RELATÓRIO FARMACOLOGIA APLICADA À BIOMEDICINA

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO: BIOMEDICINA 
 
DISCIPLINA: FARMACOLOGIA APLICADA À BIOMEDICINA 
 
NOME DO ALUNO: SIMONE SOUZA FAGUNDES 
 
R.A: 2027520 POLO: SETOR BUENO/ GOIÂNIA 
 
 
DATA: 30/ 09 / 2021 
 
 
 
 
 
AULA 03 – 
ROTEIRO 01 – Determinação da presença de ácido salicílico em comprimidos de ácido 
acetilsalicílico de diferentes procedências. 
 
OBJETIVO 
 
Determinar a presença de ácido salicílico em comprimidos de ácido acetilsalicílico de 
diferentes procedências. 
De referência (Aspirina®), similares (AAS®, Melhoral® etc.) e genéricos (de diferentes 
laboratórios). 
Armazenados em cartelas íntegras e violadas e mantidas em diferentes condições de 
temperatura e umidade 
INTRODUÇÃO: 
O ácido acetilsalicílico vem sendo usado como analgésico e antipirético por 
centenas de milhares de pessoas desde a sua descoberta há mais de cem anos. A 
despeito da sua idade, o ácido acetilsalicílico ainda é o padrão para comparação e 
avaliação de novas substâncias e uma das drogas mais amplamente estudadas (ANVISA, 
2011). 
O ácido acetilsalicílico pertence ao grupo de fármacos anti-inflamatórios 
nãoesteróides, com propriedades analgésicas, antipiréticas e anti-inflamatórias. Seu 
mecanismo de ação baseia-se na inibição irreversível da enzima ciclo-oxigenase, 
envolvida na síntese das prostaglandinas (ANVISA, 2011). 
A qualidade de um medicamento é um atributo de caráter não apenas comercial, 
mas também legal e moral. No campo da saúde, o não cumprimento das exigências e 
qualidades consideradas imprescindíveis podem acarretar sérias implicações como, falta 
de eficácia no tratamento devido à subdosagem terapêutica e efeitos tóxicos provocados 
por superdoses terapêuticas (KOHLER et al., 2009). 
De acordo com a Avisa, 2011 a classificação do medicamento de referência como 
medicamento inovador registrado no órgão federal responsável pela vigilância sanitária e 
comercializado no País, cuja eficácia, segurança e qualidade foram comprovadas 
cientificamente junto ao órgão federal competente, por ocasião do registro. Ainda 
segundo Anvisa (2011), os medicamentos similares devem possuir o mesmo fármaco, 
 
mesma concentração, forma farmacêutica, via de administração, posologia e indicação 
terapêutica de um medicamento de referência, mas que não passaram por testes que 
comprovem igual efeito no mesmo espaço de tempo do que o medicamento de 
referência, não sendo, portanto considerados cópias fiéis destes. 
 
MATERIAIS 
 
Materiais Quantidade/ grupo 
Ácido salicílico (pó) 20mg por grupo 
Comprimido de Aspirina 500mg 3 por grupo 
Comprimido Ácido Acetilsalicílico 500mg similar marca 1 1 por grupo 
Comprimido Ácido Acetilsalicílico 500mg similar marca 2 1 por grupo 
Comprimido Ácido Acetilsalicílico 500mg genérico lab. 01 1 por grupo 
Comprimido Ácido Acetilsalicílico 500mg genérico lab. 02 1 por grupo 
Comprimido Ácido Acetilsalicílico 500mg genérico lab. 03 1 por grupo 
Cloreto férrico 1% 300ml por grupo 
Água em pisseta 1 por grupo 
Béquer de 15ml 10 por grupo 
Pipeta Pasteur 6 por grupo 
Pipeta de 5ml 1 por grupo 
Bastão de Vidro 1 por grupo 
 
PROCEDIMENTO 
 
→ Para o preparo da curva padrão de ácido salicílico, preparar uma solução padrão de 
ácido salicílico 1 mg/mL: pesar 20 mg(10mg) de ácido salicílico em balança analítica 
e, em seguida, adicionar solução de cloreto férrico (FeCl3) a 1% até o volume final 
de 20 mL (10 ml). 
→ Essa solução deve ser utilizada para o preparo da curva padrão de ácido salicílico, 
nas seguintes concentrações: 
→ 1 mg/mL, (10 ml) essa é a solução que foi preparada 
→ 0,5 mg/mL, (pegar 5 ml da solução que foi preparada + 5 ml de cloreto férrico 1%) 
→ 0,25 mg/mL, (pegar 5 ml da solução anterior + 5 ml de cloreto férrico 1%) 
→ 0,125 mg/mL, (pegar 5 ml da solução anterior + 5 ml de cloreto férrico 1%) 
 
→ 0,0675 mg/ mL e (pegar 5 ml da solução anterior + 5 ml de cloreto férrico 1%) 
→ 0,03125 mg/mL (pegar 5 ml da solução anterior + 5 ml de cloreto férrico 1%) 
→ (diluição 1:1). 
→ Preparar 10 mL de cada uma das soluções acima e acondicionar cada solução em 
um béquer de 15 mL. 
 
