Roteiro (1)

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Roteiros 
Farmacognosia
Manual de Estágio
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Observação e Análise 
Macroscópica dos Órgãos Vegetais
AULA 1
Roteiro 1
OBJETIVO: observar os diferentes órgãos vegetais (raiz, caule, folha, flor, fruto e semente) 
aprendendo suas diferenças.
PROCEDIMENTO:
1. Através de método direto (tato, visão, olfato), observar os diferentes órgãos vegetais 
(raiz, caule, folha, flor, fruto e semente) observando suas diferenças e as diferenças en-
tre as diferentes plantas.
QUESTÕES:
1. Qual a relação de cada órgão vegetal com sua função para o vegetal?
2. Desenhar e anotar as principais estruturas de cada órgão.
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Análise Microscópica de 
Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
AULA 1
Roteiro 2
OBJETIVO: Aprender os tipos de cortes histológicos, montagem de lâminas e observação 
ao microscópio.
PROCEDIMENTO: 
1. Planta Medicinal: Realizar cortes (fininhos) com lâmina tipo “Gillette”, entre dois 
isopores (como um sanduíche de isopor e recheio de planta) colocando-os em água 
destilada para separação dos melhores cortes. Realizar cortes transversais, longitudinais 
e paradérmicos.
2. Separar os cortes escolhidos, os mais finos.
3. Colocar os cortes em uma ou mais lâminas.
4. Montar as lâminas na seguinte ordem: lâmina, corte, glicerina 50% ou água desti-
lada (2 a 3 gts), lamínula (45º de inclinação).
5. Secar excesso de glicerina ou água com papel de filtro e observar ao microscópio.
- Se houver corte com droga vegetal, deixar hidratando a frio se tecido não rígido. caso 
tecido rígido, aquecer com água e glicerina até amolecimento da mesma antes de cortar.
Manual de Estágio
QUESTÕES: 
1. Quais as diferenças na visualização dos diferentes tipos de cortes (transversal, para-
dérmico e longitudinal)?
2. Qual a importância dos cortes histológicos?
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Análise Microscópica de 
Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
AULA 1
Roteiro 3
OBJETIVO: Reconhecer tecidos vegetais e aprender técnicas de coloração.
PROCEDIMENTO: 
1. Planta Medicinal: Realizar cortes (fininhos) com lâmina tipo “Gillette”, entre dois 
isopores (como um sanduíche de isopor e recheio de planta), colocando-os em água 
destilada para separação dos melhores cortes.
2. Separar os cortes escolhidos e descolori-los em hipoclorito de sódio.
3. Após descoloramento, lavar os cortes em água destilada.
4. Colocar os cortes descoloridos em corante apropriado (azul de Astra, Hematoxilina 
de Delafield, cloreto de zinco, Lugol, Sudam III, Safranina) por aproximadamente 30 
segundos.
5. Lavar os cortes em água destilada (exceção quando coloração for com Sudam III).
6. Montar as lâminas na seguinte ordem: lâmina, corte corado, glicerina 50% ou água 
destilada (2 a 3 gts), lamínula (45º de inclinação).
7. Secar excesso de glicerina ou água com papel de filtro e observar ao microscópio.
Obs.: Sudam III para observação de óleos (essenciais e fixos).
 Hematoxilina, cloreto de zinco, safranina e Azul de Astra para tecidos 
permanentes simples e complexos.
 Lugol para amido e tecidos permanentes.
Manual de Estágio
- Se houver corte com droga vegetal, deixar hidratando a frio se tecido não rígido, 
caso tecido rígido, aquecer com água e glicerina até amolecimento da mesma. Mesmo 
procedimento de descoloração e coloração.
QUESTÕES: 
1. Qual a importância do hipoclorito na técnica realizada?
2. Quais as cores que os tecidos apresentam e como auxilia na identificação dos tecidos?
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Análise Microscópica de 
Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
AULA 2
Roteiro 1
OBJETIVO: Reconhecer tecidos permanente simples. 
