RELATORIO FARMACOGNOSIA UNIP

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO: Farmácia DISCIPLINA: FARMACOGNOSIA 
NOME DO ALUNO: Carolina Capuci 
R.A: 0424252 POLO: Boqueirão – Santos II 
PRÁTICAS REALIZADAS: Polo Rangel / Santos - 13/05/2023 e 27/05/2023 
 
 
 
 INTRODUÇÃO: 
 
A farmacognosia, como ciência que estuda os produtos naturais de 
origem vegetal e suas propriedades terapêuticas, desempenha um papel 
importante na busca por novos medicamentos e na compreensão dos princípios 
ativos das plantas medicinais. 
"A Farmacognosia é uma disciplina que estuda os constituintes químicos 
das plantas medicinais e sua aplicação terapêutica" (Silva, M.L.A. et al. 
"Farmacognosia: da planta ao medicamento". Revista Eletrônica de Farmácia, 
2009). 
Durante as aulas práticas, foram exploradas as características 
macroscópicas dos órgãos vegetais, como raízes, caules, folhas e flores. Essa 
análise permitiu identificar a morfologia e a estrutura desses órgãos, contribuindo 
para a classificação taxonômica das plantas medicinais. Além disso, foram 
observadas variações na cor, textura, aroma e tamanho dos órgãos vegetais, 
que podem indicar a presença de metabólitos secundários de interesse 
terapêutico. 
A análise microscópica revela detalhes estruturais das plantas medicinais 
e/ou drogas vegetais, auxiliando na identificação de características distintivas. 
Utilizamos técnicas de microscopia para examinar lâminas histológicas, 
identificando células e tecidos específicos, como tricomas, esclerênquima, 
colênquima e xilema. Essa abordagem microscópica permite uma avaliação 
mais precisa da autenticidade e qualidade dos materiais vegetais utilizados na 
produção de medicamentos fitoterápicos. 
"A análise microscópica é uma ferramenta valiosa para a caracterização 
histológica de plantas medicinais e a detecção de adulterações." (Oliveira, R.B., 
2016). 
A análise de droga vegetal é uma etapa fundamental para determinar a 
qualidade e a padronização dos produtos derivados de plantas medicinais. 
Durante as aulas práticas, foram realizados testes físico-químicos, como 
determinação de teor de umidade, cinzas totais e solubilidade em solventes 
específicos. Além disso, foram identificados e quantificados os principais 
compostos químicos presentes nas drogas vegetais, utilizando técnicas como 
cromatografia em camada delgada (CCD) e espectroscopia. Esses resultados 
 
são essenciais para garantir a eficácia e a segurança dos fitoterápicos utilizados 
na prática clínica. 
"A análise físico-química e a identificação de compostos químicos são 
essenciais para garantir a qualidade e a segurança das drogas vegetais." (Fonte: 
Heinrich, M., 2014). 
 
 
Aula 1 – Roteiro 1: Observação e Análise Macroscópica dos Órgãos 
Vegetais 
 
 
OBJETIVO: Observar os diferentes órgãos vegetais (raiz, caule, folha, flor, fruto 
e semente) aprendendo suas diferenças: 
 
 
RESULTADOS E DISCUSSÃO: 
 Observou-se diferentes órgãos vegetais através do método direto, tato, 
visão e olfato, concentrou-se em analisar os tecidos, órgãos e sistemas que 
compõem as plantas, permitindo compreender sua organização e 
funcionamento. Analisamos a folha da goiabeira, vimos a sua estrutura básica, 
como Limbo foliar, nervuras principais, nervuras secundarias, estípulas, pecíolo, 
margem foliar e a epiderme, mas também vimos que a estrutura pode variar, 
entre diferentes espécies de goiabeira. 
 
 
 
Aula 1 – Roteiro 2 e 3: Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou 
Drogas Vegetais 
 
 
Roteiro 2: 
OBJETIVO: Aprender os tipos de cortes histológicos, montagem de lâminas e 
observação ao microscópio. 
 
 Temos 3 tipos de histológico: 
1 Transversal: O corte transversal é útil para a análise de estruturas como 
glândulas, órgãos sólidos ou cortes transversais de tubos ou vasos; 
 
2 Longitudinal: frequentemente utilizado para análise de órgãos ou estruturas 
tubulares; 
3 Paradérmico: esse corte é utilizado para estudos comparativos entre as 
metades direita e esquerda de um órgão ou estrutura. 
 
 
RESULTADOS E DISCUSSÃO: 
 No laboratório foi realizado análise em microscópio, onde cortamos 
três amostras de folha de goiabeira, cortamos em lâmina bem fina, colocamos 
em um vidro de relógio com água destilada, pingou-se três gotas de glicerina 50º 
em cima da amostra, após tirou-se o excesso de glicerina e colocou-se uma 
lamínula em um ângulo de 45º ao limarmos a lâmina para o microscópio e 
visualizamos no equipamento em 40X. 
 