SOLUÇÃO SERÍADA 
→ Uma diluição seriada é uma técnica na qual se realizam várias diluições 
progressivas. 
→ Inicia com a solução mais concentrada chegando a soluções menos concentradas, 
amplificando o fator de diluição rapidamente. 
→ A fonte do material de diluição (soluto) para cada etapa é proveniente do material 
diluído da etapa anterior. 
→ Em uma diluição em série, o fator de diluição total é o produto dos fatores de 
diluição em cada etapa. 
→ Diluições em série são usadas para criar com precisão soluções extremamente 
diluídas, bem como soluções para experimentos que exigem uma curva de 
concentração. 
→ A técnica é útil quando há escassez do volume do concentrado ou do diluente, 
havendo necessidade de minimizar seu uso, ou quando há necessidade de diversas 
diluições. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESULTADOS 
 
Preparo da Curva Padrão e Resultado 
→ Volume(mg/ml) 1,0 0,5 0,25 0,125 0,0675 0,03375 
 Amostra 
Aspirina seco X 
Aspirina úmida X 
Aspirina , úmida 
(fora da cartela) 
 X 
Genérico Seco X 
Similar úmido X 
 
 
 
Diluição da Solução Padrão 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DISCUSSÃO 
 
→ O ácido acetilsalicílico (AAS) é utilizado como antipirético, analgésico, anti-
inflamatório, sendo um fármaco de alto consumo e comercialização em todo mundo. 
→ O AAS tem como percussor o ácido salicílico que também é produto da sua 
degradação. 
→ A síntese do ácido acetilsalicílico é feita industrialmente pela acetilação do ácido 
salicílico, utilizando anidrido acético em meio ácido. 
→ Quando se observa ácido salicílico em pequenas quantidades em ácido 
acetilsalicílico, é considerado impureza. Isso ocorre quando o processo sintético é 
insatisfatório. 
→ O ácido salicílico apresenta potencial tóxico maior do que o ácido acetilsalicílico, daí 
a importância de se estimar sua concentração nos comprimidos. 
 
 
 
 
 
 
 
→ A síntese do ácido acetilsalicílico possui como catalisador o ácido sulfúrico 
(H2SO4). Na equação acima, podemos observar que o anidrido acético (1) é 
quebrado em duas moléculas (2). Uma delas ataca o benzeno e retira o grupo OH 
(3), e a outra une-se ao grupo OH que saiu do benzeno e forma o ácido acético (4). 
 
 
 
 
 
 
Síntese do Ácido Acetilsalicílico 
 
→ Duas principais hipóteses podem explicar o alto teor de ácido salicílico presente em 
medicamentos à base de ácido acetilsalicílico. 
→ A primeira é que a síntese do ácido acetilsalicílico não foi realizada adequadamente. 
→ A segunda, que o ácido acetilsalicílico sofreu hidrólise durante o processo de 
armazenamento do medicamento. 
→ Para a detecção de ácido salicílico nas amostras, foi utilizado o cloreto férrico 
(FeCl3), que forma um complexo tri-quelado com o ácido salicílico, que adquire 
coloração arroxeada. Quanto mais intensa a cor, maior a concentração de ácido 
salicílico na amostra. 
→ O presente experimento não permite quantificar o ácido salicílico em cada 
comprimido, mas sim determinar qualitativamente a presença dessa substância. 
→ Nesse contexto, a curva de ácido salicílico serve como um padrão visual para a 
estimativa da intensidade da cor em cada amostra. 
 
 
 
AULA 03 - 
ROTEIRO 02 – Determinação da excreção do ácido salicílico pela urina. 
 
OBJETIVO 
Determinar a excreção de ácido salicílico pela urina. 
 
MATERIAIS 
 
MATERIAIS QUANTIDADE (Por 
grupo/turma) 
Tubos de ensaio 02 por grupo 
Comprimidos de Ácido Acetilsalicílico 50mg 02 por grupo 
Coletor de urina 02 por grupo 
Cloreto Ferrico a 10% 5ml por grupoEstante 1 por grupo 
Pipeta de Pasteur 1 por grupo 
Fita de pH 1 por grupo 
 
 
PROCEDIMENTO 
 
→ Um estudante de cada grupo fará ingestão de 1 grama de ácido acetilsalicílico 
(aspirina) na noite anterior ao trabalho experimental e coletará a primeira urina na 
manhã seguinte, a fim de se proceder ao seguinte experimento (como alternativa, o 
professor poderá tomar os comprimidos e coletar a urina): 
→ Colocar aproximadamente 2 ml de urina em um tubo de ensaio. 
→ Colocar em outro tubo de ensaio 2 ml de urina de um estudante que não tomou 
aspirina. 
→ Adicionar em ambos os tubos, 6 gotas de cloreto férrico a 10%. 
→ Observar o aparecimento de coloração violácea no tubo 01. 
→ Com a fita de pH, determinar o pH de cada amostra de urina. 
 