PROCEDIMENTO: 
1. Planta Medicinal: Realizar cortes (fininhos) com lâmina tipo “Gillette”, entre dois 
isopores (como um sanduíche de isopor e recheio de planta), colocando-os em água 
destilada para separação dos melhores cortes.
2. Separar os cortes escolhidos e descolori-los em hipoclorito de sódio.
3. Após descoloramento, lavar os cortes em água destilada.
4. Colocar os cortes descolorados em corante apropriado (azul de Astra, Hematoxilina 
de Delafield, cloreto de zinco, Lugol, Sudam III, Safranina), por aproximadamente 30 
segundos.
5. Lavar os cortes em água destilada (exceção quando coloração for com Sudam III).
6. Montar as lâminas na seguinte ordem: lâmina, corte corado, glicerina 50% ou água 
destilada (2 a 3 gts), lamínula (45º de inclinação).
7. Secar excesso de glicerina ou água com papel de filtro e observar ao microscópio.
Manual de Estágio
Obs.: Sudam III para óleos (essenciais e fixos).
 Hematoxilina, cloreto de zinco, safranina e Azul de Astra para tecidos 
permanentes simples e complexos.
 Lugol para amido e tecidos.
- Se houver corte com droga vegetal, deixar hidratando a frio se tecido não rígido, caso 
tecido rígido, aquecer com água e glicerina até amolecimento da mesma.
QUESTÕES:
1. Como estão estruturados os tecidos permanentes simples das folhas?
2. Como podemos diferenciá-los (desenho)?
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Análise Microscópica de 
Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
AULA 2
Roteiro 2
OBJETIVO: Reconhecer tecidos permanentes complexos. 
PROCEDIMENTO: 
1. Planta Medicinal: Realizar cortes (fininhos) com lâmina tipo “Gillette”, entre dois 
isopores (como um sanduíche de isopor e recheio de planta, colocando-os em água 
destilada para separação dos melhores cortes.
2. Separar os cortes escolhidos e descolori-los em hipoclorito de sódio.
3. Após descoloramento, lavar os cortes em água destilada.
4. Colocar os cortes descolorados em corante apropriado (azul de Astra, Hematoxilina 
de Delafield, cloreto de zinco, Lugol, Sudam III, Safranina), por aproximadamente 30 
segundos.
5. Lavar os cortes em água destilada (exceção quando coloração for com Sudam III).
6. Montar as lâminas na seguinte ordem: lâmina, corte corado, glicerina 50% ou água 
destilada (2 a 3 gts), lamínula (45º de inclinação).
7. Secar excesso de glicerina ou água com papel de filtro e observar ao microscópio.
Manual de Estágio
Obs.: Sudam III para óleos (essenciais e fixos).
 Hematoxilina, cloreto de zinco, safranina e Azul de Astra para tecidos 
permanentes simples e complexos.
 Lugol para amido e tecidos.
- Se houver corte com droga vegetal, deixar hidratando a frio se tecido não rígido, caso 
tecido rígido, aquecer com água e glicerina até amolecimento da mesma.
QUESTÕES:
1. Quais os tecidos permanentes complexos visualizados e qual função dos mesmos?
2. Qual a localização destes tecidos (desenho)?
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Análise Microscópica de 
Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
AULA 2
Roteiro 3
OBJETIVO: Reconhecer inclusões vegetais (orgânicas e inorgânicas). 
PROCEDIMENTO: 
1. Planta Medicinal: Realizar cortes (fininhos) com lâmina tipo “Gillette”, entre dois 
isopores (como um sanduíche de isopor e recheio de planta), colocando-os em água 
destilada para separação dos melhores cortes.
2. Separar os cortes escolhidos e descolori-los em hipoclorito de sódio.
3. Após descoloramento, lavar os cortes em água destilada.
4. Colocar os cortes descolorados em corante apropriado (azul de Astra, Hematoxilina 
de Delafield, cloreto de zinco, Lugol, Sudam III, Safranina), por aproximadamente 30 
segundos.
