2010-dis-lnandrade

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ 
CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA DE PESCA 
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA DE PESCA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LEILAMARA DO NASCIMENTO ANDRADE 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
UTILIZAÇÃO DA VINHAÇA COMO MEIO DE CULTIVO PARA A MICROALGA 
Chlorella sp E PARA CIANOBACTÉRIA Spirulina platensis. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 FORTALEZA-CE 
 -2010- 
 
 
LEILAMARA DO NASCIMENTO ANDRADE 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
UTILIZAÇÃO DA VINHAÇA COMO MEIO DE CULTIVO PARA A MICROALGA 
Chlorella sp E PARA CIANOBACTÉRIA Spirulina platensis. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Dissertação submetida à coordenação do Programa de 
Pós-graduação em Engenharia de Pesca da Universidade 
Federal do Ceará, como requisito parcial para obtenção 
do grau de Mestre em Engenharia de Pesca. 
 
 
Orientador: Prof. Dr. Wladimir Ronald Lobo Farias 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FORTALEZA – CE 
 -2010- 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A568u Andrade, Leilamara do Nascimento 
 Utilização da vinhaça como meio de cultivo para a microalga Chlorella 
sp e para cianobactéria Spirulina platenis / Leilamara do Nascimento 
Andrade, 2010. 
 49 f. ;il. color. enc. 
 
 Orientador: Prof. Dr. Wladimir Ronald Lolo Farias 
 Área de concentração: Engenharia de Pesca 
 Dissertação (mestrado) - Universidade Federal do Ceará, Centro de 
Ciências Agrárias. Depto. de Engenharia de Pesca , Fortaleza, 2010. 
 
 1. Vinhaça 2. Spirulina 3. Chlorella I. Farias, Wladimir Ronald Lolo 
(orient.) II. Universidade Federal do Ceará – Pós-Graduação em Engenharia 
de Pesca III. Título 
 
 
 CDD 639.2 
 
 
LEILAMARA DO NASCIMENTO ANDRADE 
 
 
 
 
 
 
 
UTILIZAÇÃO DA VINHAÇA COMO MEIO DE CULTIVO PARA A MICROALGA 
Chlorella sp E PARA CIANOBACTÉRIA Spirulina platensis. 
 
 
 
 
 
 
 
Dissertação submetida à Coordenação do Curso de Pós-Graduação em 
Engenharia de Pesca da Universidade Federal do Ceará, como requisito 
parcial para a obtenção do grau de Mestre em Engenharia de Pesca. 
 
 
 
Aprovada em ___/___/______. 
 
 
 
BANCA EXAMINADORA 
 
 
___________________________________________ 
Prof. Dr. Wladimir Ronald Lobo Farias (Orientador) 
Universidade Federal do Ceará -UFC 
 
 
___________________________________________ 
Prof. Dr. Marcelo Vinícius do Carmo e Sá 
Universidade Federal do Ceará -UFC 
 
 
___________________________________________ 
Profa. Dra. Rosemeiry Melo Carvalho 
Universidade Federal do Ceará -UFC 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Aos meus Pais 
 
AGRADECIMENTOS 
 
 
 
 
 
Ao CNPq pelo apoio financeiro com a manutenção da bolsa de auxílio. 
Aos professores do Departamento de Engenharia de Pesca e em especial ao meu 
Orientador Professor Dr. Wladimir Ronald Lobo Farias, o qual me apoiou, orientou e 
incentivou. 
Aos colegas da turma de mestrado, pelas reflexões, críticas e sugestões dadas no 
decorrer do curso. 
Em especial, agradeço a Professora Dra. Rosemeiry Melo Carvalho pela amizade, 
apoio e conselhos que enriqueceram minha formação. 
Aos meus familiares que foram a minha base ética e educacional, aos meus 
 queridos pais que me apoiaram e ampararam nos momentos difíceis e que me 
 incentivaram a continuar meus estudos, sem eles não teria alcançado meus 
 objetivos. 
Ao colega Jefferson pela ajuda em alguns trabalhos acadêmicos e durante a 
 realização do experimento do qual resultou esta dissertação. 
Aos colegas Kelma e Fernandes, que me apoiaram e ajudaram. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“Aprender é a única coisa de que a mente nunca 
se cansa, nunca tem medo, nunca se arrepende”. 
 (Leonardo da Vinci). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RESUMO 
 
 
 
A vinhaça é o resíduo obtido após a destilação fracionada da cana-de-açúcar e caracteriza-se 
por apresentar em sua composição uma alta carga de matéria orgânica tornando-se um agente 
poluente e de caráter preocupante, visto que pode modificar as características do solo, poluir 
lençóis freáticos e águas superficiais. No entanto, a vinhaça possui um grande valor como 
fertilizante e já é utilizada nas próprias lavouras de cana-de-açúcar, podendo servir como 
meio de cultura para vários organismos. O atual trabalho teve como objetivo avaliar o cultivo 
da microalga Chlorella sp em diferentes concentrações de vinhaça, bem como extrair os 
lipídios da biomassa produzida. A vinhaça foi obtida de uma indústria de cana-de-açúcar do 
Estado do Ceará, onde é armazenada em tanques de acumulação, enquanto a microalga 
Chlorella sp foi isolada de cultivos da cianobactéria Spirulina (Arthrospira) platensis. Foram 
preparados meios de cultivo com as concentrações de 0,13; 0,16; 0,20; 0,23; 0,27; 0,30; 0,60 
e 0,70% de vinhaça diluída em água contendo 10 g L-1 de bicarbonato de sódio. Para a 
determinação da frequência de utilização da vinhaça no meio de cultivo, a mesma foi 
administrada diariamente, em dias alternados e a cada dois dias, utilizando uma concentração 
de 0,87%. As curvas de crescimento populacional das microalgas foram obtidas através das 
contagens celulares em câmara de Newbauer e as equações ajustadas pela função polinomial 
do programa Origin 6.0. Os resultados mostraram que a microalga Chlorella sp apresentou 
um melhor desenvolvimento com 0,2% de vinhaça quando a mesma foi administrada ao meio 
de cultivo em dias alternados. A redução da concentração de bicarbonato para 5 g L-1 resultou 
em morte da cultura devido à acidificação do meio. A obtenção da biomassa algal por 
floculação com NaOH 2N não foi tão eficiente devido ao elevado pH do meio de cultivo, 
sendo obtido um rendimento de apenas 0,08 g L-1. Por outro lado, a biomassa seca apresentou 
um elevado teor de lipídios totais alcançando 17%. Desta forma, a microalga Chlorella sp 
apresenta um grande potencial para utilizar a vinhaça como nutriente principal do meio de 
cultivo e devido à grande disponibilidade de água salgada e salobra no Estado do Ceará, 
poderá ser utilizada para o tratamento deste efluente em larga escala, havendo, no entanto, a 
necessidade de uma análise econômica dos custos com outros nutrientes necessários. 
 
Palavras-chave: Vinhaça. Uso. fertilzante. 
 
 
 
ABSTRACT 
 
 
Vinhaça is the residue obtained after the fractionated distillation of sugar cane and is 
characterized for presenting in its composition a high content of organic substances becoming 
a preoccupying pollutant agent, since it can modify the characteristics of the ground, 
subterranean and superficial waters. However, vinhaça possess a great value as fertilizing and 
it is already used in the proper sugar cane farmings and can also be used as culture medium 
for other organisms. The current work had as objective to evaluate the culture of the micro 
algae Chlorella sp in different concentrations of vinhaça, as well as to extract the oil of the 
produced biomass. Vinhaça was gotten of a sugar cane industry of the Ceará State, where it is 
stored in tanks of accumulation, while the micro algae Chlorella sp was isolated from cultures 
of the cianobacterium Spirulina (Arthrospira) platensis. Culture mediums were prepared with 
the concentrations of 0.13; 0.16; 0.20; 0.23; 0.27; 0.30; 0.60 and 0.70% of vinhaça diluted in 
water containing 10 g L-1sodium bicarbonate. For the determination of the frequency of 
vinhaça use in the culture medium, it was administered daily, in alternating days and to each 
two days, using a 0,87% concentration. The micro algae population growth curves were 
obtained through the cellular counting in Newbauer chamber and the equations were adjusted 
by the polynomial function of Origin 6.0 software. The results showed that Chlorella sp 
presented a better development with vinhaça 0,2% administered to the culture medium in 
alternating days. The reduction of the bicarbonate concentration to 5 g L-1 resulted in death of 
the culture due the culture medium acidification. The algal biomass attainment by flocculation 
with NaOH 2N was not so efficient due to the high culture medium pH and it was obtained an 
income of only 0,08 g L-1. On the other hand, the dry biomass presented a high content of 
total oils reaching 17%. In such a way, Chlorella sp micro algae presents a great potential to 
use vinhaça as the main nutrient of the culture medium and due to the great availability of 
salty and brackish water in the Ceará State, a large scale production of this micro algae could 
be used for the treatment of this effluent although it is necessary an economical analyses of 
the other required nutrients costs. 
 
