MANUAL DE PRÁTICAS LABORATORIAIS - Análise de Alimentos

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Manual de práticas da 
disciplina de análise de 
aliMentos
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Manual de práticas da disciplina de Bioquímica Básica e Metabolismo
Indaial: Uniasselvi, 2019.
Roseane Leandra Da Rosa
1. Nutrição
I. Centro Universitário Leonardo da Vinci
suMário
PRÁTICA 1 – ANÁLISE DE UMIDADE E SÓLIDOS TOTAIS
 SECAGEM DIRETA EM ESTUFA A 105 °C ........................................................... 1
PRÁTICA 2 – ANÁLISE DE CINZAS – RESÍDUO MINERAL FIXO ........................................ 5
PRÁTICA 3 – ANÁLISE DE LIPÍDEOS ........................................................................................... 9
PRÁTICA 4 – ANÁLISE DE PROTEÍNAS ..................................................................................... 13
PRÁTICA 5 – ANÁLISE DE CARBOIDRATOS ........................................................................... 19
PRÁTICA 6 – ANÁLISE DE FIBRAS .............................................................................................. 25
PRÁTICA 7 – ANÁLISE DE SÓLIDOS SOLÚVEIS .................................................................... 31
PRÁTICA 8 – ANÁLISE DE ACIDEZ TITULÁVEL ..................................................................... 37
PRÁTICA 9 – ANÁLISE DE pH ....................................................................................................... 41
PRÁTICA 10 – ANÁLISE DE DENSIDADE .................................................................................. 47
1
PRÁTICA 1 - ANÁLISE DE UMIDADE E SÓLIDOS TOTAIS 
SECAGEM DIRETA EM ESTUFA A 105 °C
1 INTRODUÇÃO
Todos os alimentos, industrializados ou não, contêm água em maior ou 
menor proporção (IAL, 2008). De maneira geral, a água dos alimentos pode 
estar disposta na estrutura deles de duas diferentes formas: água livre e água 
ligada. A água livre está fracamente ligada aos demais componentes dos ali-
mentos e poderá servir de meio de cultivo para micro-organismos e como meio 
para reações químicas e bioquímicas, que causam alterações nos alimentos. Já 
a água ligada se apresenta fortemente ligada aos demais componentes dos ali-
mentos, dessa maneira, não serve como meio de cultivo para micro-organismos, 
assim como não é favorável para ocorrência de reações químicas e bioquímicas 
(BOLZAN, 2013).
A umidade corresponde à perda em peso sofrida pelo produto quando 
aquecido em condições nas quais a água é removida. Na realidade, não é so-
mente a água a ser removida, mas outras substâncias que se volatilizam nessas 
condições. O resíduo obtido no aquecimento direto é chamado de resíduo seco 
(IAL, 2008). 
Existem diferentes metodologias para determinar a umidade dos ali-
mentos. O aquecimento direto da amostra a 105 °C é o processo mais usual (IAL, 
2008). No entanto, a escolha do método vai depender da natureza da amostra, 
da quantidade de água e da sua forma de ligação com os outros constituintes, 
da rapidez que se deseja na determinação e do equipamento disponível (AR-
GANDOÑA et al., 2017). Por exemplo, amostras de alimentos, que se decom-
põem ou iniciam transformações a 105 °C, devem ser aquecidas em estufas a 
vácuo, onde se reduz a pressão e se mantém a temperatura de 70 °C (IAL, 2008).
A umidade de um alimento está relacionada com sua estabilidade, quali-
dade e composição, elementos que podem afetar as características do produto du-
rante a estocagem, a embalagem e o processamento (ARGANDOÑA et al., 2017).
Assim, com essa prática, buscamos aproximar os acadêmicos da análise 
de umidade e sólidos totais de alimentos, parâmetros muito importantes na 
ciência e tecnologia de alimentos.
Boa prática!
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Básica e Metabolismo
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2 OBJETIVOS
• Compreender os conceitos de umidade e sólidos totais em alimentos.