 
RESULTADOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
DISCUSSÃO 
→ Os salicilatos são mormente hidrolisados a salicilato no trato gastrointestinal, no 
fígado e no sangue, e posteriormente metabolizados no fígado. 
→ O ácido acetil salicílico também sofre metabolização por esterases da mucosa 
 
digestiva, que o hidrolisam a ácido salicílico, e por estearases hepáticas, que dão 
origem a vários metabólitos inativos. 
→ A cinética da eliminação do ácido salicílico depende da dose, uma vez que o 
metabolismo é limitado pela capacidade das enzimas hepáticas. É uma cinética de 
1ª ordem. Quando, no organismo, estão presentes doses terapêuticas, o ácido 
salicílico é metabolizado no fígado e eliminado em 2-3h. A eliminação é 
essencialmente renal (90%), principalmente como ácido salicílico livre e metabólitos 
conjugados: 
→ 75% na forma de ácido salicilúrico; 
→ 15% na forma de glucurónicos; 
→ 10% na forma de ácido salicílico. 
→ A excreção de salicilato livre é extremamente variável e depende da dose e do pH 
urinário. 
→ Na urina alcalina, mais de 30% do fármaco ingerido pode ser eliminado como 
salicilato livre, enquanto que na urina ácida essa porcentagem pode ser de apenas 
2%. 
→ Portanto, deve-se observar a coloração violácea somente nos tubos que contêm 
urina do integrante que tomou os comprimidos, sendo a intensidade da cor 
dependente do pH da urina. 
 
AULA 01 – 
ROTEIRO 01 – Cromatografia em Papel 
OBJETIVO 
Princípio de separação de diferentes substâncias por cromatografia. Discutir os 
tipos de cromatografia e suas aplicações no isolamento de princípios ativos de plantas. 
INTRODUÇÃO 
 De acordo com COLLINS, 1995 a cromatografia é um dos métodos de separação 
físico-químico mais utilizados por analistas na separação de misturas organoquímicos. 
Neste tipo de cromatografia, uma amostra líquida flui por uma tira de papel absorvente 
disposto verticalmente. O papel é composto por moléculas de celulose que possuem 
uma forte afinidade pela água presente na mistura de solvente, mas muito pouca 
afinidade pela fase orgânica, atuando como suporte inerte contendo a fase estacionária 
aquosa (polar). A medida que o solvente contendo o soluto flui através do papel, uma 
 
partição deste composto ocorre entre a fase móvel orgânica (pouco polar) e a fase 
estacionária aquosa. Desta forma, parte do soluto deixa o papel e entra na fase móvel 
do a fase móvel alcança uma seção do papel que não contém soluto, o fenômeno de 
partição ocorre novamente, só que agora o soluto é transferido da fase móvel para a 
fase estacionária. Com o fluxo contínuo de solvente, o efeito desta partição entre a fases 
móvel e estacionária possibilita a transferência do soluto do seu ponto de aplicação no 
papel, para um outro ponto localizado a alguma distância do local de aplicação no 
sentido do fluxo de solvente 
 
MATERIAIS 
 
Materiais Quantidade/ grupo 
Folhas de Espinafre Até completar o almofariz 
Etanol absoluto acondicionado em pisseta 100ml por grupo 
Béquer de 50ml 1 por grupo 
Papel de Filtro tiras de 5cm x 20cm 1 por grupo 
Macerador (almofariz + pistilo) 1 por grupo 
Funil + papel filtro 1 por grupo 
Filme plástico 1 por grupo 
 
PROCEDIMENTO 
 
→ Acondicione as folhas de espinafre inteiras ou em pedaços no almofariz limpo, 
contendo etanol o suficiente para cobrir as folhas. 
→ Quanto mais folhas, mais concentrada será a solução. 
→ Após macerar bem, deixe descansar por 40 minutos e filtre para retirar os resíduos 
sólidos. 
→ Acondicione e extrato de folhas de espinafre no béquer. 
→ Mergulhe a tira de papel de filtro na solução, deixando-a imersa aproximadamente 
0,5 cm. 
→ Espere até o extrato subir por capilaridade por toda a extensão do papel de filtro. 
→ Retire o papel do béquer, deixe secar e analise os resultados obtidos. 
→ Identifique a banda das clorofilas a e b (verdes), xantofila (amarela) e caroteno 
(laranja). 
 
 
RESULTADOS 
 
 
 
 
 
DISCUSSÃO 
 
→ A cromatografia é uma técnica que permite a separação e a detecção de solutos em 
solução, e uma de suas aplicações é identificar compostos químicos presentes em 
extratos vegetais. 
→ O princípio da técnica é separar os diferentes solutos presentes em uma solução 
complexa (por exemplo, o extrato das folhas de uma planta medicinal) por meio da 
interação diferencial de cada um desses solutos com uma fase móvel (um solvente 
que percorre todo o aparato de cromatografia) e uma fase estacionária (uma matriz, 
que pode ser sólida, líquida ou gasosa). 
→ Na cromatografia em papel, utiliza-se uma tira de papel constituída de celulose 
praticamente pura (papel de filtro, por exemplo), que absorve até 22% de água. 
→ É essa água que funciona como fase estacionária líquida e que interage com a fase 
móvel, também líquida, e constituída por um ou mais solventes orgânicos. 
→ Quando a fase móvel entre em contato com a fase líquida, as diversas substâncias 
presentes na solução-problema são separadas em resposta à diferença de afinidade 
entre a fase estacionária e a fase móvel. 
→ Substâncias polares tendem a interagir mais fortemente com a água e migram 
pouco pelo papel, enquanto substâncias apolares tendem a acompanhar o solvente 
orgânico, que também é apolar ou que apresenta regiões apolares em suas 
moléculas (como, por exemplo, o etanol). 
→ Nas folhas das plantas, cada tipo de pigmento possui uma estrutura química 
definida, com um padrão específico de duplas ligações conjugadas, o que determina 
a absorção seletiva de certos comprimentos de onda e, consequentemente, a sua 
coloração característica. 
→ Em decorrência disso, a clorofila a é verde azulada, a clorofila b é verde amarelada, 
as xantofilas são amarelas e o β-caroteno é alaranjado. 
→ Além de apresentarem colorações características, esses pigmentos também 
apresentam diferentes afinidades pelos diversos solventes orgânicos e pela água, o 
que se deve à proporção de radicais hidrofóbicos ou hidrofílicos que cada um deles 
possui. 
 