Key words: Vinhaça.Use. fertilizing. 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
 
FIGURA 1 Fluxograma do processo de produção de álcool (Modificado de 
Szymanski et al, 2008)........................................................................... 
 
2 
FIGURA 2 Tanque de acumulação de vinhaça na Fazenda da Indústria Colonial, 
Aquiraz– CE.......................................................................................... 
 
13 
FIGURA 3 Microalga Chlorella sp........................................................................... 14 
FIGURA 4 Aquários de 50 L utilizados para o cultivo das microalgas.................... 15 
FIGURA 5 Curvas de crescimento da microalga Chlorella sp cultivada em meio 
de cultivo enriquecido com vinhaça nas concentrações de 0.13 (A), 
0,16 (B) e 0,20% (C).............................................................................. 
 
 
23 
FIGURA 6 Curvas de crescimento da microalga Chlorella sp cultivada em meio 
de cultivo enriquecido com vinhaça nas concentrações de 0.23 (A), 
0,27 (B) e 0,30% (C).............................................................................. 
 
 
26 
FIGURA 7 Curva de crescimento da microalga Chlorella sp aclimatada em meio 
de cultivo enriquecido com 0,2% de vinhaça........................................ 
 
27 
FIGURA 8 Curva de crescimento da microalga Chlorella sp cultivada em meio 
de cultivo enriquecido com 0,2% de vinhaça e 5 g L-1 de bicarbonato 
de sódio................................................................................................. 
 
 
28 
FIGURA 9 Curva de crescimento da cianobactéira Spirulina platensis cultivada 
em meio de cultivo enriquecido com 0,87% de vinhaça e 10 g L-1 de 
bicarbonato de sódio. 
 
29 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE TABELAS 
 
 
1 Valores mínimos, médios e máximos do Ph, temperatura, nutrientes e de 
outros componentes encontrados na vinhaça...................................................... 
 
7 
2 Comparação entre a composição lipídica de alguns alimentos usuais e de 
algumas microalgas (%Massa seca).................................................................... 
 
11 
3 Amônia, Fosfato, Nitrito e Ph medidos em vinhaça e em meio químico 
utilizado no cultivo da microalga Spirulina platensis e Chlorella sp................. 
 
19 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
 
1 INTRODUÇÃO 1 
2 Objetivo geral 4 
2.1 Objetivos específicos 4 
3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 5 
3.1 Conceitos gerais 5 
3.2 Vinhaça 6 
3.3 Microalgas 8 
3.3.1 Chlorella 9 
3.4 Lipídios 10 
3.4.1 Aplicações de lipídios extraídos de microalgas 10 
3.4.1.1 Biocombustível 10 
3.4.1.2 Inclusão na ração para peixes 12 
4 MATERIAL E MÉTODOS 13 
4.1 Obtenção da vinhaça 13 
4.2 Seleção da microalga 13 
4.3 Obtenção dos inóculos das microalgas 14 
4.4 Determinação da freqüência do uso de vinhaça no meio de cultivo 14 
4.5 Determinação da melhor concentração de vinhaça no meio de 
cultivo 
15 
4.6 Determinação das curvas de crescimento das microalgas em meio 
de cultivo enriquecido com vinhaça 
16 
4.7 Floculação e secagem da biomassa de microalgas 16 
4.8 Determinação de lipídios na biomassa de microalgas 16 
4.9 Análise de nutrientes 17 
4.9.1 Determinação de amônia 17 
4.9.2 Determinação de Nitrito 18 
4.9.3 Determinação de fosfato 18 
5 ANÁLISES ESTATÍSTICAS 18 
6 RESULTADOS E DISCUSSÃO 19 
6.1 Análise da vinhaça 19 
6.2 Uso de vinhaça para o enriquecimento do meio de cultivo para 
Chlorella sp 
22 
6.3 Utilização da vinhaça como meio de cultivo para a cianobactéria 
Spirulina platensis 
29 
6.4 Floculação e Secagem 30 
6.5 Determinação da concentração lipídica na microalga chlorella sp.. 
cultivada com vinhaça. 
31 
7 CONCLUSÃO GERAL 33 
7.1 Conclusões específicas 33 
8 RECOMENDAÇÕES PARA FUTUROS TRABALHOS 34 
9 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 35 
 
 
 
 
 
1 INTRODUÇÃO 
 
 O Brasil é hoje o principal produtor de cana-de-açúcar do mundo e seus produtos são 
amplamente utilizados na produção de açúcar, álcool combustível e biodiesel. A cana-de-
açúcar, assim como o petróleo, gera um alto número de produtos secundários com o 
importante diferencial de serem biodegradáveis e não agredirem tanto o meio ambiente. Dos 
processos de extração dos derivados da cana-de-açúcar provêm resíduos como as cinzas, o 
bagaço, a torta de filtro e a vinhaça (LYRA, 2002). 
Vinhaça ou vinhoto é um resíduo que sobra após a destilação fracionada do caldo de 
cana-de-açúcar para a obtenção do álcool etílico (Figura 1). Para cada litro de álcool 
produzido são produzidos treze litros de vinhaça. Quando a vinhaça é lançada nos rios 
constitui uma séria fonte de poluição. No entanto, pode ser aproveitada como biofertilizante 
ou na produção de biogás, já que possui como principal constituinte a matéria orgânica, sendo 
uma fonte muito rica de carbono solúvel (PRATA, 2001). 
 A quantidade de vinhaça produzida no Brasil desde o início do proalcool gerou a 
necessidade de se desenvolver meios viáveis de utilização e tratamento da mesma, assim sua 
utilização para o cultivo de microalgas torna-se uma opção economicamente agradável e 
sustentável ambientalmente (SOUZA, 2007). 
 Segundo Haines (1978), efluentes que possuem matéria orgânica e nutrientes em 
abundância, principalmente a amônia, são ideais para o desenvolvimento de macroalgas e 
microalgas que absorvem os nutrientes dissolvidos para seu crescimento e também para 
acúmulo como reserva na forma de aminoácidos e pigmentos. 
Muitos meios de cultivos alternativos podem ser utilizados para a produção de 
microalgas e macrófitas, dentre eles o esgoto doméstico (PIPES; GOTAAS, 1960), o lodo 
digerido (WONG; LAY, 1980), águas residuais da produção de azeite de oliva (SÁNCHEZ et 
al., 2001), resíduos da suinocultura (TRAVIESO et al., 2006) e outros despejos industriais 
(JUSSIAK, DUSZOTA; MYCIELSKI, 1984). 
A produção de microalgas com a utilização de resíduos agroindustriais se baseia, na 
absorção dos nutrientes presentes nestes resíduos, porém não é uma prática rotineira nos 
cultivos em escala comercial que necessitam de meios de cultivo com formulação bem 
definida, tornando os cultivos extremamente caros (BORGHETTI, 2009). 
Do ponto de vista ecológico as microalgas tem papel fundamental na cadeia alimentar, 
constituindo uma importante fonte de alimentação para diversas larvas de peixes, crustáceos e 
moluscos (LAVENS; SORGELOOS, 1996). 
 
 
 
Figura 1 – Fluxograma do processo de produção de álcool (Modificado de Szymanski et al, 2008). 
 
As microalgas do gênero Chlorella podem ser exploradas comofonte de compostos 
com alto valor nutricional e comercial, como proteínas, sais minerais e ácidos graxos 
poliinsaturados para a formulação de alimentos e rações e ainda podem ser utilizadas para fins 
terapêuticos (MARTINS et al, 2008). 
As microalgas são motivo de grande interesse em pesquisas, devido ao relevante 
potencial em recursos a serem aproveitados. Além disso, se destacam por apresentar alta 
produtividade e rápida velocidade de crescimento, podendo duplicar sua biomassa em curto 
CANA 
PREPARO 
EXTRAÇÃO 
CALDO 
TRATAMENTO DE 
CALDO 
FERMENTAÇÃO 
DESTILAÇÃO ÁLCOOL 
VINHAÇA 
período de tempo, o que gera resultados rápidos, o que pode vir a tornar o cultivo vantajoso 
economicamente. De todos os custos associados à produção de microalgas, o meio de cultivo 
é o componente mais caro do processo (MARTINS et al, 2008). Os custos com reagentes 
químicos para elaboração do meio de cultivo constituem um dos maiores problemas do 
cultivo de microalgas (SIPAÚBA-TAVARES, 1995), podendo representar de 40 a 60% do 
custo total de produção (COZZA, 1999). 
As microalgas podem apresentar um conteúdo de lipídios totais que pode variar de 
acordo com a espécie, devido a modificações nos níveis de nutrientes do meio de cultivo e 
também com o tipo de cultivo empregado na produção da biomassa (ANDERSEN et al., 
1997). Illman et al. (2000) mostraram que a deficiência de nitrogênio pode aumentar em até 
63% o conteúdo lipídico da microalga verde Chlorella. 
Assim, o cultivo de microalgas em vinhaça poderia ser uma forma de evitar a poluição 
causada por seu despejo nos solos e águas e aproveitar seus nutrientes para a produção de 
biomassa algal que poderá ser utilizada na alimentação animal e possivelmente humana, bem 
como na produção de biocombustíveis. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2. OBJETIVOS 
2.1 Objetivo Geral 
 
O objetivo do presente trabalho foi adaptar e cultivar as microalgas Chlorella sp e 
Spirulina (Arthrospira) platensis em um meio de cultivo alternativo enriquecido com vinhaça. 
 