5. Lavar os cortes em água destilada (exceção quando coloração for com Sudam III).
6. Montar as lâminas na seguinte ordem: lâmina, corte corado, glicerina 50% ou água 
destilada (2 a 3 gts), lamínula (45º de inclinação).
7. Secar excesso de glicerina ou água com papel de filtro e observar ao microscópio.
Manual de Estágio
Obs.: Sudam III paraóleos (essenciais e fixos).
 Hematoxilina, cloreto de zinco, safranina e Azul de Astra para tecidos 
permanentes simples e complexos.
 Lugol para amido e tecidos.
- Se houver corte com droga vegetal, deixar hidratando a frio se tecido não rígido, caso 
tecido rígido, aquecer com água e glicerina até amolecimento da mesma.
QUESTÕES:
1. Quais as inclusões orgânicas observadas?
2. Quais as inclusões inorgânicas observadas?
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Análise de Droga Vegetal
AULA 3
Roteiro 1
OBJETIVO: Verificar a pureza de Droga Vegetal.
PROCEDIMENTO:
1. Pesar 10 g (se raiz, caule ou folha) ou 5 g (se flor) da droga vegetal que o aluno 
trouxe, podendo ser chá em saquinho, droga vegetal vendida solta ou embalada (10 g).
2. Espalhar sobre um papel branco a amostra e verificar a presença de substâncias 
orgânicas estranhas a olho nu (pelos, insetos, estruturas não definidas), e se há outras 
partes da droga sem uso terapêutico misturadas.
3. Com auxílio de uma pinça, separar todo o material orgânico estranho e partes da 
droga sem uso terapêutico e pesar.
4. Calcular a porcentagem de matéria orgânica estranha e comparar com a monografia 
correspondente à planta na farmacopeia brasileira.
5. Observar as características macroscópicas e organolépticas da droga: anotar e com-
parar com a Farmacopeia Brasileira ou literatura especializada.
Manual de Estágio
QUESTÕES:
1. Qual a porcentagem de impurezas encontrada? Ela está dentro da especificação 
farmacopeica?
2. Quais foram os tipos de impurezas encontradas?
Materiais (aulas de 1 e 2) Quantidade
 Balança técnica 2 *
Pinça 1
Papel de pesagem 2
Lâminas tipo Gillette 2
Vidro de relógio ou placa de Petri 4
Pincel ou agulha ou estilete fino 2
Microscópio 1
Papel de Filtro 4
Lâminas de vidro para microscopia 8
Lamínulas para microscopia 8
Béquer 100 mL 1
Manta de aquecimento 4*
Balança analítica 1
Água destilada 500 mL
Hematoxilina de Delafield 50 mL
Sudam III 50 mL
Azul de Astra 50 mL
Hipoclorito de sódio 50% 100 mL
Glicerina 50% 100 mL
Ácido clorídrico 20% 10 mL
Plantas ou drogas vegetais ou amidos (diversos)
Observações:* = por classe, os outros por grupo, todos os reativos devem estar com 
pipetas Pasteur.
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Cromatografia em 
Camada Delgada de Óleos Essenciais
AULA 3
Roteiro 2
OBJETIVO: Separação e identificação das principais substâncias presentes em óleos 
essenciais.
PROCEDIMENTO:
1. Pesar 1 g de droga vegetal e triturar em almofariz de vidro. Adicionar 1 mL de etanol 
96º, e, se necessário, adicionar aos poucos mais etanol para que se tenha uma pequena 
solução extrativa.
2. Utilizar uma placa de vidro com Sílica gel G como absorvente ou Cromatofolha.
3. Ativar a placa por 1 hora a 105.
4. A cerca de 1,0 cm de distância de uma das bordas (ponto de partida), aplicar a 
amostra (solução extrativa) com óleo essencial, e uma amostra de óleo essencial puro 
diluída previamente a 1% em álcool etílico, com o auxílio de capilares: fazer 1 toque, 
esperar secar e fazer o 2º toque, num total de 10 toques.