 
→ O pigmento flavina dos alimentos brancos pode proteger o sistema imunológico 
reforçando suas defesas, favorecer a renovação celular e colaborar na manutenção 
e formação dos ossos. 
→ O licopeno, presente nos alimentos vermelhos, ajuda a regular os batimentos 
cardíacos, são primordiais ao funcionamento dos músculos e do sistema nervoso. 
Possuem efeito antioxidante atuando contra os radicais livres, na prevenção do 
stress, previnem contra o aparecimento de cânceres além de incitarem a circulação 
sanguínea. 
→ O betacaroteno, um tipo de carotenoide e pigmento dos alimentos amarelados ou 
alaranjados, promove a manutenção dos cabelos e dos tecidos, melhoram a visão 
noturna, agem no metabolismo das gorduras. 
→ As antocianinas responsáveis pela cor arroxeada ou azulada dos alimentos auxiliam 
na transformação de carboidratos e outros nutrientes em energia. 
→ A clorofila dos alimentos verdes possui propriedades anticancerígenas, efeito 
desintoxicante das células e poder de inibição dos radicais livres. Alimentos marrons 
promovem o funcionamento regular do intestino e ajudam a controlar o colesterol, 
diabetes, entre outros.→ Outras substâncias estão presentes em diferentes componentes das plantas (folhas, 
flores, raízes, caule etc.) e, independentemente de apresentarem ou não cor, podem 
ser separadas por cromatografia. Essa é a técnica mais utilizada para se separar 
potenciais princípios ativos de plantas medicinais. 
→ Diversas outras técnicas de cromatografia, além da realizada em papel, estão 
disponíveis, como, por exemplo, a cromatografia em camada delgada, a 
cromatografia em coluna, a cromatografia líquida de alta performance (HPLC) e a 
cromatografia a gás, o que permite uma ampla gama de utilizações. 
 
AULA 02 
ROTEIRO 01 – Análise do Perfil de Dissolução da glibenclamidia 
 
OBJETIVO 
Comparar, pela análise do perfil de dissolução, a intercambialidade de medicamentos 
genéricos de glibenclamida 5 mg em relação ao medicamento de referência Daonil® 
(glibenclamida 5 mg, Sanofi-Aventis). 
 
INTRODUÇÃO 
 
 A glibenclamida (GLIB) é um fármaco de segunda geração, administrado por via 
oral na forma de comprimidos, utilizado para o tratamento de Diabetes mellitus. GLIB 
possui baixa solubilidade aquosa, o que pode levar a uma baixa liberação a partir de 
formas farmacêuticas sólidas no teste de dissolução e, portanto, a variabilidades no 
tratamento. 
 Apresenta baixa biodisponibilidade relacionada ao fato de ser insolúvel em água e, 
conseqüentemente, taxas reduzidas de liberação do fármaco em testes in vitro 
(dissolução). números esforços em todo o mundo têm sido conduzidos na tentativa de 
aumentar a solubilidade e melhorar a biodisponibilidade de fármacos com características 
semelhantes à GLIB. Recursos técnicos como a micronização, a dispersão molecular, a 
incorporação de tensoativos, a complexação de inclusão em ciclodextrina e a 
transformação da fase sólida em formas polimorfas ou amorfas têm sido empregadas no 
caso da GLIB (Ghosh et al., 1998; Hassan et al., 1991). 
 
 
MATERIAIS 
MATERIAIS QUANTIDADE (por 
aluno) 
Balança milesimal Bancada 
Glibenclamida com  100% de pureza Qsp/grupo 
Tampão fosfato 0,1 mol/L, Ph 7,3 Qsp/grupo 
Metanol 100% Qsp/grupo 
Comprimidos de Doanil® (glibenclamida 5 mg, Sanofi-
Aventis), e de glibenclamida de 5mg, genéricos, de 
diferentes marcas (duas marcas; pode-se, alternativamente, 
utilizar o medicamento similar). 
Qsp/grupo 
Espectofotômetro ultravioleta/ visível Bancada 
Agitador Magnético com aquecimento Bancada 
pHmetro Bancada 
 