• Determinar a umidade de diferentes produtos alimentícios.
• Determinar os sólidos totais de diferentes produtos alimentícios.
• Interpretar os resultados e discutir os motivos das diferenças de umidade e 
sólidos totais nos diferentes produtos alimentícios avaliados.
3 MATERIAIS
• Estufa.
• Balança analítica.
• Dessecador com sílica gel.
• Cadinho de porcelana ou de metal.
• Pinça.
• Espátula de metal.
4 PROCEDIMENTOS
Estratégia
• Divisão de grupos (máximo de 3 integrantes/grupo).
• Distribuir um produto alimentício para cada grupo, podendo ter mais de um 
grupo com o mesmo produto.
Preparo da amostra para análise
A amostra para análise deve ser conservada ao abrigo de umidade e de 
contaminações. Em certos casos, deverá ser conservada também ao abrigo da luz 
e em temperatura mais baixa que a do ambiente.
• Amostras sólidas em pó ou em grânulos: retire partes representativas da amos-
tra (superfície, centro e lados). Triture em gral ou moinho, se necessário. 
• Produtos semissólidos ou misturas líquidas ou sólidas – produtos como queijo 
e chocolate devem ser ralados.
• Pastas semiviscosas e líquidos contendo sólidos – produtos como geleias com 
frutas, doces de massa com frutas devem ser homogeneizados em liquidifica-
dor ou multiprocessador.
Procedimento de análise
• Pesar de 2 a 5 g de amostra em cadinho de porcelana ou de metal, previamente 
seco, pesado e tarado (realizar a análise em triplicata, ou seja, realizar o pro-
cedimento com 3 cadinhos para obter 3 determinações de umidade da mesma 
amostra).
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• Espalhar homogeneamente a amostra no cadinho.
• Colocar o cadinho na estufa previamente aquecida (105 °C).
• Pesar o cadinho a cada três horas ou deixar secar até se obter massa constante 
(24 horas, aproximadamente).
• Para realizar a leitura da massa, retirar o cadinho da estufa com uma pinça 
e colocá-lo no dessecador (com sílica gel previamente seca a 120-150 °C, por 
uma a duas horas) até atingir a temperatura ambiente.
• Retirar do dessecador com a pinça o conjunto formado pelo cadinho + amostra 
seca e pesar em balança analítica.
• A massa da amostra úmida é calculada pela diferença entre a massa do con-
junto cadinho + amostra úmida e a massa do cadinho vazio. 
• A massa da água evaporada será a diferença entre a massa da amostra úmida 
e a massa da amostra seca.
Cálculos
 
A umidade pode ser expressa em base úmida ou base seca. A umidade em 
base úmida (UBU) é mais utilizada em designações comerciais, armazenamento, 
vida útil, entre outros, enquanto a umidade em base seca (UBS) é utilizada em es-
tudos científicos e cinéticas de secagem.
Umidade em base úmida
Umidade em base seca
onde UBU é a umidade em base úmida (g água/g amostra ou %). UBS é a 
umidade em base seca (g água/ sólido seco ou %), Mam é a massa da amostra (g). 
Mf é a massa final da amostra depois de seca (g). Mágua é a quantidade de água 
retirada durante a secagem (g) e Sseco é a matéria seca (ou sólido seco) (g).
Mudança de base
Base Úmida para Base Seca:
 
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Base Seca para Base Úmida:
Sólidos totais
Os sólidos totais (denominados também de sólido seco, massa seca ou 
matéria seca) são a diferença entre a massa total da amostra e a massa de água 
evaporada.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Na interpretação dos resultados da determinação de umidade e sólidos 
totais realizada, responda:
• Qual a importância da análise de umidade dos alimentos?
• Qual a umidade média, em base úmida (g água/g amostra e %), da amostra 
analisada?
• Qual a umidade média, em base seca (g água/ sólido seco e %), da amostra 
analisada?