5. Deixar espaço de cerca 1 cm entre uma amostra e outra.
6. Ao lado do toque de óleo essencial, fazer 3 toques do padrão correspondente.
7. A ____ cm do ponto de partida, interromper a camada de sílica com uma régua e a 
ponta de uma lapiseira (ponto de chegada).
8. Após o ponto de chegada, marcar quais amostras e padrões foram utilizados na al-
tura de cada spot (toques).
Manual de Estágio
9. Colocar a placa cromatográfica na cuba de vidro saturada com a fase móvel e espe-
rar correr.
10. Quando atingir o ponto de chegada, retirar a placa e deixar secar ao ar.
11. Revelar o cromatograma com revelador sulfovanílico (revelador + estufa 105 ºC por 
5 minutos) e medir a distância percorrida pelas manchas, anotando sua coloração.
12. Calcular o Rf de cada amostra e de cada padrão.
Comparar os resultados e concluir a composição de cada amostra utilizada, ou se a 
amostra possui óleos essenciais.
FASE MÓVEL: preparar 100 mL da seguinte solução: acetato de etila: tolueno (7:93). ou 
acetato de etila: hexano (10:90)
REVELADOR: sol. I - vanilina etanólica 1%
 Sol. II - ácido sulfúrico etanólico a 10%
 (misturar 10 ml de cada solução )
QUESTÕES:
1. Calcular o Rf de cada amostra e de cada padrão.
2. Comparar os resultados e concluir a composição de cada amostra utilizada (polari-
dade), ou se a amostra possui óleos essenciais.
Serviço Social
Materiais Quantidade
 Balança técnica 2 *
 Óleo de Cravo da índia ou canela e óleo de menta 20 mL *
 Espátula 1
 Pipeta 5 ou 10 mL 4
Grau e Pistilo 1
Capilares 1
Placa de sílica gel G254 (7x5) 1
Régua 1
Cuba de cromatografia pequena ou béquer 250 mL com tampa 1
Borrifador de vidro* 1*
Estufa a 105 ºC 1*
Acetato de Etila 100 mL*
Tolueno 100 mL
Ácido sulfúrico 10% 100 mL*
Vanilina 2% 100 mL*
Álcool 96 300 mL*
Observações:* = por classe, os outros por grupo, todos os reativos devem estar com 
pipetas Pasteur.
 
Manual de Estágio
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Preparo de Tinturas
AULA 3
Roteiro 3
OBJETIVO: obtenção de tinturas a partir de drogas vegetais pelo método de maceração.
PROCEDIMENTO:
- Tintura de camomila ou barbatimão ou hamamelis ou calêndula ou jaborandi.
- Droga vegetal em pó 10 g
- Líquido extrator (propilenoglicol ou glicerina 50%, álcool 30% e água 25%) qsp para 
50 mL.
1. Num erlemmeyer ou béquer de 250 mL, colocar a droga pesada corretamente.
2. Adicionar o líquido extrator aos poucos e agitar bem até que toda a droga esteja 
bem umedecida.
3. Agitar por cerca de 10 minutos.
4. Etiquetar o frasco e deixar em lugar abrigado da luz até a próxima aula.
5. Filtrar por algodão para uma proveta de 50 ml.
6. Completar o volume, se necessário, fazendo passar o líquido extrator pelo resíduo do 
funil, até completar o volume final (50 mL).
7. Acondicionar em vidro âmbar e etiquetar devidamente.
Serviço Social
QUESTÕES:
1. Quais as concentrações que podemos fazer uma tintura?
2. Quais os solventes utilizados quando temos uma formulação para uso oral e outra 
para uso tópico?
Manual de Estágio
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Preparo de Extrato
AULA 4
Roteiro 1
OBJETIVOS: obtenção de extrato fluido a partir de drogas vegetais pelo método da 
percolação.
PROCEDIMENTO: percolação pelo processo A (farmacopeia Brasileira, 2ª ed.)
