Relatório de Coproparasitologia

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Universidade Estadual do Ceará 
Faculdade de Veterinária – FAVET 
Disciplina de Ornitopatologia 
 
 
 
 
 
 
Relatório de Coproparasitológico 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Docente: Prof. Dr. William Cardoso Maciel 
 
Discente: Lucas Silva Melo 
 
 
FORTALEZA 2020 
 
 
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1. INTRODUÇÃO 
 A endoparasitose é uma patologia causada por parasitas, cujos principais 
grupos são os nematóides e os cestóides. Promove grandes perdas econômicas 
levando a grande preocupação nos criadores. Está relacionada com problemas 
de manejo, higiene, nutrição, genética e meio ambiente inadequado. Por isso é 
importante adotar normas de biosseguridade na propriedade, saber o ciclo 
biológico do parasita e a relação parasita-hospedeiro, pois são métodos 
necessários para realizar um controle destes e evitar perdas econômicas de aves 
(PEREIRA, R. E. P.,2008). 
 Dos vários problemas sanitários que afetam as aves silvestres, as 
enfermidades parasitárias estão entre as mais frequentes, podendo causar 
desde infecções subclínicas até a morte (FREITAS et al., 2002), em que as 
endoparasitoses são muito comuns, principalmente em casos de criações com 
alta densidade populacional (BARNES, 1986). 
 As infecções parasitárias podem interferir no comportamento e no 
desenvolvimento reprodutivo das aves em cativeiro, em virtude de uma nutrição 
inadequada e estresse propiciar o aparecimento de infecções secundárias 
(FREITAS et al., 2002). Porém não se sabe se em aves de vida livre há um grau 
de patogenicidade efetivo (KEYMER, 1982). 
 As infestações por endoparasitas do tipo verminose variam muito de 
intensidade na dependência de tipo de parasita, órgãos do hospedeiro que são 
envolvidos no ciclo vital do parasita, número de parasitas presentes no 
hospedeiro, estado imune das aves, condições de nutrição, sanidade e higiene 
do plantel. Ainda deve ser avaliados a sensibilidade do hospedeiro as reações 
desencadeadas pelo parasita e o tempo em que essa parasitose está atuante 
nesta ave (PEREIRA, R. E. P.,2008). 
 
2. OBJETIVO 
Realizar o exame coproparasitológico em aves criadas em cativeiro no 
Laboratório de Estudos Ornitológicos, utilizando-se da técnica de flutuação 
de Willis-Mollay e avaliar e informar os resultados obtidos. 
 
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3. REVISÃO DE LITERATURA – PRINCIPAIS PARASITAS 
GASTROINTESTINAIS DE AVES 
 
3.1.Capillaria sp. 
 Em avicultura, seis espécies podem ser encontradas: C. annulata (Molin, 
1958); C. contorta (Creplin, 1839); C. caudinflata (Molin 1858); C. bursata 
(Freitas and Almeida, 1934);C. obsignata (Madsen, 1945) e C. anatis (Schrank, 
1790). 
 Todas as seis espécies foram reportadas em aves domésticas e 
selvagens apresentando distribuição cosmopolita. C.annulata e C. contorta são 
encontrados no papo e no esófago. C.caundinflata, C. bursata e C. obsignata 
parasitam o intestino delgado e C. anatis aparece nos cecos (URQUHART et al., 
1998). 
 O ciclo de vida de Capillaria spp pode ser direto ou indireto, dependendo 
da espécie. Os ovos não embrionados saem pelas fezes do hospedeiro e o 
primeiro estado larvar desenvolvesse em 9 a 14 dias. No caso de C. obsignata, 
C. anatis e C. contorta o ciclo de vida é directo, o que significa que assim que os 
ovos não embrionados passam a L1 são infectantes para futuros hospedeiros. 
Após ingestão dos ovos com L1, estes eclodem (o local de eclosão depende da 
espécie) e as larvas desenvolvem-se até parasitas adultos. Ovos da espécie C. 
caudinflata, C. bursata e C. annulata são ingeridos por Lumbricus terrestris e aí 
se desenvolvem para formas infectantes em 14-21dias. As aves ficam infectadas 
após ingestão destes Lumbricus terrestris infectados. O período pré-patente de 
Capillaria spp é de aproximadamente 3 semanas (Hansen & Permin, 1998). 
3.2. Ascaridia galli 
 A primeira descrição de A. galli foi feita na Alemanha. Mais tarde foi 
reportada no Brasil, Índia, Filipinas, China, Canadá e Grã-Bretanha. Atualmente, 
a sua distribuição é cosmopolita, afetando principalmente países com climas 
temperados, subtropicais ou tropicais (Hansen & Permin, 1998). 
 