• Qual o valor médio de sólido seco (g) da amostra analisada?
• A partir dos resultados obtidos, o produto alimentício analisado pode ser 
considerado de alta, média ou baixa umidade? Compare seu resultado com o 
das outras equipes e com dados da literatura.
• De maneira geral, em quais condições o produto alimentício analisado deve 
ser armazenado para preservar suas propriedades e sua qualidade?
6 REFERÊNCIAS
ARGANDOÑA, E. J. S. et al. Roteiro de aulas práticas da disciplinade análise 
de Alimentos. Dourados, MS: Ed. UFGD, 2017. 105p.
BOLZAN, Rodrigo Cordeiro. Bromatologia. Universidade Federal de Santa 
Maria, Colégio Agrícola de Frederico Westphalen, 2013.
IAL – Instituto Adolfo Lutz. Métodos físico-químicos para análises de 
alimentos. 4. ed., 2008. 1020 p.
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PRÁTICA 2 – ANÁLISE DE CINZAS – RESÍDUO MINERAL FIXO
RESÍDUO POR INCINERAÇÃO
1 INTRODUÇÃO
O conteúdo de mineral fixo ou cinza de um alimento é o resíduo inorgânico 
que permanece após a queima da matéria orgânica, que é transformada em CO2, 
H2O e NO2 (CECCHI, 2003).
O conteúdo de mineral fixo ou cinza pode ser obtido por aquecimento 
de um produto em temperatura próxima a 550 °C. Nem sempre este resíduo 
representa toda a substância inorgânica presente na amostra, pois alguns sais 
podem sofrer redução ou volatilização nesse aquecimento. Geralmente, as cinzas 
são obtidas por ignição de quantidade conhecida da amostra (IAL, 2008).
Os elementos minerais se apresentam na cinza sob a forma de óxidos, 
sulfatos, fosfatos, silicatos e cloretos, dependendo das condições de incineração 
e da composição do alimento. Algumas mudanças podem ocorrer, tais 
como: a transformação de oxalatos de cálcio em carbonatos ou até em óxidos 
(ARGANDOÑA et al., 2017).
A cinza é constituída principalmente de macronutrientes, normalmente 
presentes em grandes quantidades nos alimentos (K, Na, Ca, P, S, Cl e Mg), e 
micronutrientes, normalmente presentes em pequenas quantidades (Al, Fe, Cu, 
Mn e Zn), além dos chamados elementos traços, que se encontram em quantidades 
muito pequenas nos alimentos (ARGANDOÑA et al., 2017).
A determinação dos constituintes minerais nos alimentos pode ser 
dividida em duas classes: 1. Determinação da cinza (total, solúvel e insolúvel) e 2. 
Determinação dos componentes individuais da cinza.
De acordo com Cecchi (2003), a determinação de cinza total é utilizada 
como indicativo de várias propriedades:
• Nos açúcares: uma cinza muito alta dificultará a cristalização e a descolorização.
• Na farinha: a quantidade de cinza tem influência na extração.
• Na gelatina: níveis adequados de cinza total são um indicativo das propriedades 
funcionais.
• Em geleias de frutas e doces em massa: a cinza é determinada para estimar o 
conteúdo de frutas.
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Os componentes individuais das cinzas podem ser divididos em: a) indis-
pensáveis para o metabolismo normal, constituindo geralmente a dieta essencial e 
b) aqueles que não têm nenhuma função conhecida ou até podem ser prejudiciais à 
saúde (agrotóxicos e resíduos de processos industriais, como chumbo e mercúrio). 
Alguns componentes minerais podem favorecer ou prejudicar o processo de fer-
mentação em produtos fermentados (ARGANDOÑA et al., 2017).
Vamos explorar a análise de cinzas ou resíduo mineral fixo, a partir dos 
conhecimentos e conceitos discutidos na disciplina de análise de alimentos?
Lembre-se, saber nunca é demais. Boa prática!
2 OBJETIVOS
• Compreender os conceitos que envolvem a análise de cinzas em alimentos. 