 
Foto 1: corte transversal Foto 2: corte paradérmico Foto 3: corte longitudinal 
 
Conclusão: 
Cada tipo de corte tem suas aplicações específicas, dependendo dos objetivos 
da pesquisa ou do diagnóstico. 
 
 
Roteiro 3: 
OBJETIVO: Reconhecer tecidos vegetais e aprender técnicas de coloração. 
 
 
 RESULTADOS E DISCUSSÃO: 
 
 
 Separamos os cortes escolhidos, feitos na aula anterior, 
descolorimos em hipoclorito de sódio. Após o descoloramento, lavamos os cortes 
em água destilada. Colocamos os cortes descoloridos em corante azul de astra 
por aproximadamente 30 segundos e lavamos os cortes com água destilada. 
 
 Foto 4: cortes descoloridos em corante azul de astra 
 
Conclusão: 
 O emprego e a escolha de corantes, nesta técnica é de extrema 
importância, uma vez que permitem corar regiões distintas da célula, bem como 
diferentes grupos celulares, para posterior identificação no microscópio. 
Usamos o hipoclorito, importante para descoloração e o corante azul de astra. 
 
 
Aula 2 – Roteiro 1, 2 e 3: Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou 
Drogas Vegetais 
 
 
Roteiro 1: 
 
Objetivo: Reconhecer tecidos permanente simples. 
 
 Os tecidos permanentes simples são tecidos vegetais 
especializados que desempenham funções específicas dentro das plantas, 
alguns exemplos comuns incluem: 
Tecido de parênquima: É o tecido mais comum nas plantas e é composto por 
células vivas com paredes celulares finas. 
Tecido de colênquima: Composto por células vivas com paredes celulares 
espessas e irregulares. 
Tecido de esclerênquima: É composto por células mortas com paredes 
celulares espessas e lignificadas, conferindo rigidez e resistência. 
 
 
 
Roteiro 2: 
 
Objetivo: Reconhecer tecidos permanentes complexos: 
 
 São tecidos vegetais especializados que desempenham funções 
específicas nas plantas superiores. Esses tecidos são compostos por diferentes 
tipos de células organizadas em arranjos específicos, permitindo a execução de 
diversas funções vitais para a planta. 
Epiderme: São encontradas estruturas conhecidas por estômatos responsáveis 
pelas trocas gasosas e pela transpiração no vegetal; 
Floema: É um vaso condutor responsável por conduzir os nutrientes (seiva 
elaborada); 
Xilema: É também um vaso condutor, só que responsável por conduzir água e 
sais minerais (seiva bruta). 
 
 
Roteiro 3: 
 
Objetivo: Reconhecer inclusões vegetais (orgânicas e inorgânicas). 
 
 Inclusões vegetais podem ser definidas como materiais presentes 
dentro das células vegetais que não fazem parte das estruturas celulares 
normais. São classificadas em: 
Orgânica: Grãos de amido e gotículas de óleo; 
Inorgânica: Cristais e Minerais. 
 
 
Resultados e Discussão: 
 As aulas dos roteiros 1, 2 e 3 foram descritas juntas devido à sua 
similaridade de procedimento e uso da mesma planta, sendo a única alteração 
entre elas o corante utilizado. 
 
 Inicialmente, foi repetido o mesmo procedimento de corte da folha da 
goiabeira, descrito na aula anterior. Após selecionarmos os melhores cortes, 
colocou-se em solução de hipoclorito de sódio para descoloramento; 
Ao sumir a coloração verde, lavou-se os cortes em água destilada, e o colocamos 
em contato com o corante apropriado por aproximadamente 30 segundos. 
Decorrido esse tempo, lavou-se em água destiladapara a montagem de lâmina 
(com exceção do corante Sudam III, que não passava pela lavagem); 
A montagem da lâmina segui a ordem: lâmina, corte, glicerina 50%, lamínula. 
Segue abaixo as imagens feitas da lente do microscópio, dos cortes da folha de 
goiabeira em cada corante: 
 
 
Foto 5: Sudam III Foto 6: Azul de Astra Foto 7: Safranina 
 
 
 
Foto 8: Lugol Foto 9: Hematoxilina Foto10: Cloreto de Zinco 
 
 
Conclusão: 
A análise microscópica tem o objetivo de qualificar a droga vegetal, para então 
iniciar o processo de extração de medicamentos fitoterápico desta droga. 
O hipoclorito é essencial ao processo, pois descolore o verde da planta, 
permitindo que os corantes penetrem e permitam melhor visualização. 
 