PROCEDIMENTO 
 
1) Preparo da curva padrão de glibenclamida: 
→ Pesar (250 mg ou 0,25 g) de glibenclamida padrão e diluir em metanol em 
volume final de 250 mL; 
→ Preparar soluções de 1, 0,5, 0,25, 0,125, 0,0625 mg/mL a partir da solução 
padrão, em volume final de 10 mL cada. 
→ Determinar a absorbância das amostras a partir da leitura, em 
espectrofotômetro, no comprimento de onda de 225 nm. Plotar em gráfico 
concentração versus absorbância. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2) Teste de perfil de dissolução: 
→ Acondicionar 6 comprimidos inteiros do medicamento Daonil®, (Sanofi-Aventis) em 
um tamiz plástico, o que corresponde a 30 mg de princípio ativo. Fazer o mesmo 
com os medicamentos genéricos/similares. 
→ Mergulhar os comprimidos em béquer contendo 250 mL de solução de tampão 
fosfato com pH 7,3 imerso em banho-maria (um béquer para cada medicamento – 
total 3 béqueres). Manter a temperatura a 41 oC. 
→ Coletar alíquotas de 2 mL de cada uma das amostras nos tempos 15, 30, 45 e 
60 min. 
→ Filtrar. 
→ Acondicionar em cubeta de quartzo e realizar a medida da absorbância, por 
espectrofotometria, a 225 nm. 
→ Comparar os resultados obtidos com a curva padrão de glibenclamida. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESULTADOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
→ Os Valores encontrados não são corretos, pois: 
Ocorreu problema de calibração com o 
espectofotômetro; 
→ Não foi feita a filtragem; 
→ Quanto maior o tempo, maior a absorbância e nossos 
resultados foram todos alterados não tendo valores 
esperados, porém em laboratórios os procedimentos 
podem influenciar também. 
 
DISCUSSÃO 
→ Através do perfil de dissolução, é possível estimar a quantidade de glibenclamida 
disponível para absorção. 
→ Ainda que não seja uma avaliação essencial no que tange à eficácia de um 
medicamento de uso contínuo, esse parâmetro merece destaque, por fazer parte 
dos três itens que são objeto de testes em medicamentos, a saber: equivalência 
farmacêutica, perfil de dissolução e bioequivalência. 
→ Assim como todos os fármacos da classe sulfonilureias, a glibenclamida apresenta 
baixa solubilidade em água, o que resulta em baixa liberação deste fármaco a partir 
de formas farmacêuticas sólidas em testes de dissolução. 
→ Consequentemente, a glibenclamida apresenta baixa biodisponibilidade, com 
velocidades reduzidas de liberação nos testes in vitro de dissolução. 
 
→ A glibenclamida é um ácido fraco (pKa = 5,3) e, em pH mais elevado, apresenta-se 
na forma ionizada. 
→ Devido à ionização, a glibenclamida torna-se mais polar e, portanto, mais solúvel em 
solventes polares. Desta forma, justifica-se a utilização do tampão fosfato pH 7,3. 
→ Na literatura, encontram-se descritas algumas explicações em relação à variação 
acentuada na velocidade de liberação de glibenclamida em testes in vitro. 
→ Primeiramente, existem no mercado comprimidos produzidos com diversos 
tamanhos de partículas deste princípio ativo, podendo apresentar-se na forma 
micronizada ou não. 
→ Essa diversidade no tamanho de partículas é justificada pela ausência de 
regulamentações para estabelecer faixas de especificação de granulometria. 
Formulações contendo diferentes tamanhos de partículas de glibenclamida não são 
uniformemente bioequivalentes. 
→ Além disso, a composição da formulação também influencia decisivamente na 
liberação do fármaco. 
→ Mudanças no processo produtivo como, por exemplo, a alteração de uma mistura de 
excipientes, pode resultar em diferenças significativas de biodisponibilidade do 
princípio ativo e, consequentemente, interferir nos ensaios in vitro. 
→ O tipo e a natureza dos excipientes utilizados são fatores determinantes para a 
velocidade e a extensão em que o fármaco será absorvido, uma vez que podem 
limitar a dissolução (liberação) do princípio ativo. 
→ Outro fator fundamental é a forma como a glibenclamida foi obtida em escala 
industrial. 
→ Dependendo do solvente utilizado, pode-se dar origem a diferentes formas 
polimórficas e pseudo-polimórficas que influenciam diretamente em suas 
propriedades físico-químicas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AULA 04 
ROTEIRO 01 – Verificação da Influência do pH e do pKa na ionização de fármacos 
OBJETIVO 
Observar a influência do pH nas relações das concentrações de formas ionizadas e não 
ionizadas de dois(02) fármacos: 
ácido acetilsalicílico (AAS), um fármaco de caráter ácido com valor de pka 5,0 e o 
paracetamol (PC), pka 10,0, com caráter alcalino. 
 