• Determinar o teor de resíduo mineral fixo de alimentos pela técnica de 
incineração em mufla, que é o equipamento mais simples e comum para se 
determinar cinza em alimentos. 
• Interpretar e discutir de maneira crítica os resultados obtidos para os diferentes 
produtos alimentícios avaliados.
3 MATERIAIS
• Balança analítica. 
• Banho-maria. 
• Chapa aquecedora ou bico de Bunsen. 
• Mufla. 
• Cadinhos de porcelana. 
• Dessecador com sílica gel. 
• Pinça metálica. 
• Espátula.
4 PROCEDIMENTOS
Estratégia
• Divisão de grupos (máximo de 3 integrantes/grupo).
• Distribuir um produto alimentício para cada grupo, podendo ter mais de um 
grupo com o mesmo produto.
Preparo da amostra para análise
De acordo com o conteúdo de minerais e de umidade presentes no 
produto, a massa de amostra varia. Alimentos de alta umidade requerem maior 
quantidade; aqueles de baixa umidade, menor quantidade de massa. A tabela a 
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seguir apresenta alguns exemplos de massa de amostra que devem ser utilizadas 
para a análise de cinzas de alguns produtos alimentícios.
TABELA 1 – EXEMPLOS DE MASSA DE AMOSTRA QUE DEVEM SER UTILIZADAS PARA A 
ANÁLISE DE CINZAS
Produto Massa (g)
Cereais, queijo, leite 3 - 5
Açúcar, carne, legumes, vinho 5 - 10
Sucos, frutas frescas, frutas enlatadas 25
Geléia, xarope, doces em massa 10
FONTE: Argandoña et al. (2017, p. ) 
• Amostras líquidas ou úmidas: devem ser secas em estufa antes da determinação 
de cinzas.
• Produtos que contêm grande quantidade de matéria volátil: condimentos 
devem ser aquecidos vagarosamente de maneira que comecem a fumegar sem 
pegar fogo.
• Produtos ricos em gordura: devem ser aquecidos com cuidado em chapa 
aquecedora ou bico de Bunsen para evitar excesso de chama, o que poderia 
causar perdas por arraste.
• Peixes e produtos marinhos gordurosos: deve-se fazer uma incineração prévia a 
baixa temperatura de modo que a gordura comece a fumegar sem incendiar-se.
• Produtos com muita gordura: no caso da manteiga, é necessário fazer a extração 
da gordura da amostra seca com algum solvente orgânico (éter etílico, éter de 
petróleo ou outro) antes da incineração da amostra.
• Amostras açucaradas: tendem a formar espuma. É recomendado secar 
as amostras a 100 °C, em banho-maria ou em estufa, adicionando-se em 
seguida pequenas gotas de óleo ou azeite para então o produto ser aquecido 
vagarosamente.
Procedimento de análise
• Realizar a análise em triplicata, ou seja, realizar o procedimento com 3 
amostras.
• Aquecer o cadinho na mufla a 550 °C por 30 minutos. Esfriar o cadinho em 
dessecador. Utilizar sempre a pinça para manusear o cadinho, evitando o contato 
com as mãos, para não passar umidade e gordura ao cadinho. Realizar a pesagem 
do cadinho em balança analítica. Anotar a massa do cadinho vazio e tarar.
• Pesar no cadinho em torno de 3 a 10 g de amostra ou conforme apresentado na 
Tabela 1.
• Colocar o conjunto cadinho + amostra na mufla pré-aquecida a 150 °C e fechar 
a mufla. Programar o aquecimento para 550 – 600 °C. Deixar nessa temperatura 
por quatro horas ou até que o material se torne branco ou cinza-claro. Essa é 
uma indicação de que a cinza está pronta.