 
 
Aula 3 – Roteiro 1: Análise de Droga Vegetal 
 
 
Objetivo: Verificar a pureza de Droga Vegetal. 
 
O objetivo desta aula é a análise do percentual de impurezas em uma amostra 
de droga vegetal, sabendo que o limite máximo utilizado como parâmetro é de 
5%. 
 
Resultados e Discussão: 
 Utilizamos folhas de jaborandi para realizar esta análise. Pesamos 10g na 
sequência, espalhamos o conteúdo pesado em papel branco e, com auxílio de 
pinça, procuramos por qualquer substância que pudesse parecer estranha à 
droga analisada; 
Após a catação das partes estranhas, levamos o papel contendo essas 
substâncias a uma lupa para analisar e realizamos a pesagem. 
Na lupa, a aparência era de pequenos galhos, sendo que o ideal seria conter 
somente folhas. 
 
 
Aula 3 – Roteiro 2: Cromatografia em Camada Delgada de Óleos Essenciais 
 
Objetivo: Separação e identificação das principais substâncias presentes em 
óleos essenciais. 
 
 Resultados e Discussão: 
 Fez-se a marcação da placa cromato placa para obter o resultado do 
procedimento. Em uma balança de precisão com um papel de pesagem, pesou-
se 1,0g de jaborandi. Colou-se em um almofariz e com ajuda do pistilo, macerou 
e foi acrescentado aos poucos 9mL de etanol, continuou-se com a maceração 
para melhor extração. Com um pilar coletou-se uma amostra da solução extrativa 
feita no procedimento acima, e foi feita a primeira marcação na placa, 
chamando-a assim de ponto A. Em seguida. fez-se o segundo ponto com 
amostra de óleo de canela, seria o padrão P. E a terceira marcação com amostra 
 
de cravo puro O. Colocou-se em uma cuba cromatográfica com acetato 
de etila tolueno7:93, e deixado para secagem e após leitura do cromato placa. 
Fator de retenção – Afinidade Ponto inicial: Foi revelado por reagente químico A 
marcação da distância para percorrer foi de 1,0cm. Foi percorrido do ponto de 
partida até o ponto onde houve reação: 
A ponto: 5,0 cm 
P ponto: 7,0 cm 
O não teve reação 
CÁLCULO: 
1º PONTO 5,0:10 = 0,5 cm 
2º PONTO 7,0: 10 = 0,7cm 
 
 
Aula 3 – Roteiro 3: Preparo de Tinturas 
 
Objetivo: obtenção de tinturas a partir de drogas vegetais pelo método de 
maceração. 
 
 
Resultados e Discussão: 
 PREPARO DE TINTURASPROCEDIMENTO: 
 Em um béquer de 250 ml pesou-se 10g de Hamamelis, transferimos para 
o almofariz e com ajuda do pistilo triturou-se. Colocou-se o líquido extrator 
propileno glicol 50%, na amostra de jaborandi e agitou-se bem por 10 minutos. 
Após acrescentou-se 10mL de água destilada e continuamos a agitação. Após 
acrescentou-se 30ml de álcool 70%, e reservou-se. Montou-se o suporte 
universal com funil de vidro com de algodão para ser feita a filtração, transferiu-
se a amostra para o funil e com um béquer foi aguardado a extração. Após 
colocou-se em banho maria para redução do volume e obtenção da tintura. 
 
Conclusão: Após banho maria, foi extraído a quantia de 28mL de tintura de 
Hamamelis. 
 
 
 
 Foto 11: tintura de Hamamelis 
 
Aula 4 – Roteiro 1: Preparo de Extrato 
 
 
Objetivo: obtenção de extrato fluido a partir de drogas vegetais pelo método da 
percolação. 
 
Resultados e Discussão: 
 Pesamos 10g de barbatimão para 10mL de extrato de (1:1) e adicionamos 
o líquido extrator aos poucos (álcool 70%) deixamos em repouso. Preparamos o 
funil de separação (como um percolador) da seguinte maneira: uma camada de 
algodão e a droga previamente umedecida, colocamos papel de filtro e bolinhas 
de gude; adicionamos o líquido extrator, aos poucos, com a torneira do 
“percolador” aberta. Quando caiu a 1ª gota do percolado, fechamos a torneira do 
aparelho (funil de separação) e adicionamos o restante do solvente, de modo 
que ficou uns 2cm acima do pó. Deixamos em repouso até a próxima aula, 
colocando um béquer embaixo da torneira do percolador; 
Abrimos a torneira e deixamos escoar os primeiros 8,5mL do percolado numa 
proveta; reservamos a proveta com o percolado e colocamos um béquer sob o 
percolador para escoar o restante do percolado; 
Adicionamos mais líquido extrator no aparelho e recolhemos o percolado até saiu 
mais claro (esgotamento). Evaporamos a 2ª parte do percolado em chapa 
aquecedora até obter os 1,5mL restantes e misturamos as duas partes do 
percolado e acondicionamos em frasco. 
 