Extrato Fluido de (camomila ou barbatimão ou hamamelis ou arnica)
Droga vegetal pó ---------------------- 10 g
álcool 70% ----------------------------- qs para obter ------------------------ 10 ml
1. Após pesar a droga, colocá-la em um béquer.
2. Umedecer a droga com uma pequena quantidade do líquido extrator e deixar em 
repouso por 15 minutos.
3. Preparar o funil de separação (como um percolador) da seguinte maneira: uma ca-
mada de algodão e a droga previamente umedecida.
4. Sobre a droga umedecida, colocar papel de filtro e bolinhas de gude (ou cacos de 
porcelana).
5. Adicionar o líquido extrator, aos poucos, com a torneira do “percolador” aberta.
6. Quando cair a 1ª gota do percolado, fechar a torneira do aparelho (funil de separa-
ção) e adicionar o restante do solvente de modo que fique uns 2 cm acima do pó.
Serviço Social
7. Deixar em repouso até a próxima aula, colocando um béquer embaixo da torneira do 
percolador.
8. Etiquetar o aparelho.
9. Abrir a torneira e deixar escoar os primeiros 8,5 mL do percolado numa proveta.
10. Reservar a proveta com o percolado e colocar um béquer sob o percolador.
11. Deixar escoar o restante do percolado.
12. Adicionar mais líquido extrator no aparelho e recolher o percolado até que este saia 
mais claro (esgotamento).
13. Evaporar a 2ª parte do percolado em chapa aquecedora até obter os 1,5 mL restantes.
14. Misturar as duas partes do percolado e acondicionar em frasco âmbardevidamente 
etiquetado.
QUESTÕES:
1. Qual a diferença em relação à concentração entre tintura e extrato?
2. Com relação ao método de extração do extrato, por que a percolação é o melhor?
Manual de Estágio
Materiais Quantidade
 Balança técnica 2 *
 Droga vegetal: camomila ou arnica ou hamamélis ou barbatimão 200 g *
 Espátula 1
 Béquer 250 3
Bolinhas de gude pequenas 4
 Manta de aquecimento 1
 Proveta 50 ou 100 mL 1
 Funil de vidro 2
Gaze 5
 Papel de filtro (médio) 4
 Algodão porção
 Bastão de vidro 2
 Suporte universal 1
 Argolas 2
 Pipeta 5 ou 10 mL 4
Proveta 10 mL 1
Erlenmeyer 250 mL com tampa 1
Funil de separação Qualquer volume
Propilenoglicol 2 L*
 Álcool 70% 2 L*
Água destilada 1 L*
Frascos de vidro âmbar 1000 mL 2*
Observações:* = por classe, os outros por grupo, todos os reativos devem estar com 
pipetas de 2 Ml.
 
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Hidrólise de Amido
AULA 4
Roteiro 2
OBJETIVO: Verificar a hidrólise do amido.
PROCEDIMENTO:
1. Em um erlenmeyer, preparar 200 ml de uma suspensão aquosa a 1% de amido.
2. A uma amostra de 2,0 ml, retirada da suspensão, pingar 1 ou 2 gotas de solução de 
Lugol a 50% em água. Observar a coloração obtida.
3. Adicionar ao erlenmeyer 10 ml de uma solução aquosa de ácido clorídrico a 20%. 
4. Levar à ebulição e manter a fervura branda durante todo o procedimento, anotar 
como tempo zero o início da fervura.
5. Retirar alíquotas de 2,0 ml e colocar em tubo de ensaio a cada 5 minutos. 
6. Deixar esfriar as alíquotas e colocar 1 ou 2 gotas de solução de Lugol 50%.
7. Anotar os resultados e indicar o tempo necessário para hidrolisar totalmente o ami-
do, nas condições ensaiadas.
