Analgesia e Anestesia em animais nos biotérios - parâmetros fisiológicos na dor, sintomas de dor nas espécies, farmacologia, MPA, opioides, manejo anestésico, cuidados de emergência

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Bioterismo 
 
6. Analgesia e anestesia em animais nos biotérios de criação e experimentação 
 
 
Nos animais, independente de se tratar de animais de 
experimentação ou não, pode-se avaliar as condições 
da dor a partir de parâmetros fisiológicos como: 
 
• Postura de guarda 
• Vocalização 
• Dificuldade de movimento 
• Imobilidade 
• Higiene pessoal prejudicada 
• Automutilação 
• Perda de apetite e peso 
• Consistência das fezes alterada 
• Volume da urina alterado 
 
De acordo com Soma (1987), a dor pode ser avaliada 
como aguda ou crônica a partir dos seguintes 
parâmetros: 
 
Dor aguda (Soma, 1987) 
• Postura de guarda 
• Vocalização 
• Automutilação 
• Inquietação 
• Deitar-se em período de tempo não-usual 
• Posições anormais (cabeça baixa, contração 
abdominal) 
 
Dor Crônica (Soma, 1987) 
• Redução da atividade 
• Inapetência 
• Alterações da personalidade 
• Ato de se esconder 
 
Variações nas respostas comportamentais existem de 
acordo com espécies e indivíduos. Animais 
endogâmicos (inbreed) possuem menor variabilidade 
individual. 
 
 
 
 
 
 
 (varia entre linhagens) 
• Perda de peso ou desidratação 
• Piloereção/postura encurvada 
• Vocalização (usualmente não vocalizam) 
• Aumento do tempo de sono 
• Isolamento 
 
• Perda de peso 
• Piloereção/postura encurvada 
• Vocalização em excesso 
• Alteração do padrão de sono 
• Isolamento 
• Lambedura 
• Hipotermia 
• Descarga ocular (cromodacriorreia) 
• Agressividade 
 
• Diminuição do consumo de água e comida 
• Olham para a parte de trás da gaiola 
• Movimentos limitados 
• Fotossensibilidade 
• Estoicos 
 
• Perda de peso 
• Agressividade ou depressão 
• Diarreia 
• Período maior de sono 
 
• Não respondem aos estímulos 
• Sonolentos e sem agressividade 
• Vocalização 
 
• Inapetência 
• Pouca reação à dor 
• Aparência miserável, postura encolhida 
• Expressão triste/evitam a companhia 
• Falta de higiene pessoal 
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• Opioides 
• AINEs 
 
A administração de analgésicos é obrigatória. 
 
 
• Morfina 
• Meperidina 
• Fentanil 
• Oximorfone 
• Etorfina 
• Carfentanil 
 
Indicados para dor moderada a severa. Possuem meia-
vida de cerca de 4h. 
 
Morfina: 
• a mais usada. 
• Problemas no TGI de cães 
 
Meperidine: 
• efeito semelhante ao da morfina, porém com 
menos efeitos gastroentéricos; 
• útil em equinos 
 
Fentanil: 
• associação com droperidol produz analgesia 
profunda; 
• menor duração e menos efeitos colaterais 
 
Oximorfone: 
• mais potente que a morfina; 
• estabilidade cardiovascular maior que os 
outros opioides; 
• associado ao Diazepam ou acepromazina em 
animais idosos 
 
Etorfina: 
• usado em flechas para imobilizar animais 
selvagens e de zoológico; 
• extremamente potente; 
• perigoso para humanos. 
• Reversor: diprenorfina (M5050) 
 
Carfentanil: 
• Fatal para o homem. 
• Reversor: ciprenorfina (M285) ou diprenorfina. 
Efeitos colaterais 
• Vômitos – não ocorre em suínos, ovinos, 
roedores e coelhos 
• Depressão respiratória e cardiovascular 
• Hipotensão (alteração do sistema 
termorregulador) 
• Aumenta a pressão intracraniana – 
contraindicado em traumatismo craniano. 
 
Antagonistas opioides: 
• Hidrocloreto de naloxone 
• Nalonorfine e diprenorfine 
 
Alternativas aos opioides: Agonistas m parciais e 
agonistas kappa. 
 
Butorfanol: analgésico sintético com potência 5x maior 
que a da morfina. O grau de sedação ocorre e a 
depressão respiratória atinge um efeito máximo que 
não aumenta com o aumento da dose. A analgesia dura 
de 2 a 5 horas 
 
Buprenorfina: de escolha para animais de laboratório. 
Ação de 8 a 12 horas. Antagoniza os efeitos 
depressores dos agonistas opioides. 
Dose para Ratos: 0,05 – 0,1 mg/kg SC 
Dose para Camundongos: 0,01 – 0,05mg/kg SC 
 
 
Utilizados no controle da dor de intensidade leve a 
moderada. 
 