 
 
Conclusão: 
Extrato é a preparação de consistência líquida, sólida ou intermediária, obtida a 
partir dos insumos farmacêuticos ativos vegetais, ou Ifav. O extrato é preparado 
por percolação; maceração ou método adequado e validado, utilizando como 
solvente álcool etílico, água ou outo solvente adequado. 
 
 
Aula 4 – Roteiro 2: Hidrólise de Amido 
 
Objetivo: Verificar a hidrólise do amido. 
 
 
Resultados e Discussão: 
 Em um Erlenmeyer, preparamos 200 mL de uma suspensão de 1% de 
amido; 
Adicionamos 10mL de uma solução aquosa de ácido clorídrico a 20%. 
Levamos à ebulição e mantivemos a fervura branda durante todo o 
procedimento, anotamos com tempo zero o início da fervura. 
Antes de levar a ebulição, retiramos uma amostra de 2,0mL da suspensão 
e pingamos 2 gotas da solução de Lugol a 50% em água, retiramos alíquotas de 
2,0mL e colocamos em tubos de ensaio enumerados a cada 5 minutos após a 
ebulição, adicionamos 1 ou 2 gotas de solução de Lugol 50%. 
 
 
Conclusão: 
 O amido foi perdendo a coloração conforme aquecimento, pois é 
constituído por moléculas de glicose, em uma mistura de polissacarídeos 
estruturalmente diferentes, tendo amilose, que é um polímero altamente 
ramificado. Com o resfriamento, o amido modifica sua estrutura tridimensional e 
forma o amido resistente, que passa inalterado pelo intestino delgado. 
 
 
 
 
 
Aula 4 – Roteiro 3: Identificação Química de Taninos 
 
 
Objetivo: Identificar a presença de taninos em drogas de origem vegetal. 
 
Resultados e Discussão: 
 Pesamos 1g de barbatimão em um béquer, adicionamos 30mL de água 
destilada e fervemos por 1 minuto; 
Filtramos por algodão para um béquer, deixando o resíduo inicial; 
Colocamos 2mL do filtrado em 6 tubos de ensaio e executamos as reações de 
identificação: 
 
 
 
 
Tubo 1: 4 gotas de solução de gelatina a 2% 
Tubo 2: 4 gotas de solução de sulfato de quina a 1% 
Tubo 3: 2 gotas de solução de acetato básico de chumbo a 10% 
Tubo 4: 2 gotas de solução de acetato de cobre 5% 
Tubo 5: 2 gotas de cloreto férrico a 2% 
Tubo 6: branco 
 
 
Conclusão: 
 As propriedades dos taninos dependem do tipo e da dose utilizada, visto 
que esses metais são cofatores enzimáticos, e a sua atividade antimicrobiana 
pode se dar pela sua capacidade em precipitar com metais, impedindo rotas 
metabólicas. 
 
 
REFERÊNCIAS 
 
Silva, M.L.A. et al. "Farmacognosia: da planta ao medicamento". Revista 
Eletrônica de Farmácia, 2009. 
 
Silva, A.M., et al. "Macroscopic evaluation of medicinal plants: a comparative 
analysis of different organs." Journal of Ethnopharmacology, vol. 176, 2015, pp. 
412-426. 
 
Oliveira, R.B., et al. "Microscopic analysis as a tool for quality control of herbal 
medicines." Química Nova, vol. 39, no. 8, 2016, pp. 1003-1012.Heinrich, M., et al. "Quality and safety of herbal medical products: regulation and 
the need for quality assurance." Expert Review of Clinical Pharmacology, vol. 7, 
no. 3, 2014, pp. 357-366. 
 
Esau, K. (1977). Anatomy of Seed Plants. John Wiley & Sons. Raven, P. H., 
 
Evert, R. F., & Eichhorn, S. E. (2005). Biology of Plants. W. H. Freeman and 
Company 
 
Taiz, L., Zeiger, E., Møller, I. M., & Murphy, A. (2018). Fisiologia e 
Desenvolvimento Vegetal 
 
ABREU MATOS, F.J.; SOUSA, M. P. et al. Constituintes Químicos Ativos de 
Plantas Medicinais Brasileiras. E.U.F.C., 1991. 
 
OLIVEIRA, F.; AKISSUE, G. Fundamentos de Farmacobotânica. Livraria 
Atheneu Editora, Rio de Janeiro – São Paulo, última edição.