INTRODUÇÃO 
O pH é uma medida da concentração de íons de hidrogênio em uma solução 
aquosa. O pKa ( constante de dissociação ácida ) e o pH estão relacionados, mas o pKa é 
mais específico porque ajuda a prever o que uma molécula fará em um pH 
específico . Essencialmente, o pKa diz qual deve ser o pH para que uma espécie química 
doe ou aceite um próton. 
O pKa é o valor de pH no qual uma espécie química aceitará ou doará um próton. 
Quanto mais baixo o pKa, mais forte é o ácido e maior a capacidade de doar um próton em 
solução aquosa. 
A equação de Henderson-Hasselbalch relaciona pKa e pH. No entanto, é apenas 
uma aproximação e não deve ser usado para soluções concentradas ou para ácidos de pH 
extremamente baixo ou bases de pH alto. 
Depois de ter os valores de pH ou pKa, você sabe certas coisas sobre uma solução 
e como ela se compara a outras soluções: 
Quanto menor o pH, maior a concentração de íons hidrogênio [H + ]. 
Quanto menor o pKa, mais forteé o ácido e maior sua capacidade de doar prótons. 
O pH depende da concentração da solução. Isso é importante porque significa que 
um ácido fraco pode realmente ter um pH mais baixo do que um ácido forte diluído. Por 
exemplo, vinagre concentrado (ácido acético, que é um ácido fraco) pode ter um pH mais 
baixo do que uma solução diluída de ácido clorídrico (um ácido forte). 
Por outro lado, o valor de pKa é constante para cada tipo de molécula. Não é afetado 
pela concentração. Mesmo um produto químico normalmente considerado uma base pode 
ter um valor de pKa porque os termos "ácidos" e "bases" simplesmente se referem a se 
uma espécie irá abrir mão dos prótons (ácido) ou removê-los (base). 
 
 
 
Se é conhecido o pH ou o pKa, pode resolver o outro valor usando uma aproximação 
chamada de equação de Henderson-Hasselbalch: 
• Solução-tampão é uma mistura formada por um ácido fraco e um sal ou por um sal 
e uma base fraca. Essas misturas não apresentam variação de pH quando recebem 
pequenas quantidades de ácidos ou de bases fortes. 
 
pH = pKa + log ([base conjugada] / [ácido fraco]) 
pH = pka + log ([A - ] / [HA]) 
 
 
 
 
 
MATERIAIS 
 
 
 
 
PROCEDIMENTO 
→ Em tubos de ensaio, adicionar as amostras de ácido acetilsalicílico (AAS) e o 
paracetamol (PC), as soluções de pH 1 e 8 e o solvente, seguindo o especificado na 
tabela. 
 
→ Agitar vigorosamente, deixar em repouso até separação das fases aquosa e 
orgânica e 
→ aplicar, com auxílio de um capilar, volumes aproximadamente iguais de cada uma 
das fases orgânicas em placa de sílica com indicador de fluorescência. 
→ Secar e observar a placa sob luz ultravioleta. 
→ Comparar as manchas relativas ao mesmo fármaco, especificando como forte (F) ou 
fraco (f). 
RESULTADO 
 
• Calcular para os dois fármacos em pH 1 e 8 as relações das concentrações de 
formas ionizadas e não ionizadas, utilizando a equação de Henderson-Hasselbach, 
e verificar se o resultado do experimento está de acordo com o que pode ser 
previsto pelos cálculos. 
 
 
PARACETAMOL NÃO IONIZOU E FOI PRA FASE ORGÂNICA. 
 
 
FÁRMACO IONIZADO É 
DIFÍCIL SER ABSORVIDO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
DISCUSSÃO 
→ O AAS e o PC foram os fármacos utilizados como modelo neste experimento, 
devido ao fato dos mesmos serem, respectivamente, fármacos com pka ácido e 
alcalino. Através deste experimento avaliou-se a capacidade dos fármacos se 
ionizarem ou não para poderem ser absorvidos, uma vez que os fármacos são 
absorvidos na sua forma íntegra. 
→ O acetato de etila é um solvente orgânico que foi utilizado para simular a absorção, 
ou seja, quando o fármaco não se ioniza, o mesmo irá ser dissolvido nesse 
solvente, uma vez que ele mimetiza quimicamente a seletividade lipofílica das 
membranas plasmáticas. 
→ No primeiro tubo de ensaio utilizou-se um fármaco ácido, com pKa ácido, e 
solubilizou-se em meio ácido com pH ácido. 
→ Ao realizar a separação com acetato de etila observou-se que o fármaco não se 
ionizou e a molécula íntegra foi absorvida pelo solvente orgânico. 
→ Ao aplicar, com o auxílio de um capilar, a fase orgânica na placa de sílica e observar 
a mesma sob luz ultravioleta, constatou-se uma fluorescência mais intensa quando 
comparada ao segundo tubo, no qual foi acrescentado um fármaco ácido e uma 
solução alcalina, ocorrendo uma ionização. Fato esse comprovado ao se adicionar o 
acetato de etila, cuja fração foi aplicada na mesma cromatoplaca e apresentou uma 
fluorescência fraca. 
→ Nos tubos 3 e 4 utilizou-se o PC. 
→ Este fármaco não se ionizou nem em meio ácido, nem em alcalino, uma vez que foi 
observada fluorescência intensa para ambas as frações orgânicas aplicada na 
cromatoplaca. 
→ Cabe aqui enfatizar que o acetato de etila é um solvente que simula a absorção que 
acontece no organismo, sendo tal procedimento apenas ilustrativo, apesar que o PC 
realmente é um fármaco de difícil ionização. 
→ Assim, pode-se dizer que o PC possui uma pequena absorção no estômago, porém 
a maior parte dele é absorvida no intestino delgado (pH alcalino). 
→ Como os fármacos, em sua maioria, são ácidos ou bases fracas, no meio biológico 
estarão mais ou menos ionizados, dependendo da constante de acidez (pKa) e do 
pH do meio em que se encontram. 
 