Aspirina: ineficaz para dores viscerais 
Naproxeno: utilizado quando a aspirina não faz efeito 
Flunixin: maior efeito analgésico, usado para dores 
osteoartríticas; grandes problemas no TGI de cães 
Dipirona: analgésico, antipirético, antiinflamatório; 
pode gerar discrasia sanguínea 
Ketoprofeno e carprofeno: 30x mais potente que a 
aspirina; não produz ulceração gastrintestinal e 
possuem longa duração (24h) 
 
 
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O jejum sólido varia conforme a espécie. Em algumas, 
portanto, se tornam desnecessárias, como no caso de 
roedores e coelhos pelo fato de não vomitarem; 
Animais menores toleram menos tempo sem se 
alimentar, portanto, essa restrição deve ocorrer 
somente se for realmente necessária e estiver 
especificada no protocolo de pesquisa aprovado na 
Ceua da instituição. No caso da oferta de água, a 
restrição deve ocorrer pelo menos 60 minutos antes da 
indução anestésica 
 
Outro fator a ser considerado é a temperatura 
corporal, que em muitas vezes é reduzida com o uso de 
anestésicos. Importante ter em mãos a manta térmica, 
porém com cautela. 
 
A frequência respiratória e cardíaca de ratos e 
camundongos é muito alta. O monitoramento, então, 
não é feito da mesma forma que na clínica de animais 
domésticos, que é através da contagem dos 
movimentos. Se torna mais complicado, sendo feito 
apenas sob monitoramento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Anticolinérgicos 
Tranquilizantes 
Sedativos 
 
• Sedação para procedimentos locais não 
invasivos 
• Cuidado: eles diminuem o efeito da secreção 
salivar, aumentando a ação irritante dos 
anestésicos 
 
Anticolinérgicos 
• Utilizados para reduzir secreções pulmonares e 
salivares (ocorre bloqueio do sistema nervoso 
parassimpático) 
• Protegem o coração da inibição vagal que 
ocorre no manuseamento de vísceras 
• Causam discreta taquicardia. 
 
• Atropina 
Anticolinérgico de escolha 
Boa associação com Cetamina e Pentobarbital 
Dose: 0,05mg/kg SC ou IM (IV 30-40 minutos antes da 
anestesia) 
 
Tranquilizantes 
Relaxamento sem depressão fisiológica ou redução de 
consciência 
Não possuem ação analgésica; logo, não permite 
intervenções muito invasivas 
Duração de 1-2 horas 
Divididos nos seguintes grupos: 
 
Fenotiazinas (acepromazina e cloropromazina): 
podem causar hipotensão e queda da temperatura 
corporal 
Butirofenonas (fluanisona): mais potentes que as 
fenotiazinas e menos hipotensoras 
Benzodiazepinas (Diazepam, midazolam): excelente 
sedação, bom relaxamento muscular e potentes 
anticonvulsivantes 
Medetomidina: rapidamente reversível 
 
• Diazepam 
Dose Ratos: 2,5 mg/kg IP 
Dose Camundongos: 5,0 mg/kg IP 
 
Também podem ser utilizados: 
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Hipnoanalgésicos (morfina e tramadol) que tem 
potente ação analgésica ao deprimir o sistema nervoso 
central, elevando o limiar da dor 
Hipnóticos (etomidato e hidrato de cloral): baixa ação 
analgésica; apenas promovem estado de sono. 
 
 
Utilizados para procedimentos de curta duração. Pode 
ser feita por meio de infiltração ao redor da área da 
cirurgia proposta ou por meio de bloqueio dos nervos 
específicos do campo cirúrgico. Os mais utilizados são 
amedocaína e lidocaína. 
Esses anestésicos podem causar vasoconstrição, 
aumentando o tempo de absorção e potencializando o 
fármaco utilizado. 
 