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 Os nemátodes adultos são semi-transparentes e visíveis 
macroscopicamente. O comprimento das fêmeas varia entre os 60-116 mm e o 
dos machos entre 50-76 mm. É o maior nemátode que existe nas galinhas e 
frangos. A cavidade oral possuiu três lábios proeminentes e o esófago é cilíndrico 
sem bulbo esofágico. O macho possui uma ventosa précloacal e duas espículas 
do mesmo comprimento (1-2,4 mm). A abertura genital da fêmea encontra-se a 
meio do corpo (Saif et al., 2003). Os ovos de A. galli são ovóides, com superfície 
externa lisa e grossa possuindo só uma célula no seu interior. Medem entre 73-
92µm por 45-57µm (Hansen & Permin, 1998). 
 O ciclo biológico é direto, sendo que gafanhotos e minhocas podem atuar 
como hospedeiros de transporte. O reservatório da infecção fica no solo, onde 
estão ovos livres, ou nos hospedeiros transportadores (ATKINSON et al., 2008). 
Podem ser encontrados ovos infectantes cerca de três semanas no ambiente 
com temperatura ótima. Em condições de alta umidade os ovos podem se 
manter viáveis por vários meses, no entanto não são resistentes em climas secos 
e quentes. Os vermes na fase adulta podem viver aproximadamente um ano 
(TAYLOR et al., 2016). 
3.3. Heterakis gallinarum 
 Existem duas espécies que se crê possuírem alguma importância em 
frangos: H. gallinarum (Schrank 1788) e H. dispar (Schrank 1870) (Hansen & 
Permin, 1998). 
 As duas espécies são similares na aparência, embora a H. dispar seja 
ligeiramente maior do que H. gallinarum. A diferenciação entre as duas baseia-
se na forma do esófago e no comprimento e forma das espículas. O macho de 
H. gallinarum mede entre 7-13mm e a 32 fêmea mede entre 10-15mm. O esófago 
é cilíndrico com bulbo e aparelho valvular. Os machos possuem ventosa pré-
cloacal e duas espículas desiguais(URQUHART et al., 1998). Os ovos medem 
entre 66-79µm x 41-48µm e possuem uma parede espessa e lisa sendo difíceis 
de diferenciar dos de A.galli. Porém os ovos de Heterakis spp. são ligeiramente 
mais pequenos e possuem lados paralelos, em comparação com os de Ascaridia 
galli, em que os ovos são mais ovais (Thienpont, Rochette & Vanparijs, 1986). 
 