QUESTÕES:
1. Qual o mecanismo que explica coloração do iodo com o amido?
2. A celulose teria o mesmo comportamento do amido? Discuta sua observação.
 
 
Manual de Estágio
Materiais Quantidade
 Balança técnica 2 *
 Droga derivada vegetal: amido 200 g *
 Espátula 1
 Erlenmeyer 250 2
 Proveta 50 ou 100 mL 1
 Funil de vidro 2
 Pêra de borracha 1
 Bastão de vidro 2
 Suporte universal 1
 Argolas 2
 Pipeta 5 ou 10 mL 4
 Tubo de ensaio 10
 Suporte para tubo 1
Bico de Bunsen/ tela de amianto 1
Ácido clorídrico 20% 100 mL*
Lugol 100 mL*
Água destilada 2000 mL*
*
Observações:* = por classe, os outros por grupo, todos os reativos devem estar com 
pipetas de 2 mL __________
 
Serviço Social
Instituto de Ciências da Saúde
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Identificação Química de 
Taninos
AULA 4
Roteiro 3
OBJETIVO: Identificar a presença de taninos em drogas de origem vegetal.
PROCEDIMENTO:
Droga vegetal: (barbatimão ou hamamelis)
1. Pesar 1 g da droga e transferir para um béquer.
2. Adicionar 30 mL de água destilada.
3. Ferver por 1 minuto.
4. Filtrar por algodão para um béquer, deixando o resíduo no béquer inicial.
5. Repetir a extração acrescentando mais 20 mL de água no béquer.
6. Filtrar juntando os filtrados.
7. Colocar 2 mL do filtrado em 6 tubos de ensaio.
8. Executar as reações de identificação.
tubo 1 - adicionar 4 gotas de solução de gelatina a 2%.
tubo 2 - adicionar 4 gotas de solução de sulfato de quinina a 1% (ou solução de outro 
alcaloide). 
tubo 3 - adicionar 2 gotas de solução de acetato básico de chumbo a 10%.
tubo 4 - adicionar 2 gotas de solução de acetato de cobre a 5%.
Manual de Estágio
tubo 5 - adicionar 2 gotas de cloreto férrico a 2%.
tubo 6 - branco.
- Observar e anotar os resultados obtidos.
Taninos condensados:
1. Pegar 3 mL da solução de tanino (filtrado) e colocar em béquer, juntamente com um 
pedaço de palito.
2. Ferver até secagem da solução de tanino (não queimar).
3. Pingar uma gota de HCl conc. sobre o palito e verificar formação de coloração ver-
melha indicativa de taninos condensados. 
QUESTÕES:
1. Qual a explicação para a formação dos precipitados?
2. Qual é o mecanismo envolvido para o desenvolvimento da coloração avermelhada 
quando realizada a reação com HCl concentrado?
Serviço Social
BIBLIOGRAFIA RECOMENDADA
ABREU MATOS, F.J.; SOUSA, M. P. et al. Constituintes Químicos Ativos de Plantas 
Medicinais Brasileiras. E.U.F.C., 1991.
BRUNETON, JEAN. Pharmacognosie, Phitochini e Plantas Medicinales. 2 ed. Tec. Doc. 
Paris. Última edição.
COSTA, A. F. Farmacognosia, 3 volumes. Fundação Calouste Gulbenkian. Lisboa, última 
edição.
DI STASI, Luiz Cláudio. Plantas Medicinais: Arte e Ciência – Um guia de estudo 
interdisciplinar. Luiz Cláudio Di Stasi organizador. São Paulo. Vunesp, 1996.
EVANS, W.C. Trease and Evans Pharmacognosy. 13 ed. Bailiére Tindall. London, última 
edição.
FARMACOPEIA DOS ESTADOS UNIDOS DO BRASIL. 1 ed. até a 6ª edição.
OLIVEIRA, F.; AKISSUE, G. Fundamentos de Farmacobotânica. Livraria Atheneu Editora, 
Rio de Janeiro – São Paulo, última edição.
SIMÕES, C. M. O. et al. (Org.) Farmacognosia: da Planta ao Medicamento. Editora da 
UFSC/UFRGS, 2004.
TYLER, E.V., SPEEDLE, K.M., ROBBERS, E. J. Farmacognosia e Farmacobiotecnologia. 
Editorial Premier, 1997.