2.2 Objetivos específicos 
 
a) Preparar meios de cultivo com diferentes concentrações de vinhaça como fonte de 
nutrientes; 
b) Selecionar a melhor espécie de microalgas para o cultivo em vinhaça diluída; 
c) Construir as curvas de crescimento das microalgas através da contagem celular; 
d) Separar a biomassa algal do meio de cultivo; 
e) Avaliar o teor de lipídios totais da biomassa algal. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
3 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 
 
 
3.1 Conceitos gerais 
 
À medida que a população aumenta, aumenta também o crescimento de patógenos e 
esgotam-se os recursos não renováveis (FUTUYMA, 1982). Aliam-se ainda a esses 
problemas a falta de terras cultiváveis e a fome, barreiras estas que vêm sendo quebradas 
graças à obtenção de proteínas a partir de cultivos de microorganismos, denominadas de 
proteínas unicelulares (REHM; REED, 1995). Microalgas, fungos e bactérias são as principais 
fontes de proteínas unicelulares (SINGH, 1998). 
Os efeitos negativos da modernização agrícola sobre a sociedade e a natureza vêm 
ocasionando mudanças nas instituições de ensino brasileiras, bem como em educadores, 
pesquisadores e extensionistas, que vêm inovando na forma de entender e de participar da 
produção e da socialização de conhecimentos, possibilitando uma integração destes 
conhecimentos com a sociedade agrícola (PETERSEN et al., 2009). 
 Atualmente a academia, vem desenvolvendo pesquisas em parceria com a própria 
sociedade como pode ser observado no trabalho de Cavalcante et al (2009), que 
desenvolveram no semi-árido nordestino, dentro de uma comunidade agrícola, um sistema de 
aqüicultura integrado com tilápias do Nilo, Oreochromis niloticus, e a microalga Spirulina 
platensis, com uma completa reutilização da água, evitando assim o descarte de efluentes. 
 Outro exemplo foi o trabalho desenvolvido por Maia et al (2007) no distrito de 
Mutuca, no município de Pesqueira - PE, que realizaram um estudo com o intuito de 
desenvolver tecnologias, por meio de estudos teóricos e experimentais com vistas ao 
aproveitamento de recursos hídricos e seus múltiplos usos, apropriados para a região semi-
árida que, na maioria das vezes, é deficitária na questão água. 
 A aqüicultura busca tecnologias voltadas para uma sustentabilidade ambiental e 
econômica, através de vários experimentos como o desenvolvido por Reidel et al (2005) que 
avaliaram o desenvolvimento da tilápia do Nilo em efluentes de frigorífico, tratado em um 
sistema com a macrófita aquática Eichhornia crassispes. Em outro trabalho, Diniz et al., 
(2005) realizaram estudos no açude Bodocongó – PB para avaliar a eficiência de macrófitas 
aquáticas na redução das concentrações de nutrientes, matéria orgânica e indicadores 
microbiológicos de poluição e relataram reduções acentuadas após a passagem dos afluentes 
por duas áreas com macrófitas. A aqüicultura integrada com peixes, ostras e macroalgas 
também podem ser mais uma ferramenta tecnológica no desenvolvimento de uma aqüicultura 
sustentável (CAVALCANTE, 2006). 
 Trabalhos inovadores que buscam a sustentabilidade ambiental, a reutilização da água 
e a interdisciplinaridade de conhecimentos, são bastante promissores, como o realizado por 
Abrão et al., (2005) que utilizaram o efluente tratado de esgoto municipal na agricultura 
representando uma oportunidade na conservação do recurso água. 
A agricultura irrigada tem sido uma importante estratégia para a otimização da 
produção de alimentos e é, sem dúvida, a principal consumidora de água potável no Brasil. 
No entanto, a agricultura é responsável também pelo maior desperdício de água que pode 
chegar a 50% e também pela sua contaminação, tanto por falta de saneamento básico como 
por facilitar a ocorrência de erosões (ANA, 2004). 
Existem, portanto uma gama de experimentos que tentam resolver problemas atuais 
em diversas áreas de conhecimento, dentre elas a aqüicultura e a agricultura. 
 
 
3.2 Vinhaça 
 
A opção do Brasil pelo álcool obtido da cana-de-açúcar, como alternativa aos 
combustíveis derivados do petróleo, tem gerado, como resíduo da produção do mesmo, um 
volume excessivo de vinhaça. Devido ao seu alto teor em matéria orgânica e mineral, a 
vinhaça é, por um lado, um agente altamente poluidor e, por outro, uma fonte rica de 
nutrientes, podendo ser criadas tecnologias que utilizem seu potencial fertilizante, diminuindo 
assim sua carga poluidora (OLIVEIRA, 1988). 
A utilização de vinhaça para fertirrigação é uma forma de utilização bastante 
empregada. Brito et al., (2005) avaliaram os teores de potássio e sódio após a aplicação da 
vinhaça na irrigação e observaram um aumento do potássio e diminuição do sódio nos solos. 
Segundo Leite (1999), a vinhaça substitui a adubação mineral como fonte de potássio para a 
cana-de-açúcar e ainda diminui o custo com o adubo mineral. 
A vinhaça apresenta também altas concentrações de nitrato e sua utilização na 
irrigação altera na maioria dos casos as características do solo e modifica suas propriedades 
químicas, favorecendo o aumento da disponibilidade de alguns elementos para as plantas. No 
entanto, a aplicação de vinhaça também pode promover modificações nas propriedades físicas 
do solo e estas alterações podem ocasionar uma elevação da capacidade de infiltração da água 
no mesmo, aumentando a probabilidade de lixiviação de íons, de forma a contaminar o lençol 
freático. Quando em concentrações elevadas, pode promover o efeito contrário e causar a 
dispersão de partículas do solo, com redução da taxa de infiltração de água e elevação do 
escoamento superficial, possibilitando a contaminação de águas superficiais (SILVA et al, 
2007). 
A composição da vinhaça varia conforme o método de destilação do álcool, no 
entanto, os parâmetros não variam muito (Tabela 1). A vinhaça tem comocaracterística 
possuir uma grande quantidade de matéria orgânica e, portanto, grande potencial como 
fertilizante (SILVA et al, 2007). 
 
 Tabela 1 – Valores mínimos, médios e máximos do pH, temperatura, nutrientes e de outros 
 componentes encontrados na vinhaça. 
 
Parâmetros Mínimo Média Máximo 
Ph 3,50 4,15 4,90 
Temperatura 65 89 111 
Sólidos Tot. (mg L-1) 10780 25155 38680 
N Total (mg L-1) 90 357 885 
Amônia (mg L-1) 1 11 65 
P Total (mg L-1) 18 60 188 
K Total (mg L-1) 814 2035 3852 
Cálcio (mg L-1) 71 515 1096 
Magnésio (mg L-1) 97 226 456 
Sódio (mg L-1) 8 52 220 
Manganês (mg L-1) 1 5 12 
Ferro (mg L-1) 2 25 200 
Cloreto (mg L-1) 480 1219 2300 
Sulfato (mg L-1) 790 1538 2800 
Sulfito (mg L-1) 5 36 153 
Etanol (%) 0,01 0,09 1,19 
Levedura (%) 0,38 1,35 5,00 
Glicerol (%) 0,26 0,59 2,5 
 Fonte: Elias Neto; Nakahodo (1995). 
 