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 O ciclo de vida é simples e directo. A forma infectante é o ovo com L2 ou 
um hospedeiro paraténico com L2 nos tecidos como por exemplo Lumbricus 
terrestris; a mosca doméstica (Musca domestica) pode actuar como vector 
mecânico. Os ovos não embrionados passam para o exterior com as fezes e 
desenvolvem-se para formas infectantes em aproximadamente 2 semanas, 
dependendo da temperatura e da humidade do meio ambiente. Quando as 
formas infectantes (ovos embrionados contendo L2) são ingeridas pelo futuro 
hospedeiro, eclodem ou na moela ou no intestino delgado. Dentro de 24 horas 
as L3 alcançam os cecos através do lúmen do intestino onde se desenvolvem 
até parasitas adultos no epitélio glandular (TAYLOR et al., 2016). 
3.4. Eimeria sp. 
 As espécies de coccídeas que parasitam frangos pertencem ao género 
Eimeria. Nove espécies foram descritas (E. tenella, E. maxima, E. brunetti, E. 
mitis, E. necatrix, E. acervulina, E. praecox, E hagani e E. mivati). 
 No exame coprológico, os oocistos observam-se ao microscópio com 
forma subesférica ou ovóide, com dimensões variáveis consoante a espécie. 
Possuem parede grossa e podem estar esporulados ou não. Os oocistos não 
esporulados contém uma só célula - o esporonte; enquanto que oocistos 
esporulados, apresentam 4 esporocistos, cada um contendo 2 esporozoítos (8 
esporozoítos). Os esporozoítos têm a forma de uma vírgula e apresentam um 
vacúolo numa extremidade. Dentro do oocisto também se encontra um corpo 
residual. Alguns possuem um micrópilo numa extremidade, que pode ser 
obliterado por um tampão micropilar (TAYLOR et al., 2016). 
3.5. Railletina sp. 
 Em avicultura, são referidas três espéciesdeste género: Raillietina 
echinobothrida (Megnin 1881) e R. tetragona (Molin, 1858) que possuem 
patogenicidade moderada a severa e R. cesticillus (Molin, 1858) que é 
inofensiva. Os parasitas deste género são dos maiores céstodes das aves. 
 R. echinobothrida e R. tetragona podem alcançar 10 a 25 cm de 
comprimento. R. cesticillus mede entre 9-13 cm. O tamanho dos ovos é idêntico 
para as três espécies – 23 74µm x 93µm, mas o número de ovos nos segmentos 
 
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grávidos varia, sendo em R. tetragona que é encontrado um maior número de 
ovos. Possuem um escólex com 4 ventosas com espinhos nos bordos, rostro 
retráctil armado com várias coroas de ganchos muito pequenos e rostelo armado 
com ganchos em “T” (Hansen & Permin, 1998). 
 O proglótide grávido passa para o exterior através das fezes. Hospedeiros 
intermediários como por exemplo formigas (géneros Pheidole ou Tetramorium), 
escaravelhos (géneros Calthus, Amara) ou moscas (Musca domestica), tornam-
se infectantes com larvas cisticercóides após ingestão desses mesmos 
proglótides grávidos. O embrião (larva) eclode do ovo no intestino delgado do 
hospedeiro intermediário instalando-se nos seus locais de preferência, 
transformando-se numa larva cisticercóide. Esta mantém-se no hospedeiro 
intermediário até este ser ingerido pelo hospedeiro definitivo. Activado pela bílis 
no hospedeiro definitivo, a larva cisticercóide agarra-se à mucosa do intestino 
delgado e o desenvolvimento dos proglótides começa imediatamente. O período 
pré-patente varia entre 2 a 3 semanas (Hansen & Permin 1998). 
 
 
4. MATERIAIS E MÉTODOS 
4.1 Exame Parasitológico: 
 O exame foi realizado no Laboratório de Estudos Ornitológicos da 
Faculdade Veterinária da Universidade Estadual do Ceará, sob a 
supervisão dos médicos veterinário e alunos de pós graduação Adson 
Ribeiro e Bruno Pessoa. 
 A coleta de vezes foi realizada nos animais do próprio laboratório. 
Nesse estudo, foi escolhido um pombo macho (Columbia livia), cujo nome 
é Fátima e com aproximadamente 7 meses. 
 A técnica utilizada para a preparação das amostras, que no caso 
foram fezes, e a avaliação em microscópio foi a de Willis-Mollay que é um 
técnica de flutuação de ovos. 
 