• Amedocaína: 
Analgésico superficial de uso tópico 
Início rápido (5 minutos) 
Longa duração (2-3h em concentrações de 0,25% a 
0,5%) 
 
• Lidocaína: 
analgésico local 
 
Concentrações para roedores: 
 
 
 
• Injetáveis: indução 
• Inaláveis: manutenção 
 
 
Agentes transportadores dos anestésicos inalatórios: 
• Oxigênio 
• Óxido de nitrogênio 
 
Componentes básicos do equipamento de anestesias 
inalatórias: 
• Cilindros de gás 
• Válvula de redução 
• Medidor de fluxo 
• Vaporizador 
 
O método mais utilizado (e menos indicado) para 
anestesiar roedores é a de colocá-lo em um recipiente 
contendo algodão embebido no anestésico pela 
impossibilidade de saber quala concentração que está 
sendo administrada; além disso, a técnica é perigosa 
pela probabilidade de o fármaco ser inalado pela 
equipe e pelo perigo de explosões (exemplo: éter) 
 
Concentração de agentes voláteis 
Varia conforme o agente, não conforme o animal. Ou 
seja, animais maiores não necessitam de 
concentrações maiores. 
 
Óxido nitroso 
Independente do fármaco, ele sempre será usado 
associado ao óxido nitroso para reduzir as 
concentrações dos agentes, diminuindo 
consequentemente seus efeitos colaterais. Utilizado 
nas concentrações de 60:40 ou 50:50 com o oxigênio. 
 
Após anestesia inalatória 
Em anestesias prolongadas, administrar oxigênio puro 
por 5-10 minutos para evitar colapso respiratório. 
 
Agente contraindicado: Éter. Isso se dá pelas seguintes 
características: 
• Irritante para as mucosas 
• Acentuar doenças respiratórias preexistentes 
• Excitação involuntária antes da anestesia 
• Aumenta os níveis de catecolaminas gerando 
hiperglicemia 
• Afeta enzimas hepáticas 
• Explosivo 
 
Anestésicos inalatórios mais comuns: 
 
• Metoxiflurano: 
produz indução e recuperação lentas, gerando grande 
segurança e boa atividade analgésica prolongada ao 
período pós-operatório 
 
• Halotano: 
Líquido não inflamável 
Potente depressor cardiovascular, que pode causar 
tremores durante a recuperação. Ocorre aumento da 
pressão sanguínea, sensibilizando o coração para os 
efeitos arrítmicos das catecolaminas 
 
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• Isoflurano: 
mais seguro que o halotano, com pouco efeito nas 
enzimas hepáticas. Porém, é mais caro. 
 
 
Em animais pequenos, as vias mais utilizadas são a IM 
e IP. Essas vias exigem doses mais altas dos fármacos. 
A pesagem do animal se faz extremamente 
importante. 
 
Critérios de escolha dos fármacos injetáveis: 
• Ter ampla margem de segurança 
• Ser não irritante 
• Possibilidade de administração em pequenos 
volumes por meio de seringa com agulha fina 
(25-27) 
 
Características dos injetáveis (em sua maioria) 
• Pobre analgesia 
• Insuficientes para grandes cirurgias 
• Vias IM, SC e IP possuem absorção lenta 
• Recuperação lenta (logo, efeitos colaterais 
podem persistir) 
 
Barbitúricos 
Depressores do SNC, sistema respiratório e sistema 
cardiovascular; 
Efeito analgésico fraco; 
A escolha do barbitúrico varia conforme o tempo de 
duração do procedimento; 
São mais usados em concentrações altas para 
eutanásia; 
Exemplos: pentobarbital, tiopental, methohexitono, 
thiamylal e inactin. 
 
Doses: 
 
 
 
 
Não-barbitúricos 
 
• Propofol 
Administração IV; 
Age rapidamente, induzindo a anestesia suavemente; 
Rápida recuperação; 
Pode ser usado em infusão continuada para cirurgias 
de longa duração; 
Seguro para ratos, gatos, cães, primatas, suínos e 
coelhos. 
 
 
• Saffan 
Compostos por alfaxalona, alfadonola e esteróides; 
Proibido em cães (libera histamina, gerando 
anafilaxia); 
Fármaco de eleição para primatas. 
 
Dissociativos: 
São os mais utilizados; 
Normalmente mantém a respiração adequada e há 
aumento da frequência cardíaca e arterial 
 
• Cetamina 
Aumenta a secreção salivar; mais indicado a atropina 
como pré-anestésico 
Administração IV ou IM; 
Costuma ser usado em associações: 
 
Cetamina + Diazepam 
- Curta duração (20 – 30 min) 
- Ratos: Diazepam 5mg/kg seguidos de 75 mg/kg de 
cetamina IP 
- Camundongos: 5mg/kg de diazepam seguido de 
200mg/kg de cetamina IP 
 
A associação da cetamina com agentes sedativos, 
como diazepam ou acepromazina, relaxa a 
musculatura em razção do aumento do tônus 
muscular. Nesse caso, a analgesia gerada é leve, não 
sendo suficiente para um procedimento cirúrgico, mas 
adequada para procedimentos menos invasivos e 
dolorosos 
 
Cetamina + medetomidina: 
- Média duração (1h) 
- Ratos: 75mg/kg de cetamina IP para 0,5mg/kg de 
medetomidina SC 
 
 
Narcóticos 
Podem gerar depressão respiratória 
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• Fentanil 
Efeito sedativo em ratos, cães e primatas 
Excitatório em camundongos, gatos e cavalos. 
 