 
 
3.3 Microalgas 
 
Muitas microalgas são utilizadas para produção de alimentos por produzirem diversas 
substâncias, como vitaminas, sais minerais, pigmentos, lipídios e ácidos graxos. As principais 
aplicações dos ácidos graxos de microalgas são no enriquecimento de rações para peixes e 
como fonte de ácidos graxos essenciais na dieta humana (MORAIS; COSTA, 2008). 
A produção comercial de microalgas teve início na década de 60 com espécies dos 
gêneros Chlorella e Spirulina utilizadas como suplementos dietéticos, Dunaliella salina para 
obtenção de β-caroteno e diversas outras espécies para aplicação como alimento na 
aqüicultura. Nessa mesma década, as pesquisas em biotecnologia de microalgas 
concentravam-se na reutilização de águas residuárias como meio de cultivo e da biomassa 
como fonte de alimento (BENEMAN, 1990). No entanto, sua utilização como alimento já era 
realizada há várias décadas por povos nativos, como o consumo da Spirulina pelos Astecas, 
que colhiam a mesma no lago Texcoco, no México (DILLON, 1995). 
 O valor nutricional de qualquer espécie de alga para um organismo em particular 
depende do tamanho da célula, da sua digestibilidade, produção de compostos tóxicos, e 
composição bioquímica. No entanto, existem diferenças marcantes na composição das 
diferentes espécies de algas e as proteínas são sempre as maiores constituintes, seguidas 
usualmente dos lipídios e carboidratos. Expressos em percentagem do peso seco, os níveis 
médios de proteínas, lipídios e carboidratos, nas microalgas, são de 12-35%, 7.2-23%, e 4.6-
23%, respectivamente (COUTTEAU, 1996). 
Belay (1993) evidenciou haver correlação entre a ingestão de pequenas quantidades 
de biomassa microalgal dos gêneros Chlorella, Scenedesmus e Spirulina e respostas no 
sistema imunológico de animais, estimulando a resposta imune não-específica. 
Vários metabólitos vêm sendo extraídos e caracterizados a partir de microalgas, 
mostrando efetiva ação antiviral e antineoplásicas (BERTOLDI et al, 2008). 
 
3.3.1 Chlorella 
 
 
As algas verdes (Chlorophyta) apresentam como características a predominância das 
clorofilas a e b sobre os carotenos e possuem também reservas fotossintéticas como o amido 
cuja formação está associada a pirenóides e lipídios. As algas desta divisão estão divididas em 
oito ordens dentre elas a ordem Cholrococcales, que se caracterizam por apresentar células 
não flageladas, solitárias ou em colônias. As microalgas do gênero Chlorella pertencem a esta 
ordem. As espécies deste gênero são unicelulares com 2 a 12 nanômetros, possuem um alto 
teor de proteínas e a maioria é de água doce (LIMA et al, 1987). 
As microalgas do gênero Chlorella são, possivelmente, as mais utilizadas como 
alimento, e também a mais utilizada nas pesquisadas, com milhares de artigos já produzidos. 
Esse interesse deve-se à sua composição bioquímica possuir 53% de proteínas, 23% de 
carboidratos, 9% de lipídios e 5% de minerais. A Chlorella possui o certificado de alimento 
geralmente reconhecido como seguro (G.R.A.S.) concedido pelo Departamento de 
Alimentação e Medicamentos (F.D.A.), que a libera para consumo humano nos Estados 
Unidos e também para quase totalidade dos demais países, incluindo o Japão e toda a Europa, 
sem nenhum risco a saúde (HENRIKSON, 1994). 
Uma propriedade interessante da Chlorella sp é seu fitonutriente denominado fator de 
crescimento de Chlorella (CGF), importante para a manutenção e rejuvenescimento das 
células. Por possuir muitas vitaminas e minerais, as células de Chlorella podem nutrir o 
organismo e ao mesmo tempo ajudar na desintoxicação (MERCHANT et al., 2002). 
 Segundo Oliveira (2008), a microalga Chlorella vulgaris representa uma opção 
atrativa para o desenvolvimento de complementos nutricionais devido à presença de 
substâncias biologicamente ativas presentes na biomassa celular. 
 
3.4 Lipídios de Microalgas 
 
 
Os lipídios são substâncias orgânicas oleosas ou gordurosas, insolúveis em água, 
extraídas das células e tecidos por solventes não polares como éter, clorofórmio e benzeno 
(Vieira, 2008). Para a produção de biodiesel, os lipídios extraídos das microalgas precisam 
passar por um processo de esterificação (DELGADO et al., 2009). 
 A gordura é considerada como a principal forma de armazenagem de energia corporal, 
dadas as suas características hidrofóbicas, a facilidade do acondicionamento das moléculas de 
triglicerídeos no interior das células e a quantidade de energia fornecida pelas mesmas em 
relação aos carboidratos e proteínas. Os lipídios participam de diversas outras funções no 
organismo, como na constituição da parede celular, formação dos hormônios esteróides, 
produção de mensageiros intra e extra-celulares, entre outras (LEHNINGER et al., 1995). 
 
 
3.4.1 Aplicações de lipídios extraídos de microalgas 
 
 
 3.4.1.1 Biocombustível 
 
 
Quando Rudolf Diesel idealizou uma fonte de combustível vegetal para um motor à 
combustão, não imaginou a gama de possibilidades tecnológicas que viriam a seguir. Em 
1900, em uma exposição internacional na França, o inventor utilizou óleo de amendoim para 
o funcionamento de um motor, surgindo neste momento o primeiro biocombustível. O 
biodiesel ganha, a cada dia, mais importância devido o aumento do preço do petróleo e por 
apresentar inúmeras vantagens, dentre elas, a de ser ecologicamente correto, além de ajudar a 
lubrificar o próprio motor e diminuir seu desgaste, podendo ser utilizado em quase todos os 
motores sem a necessidade de muitas alterações e ser mais seguro do que o óleo diesel 
convencional (HESS, 2003). 
Existe um grande potencial para a produção de biocombustíveis a partir da biomassa 
de microalgas (MORAIS; COSTA, 2008; MARTINS et al, 2008). Estudos recentes 
demonstram que apenas 0,3% da área do planeta seria suficiente para cultivar microalgas com 
50% de lipídios totais em peso seco, cuja biomassa poderia produzir biodiesel suficiente para 
repor todo o combustível usado em transporte no mundo. Além disto, a terra utilizada para o 
cultivo de microalgas pode ser desértica (TEIXEIRA, 2006), com baixo valor econômico para 
outros usos e com alta irradiação solar, podendo ainda ser utilizados resíduos de outras 
produções, como o CO2, oriundo de processos industriais (BENNEMANN, 1997) e resíduos 
orgânicos (VICHEZ, 1997) para acelerar o desenvolvimento das mesmas. 
No entanto, o rendimento lipídico das microalgas pode variar dependendo do método 
de extração utilizado. Matos et al. (2007) obtiveram de um cultivo de Chlorella sp com 
fertilizantes agrícolas e água do mar autoclavada, 49% de lipídios totais, através do método de 
Bligh; Dyer (1959). A tabela 2 apresenta os valores de lipídios totais de algumas microalgas e 
de outros alimentos. Segundo Becker et al. (2004), o conteúdo de lipídios encontrados nas 
microalgas podem variar entre 1 a 40% do peso seco e, em certas condições de cultivo, podem 
alcançar até 85%. 
 
 
Tabela 2 – Comparação entre a composição lipídica de alguns alimentos usuais e de algumas microalgas(%Massa seca) 
 
Amostras Lipídios 
Carne 34 
Leite 28 
Arroz 2 
Soja 20 
Chlorella sp 28 - 32 
Botryococcus braunii 25 -75 
Dunaliella primolecta 23 
Tetraselmis sueccica 15 - 23 
Phaeodactylum tricornutum 20 - 30 
Scenedesmus obliquus 12-14 
Schizochytrium sp. 50 - 77 
Nitzschia sp. 45 – 47 
Fonte: Elaborado com base em Chisti (2007). 
 
 
3.4.1.2 Inclusão na ração para peixes 
 
 
Dietas com 20% de lipídios oferecem ótimos resultados para o desenvolvimento de 
algumas espécies de peixes e sua composição em ácidos graxos tem influência na composição 
dos ácidos graxos do tecido do peixe (DESHIMARU et al, 1979). Segundo McNevin et al. 
(2004), a suplementação com fosfolipídios e colesteróis na dieta de larvas de Litopenaeus 
vannamei pode melhorar potencialmente seu crescimento quando em baixas salinidades. 
A exigência nutricional de peixes pode apresentar grande variação, no entanto, dois 
grupos de lipídios, o ômega seis e o ômega três, são muito importantes e devem estar 
presentes na alimentação destes animais. A inclusão de até 10% de lipídios nas rações para 
peixes barateia o custo das mesmas (DUARTE, 2008). Por outro lado, Meurer et al (2002) 
concluíram que os lipídios não são boa fonte de energia, como o amido, para o crescimento de 
peixes de água doce e recomendam um nível de apenas 3,0% de lipídios na ração para tilápia 
do Nilo, na fase da alevinagem. 
4 MATERIAL E MÉTODOS 
 
 
4.1 Obtenção da vinhaça 
 
 
 Para preparar o meio de cultivo foi utilizada a vinhaça cedida pela Indústria Colonial, 
localizada em Aquiraz – CE, onde é armazenada em um tanque de acumulação (Figura 2). 
 
 
 
Figura 2 – Tanque de acumulação de vinhaça na Fazenda da Indústria Colonial, Aquiraz - CE. 
 
 
4.2 Seleção da microalga 
 
 
 Foram utilizadas duas espécies de microalgas para o cultivo utilizando a vinhaça como 
nutriente principal. Uma das espécies pertence à Divisão Chlorophyta, denominada Chlorella 
sp., e a outra à Divisão Cyanophyta, denominada Spirulina (Arthrospira) platensis. A seleção 
foi realizada a partir de tentativas de cultivo, utilizando várias concentrações e formas de 
administração da vinhaça como enriquecimento nutricional do meio de cultivo. 
 
