas. Nesta aula aprendemos o Método de Rugai, que se baseou na migração de larvas, nesse caso é observado principalmente larvas de Strongyloides stercoralis.
3. Elabore um laudo clínico laboratorial padrão para descrever os parasitas humanos diagnosticados por todas as técnicas vistas em nossas aulas práticas.
REFERÊNCIAS.
Barata RB 2000. Cem anos de endemias e epidemias. Ciência & Saúde Coletiva 5(2):333-345.
Benchimol JL 2000. A instituição da microbiologia e a história da saúde pública no Brasil. Ciência & Saúde Coletiva 5(2):265-292.
Ferreira MV, Ferreira CS & Monteiro CA 2000. Tendência secular das parasitoses intestinais na infância na cidade de São Paulo (1984-1996). Revista de Saúde Pública 34(6):73-82.
Foster WD 1965. A history of parasitology E & S Livington Ltda, Edimburgo-Londres
Matos MR 2000. Malária em São Paulo Epidemiologia e História Editora Hucitec, São Paulo
Nunes ED 2000. Sobre a história da saúde pública: idéias e autores. Ciência & Saúde Coletiva 5(2):251-264.
Wilson RA 1980. Introdução à parasitologia EPU, São Paulo.