Neurolépticos 
Comumente associados a tranquilizantes ou 
narcóticos; 
Reversores: naloxona ou buprenorfina; 
Excelente opção para anestesia de roedores e coelhos: 
Fentanil/fluanisona + midazolam/diazepam. 
 
Agonista dos receptores α2-adrenérgicos 
(medetomidina e Xilazina) 
 
• Xilazina 
Ação sedativa 
Promove relaxamento muscular e analgesia visceral 
Efeito adverso: depressão respiratória e cardiovascular 
 
 
 
Existem quatro opções possíveis: 
• Dose única, com anestésico de longa duração 
como alfa-clorosa 
• Injeções intermitentes, sendo essencial um 
bom monitoramento 
• Infusão continuada, IV, como fentanil e 
midazolam 
• Agentes inalatórios com indução anterior 
 
 
 
• Observar a resposta do animal a estímulos 
• Perda do reflexo palpebral e respiratório 
• Perda da percepção a estímulos dolorosos 
(pinçamento da pele interdigital no membro 
pélvico e da cauda em ratos, coelhos e cobaias) 
• Observar mucosas 
• frequência respiratória inferior a 60 BPM é 
sinal de falência respiratória 
 
Indicativos de entrada em plano anestésico 
• Andar atáxico seguido de queda 
• Capacidade de levantar e girar a cabeça 
• Bom sinal de aprofundamento: incapacidade 
de endireitamento postural 
• Reflexo de deglutição quando provocado. 
Porém, nesses animais, é um artifício mais 
difícil de ser feito 
 
Monitorar: 
1. Função respiratória 
2. Função circulatória 
3. Temperatura corporal 
4. Profundidade da anestesia 
 
1. Função respiratória: 
• monitorar padrão, profundidade e ritmo 
através da movimentação do peito 
• verificar se há obstrução esofágica causado 
pelo acúmulo de secreção ou sangue 
 
2. Função circulatória: 
• Monitorar qualidade e ritmo do pulso. 
• Teste de TPC normal: 2 – 3 segundos. 
• Hipotensão pode causar colapso cardíaco 
súbito, porém geralmente é gradual 
• Perda de sangue e líquidos pode gerar choque 
hipovolêmico e parada cardíaca, 
principalmente em pequenos roedores 
• Transfusão sanguínea pode ser realizada; 
reações transfusionais não ocorrem entre 
animais da mesma linhagem endogâmica. 
 
3. Temperatura corporal: 
Hipotermia: causa mais comum de morte em pequenos 
roedores 
Após a anestesia, os animais devem ser colocados em 
uma incubadora para manutenção da temperatura 
corporal durante a recuperação. Também podem ser 
utilizadas lâmpadas de calor, insulação com algodão ou 
lã, camas aquecidas, cobertores aquecidos. 
 
4. Profundidade da anestesia: 
Os reflexos oculares são maus indicadores da 
profundidade da anestesia. Muitas vezes, dependendo 
da espécie, o reflexo palpebral é inexistente – em 
roedores, é difícil avaliar, e, em coelhos, ele pode 
existir até quando a anestesia já está demasiadamente 
profunda. 
Profundidade da anestesia 
Avaliar reflexo podal, da cauda ou da orelha 
 
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Colapso cardiorrespiratório: 
• Limpar e manter livres as passagens aéreas 
• Ventilar com oxigênio 20x por minuto; 
administrar doxapram caso necessário; 
• Realizar massagem cardíaca 
• Após, administrar fluidos para recuperação da 
circulação (sempre em temperatura morna) 
 
Restauração do ritmo cardíaco: 
• Para assístole: adrenalina, solução de 1mL/kg 
de 1:10.000 IV. Repetir após 10 minutos se 
necessário 
• Para fibrilação: lignocaína 1-2mg/kg 
intracardíaco 
Ao estabilizar, continuar com a ventilação e manter 
circulação (fluidoterapia e adrenalina) 
 
Acidose: bicarbonato 1,5ml/kg de solução 5% IV 
 
Edema cerebral: corticóides ou diuréticos 
 
• Monitoramento individual 
• A recuperação deve ser feita em sala aquecida, 
sem ruídos e com luz reduzida 
• Temperatura ambiente para camundongos: 
35ºC 
• Temperatura ambiente para ratos: 33ºC 
 