 
4.3 Obtenção dos inóculos das microalgas 
 
 
 A espécie S. (Arthrospira) platensis foi obtida de um cultivo pré-estabelecido no 
Laboratório de Planctologia do Departamento de Engenharia de Pesca, onde é mantida em 
meio de cultivo composto por sal comercial (30 g L-1), bicarbonato de sódio (10 g L-1) e os 
fertilizantes agrícolas nitrogênio, fósforo, potássio (NPK) e superfosfato triplo (SPT), nas 
concentrações de 1,0 e 0,1 g L-1, respectivamente. 
 A cepa de Clorella sp (Figura 3) surgiu no cultivo de S. platensis, cianobactéria 
inicialmente utilizada para o trabalho, mostrando-se mais tolerante a vinhaça, por esse motivo 
optou-se pela utilização da mesma e não da S. platensis que não vinha demonstrando fácil 
adaptação ao meio. O pH do meio de cultivo foi mantido em torno de 9, sendo avaliado com 
um medidor de pH de bancada. 
 
 
Figura 3 – Microalga Chlorella sp. 
 
 
4.4 Determinação da freqüência do uso de vinhaça no meio de cultivo 
 
 Em três aquários com capacidade para 50 L foram colocados 15 litros de água, 
contendo 10 g L-1 de bicarbonato de sódio (Figura 4). Após 24 horas de aeração, um inóculo 
de 2 L da cultura pré-estabelecida da microalga foi adicionado em cada aquário. Em seguida, 
foram adicionados 150 mL de vinhaça bruta nos aquários, o que resultou numa concentração 
final de 0,87% de vinhaça no meio de cultivo. De forma a estabelecer a melhor freqüência de 
administração da vinhaça, a mesma foi adicionada ao meio da seguinte maneira: para um dos 
20 µm 
aquários, a vinhaça bruta (150 mL) foi adicionada diariamente, noutro aquário os 150 mL de 
vinhaça foram adicionados em dias alternados e, finalmente, o mesmo volume de vinhaça foi 
adicionado a cada dois dias no último aquário. Diariamente, as contagens das microalgas 
foram realizadas em uma câmara de Newbauer sob microscópio óptico com contraste de fase 
e aumento de 200 vezes. 
 
 
 
 Figura 4 – Aquários de 50 L utilizados para o cultivo das microalgas 
 
 
 
4.5 Determinação da melhor concentração de vinhaça no meio de cultivo 
 
 
 Para determinar a melhor concentração de vinhaça no meio de cultivo, o mesmo foi 
preparado através da diluição da vinhaça bruta em 30 L de água contendo 10 g L-1 de 
bicarbonato de sódio. As concentrações finais de vinhaça utilizadas para compor o meio de 
cultivo foram 0,13%; 0,16%; 0,20%; 0,23%; 0,27%; 0,30%. As contagens das microalgas 
foram realizadas, diariamente, utilizando uma câmara de Newbauer e um microscópio óptico 
com contraste de fase e aumento de 200 vezes. Todos os aquários receberam iluminação 
adicional ininterrupta de 24 horas, fornecida por uma lâmpada de 20 W a uma distância de 50 
cm do espelho d’água. A temperatura da sala foi mantida em 28 ± 2 °C e a salinidade dos 
aquários foi medida com um refratômetro e mantida em 7. As equações das curvas de 
crescimento foram obtidas através da função polinomial com o uso do programa Origin 6.0. 
 
 
 
4.6 Determinação das curvas de crescimento das microalgas em meio de cultivo 
enriquecido com vinhaça 
 
 
 A fim de confirmar a completa adaptação da cepa ao meio de cultivo enriquecido com 
vinhaça, a mesma foi re-inoculada na concentração de 0,20% e as curvas de crescimento 
determinadas, em triplicata, nas mesmas condições anteriores. As equações das curvas de 
crescimento também foram obtidas através da função polinomial do programa Origin 6.0. 
 
 
4.7 Floculação e secagem da biomassa de microalgas 
 
 
 A separação da biomassa de microalgas do meio de cultivo foi realizada através de 
floculação química, adicionando 17% de hidróxido de sódio 2 N às culturas nos próprios 
aquários. Após 24 h de sedimentação, a biomassa floculada foi seca em estufa com renovação 
de ar a 40˚C. 
 
 
4.8 Determinação de lipídios na biomassa de microalgas 
 
 
 A determinação lipídica foi realizada no laboratório da Fundação Núcleo de 
Tecnologia Industrial do Ceará – NUTEC e o método utilizado foi o de Soxhlet através de 
extração contínua com éter por 16 h, seguida da remoção do solvente por evaporação. 
Inicialmente, as amostras foram pesadas no cartucho de Soxhlet e posteriormente transferidas 
para o aparelho extrator acoplado a um balão de fundo chato, previamente aquecido a 105˚C. 
Após a destilação, transferiu-se o balão com o resíduo extraído para secagem em uma estufa a 
105˚C por uma hora. Após o resfriamento até a temperatura ambiente em dessecador, a 
amostra foi pesada, aquecida e resfriada repetidas vezes até a obtenção de peso constante. 
 A concentração lipídica da amostra foi determinada através da seguinte equação: 
 
 100×=
P
N
L (1) 
Onde: 
L = concentração lipídica ou extrato etéreo, em porcentagem; 
N = peso dos lipídios, em gramas; 
P = peso da amostra, em gramas. 
 
4.9 Análise de nutrientes 
 
 
 4.9.1 Determinação de amônia (NH3) 
 
 
 A determinação da amônia foi realizada em um espectrofotômetro DR 2000 de leitura 
direta. Para isso, foram coletados 25 mL de vinhaça bruta ou do meio de cultivo e adicionadas 
três gotas de estabilizante mineral, seguida de uma homogeneização da mistura. 
Posteriormente, foram acrescentadas três gotas do agente dispersante álcool polivinil à 
mistura e novamente homogeneizada. Após a adição de 1 mL do reagente de Nessler e mais 
uma homogeneização, as amostras foram deixadas em repouso por 1 minuto (tempo de 
reação) e procedeu-se a leitura da quantidade de NH3, utilizando um comprimento de onda de 
425 nm. Finalmente, os valores obtidos foram multiplicadospor 1,22 e os resultados foram 
expressos em mg NH3 L
-1. O testemunho padrão desta determinação foi realizado com 25 mL 
de água destilada com a adição dos mesmos reagentes utilizados nas amostras analisadas.
 
 4.9.2 Determinação de Nitrito (N02) 
 
 
 A quantidade de nitrito foi determinada através do espectrofotômetro de leitura direta 
DR 2000. Para isso, foram coletados 25 mL de vinhaça ou do meio de cultivo e, a cada uma 
delas, foi adicionado um pacote do reagente NitriVer 3 Nitrite. Posteriormente, a solução foi 
homogeneizada, deixada em repouso por 15 minutos (tempo de reação) e feita a quantificação 
de NO2, utilizando um comprimento de onda de 507 nm. O comparativo padrão desta reação 
também foi realizado com água destilada. 
 
 
 
 4.9.3 Determinação de Fosfato (PO4) 
 
 
 Na determinação do fosfato foram, inicialmente, coletadas amostras de 25 mL de 
vinhaça ou do meio químico e adicionado um pacote do reagente PhosVer 3 Phosphate em 
cada uma. Em seguida, as amostras foram submetidas à agitação para homogeneização, 
deixadas em repouso por 2 minutos (tempo de reação) e, finalmente, foi feita a quantificação 
do PO4, utilizando um comprimento de onda de 890 nm no espectrofotômetro DR 2000. O 
testemunho padrão da reação foi preparado com água destilada. 
 
 5 ANÁLISES ESTATÍSTICAS 
 
 As estatísticas relativas às médias, desvios padrões e equações polinomiais para a 
construção das curvas de crescimento foram realizadas utilizando o programa Origin 6.0. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6 RESULTADOS E DISCUSSÃO 
 
 
6.1 Análise da vinhaça 
 
 
 A vinhaça utilizada no experimento apresentou-se bastante ácida com pH 3.45 e o 
meio de cultivo químico (sem vinhaça) bastante alcalino com pH 9,96. A concentração de 
amônia foi bem semelhante à encontrada no meio químico, por outro lado o fosfato presente 
neste meio foi, pelo menos, duas vezes superior ao encontrado na vinhaça, enquanto o teor de 
nitrito foi cerca de dez vezes inferior (Tabela 3). 
 