→ Considerando-se que a forma não ionizada de um fármaco é mais lipossolúvel que a 
forma ionizada, o pKa da substância e o pH do meio são dois parâmetros que 
influem diretamente na passagem dos fármacos através das membranas biológicas 
e, portanto, estes dois parâmetros são determinantes dos processos de absorção, 
transporte e excreção dos fármacos. 
→ O AAS é um fármaco ácido absorvido em meio com pH ácido (estômago), já o PC, 
um fármaco alcalino é melhor absorvido preferencialmente em meio alcalino 
(intestino delgado), porém uma pequena parte pode ser absorvida em meio ácido. 
→ Neste experimento, o acetato de etila simulou-se processo de absorção dos 
fármacos, pois o mesmo mimetiza quimicamente a seletividade lipofílica das 
membranas plasmáticas neste processo. Entretanto, absorção depende de vários 
fatores, entre os mesmo está a vascularização do local de administração. 
→ Considerando-se que as formas não ionizadas de um fármaco são mais solúveis em 
solventes orgânicos e menos solúveis em água do que as formas ionizadas, ao se 
estabelecer um sistema heterogêneo bifásico constituído de uma solução aquosa do 
fármaco e de uma fase orgânica, a quantidade de fármaco que permanece em 
solução com a água será proporcional à quantidade de fármaco na forma 
ionizada, enquanto que a quantidade de fármaco que migra para a fase 
orgânica será proporcional à quantidade de fármaco na forma não ionizada. 
→ Assim, comparando-se as concentrações de um fármaco nas fases orgânicas que 
estabeleceram uma biofase com soluções aquosas de diferentes pHs, é possível 
verificar em que pH o fármaco está menos ionizado. 
 
AULA 04 
ROTEIRO 02 – Simulação do processo de absorção do Cetoconazol: a importância 
da solubilização no meio biológico. 
 
OBJETIVO 
→ Demonstrar que a solubilização do cetoconazol no estômago é etapa importante do 
seu processo de absorção. 
→ Esse raciocínio pode ser estendido a outros fármacos. 
 
 
 
INTRODUÇÃO 
 
De acordo com GUIMARÃES, 2001 o Cetoconazol é um fármaco antimicótico 
largamente utilizado e veiculado por diversas formas farmacêuticas. Apesar de ser 
comprovadamente eficaz, é uma substância muito hepatotóxica quando administrada por 
via oral. Por esse motivo justifica-se o seu emprego em preparações tópicas e sistemas 
transdérmicos. 
 
MATERIAIS 
 
 
PROCEDIMENTO 
→ Pese três amostras de 10 mg de cetoconazol e transfira para três tubos de ensaio 
(160 mm comprimento, 18 mm diâmetro externo), providos de tampa com rosca. 
→ Numere os tubos de 1 a 3. Prossiga da seguinte forma: 
→ no tubo 1, adicione, com o auxílio de pipeta graduada de 5 mL, 3 mL de água 
destilada. Em seguida, com o auxílio de uma pipeta graduada de 5 mL munida de 
uma pera, adicione 3 mL de éter etílico. 
→ no tubo 2, adicione 3 mL de solução de ácido clorídrico 1 mol/L, e 3 mL de éter 
etílico. 
→ no tubo 3, adicione 1 mL de solução de ácido clorídrico e, após a dissolução da 
amostra, adicione 3 mL de éter etílico. Finalmente, adicione 2 mL de solução de 
 
hidróxido de sódio 1 mol/L. 
→ Feche os três tubos e agite por cerca de trinta segundos. 
→ Coloque os três tubos em um porta-tubos e desenrosque as tampas, lentamente 
(cuidado!), liberando a pressão provocada pelo vapor do éter. 
→ Em seguida, com o auxílio de uma pipeta de vidro munida de uma pera, transfira 0,5 
mL da solução etérea de cada um dos tubos para balão ou proveta de 10 mL e 
complete o volume com éter etílico. 
→ Rotule os três balões com o número correspondente do tubo de onde foi retirada a 
amostra (n. 1, 2, e 3). 
→ Faça a leitura das absorbâncias correspondentes em espectrofotômetroultravioleta, 
em 246 nm. 
→ Lembre-se de zerar a absorbância com éter etílico. 
→ Anote os valores de absorbância (A). 
→ Compare. 
→ Os valores relativos de absorbância (A) são: A3 > A1 > A2. 
RESULTADOS 
 