Manter o monitoramento dos mesmos parâmetros e 
verificar periodicamente: 
• Calor e conforto: temperatura de 27-30ºC para 
adultos e 35-37C para neonatos de roedores 
até restabelecimentodos parâmetros normais. 
• Depressão respiratória 
• Equilíbrio de fluidos 
• Perda sanguínea 
• Urina (redução pode ser devido a 
desidratação, lesão do trato urinário ou dor) 
• Fezes (diminuição pode ser devido a paralisia 
do íleo; em ratos, utilizar hidrato de cloral) 
• Peso 
 
 
Os anti-inflamatórios também possuem potencial 
analgésico. 
Ao administrá-los no período pré-operatório, que é 
recomendado, deve-se dar preferência por inibidores 
preferenciais (carprofeno e meloxicam) e seletivos da 
ciclo-oxigenase-2 (coxibes) para minimizar a inibição 
de plaquetas e hipoperfusão renal. 
 
Efetivo para dor pós-operatória (dores graves associar 
opióide). 
Fornecer 30 minutos antes da cirurgia. 
Na aplicação anterior a cirurgia, 1.ª dose de 2 mg/kg 
para pequenos roedores. 
Uso por até 3 dias. 
 
Camundongo: 1-2 mg/kg IM, SC, VO 24h. 
Rato: 1 mg/kg SC, IP, VO 24h 
 
 
Muito comum, pois ocorre a diminuição da ingestão de 
água e comida. Para reposição hídrica, administra-se 
fluido estéril aquecido por via SC; Também pode ser 
solução fisiológica ou glicofisiológica VO, SC ou IP. 
 
Volumes aproximados para a fluidoterapia: 
Ratos (200g): 5mL SC ou 5mL IP 
Camundongos (30g): 1-2mL SC ou 2mL IP 
 
Observação: 
 
Agonistas dos receptores α1-adrenérgicos: fenilefrina, 
metoxamina 
Agonistas dos receptores α2-adrenérgicos: 
Dexmedetomidina, medetomidina, detomidina, 
xilazina, romifidina 
Agonistas dos receptores β2-adrenérgicos: 
Clembuterol, salbutamol (albuterol), terbutalina 
Agonistas mistos dos receptores α e β-adrenérgicos: 
efedrina, metaraminol 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Referências 
Molinaro, E. M., Majerowicz, J., Couto, S. E. R., Borges, C. C. 
A., & Moreira, W. C. (2009). Animais de laboratório. EPSJV. 
8 
 
 
ANDRADE, Antenor; PINTO, Sergio Correia; OLIVEIRA, 
Rosilene Santos de. Animais de laboratório: criação e 
experimentação. Editora Fiocruz, 2006. 
 
GRIMM, K. A.; LAMONT, L. A.; TRANQUILLI, W. J.; GREENE, S. 
A.; ROBERTSON, S. A. Lumb & Jones Anestesiologia e 
Analgesia em Veterinária, 5 ed, Rio de Janeiro: Roca, 2017 
 
NEVES, Silvânia MP. Manual de Cuidados e Procedimentos 
com Animais de Laboratório do Biotério de Produção e 
Experimentação. São Paulo: Universidade de São Paulo, 
2013. 
 
BRASIL. Ministério Da Educação. Doses de agentes para 
Ratos e Camundongos. Centro De Bioterismo. Universidade 
Federal de Alfenas. Unifal-MG. Disponível em: 
https://www.unifal-
mg.edu.br/ceua/system/files/imce/pdfs/RecomendacoesRT
MV/Tabela-de-doses-UNIFAL-atualizado-06-07-2016.pdf. 
Acesso em 13 maio 2020. 
 
UNIFESP, Universidade Federal de São Paulo. Anestesia e 
analgesia em animais de laboratório. Comissão de Ética no 
Uso de Animais - CEUA. Disponível em: 
https://www.unifesp.br/reitoria/ceua/images/C/Guia_anes
tesia_analgesia_CEUA_UNIFESP_v1_2017.pdf. Acesso em 13 
maio 2020. 
 
UFRN, Universidade Federal do Rio Grande do Norte. 
Anestésicos e Outros Agentes Adjuvantes mais utilizados em 
Animais de Laboratório. CEUA, Comissão de Ética no Uso de 
Animais. Disponível em: 
http://arquivos.info.ufrn.br/arquivos/20151411527cd0277
3914913fffdb040e/Anexo_8_-
_Anestsicos_Analgsicos_e_Antibiticos.pdf. Acesso em 13 
maio 2020.