 
Tabela 3 - Amônia, Fosfato, Nitrito e pH medidos em vinhaça e em meio químico utilizado no cultivo das 
microalgas S. platensis. e Chlorella sp 
 Amônia 
(mg L-1 NH3) 
Fosfato 
(mg L-1 PO4³¯) 
Nitrito 
(mg L-1 NO2¯) 
pH 
Vinhaça 105,8 4,96 1,20 3,45 
Meio químico* 101,9 10,24 0,161 9,96 
FONTE: Dados da pesquisa. 
* Meio químico: composição (10g/L de bicarbonato de sódio, 1g/L de NPK, o,1g/L de SPT e 30 g/L de sal). 
 
 
 A característica ácida da vinhaça já era esperada e o valor de pH é bem semelhante ao 
mínimo relatado por Elias Neto; Nakahodo (1995). O somatório dos teores de amônia e 
nitrito, compostos de nitrogênio avaliados neste trabalho, se encontram entre o valor mínimo e 
médio de nitrogênio total relatados. O teor de fosfato da vinhaça utilizada no meio de cultivo 
foi quase quatro vezes inferior ao relatado pelos autores (Tabela 2). A única fonte de carbono 
encontrada na vinhaça está presente nas leveduras e não se sabe ao certo sobre a 
disponibilidade nutricional da mesma pelas microalgas, esse pode ter sido um fator 
determinante para um crescimento adequado da microalga Chlorella sp e da cianobactéria 
Spirulina platensis.O teor de nitrito presente também encontra-se acima do necessário para o 
cultivo de microalgas. 
A vinhaça possui uma gama de micro e macronutrientes que podem ser facilmente 
absorvidos pelas microalgas e vegetais superiores (MALAVOLTA; MORAES, 2006). 
Elementos como carbono, nitrogênio, fosfato, além de sais minerais são de extrema 
importância (LIMA et al., 1999) e uma grande variedade de compostos nitrogenados, 
orgânicos e inorgânicos podem ser utilizados no cultivo de microalgas (RADMANN et al., 
2004). Segundo Borguetti (2009), o crescimento das algas está intrinsecamente relacionado às 
condições do meio de cultivo, que por sua vez influenciam na composição química da alga 
utilizada. 
 Segundo Knoerr (2006), as microalgas podem crescer tanto a custa de energia 
luminosa e assimilar dióxido de carbono quanto obter a energia de compostos orgânicos. 
Bertolin (2004) relata que a cianobactéria S. platensis pode ser cultivada em efluente sintético 
de suíno diluído em 80%, sendo observado aumento significativo de biomassa a partir de uma 
diluição de 500 vezes. De acordo com Bertoldi et al. (2008), uma solução hidropônica 
residual e suas respectivas diluições demonstraram ser uma boa opção como meio de cultura 
alternativo para C. vulgaris. 
 Watanabe (1960) afirma que as condições de cultivo influenciam na composição 
química das microalgas, sendo importante seu estudo para efetivação de uma produtividade 
máxima. 
A vinhaça é produzida em muitos países do mundo como subproduto da produção do 
álcool. No entanto, pode apresentar diferentes propriedades. A concentração de sódio na 
vinhaça de cana-de-açucar é inferior à da vinhaça obtida da beterraba, essa propriedade é 
importante porque tal íon em excesso pode ser considerado letal para alguns organismos e 
prejudicial para o solo (SILVA et al, 2007). No entanto, segundo Brito et al. (2007), a 
aplicação da vinhaça ao solo não resultou em maiores preocupações quanto às questões 
ambientais. 
 Gianchini; Ferraz (2009) observaram que a utilização da vinhaça para o cultivo de 
cana-de-açúcar apresenta alguns benefícios, tais como, o desenvolvimento de 
microorganismos que atuam nas reações químicas do solo, aumento da produtividade em 
solos pobres e em regiões mais secas, causando grande economia de fertilizantes (N, P, K) e 
elevação do pH do solo após sua aplicação. 
 A aplicação de vinhaça possibilita o aumento na produtividade dos canaviais, pois 
atende todas as necessidades de potássio da cana-de-açúcar e possui matéria orgânica e 
micronutrientes, no entanto, existe a necessidade de realizações de análise para que não ocorra 
a saturação de potássio em determinados locais da plantação (ANSELMI, 2007). 
 Segundo Brito et al. (2005), estudos de aplicação da vinhaça nos solos argissolo, 
nitossolo e espodossolo demonstraram aumento de potássio e diminuição do sódio. Dantur et 
al. (1996) recomendam que a vinhaça deve ser aplicada em doses de 150-300 m³/ha, a fim de 
que predominem os seus efeitos positivos sobre o solo. Zolin et al. (2007) relatam que a 
aplicação da vinhaça no solo aumentou as concentrações de potássio, aumentando também a 
produtividade de cana-de-açúcar, no entanto, observou-se uma tendência decrescente do pH 
do solo a partir do segundo ano de aplicação da vinhaça. 
 Pires; Ferreira (2008) concluíram que a utilização de vinhaça como fertilizante traz 
benefícios econômicos para a produção sucroalcooleira, no entanto, recomendam a utilização 
da mesma em solos pobres e que se tenha acompanhamento constante das condições do solo, 
para que o mesmo não se torne uma área de sacrifício. 
 Hassuda (1989) ressalta os impactos que a vinhaça ocasiona nas águas subterrâneas, 
tornando-as inadequadas para o consumo humano. 
 Santos et al. (1981) verificaram o efeito da vinhaça na redução da percentagem de 
germinação total de sementes de milho, no entanto a mesma não retardou a velocidade de 
germinação. 
 Ludovice et al. (2004) concluíram que o fluxo contínuo da vinhaça em canais de terra 
sem revestimento pode provocar a contaminação do solo e de águas subterrâneas, podendo 
atingir um grau de salubridade incompatível para uso humano e animal. 
 Ramos et al (2008) comentaram sobre processos de eutrofização que podem ser 
gerados devido ao descarte da vinhaça em rios e lagos. O processo de eutrofização pode levar 
a mortandade de peixes e outros organismos aquáticos devido à diminuição de oxigênio 
dissolvido na água e ao aumento da produção de algas. 
 Segundo regulamentação do governo Federal pela portaria MINTER n˚ 323, de 29 de 
Novembro de 1978, a disposição ou eliminação da vinhaça em corpos d`água foi proibida, 
sendo passível de multa a indústria que descumprirtal portaria (CORAZZA, 1996). Rego; 
Hernandez (2006) relataram que podem ser muito caros os impactos ambientais de um 
tratamento imprudente de vinhaça. 
 Lyra et al. (2007) constataram que a vinhaça tratada apresenta caráter menos poluente, 
em função da baixa quantidade de matéria orgânica, o que ocasiona uma liberação de gás 
carbônico inferior ao resíduo in natura. O mesmo concluiu que a biodegradação da vinhaça no 
solo, estabiliza-se em torno de 15 dias. 
 Segundo Szymanski et al. (2008), existe ainda uma Resolução do CONAMA n˚ 002 
de 05 de Junho de 1984, para controle da poluição causada pelos efluentes das destilarias de 
álcool e pelas águas de lavagem da cana-de-açúcar. 
 Essas normas, portarias e regulamentações governamentais, demonstram o grau de 
preocupação ambiental que circundam os resíduos da indústria sucroalcooleira e de alguma 
forma asseguram um comprometimento das empresas no que diz respeito aos descartes 
gerados pelas mesmas. 
 Pedrosa et al. (2005) apresentaram resultados que indicaram que a exposição de ovos 
de nematóides à vinhaça tem caráter negativo sobre a eclosão desses parasitas. Aparentemente 
as aplicações de doses crescentes de vinhaça ao solo reduziram a densidade de ovos e juvenis 
dos nematóides nos canaviais. O efeito supressivo do resíduo foi diretamente proporcional ao 
volume de vinhaça adicionado. 
 Os trabalhos avaliados apresentaram o caráter fertilizante da vinhaça, mas também 
demonstraram o grau de impactos ambientais que a mesma pode causar se não for realizado 
avaliações constantes no uso da mesma e no solo onde ela é aplicada. 
 
6.2 Uso de vinhaça para o enriquecimento do meio de cultivo para a microalga Chlorella 
sp 
 
 Inicialmente, foi determinada a melhor freqüência de administração da vinhaça como 
enriquecimento do meio de cultivo. O melhor crescimento da microalga foi observado com a 
utilização de vinhaça 0,87% em dias alternados, quando foi alcançada uma concentração 
máxima de 10,6 x 106 cels mL-1, seguida da administração, a cada dois dias, cuja densidade 
máxima foi de 8,7 x 106 cels mL-1. A administração diária de 0,87% de vinhaça apresentou o 
pior resultado, com a densidade máxima atingindo apenas 372,5 x 104 cels mL-1. Nesta 
concentração de vinhaça, todos os cultivos foram muito rápidos e entraram em fase de morte 
logo no quarto dia de cultivo. Apenas no caso da administração alternada da vinhaça, as 
culturas voltaram a crescer no quinto dia. Assim, a utilização da vinhaça diariamente mostrou-
se tóxica para Chlorella sp que, em poucos dias, entrou em fase de morte, já a utilização da 
vinhaça, a cada dois dias, foi insuficiente para a manutenção do crescimento, levando a 
microalga também à morte. Esses resultados indicam que há um efeito inibidor da vinhaça 
sobre o crescimento da microalga, mas que esse efeito não impede o crescimento. 
 Em seguida foi determinada a concentração de vinhaça capaz de promover um 
crescimento mais prolongado de Chlorella sp, bem como uma máxima densidade celular. O 
uso de 0.13%, 0.16% e 0.20% de vinhaça como nutriente principal, em dias alternados, 
resultou em crescimentos bastante semelhantes, sendo ligeiramente superior com 0,20% 
quando foi obtida uma densidade celular máxima média ao redor de 5,0 x 106 cels mL-1. Nas 
diluições 0.13% e 0.16% a densidade máxima foi de aproximadamente 4,5 x 106 cels mL-1 
(Figura 5). 
 