 
 
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4.2. TÉCNICA WILLIS-MOLLAY: 
PRINCÍPIO: 
Técnica de concentração de ovos, oocistos e cistos que usa o princípio da 
flutuação em solução saturada. 
INDICAÇÃO: 
Diagnóstico de ovos, oocistos e cistos em fezes. 
PROCEDIMENTO: 
1. Misturar em um Becker 2 gramas de fezes em 28ml de solução saturada; 
2. Filtrar em gaze, com auxílio de um peneira, para outro Becker; 
3. Colocar em um pequeno tubo (10ml) de bordo perfeito, o filtrado, até que 
o líquido forme um menisco no bordo do tubo; 
4. Colocar sobre o tubo uma lamínula, de modo que entre em contato com o 
líquido; 
5. Deixar repousar durante 1 a 2 minutos; 
6. Retirar a lamínula com movimento uniforme, colocando-a sobre uma 
lâmina; 
7. Examinar ao microscópio, iniciando com objetiva de pequeno aumento. 
 
 
 
 
 As imagens 1, 2 e 3 mostram, respectivamente, os materiais que foram 
utilizados para o processamento da amostra, os tubos com a solução saturada 
e as fezes que iriam ser maceradas antes de serem misturadas com a solução 
saturada. 
Figura 1 Figura 2 Figura 3 
 
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 As figuras 4, 5, 6 e 7 mostram respectivamente: os tubos onde serão 
mensurados os 28 ml de solução saturada. Após a maceração e mistura com a 
solução saturada a amostra é filtrada nessa peneira. Depois colocadas em 
Figura 7 
Figura 6 Figura 5 Figura 4 
 
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tubos de 10 ml com uma lamínula em cima e espera-se 2 minutos. E na última 
imagem é visto a amostra já processada sendo analisada no microscópio. 
 
 
 
5. CONCLUSÃO 
Após a análise das lâminas no microscópio não foram encontrados vestígios de 
ovos de nenhum helminto de interesse em aves. 
Obs: nem protozoários foram encontrados nas análises. 
 
 
 
6. CONSIDERAÇÕES FINAIS 
 Como os endoparasitas podem estar em qualquer local, por conta da sua 
grande disseminação no meio ambiente, os exames coproparasitológicos é uma 
ferramenta de muita utilidade para os médicos veterinários e criadores de aves 
para atestar a sanidade de seus animais e para traçar estratégias de manejo 
para maximizar os cuidados contra helmintos e outros tipos de parasitas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS. 
BARNES, H.J. Parasites. In: HARRISON, G.J.; HARRISON, L.R. Clinical avian 
medicine and surgery. Philadelphia: W.B. Saunders Company, 1986. p. 472-485. 
 
Hansen, J. W. & Permin A. (1998). The Epidemiology, Diagnosis and Control Of 
Poultry Parasites. FAO, Animal Health Manual. 
 
http://r1.ufrrj.br/wp/iv/771/tecnica-de-willis-mollay. 
 
KEYMER, I.F. Parasitic diseases. In: PETRAK, M.L. Diseases of cage and aviary 
birds. 2. ed. Philadelphia: Lea & Fabiger, 1982. p. 535-598. 
 
Monteiro, S. G. (2007). Parasitologia Veterinária UFSM (2a edição). 
 
Rennó, P. P., Queiroz, F. M., Garcia, B. P., Prado, R. N. a, Simões, M. M., Souza, 
J. P. F., … Pereira, R. E. P. (2008). Endoparasitoses em aves - Revisão de 
literatura. Revista Científica Eletrônica de Medicina Veterinária, 6(11), 1679–
7353. 
 
TAYLOR, M, A.; COOP, R. L.; WALL, R, L. Parasitologia Veterinária. Grupo Gen-
Guanabara Koogan, 2000. 
 
TAYLOR, M. A.; COOP, R. L.; WALL, R. L. Veterinary Parasitology. 4.ed. 
Chichester: Wiley Blackwell, 2016. 1006 p. 
 
Thienpont, D., Rochette, F. & Vanparijs, O.F.J. (1986). Diagnóstico de las 
helminthiasis por medio del examen coprológico. 2ª Edición, Janssen Research 
Foundation, Beerse, Belgium, p. 205. 
 
URQUHART, G.M.; ARMOUR, J.; DUNCAN, J.L.; JENNINGS, F.W. 
Parasitologia Veterinária, 2 ed. Rio de Janeiro, 1998. 273 p. 
 
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