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• As cinzas devem ficar brancas ou ligeiramente acinzentadas. Em caso 
contrário, se o material ainda apresentar cor escura, deve ser retirado da 
mufla (previamente desligada e aberta quando a temperatura estiver abaixo 
dos 150 °C), resfriado, molhado com 0,5 mL de água e aquecido novamente, 
até que resulte em uma cinza branca. Repita as operações de aquecimento e 
resfriamento até que se obtenha um peso constante.
• Esfriar o material no dessecador por cerca de 20 a 30 minutos. Pesar o material 
frio na balança analítica.
Cálculos
A cinza obtida não tem necessariamente a mesma composição que a 
matéria mineral presente originalmente no alimento, pois pode haver perda por 
volatilização ou alguma interação entre os constituintes da amostra. O resíduo 
mineral ou cinzas pode ser calculado através da equação:
onde Mc é a massa de cinzas (a diferença entre a massa do cadinho com cinzas e 
a massa do cadinho vazio) em gramas e Mam é a massa da amostra, em gramas.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Na interpretação dos resultados da determinação de cinzas realizada, 
responda:
• O que o conteúdo de resíduo mineral fixo ou cinza de um alimento representa?
• Qual a importância da análise de cinzas dos alimentos?
• Quais foram as principais dificuldades encontradas durante a realização da 
prática?
• Qual o valor médio de cinzas da amostra analisada?
• A partir dos resultados obtidos, compare seu resultado com o das outras 
equipes e com dados da literatura.
6 REFERÊNCIAS
ARGANDOÑA, E. J. S. et al. Roteiro de aulas práticasda disciplina de análise 
de Alimentos. Dourados, MS: Ed. UFGD, 2017. 105p.
CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2. 
ed. rev. Campinas: Editora da Unicamp, 2003. 208 p.
IAL – Instituto Adolfo Lutz. Métodos físico-químicos para análises de 
alimentos. 4. ed., 2008. 1020 p.
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PRÁTICA 3 – ANÁLISE DE LIPÍDEOS
MÉTODO DE BLIGH-DYER
1 INTRODUÇÃO
Os lipídeos são biomoléculas que exibem uma grande variedade estrutu-
ral. São compostos orgânicos heterogêneos pouco solúveis em água, mas solúveis 
em solventes não polares. Alguns lipídeos estão combinados com outras classes 
de compostos, tais como proteínas (lipoproteínas) e carboidratos (glicolipídeos). 
Os lipídeos participam como componentes não proteicos das membranas biológi-
cas, precursores de compostos essenciais, agentes emulsificantes, isolantes, vita-
minas (A, D, E, K) e fonte e transporte de combustível metabólico (MOTTA, 2005).
Os lipídeos são definidos como componentes do alimento que são inso-
lúveis em água e solúveis em solventes orgânicos, tais como éter etílico, éter de 
petróleo, acetona, clorofórmio, benzeno e álcoois (CECCHI, 2003). Estes são clas-
sificados em: simples (óleos e gorduras), compostos (fosfolipídios, ceras, entre 
outros) e derivados (ácidos graxos, esteróis). Os óleos e gorduras diferem entre si 
apenas na sua aparência física, sendo que à temperatura ambiente os óleos apre-
sentam aspecto líquido e as gorduras, pastoso ou sólido (IAL, 2008).
A determinação de lipídeos em alimentos é realizada, na maioria dos ca-
sos, pela extração com solventes orgânicos adequados. Após a extração e a remo-
ção do solvente, determina-se, por análise gravimétrica, a quantidade de lipídeos 
presente. O resíduo obtido não é constituído somente por lipídeos, mas por todos 
os compostos que, nas condições da determinação, possam ser extraídos pelo sol-
vente. Estes compostos incluem os ácidos graxos livres, ésteres de ácidos graxos, 
as lecitinas, as ceras, os carotenoides, a clorofila e outros pigmentos, além dos 
esteróis, fosfatídeos, vitaminas A e D, óleos essenciais, entre outros. No entanto, 
esses elementos se apresentam em quantidades relativamente pequenas, que não 
chegam a representar uma diferença significativa na determinação. Uma extração 
completa dos lipídeos se torna difícil em produtos contendo alta proporção de 
açúcares, de proteínas e umidade (ARGANDOÑA et al., 2017; IAL, 2008).