 A 
 
 
Y= 656439,4 + 703496,5 
 (0,15971) (0,0000002964)* 
R² = 0,934877 
* Significativo a 5% 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
0
2000000
4000000
6000000
8000000
10000000
0 5 10 15
Dias de cultivo
N
ú
m
e
ro
 d
e
 c
é
lu
la
s
 m
L
-1
 B 
 
Y= 510416,7 + 615865,4 
 (0,393358) (0,0000128417)* 
R² = 0,862531 
* Significativo a 5% 
 C 
 
Y= 314015,2 + 744318,2 
 (0,539301) (0,0000006119)* 
R² = 0,924785 
* Significativo a 5% 
 
Figura 5 – Curvas de crescimento da microalga Chlorella sp cultivada em meio de cultivo enriquecido com 
vinhaça nas concentrações de 0.13 (A), 0,16 (B) e 0,20% (C) 
0,00E+00
1,00E+06
2,00E+06
3,00E+06
4,00E+06
5,00E+06
6,00E+06
7,00E+06
8,00E+06
9,00E+06
0 5 10 15
Dias de cultivo
N
ú
m
e
ro
 d
e
 c
é
lu
la
s
m
L
-1
0,00E+00
2,00E+06
4,00E+06
6,00E+06
8,00E+06
1,00E+07
1,20E+07
0 5 10 15
Dias de cultivo
N
ú
m
e
ro
 d
e
 c
e
lu
la
s
 m
L
-1
 
 A elevação das concentrações de vinhaça no meio de cultivo para 0.23%, 0,27% e 
0,30% resultou em uma queda da densidade máxima que ficou em torno de 2,5 x 106 cels mL-
1 nos cultivos realizados com 0.23% e 0.27%, enquanto nos cultivos realizados com 0.3% de 
vinhaça a máxima densidade celular média foi de aproximadamente 1,5 x 106 cels mL-1 
(Figura 6). Desta forma, a utilização de 0,2% de vinhaça no enriquecimento do meio de 
cultivo de Chlorella sp permitiu o melhor desenvolvimento da microalga. 
 
 A 
 
 
 Y= 1783036 + 377381 
 (0,021454) (0,016409)* 
 R² = 0,644752 
 * NS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
0,00E+00
1,00E+06
2,00E+06
3,00E+06
4,00E+06
5,00E+06
6,00E+06
0 2 4 6 8 10
Dias de cultivo
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r
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 c
é
lu
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s
 m
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-1
 B 
 
 Y = 1925000 + 254166,7 
 (0,082465) (0,214367)* 
 R² = 0,243155 
 * NS 
 C 
 
 Y = 794642,9 + 199107, 1 
 (0,166719) (0,093635)* 
 R² = 0,397746 
 * NS 
Figura 6 – Curvas de crescimento da microalga Chlorella sp cultivada em meio de cultivo enriquecido com 
vinhaça nas concentrações de 0.23 (A), 0,27 (B) e 0,30% (C) 
 
0
1000000
2000000
3000000
4000000
5000000
0 2 4 6 8 10
Dias de cultivo
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ro
 d
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 c
é
lu
la
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L
-1
0
500000
1000000
1500000
2000000
2500000
3000000
0 2 4 6 8 10
Dias de cultivo
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L
-1
 Borghetti (2009) conseguiram a maior biomassa (1,93 g L-1) de Chlorella minutíssima 
utilizando manipueira diluída á 20% em Meio Bristol’s Modificado (MBM) 
 A repicagem da microalga, já aclimatada a 0,20% de vinhaça no meio, resultou no 
melhor desenvolvimento obtido no presente trabalho e atingiu uma densidade celular máxima 
em torno de 6 x 106 cels mL-1 (Figura 7). Assim pode-se observar, que logo no início do 
cultivo, a cultura entrou na fase exponencial do crescimento que se prolongou até o quinto dia 
de cultivo. Em seguida, a cultura reduziu a velocidade de crescimento entrando em uma fase 
de redução do crescimento relativo, do sexto ao nono dia de cultivo para, finalmente entrar na 
fase estacionária no décimo dia de cultivo. 
 
 
Y= 1144444 + 705101 
 (0,021782) (0,000004569)* 
R²= 0,936481 
* Significativo a 5% 
 
Figura 7 – Curva de crescimento da microalga Chlorella sp aclimatada em meio de cultivo enriquecido com 
0,2% de vinhaça 
 
 
 
 
 
 
0,00E+00
1,00E+06
2,00E+06
3,00E+06
4,00E+06
5,00E+06
6,00E+06
7,00E+06
8,00E+06
9,00E+06
0 2 4 6 8 10 12
Dias de cultivo
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 Foi necessário adicionar bicarbonato ao meio de cultivo foi devido à natureza ácida da 
vinhaça que, em concentrações superiores a 0,3% impede o bom desenvolvimento das 
culturas. Desta forma, todos os cultivos foram realizados com meio tamponado com 10 g L-1 
de bicarbonato de sódio e a redução da concentração para 5 g L-1 resultou na morte da cultura 
(Figura 8). Desta forma, quando esta concentração foi reduzida pela metade, não foi suficiente 
para manter o meio tamponado o que levou o mesmo a um decréscimo considerável de pH, 
ficando em 5,7 e conseqüente morte da Chlorella sp. Segundo Richmond (1990), o pH ideal 
para cultivo de Chlorella sp é 7. No atual trabalho, o pH ficou em 9 nos cultivos com a adição 
de bicarbonato de sódio (10 g L-1). Os valores de pH dos meios de cultivo utilizando 0.23%, 
0.27% e 0.30% de vinhaça foram de 9.53, 8.79 e 8.58,respectivamente, enquanto para os 
cultivos com 0.13%, 0.16% e 0.20% de vinhaça foram 9.45, 9.05 e 9.72, respectivamente. 
Sung et al (1999) comentam que a Chlorella sp apresenta uma taxa de crescimento específica 
crescente em valores de pH acima de 4.2, se desenvolvendo mais facilmente. 
 
 
 Y = 2359000 – 305000 
 (0,006784)** (0,063725)* 
 R² = 0,733869 
 * Significativo a 6,37% 
 ** Significativo a 5% 
 
Figura 8 – Curva de crescimento da microalga Chlorella sp cultivada em meio de cultivo enriquecido com 0,2% 
de vinhaça e 5 g L-1 de bicarbonato de sódio. 
 
0,00E+00
5,00E+05
1,00E+06
1,50E+06
2,00E+06
2,50E+06
1 2 3 4 5
Dias de cultivo
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6.3 Utilização da vinhaça como meio de cultivo para a cianobactéria Spirulina platensis 
 
 A cianobactéria Spirulina plantensis foi o alvo inicial do trabalho devido à alto 
percentual de proteína presente na mesma e devido ao grande número de trabalhos já 
desenvolvidos com a presente cianobactéria. No entanto, no presente trabalho a mesma não se 
adaptou com facilidade ao meio enriquecido com a vinhaça, entrando rapidamente na fase de 
morte do cultivo. A figura 9 apresenta a cianobactéria cultivada em meio de cultivo 
enriquecido com 0,87% de vinhaça. 
 
 
 
 Y= 601,4 + 41 
 (0,141584) (0,684231)* 
 R² = 0,062828 
 * NS 
Figura 9 – Curva de crescimento da cianobactéira Spirulina platensis cultivada em meio de cultivo enriquecido 
com 0,50% de vinhaça e 10 g L-1 de bicarbonato de sódio. 
 