DISCUSSÃO 
→ A água e o éter simulam a biofase. 
→ O tubo 1 (água/éter) corresponde à situação em que o pH do estômago foi elevado 
por alguma razão (nesse caso é aproximadamente 7). 
→ Portanto, espera-se que o cetoconazol não seja bem “absorvido” (passagem para a 
fase etérea), por ser pouco solúvel no meio biológico. 
→ Observe a presença de partículas do fármaco não dissolvido na interface. 
→ A absorbância (A1) será menor do que aquela observada no tubo 3 (A3) e maior do 
que aquela observada no tubo 2 (A2). 
→ Continue a leitura para compreender melhor. 
→ O tubo 2 corresponde à situação em que o fármaco chega ao estômago, onde reage 
com o HCl presente em condições fisiológicas normais, formando espécies 
protonadas, essencialmente no anel imidazólico, resultando daí sua solubilização. 
→ Por estar ionizado, a quantidade do fármaco que é “absorvida” (passagem para a 
fase etérea) neste local será mínima, resultando no menor valor de absorbância 
(A2). 
→ O tubo 3 corresponde à chegada do fármaco ao estômago (adição inicial de HCl), 
onde ele é solubilizado, seguindo-se a sua passagem ao duodeno (adição de 
NaOH), onde as formas ionizadas são desprotonadas, gerando as formas não 
ionizadas que são, então, “absorvidas” (passagem para a fase etérea). 
→ Observa-se, neste caso, o maior valor de absorbância (A3), reflexo de uma maior 
“absorção” (passagem para a fase etérea) do fármaco, em função de sua prévia 
“dissolução no estômago” (adição de HCl), o que não acontece eficientemente 
quando o pH do mesmo está elevado (representado pelo tubo 1). 
→ Em conclusão, a absorção de um fármaco será tão mais eficiente quanto melhor for 
sua solubilização na biofase, considerando-se que a forma não ionizada tenha 
coeficiente de partição óleo/água adequado. 
→ Não se pretende, neste experimento, fazer quantificação do cetoconazol, mas sim 
fazer uma análise comparativa da quantidade de fármaco “absorvida” (que passa 
para a fase etérea) nas três situações descritas, através da medida de absorbância. 
→ Nesse sentido, os alunos devem ser lembrados da lei de Lambert-Beer, que mostra 
a relação direta entre concentração de uma substância e a absorbância de uma 
solução que a contém. 
 
→ Na preparação do tubo 3, a sequência de adição de HCl, éter e NaOH é muito 
importante, pois representa, ainda de que maneira bastante simples, o trajeto de um 
fármaco no trato gastrointestinal (estômago →duodeno). Portanto, é importante que 
o éter seja adicionado depois do HCl e antes do NaOH, para que o fármaco possa 
passar para a fase orgânica à medida em que vai sendo desprotonado. 
→ A utilização de uma solução de NaOH 1 mol/L, ao invés de um tampão de pH 6, por 
exemplo, foi para simplificar o experimento, já que o que importa não é a 
concentração exata de fármaco que passa para a fase orgânica e sim a comparação 
relativa das concentrações nos três tubos usados no experimento. 
 
REFERÊNCIAS 
 
• ANVISA. Agencia Nacional de Vigilância Sanitária / Ministério da Saúde. Setor 
Regulado. Registros de medicamentos: Aspirina. 2011. Disponível em: 
http://www4.anvisa.gov.br/base/visadoc/BM/BM%5B25345-1-0%5D.PDF> Acesso 
em 29 de setembro de 2021. 
 
• ARAUJO, B. G.; MENEZES, A. C. Dose do AAS como Anti-agregante Plaquetário. 
Farmacologia Clínica: textos informativos. Brasília: UNB, 2012, p. 88-89. 
 
• Brasil. Ministério da Saúde, Secretaria de Ciência, Tecnologia e Insumos 
Estratégicos, Departamento de Assistência Farmacêutica e Insumos Farmacêuticos. 
Formulário Terapêutico Nacional: Rename 2008. Brasília: Ministério da Saúde; 
2008. 
 
• COLLINS, C.H.; BRAGA, G.L.; BONATO, P.S. Introdução a métodos 
cromatográficos. 6. Ed. Canpinas: Editora UNICANP, 1995. 
 
• GHOSH, L. K.; THAKUR, R. S.; SHARMA, N. C.; GHOSH, N. C.; GUPTA, B. K. 
Development and evaluation of an ideal formulation of glibenclamide by solid 
dispersion techniques. Boll. Chim. Farm., v.137, n.1, p.26-29, 1998. 
 
• GUIMARãES, Marcelo. Avaliação da liberação e permeação em membrana sintética 
do cetoconazol em cremes O/A. 2001. Dissertação (Mestrado em Produção e 
Controle Farmacêuticos) - Faculdade de Ciências Farmacêuticas, University of São 
 
Paulo, São Paulo, 2001. doi:10.11606/D.9.2016.tde-08032016-165741. Acesso em: 
2021-10-02. 
 
• KOHLER, L. F; NASCIMENTO, H. D; SCHWENGBER, E. D. L; BANDEIRA, Z. M. P. 
Avaliação biofarmacotécnica e perfil de dissolução de comprimidos de dipirona: 
equivalências farmacêutica entre medicamentos de referência, genéricos e 
similares. Revista Brasileira de Farmácia. 2009, v. 90, n. 4, p. 309-315. 
 
• NERY, C. G. C.; PIANETTI, G. A.; PIRES, M. A. S.; Campos, L. M. M.; SOARES, C. 
D. V. Teste de dissolução para avaliação de liberação de glibenclamida em 
comprimidos. Rev. Bras. Cien. Farm. 2007; 43(3):413-419. 
 
• Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança: 
as soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água 
corrente.