De acordo com Cecchi (2003), Bligh e Dyer, em 1959, sugeriram um mé-
todo de extração de gordura a frio que utilizava uma mistura de três solventes: 
clorofórmio-metanol-água. Inicialmente, a amostra é misturada com metanol e 
clorofórmio, em uma proporção que forma uma só fase com a amostra. Em segui-
da, adiciona-se mais clorofórmio e água de maneira a formar duas fases distintas: 
uma de clorofórmio, contendo os lipídeos, e outra de metanol mais água, conten-
do as substâncias não lipídicas. A fase de clorofórmio com a gordura é isolada e, 
após a evaporação do clorofórmio, obtém-se a quantidade de gordura por pesa-
gem. O método apresenta vantagens em relação à extração a quente:
• Extrai todas as classes de lipídeos, inclusive os polares. 
• Os lipídeos são extraídos sem aquecimento, e os extratos podem ser utilizados 
para avaliação de deterioração dos lipídeos através dos índices de peróxidos e 
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ácidos graxos livres, além das determinações do teor de carotenoides, vitamina 
E, composição de ácidos graxos e esteróis. 
• Pode ser utilizado tanto em produtos com altos teores de umidade como em 
produtos secos. 
• A determinação completa pode ser realizada em tubos de ensaio, não 
necessitando de equipamentos especializados e sofisticados.
 
Assim, com essa prática, buscamos aproximar os acadêmicos da análise 
de lipídios pelo método Bligh-Dyer, uma metodologia bastante prática e versátil, 
além de muito importante na análise de alimentos.
2 OBJETIVOS
• Compreender os conceitos que envolvem os lipídeos e a análise de lipídeos. 
• Determinar o teor de lipídios pelo método de extração com mistura de solventes 
a frio (Bligh-Dyer). 
• Interpretar e discutir de maneira crítica os resultados obtidos para os diferentes 
produtos alimentícios avaliados.
3 MATERIAIS
Materiais
• Béquer de 50, 250 mL. 
• Balão volumétrico de 250 mL. 
• Dessecador. 
• Erlenmeyer de 250 mL. 
• Funil. 
• Papel de filtro. 
• Placas de petri. 
• Pipeta volumétrica de 5, 10 e 20 mL.
• Pipeta graduada de 10 mL. 
• 25 tubos de vidro de 250 x 25 mm de 70 mL. 
• Tubos de 150 x 15 mm de 30 mL. 
• Vidro relógio 80 mm.
Reagentes
• Clorofórmio P.A.
• Metanol P.A.
• Solução de sulfato de sódio 1,5% (p/v) em água. 
• Sulfato de sódio anidro P.A.
Equipamentos
• Centrífuga de baixa rotação. 
• Agitador rotativo para tubos (vortex). 
• Estufa com circulação de ar.
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4 PROCEDIMENTOS
Estratégia
• Divisão de grupos (máximo de 3 integrantes/grupo).
• Distribuir um produto alimentício para cada grupo, podendo ter mais de um 
grupo com o mesmo produto.
Preparo das soluções para análise
• Solução de sulfato de sódio 1,5%: pesar 3,75 g de sulfato de sódio e dissolver 
em 50 mL de água destilada. Completar o volume com água destilada em um 
balão volumétrico de 250 mL.
Preparo da amostra para análise
• A amostra deve ser moída e peneirada para se obter granulometria uniforme.
• Pesar entre 2,0 a 2,5 g de produtos com teores de gordura acima de 20%, como 
leite integral em pó, amendoim, sementes, entre outros. 
• Pesar entre 3,0 a 3,5 g de produtos com teores abaixo de 20% de gordura.
Procedimento de análise
• Pesar 2,5 g de amostra (ou a quantidade escolhida, conforme orientação 
anterior). Anotar a massa. Transferir para um tubo de 70 mL.