 
 
 
 
 
 
0
200
400
600
800
1000
0 1 2 3 4 5 6
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6.4 Floculação e secagem 
 
 
 A floculação consiste na formação de agregados celulares em suspensão, associada a 
uma rápida sedimentação que pode se dar de forma natural ou induzida, através de agentes 
floculantes ou ligantes (FREEMAN; LILLY, 1998). 
 A floculação da biomassa algal com a adição de NaOH 2N não se mostrou eficiente, 
visto que não ocorreu uma completa sedimentação das células, apresentando no sobrenadante 
células em suspensão. Assim, o rendimento foi subestimado e chegou a apenas 0,08 g L-1, 
sendo obtidos no total 7,7 g de biomassa seca. 
Segundo Costa et al. (2006), as microalgas Chlorella vulgaris e Chlorella minutíssima 
apresentaram rendimentos de 5,06 e 1,5 g L-1, respectivamente em 22 dias de cultivo. 
Gouveia; Oliveira (2009) ao cultivarem a microalga C. vulgaris obtiveram um rendimento de 
3 g L-1. 
A floculação com NaOH 2N é mais efetiva quando o pH do meio de cultivo é em 
torno de 7 ou menos, devido a maior variação para o lado alcalino. Em todos os cultivos com 
10 g L-1 de bicarbonato, o pH ficou em torno de 9 e, a adição de NaOH pouco alterava este 
valor, dificultando a floculação. 
De acordo com Diniz (2005), a autofloculação das algas resultante do aumento do pH 
leva o meio de cultura a uma condição de supersaturação de íons cálcio e fosfato, 
promovendo uma nucleação dos cristais de fosfato e cálcio localizados nas paredes das células 
que servem de suporte sólido as mesmas. A floculação natural de algas pode ocorrer também 
devido ao aumento substancial da temperatura que ocasiona maior evaporação e, por 
conseguinte, um aumento da concentração destes íons. 
A floculação também pode ser induzida com o uso de polieletrólitos sintéticos ou 
naturais como no caso do uso de quitosana, um polissacarídeo modificado, extraído da 
carapaça de crustáceos. Pereira (2001) utilizaram 5 mg L-1 de quitosana para a floculação da 
microalga Ankistrodesmus gracilis, obtendo uma eficiência de 92%. Porém, o teor de células 
na biomassa sedimentada correspondeu a apenas 33%, sendo difícil separar a quitosana da 
biomassa algal. 
 
 
 
 
6.5 Determinação da concentração lipídica na microalga Chlorella sp.. cultivada com 
vinhaça. 
 
 A determinação de lipídios na biomassa seca da microalga Chlorella sp cultivada em 
meio enriquecido com vinhaça revelou uma concentração de 17% de lipídios totais. Segundo 
Costa et al. (2006), as microalgas C. vulgaris e C. minutíssima apresentaram, em 22 dias de 
cultivo, teores de lipídios totais de 6,96 e 7,98%, respectivamente. 
O teor de ácidos graxos insaturados presentes nas microalgas pode variar entre 35,4 a 
49,2% (GRIMA et al., 1992). Já Morais; Costa (2008) obtiveram, durante um cultivo de 
Chlorella vulgaris utilizando 12% de CO2, um rendimento máximo de 4,6% de lipídios totais, 
sendo 72% de ácidos graxos poliinsaturados. Kris et al. (2002) relatam que o consumo de 
ácidos graxos insaturados da série ω-3, obtidos das microalgas parece desencadear benefícios 
à saúde, como a prevenção de doenças coronarianas. 
 O cultivo de microalgas com os gases CO2, SO2 e NO resulta em uma biomassa rica em 
ácidos graxos, podendo ser utilizados para a alimentação e para produção de biocombustíveis. 
Além disso, as microalgas Spirulina sp., Scenedesmus obliquus, Synechococcus nidulans e 
Chlorella vulgaris, podem contribuir na redução do aquecimento global, através da fixação do 
dióxido de carbono, principal componente dos gases do efeito estufa na atmosfera. A maior 
quantidade em ácidos graxos essenciais encontrados nas microalgas foi de 6,26% de ácido 
linoléico para Chlorella vulgaris e 25,73% de ácido linolênico para Spirulina sp 
(RADDMAN; COSTA, 2008). 
 Gouveia; Oliveira (2009), ao analisarem o conteúdo lipídico de Chlorella vulgaris 
encontraram 5,1% de lipídios totais. Os mesmo autores afirmaram que o melhoramento 
genético das espécies pode aumentar o rendimento das técnicas de extração de lipídios. 
O total de lipídios pode variar dependendo da espécie cultivada e da forma de cultivo e 
existem registros de que a iluminação interfere substancialmente na quantidade lipídica em 
Chlorella sp que pode variar de 14 a 22%, enquanto que para a cianobactéria Spirulina 
platensis esta quantidade gira em torno de 4 a 9%. Por outro lado, a microalga Dunaliella 
tertiolecta pode apresentar concentrações bem superiores que variam de 64 a 71% 
(TEIXEIRA et al., 2006). Apesar do baixo rendimento de biomasssa seca por conta da 
floculação incompleta, o teor de 17% de lipídios na biomassa de Chlorella sp cultivada em 
vinhaça ficou dentro do esperado para a espécie. Segundo o mesmo autor, os óleos 
encontrados nas microalgas possuem características físico-químicas similares aos de óleos 
vegetais e podem ser utilizados como matéria prima para a produção de biodiesel. 
 Lima (2009) extraiu lipídios da microalga Chlorella sp utilizando como solventes o 
diclorometano e o metanol, constatando uma produção lipídica de 18.14 mg/ L-1 , 20.12 mg/ L-1 e 
40 mg/ L-1 , semelhante ao obtido por outros autores. 
 Segundo Teixeira et al. (2006), a elevada produtividade das microalgas as tornam 
matérias primas capazes de suprir a demanda dos 2% de biodiesel presentes no diesel comum 
e até como substitutas integrais. No entanto, segundo o mesmo autor ainda existem problemas 
do ponto de vista econômico. 
 Tomasini et al. (2008) determinaram à concentração lipídica de cinco microalgas 
diferentes dos gêneros, Amphora, Chlorella, Cyanobium e Monoraphidium, e observaram 
teores de 21.72%, 9.87%, 8.72% e 20.42%, respectivamente. Os resultados mostraram que as 
microalgas possuem potencial para a produção de biodiesel, pois apresentam um teor 
significativo de lipídios, além de apresentarem vantagens com relação aos vegetais superiores, 
já que seu cultivo pode ser realizado em águas salobras (impróprias para uso) e por possuírem 
altas taxas de crescimento. 
 A utilização de vinhaça como meio de cultivo para microalgas é sem dúvida, mais 
econômica e promissora, pois reduz a carga poluidora desse resíduo. Sua utilização como 
fertilizante é viável para o Brasil, devido a grande produção deste resíduo após a obtenção do 
álcool. O cultivo de microalgas apresenta perfeita sintonia com o clima,extensão territorial e 
disponibilidade de água em nosso país. 
 A substituição ou complementação do meio de cultivo químico por um meio orgânico 
alternativo, como a vinhaça poderá reduzir consideravelmente o custo da produção de 
biomassa algal, visto que não será necessária a inclusão de fertilizantes agrícolas para preparo 
do meio de cultivo para as microalgas, pois esses nutrientes se encontram presentes na 
vinhaça, porém, uma análise econômica deverá ser realizada para atestar diminuição de 
custos, pois salienta-se que ainda há a necessidade do uso de bicarbonato de sódio. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 CONCLUSÃO GERAL 
 
 
 Através da realização desse estudo foi possível determinar as condições ideais para a 
utilização da vinhaça como nutriente principal no cultivo de Chlorella sp, bem como avaliar o 
teor de lipídios na biomassa seca. Desta forma, dada a grande disponibilidade de vinhaça no 
País e a enorme quantidade de água salgada e salobra, existe uma grande possibilidade de se 
realizar cultivos em massa de Chlorella sp com o propósito de extrair seus lipídios para a 
produção de biodiesel. 
 
 
7.1 Conclusões específicas 
 
 
 1. O melhor desempenho com relação ao crescimento da Chlorella sp foi obtido com a 
aplicação de 0,2% de vinhaça, em dias alternados, no meio de cultivo preparado com a adição 
de 10 g L-1 de bicarbonato de sódio, concentração necessária para manter o pH do meio 
alcalino. 
 
 2. A cianobactéria Spirulina platensis não se adaptou ao meio de cultivo entrando 
rapidamente em fase de declínio do cultivo. A microlaga Chlorella sp mostrou-se mais 
adaptável ao meio com vinhaça apresentando com desempenho. 
 
 3. A redução da concentração de bicarbonato de sódio para 5 g L-1 resultou em uma 
redução acentuada no pH do meio, impedindo o desenvolvimento da microalga. 
 
 4. A floculação não apresentou uma boa eficiência devido a alcalinidade do meio o 
que dificultou a completa floculação da microalga com a adição de NaOH 2N. 
 
 5. A biomassa obtida apresentou um teor de lipídios dentro do normal quando 
comparada com a bibliografia consultada; 
 
 
 
8. RECOMENDAÇÕES PARA TRABALHOS FUTUROS 
 
 
Estudar o cultivo de outras microalgas utilizando vinhaça como enriquecimento para o meio 
de cultivo das mesmas; 
 
Estudar o cultivo de Chlorella sp utilizando outros meios alternativos oriundos de processos 
agroindustriais; 
 
Testar outras metodologias para Floculação da Chlorella sp. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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