• Realizar a análise em triplicata, ou seja, realizar o procedimento com 3 
amostras.
• Adicionar 10 mL de clorofórmio, 20 mL de metanol e 8 mL de água destilada. 
Tampar hermeticamente. Colocar os tubos na centrífuga por 30 minutos.
Observação: os volumes de solvente que foram adicionados (10 mL, 20 mL e 8 mL) 
correspondem a uma relação em volume de 1:2:0,8 de clorofórmio:metanol:água. 
Nessa proporção, os três solventes coexistem em uma solução homogênea. 
Quando as amostras contêm água, acima de 10%, a relação dos solventes 1:2:0,8 
deve ser feita considerando a água fornecida pela amostra. Assim, é necessário 
conhecer a umidade da amostra.
• Após os 30 minutos, retirar da centrífuga e adicionar 10 mL de clorofórmio e 10 
mL da solução de sulfato de sódio 1,5% (p/v). Tampar e agitar por 2 minutos.
Observação: a adição de mais clorofórmio e mais água altera a proporção para 
2:2:1,8; causando a separação total do clorofórmio que carrega os lipídeos (camada 
inferior do tubo de ensaio). Assim, todos os lipídeos da amostra ficam dissolvidos 
em 20 mL de clorofórmio.
• Deixar separar as camadas de óleo dos solventes de forma natural ou 
centrifugar a 1000 rpm por 2 minutos para acelerar a separação. 
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• Retirar aproximadamente 15 mL da camada inferior (clorofórmio) e filtrar 
rapidamente em um tubo de 30 mL. Se o filtrado estiver opaco ou com gotículas 
de água, adicionar aproximadamente 1 g de sulfato de sódio anidro, tampar e 
agitar para remover os traços de água.
• Medir exatamente 5 mL do filtrado e transferir para um béquer de 50 mL 
previamente tarado e pesado (ou placas de Petri). Colocar em estufa de 
circulação de ar a 80 – 100 °C até a total evaporação do solvente. Resfriar em 
dessecador e pesar. Anotar a massa.
Cálculos
Com o valor da massa dos lipídeos, que deve ser realizada em triplicata, 
calcular a % de lipídeos totais.
onde Mam é a massa da amostra (g) e Móleo a massa dos lipídeos (g) contidos em 
5 mL.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Na interpretação dos resultadosda análise de lipídeos realizada, responda:
• O que o conteúdo de lipídeos de um alimento representa?
• Qual a importância da análise de lipídeos dos alimentos?
• Pesquise e apresente a quantidade de lipídeos de diferentes produtos 
alimentícios.
• Quais foram as principais dificuldades encontradas durante a realização da 
prática?
• Qual o valor médio de lipídeos calculado para a amostra analisada?
• A partir dos resultados obtidos, a amostra analisada apresenta alta, média 
ou baixa quantidade de lipídeos? Compare seu resultado com o das outras 
equipes e com dados da literatura.
6 REFERÊNCIAS
ARGANDOÑA, E. J. S. et al. Roteiro de aulas práticas da disciplina de análise 
de Alimentos. Dourados, MS: Ed. UFGD, 2017. 105p.
CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2. 
ed. rev. Campinas: Editora da Unicamp, 2003. 208 p.
IAL – Instituto Adolfo Lutz. Métodos físico-químicos para análises de 
alimentos. 4. ed., 2008. 1020 p.
MOTTA, V.T. Bioquímica básica. Laboratório Autolab LTDA, 2005.
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PRÁTICA 4 – ANÁLISE DE PROTEÍNAS
MÉTODO DE KJELDAHL
1 INTRODUÇÃO
As proteínas são componentes essenciais à matéria viva. Atuam como ca-
talizadores (enzimas), transportadores (oxigênio, vitaminas, fármacos, lipídeos, 
ferro, cobre etc.), armazenamento (caseína do leite), proteção imune (anticorpos), 
reguladores (insulina e glucagon), movimento (actina e miosina), estruturais (co-
lágeno), transmissão dos impulsos nervosos (neurotransmissores) e o controle do 
crescimento e diferenciação celular (fatores de crescimento) (MOTTA, 2005).
Nos alimentos, além da função nutricional, as proteínas têm propriedades 
sensoriais e de textura. Podem estar combinadas com lipídeos e carboidratos (CEC-
CHI, 2003). A Tabela 2 apresenta a quantidade de proteína em alguns alimentos.
TABELA 2 – PORCENTAGEM DE PROTEÍNA DE ALGUNS PRODUTOS ALIMENTÍCIOS
Produto Proteína (%)
Leite Integral 3,5
Carne assada 25,0
Ovo integral 13,0
Arroz integral 7,5 – 9,0
Arroz Polido 5,2 – 7,6
Farinha de trigo 9,8 – 13,5
Milho 7,0 – 9,4
Soja 33,0 – 42,0
Amendoim 25,0 – 28,0
Batata 10,0 – 13,0
Maçã 0,3
FONTE: Cecchi (2003, p. ) 
O procedimento mais comum para a determinação de proteínas é a 
determinação de um elemento ou de um grupo pertencente à proteína. A 
conversão para conteúdo de proteína é realizada através de um fator (CECCHI, 
2003). Os elementos analisados geralmente são carbono ou nitrogênio, e os grupos 
são aminoácidos e ligações peptídicas (CECCHI, 2003).
O método mais comum para determinação de proteínas baseia-se na 
determinação de nitrogênio, geralmente feita pelo processo de digestão Kjeldahl. 
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Básica e Metabolismo
14
Baseado no fato de as proteínas terem porcentagem de nitrogênio quase constante, 
em torno de 16%, o fator de conversão é calculado tomando-se como base o 
valor médio de 16% de teor de nitrogênio contido na maioria das substâncias, 
transformando o resultado em proteína bruta (ARGANDOÑA et al., 2017).
Este método, idealizado em 1883, tem sofrido modificações e adaptações, 
porém sempre se baseia em três etapas: digestão, destilação e titulação. O 
princípio do método consiste em que proteínas e compostos nitrogenados, 
decompostos na presença de H2SO4 concentrado a quente (o sulfato de potássio 
aumenta o ponto de ebulição do ácido sulfúrico de 180 para 400 °C), produzem 
sulfato de amônia. O sulfato de amônia, em presença de solução de hidróxido de 
sódio, libera amônia (NH3), que é recebida na solução de ácido bórico. A amônia, 
na solução de ácido bórico, é titulada com solução de HCl com normalidade 
conhecida, determinando-se o teor de nitrogênio na amostra. Para o cálculo de 
proteína bruta, basta multiplicar o resultado pelo fator geral (6,25) ou específico 
(Tabela 3) (ARGANDOÑA et al., 2017; IAL, 2008).
 
TABELA 3 – FATORES DE CONVERSÃO PARA O CÁLCULO DE PROTEÍNAS EM ALIMENTOS
Produto Fator de conversão (Fp)
Geral 6,25
Leite 6,38
Soja 5,71
Trigo 5,70
Arroz 5,95
Ovos 6,68
Gelatina 5,55
Carnes 6,25
FONTE: Argandoña et al. (2017, p. ) 
 
Dessa maneira, vamos explorar a análise proteínas, a partir dos 
conhecimentos e conceitos discutidos na disciplina de análise de alimentos? 
Lembre-se, saber nunca é demais. Boa prática!
2 OBJETIVOS
• Compreender os conceitos que envolvem a análise de proteínas. 
• Determinar o teor de proteína bruta pela técnica de método de Kjeldahl, uma 
técnica muito comum, simples e econômica. 
• Interpretar e discutir de maneira crítica os resultados.
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15
3 MATERIAIS
Materiais
• Bureta de 25 mL.
• Erlenmeyer de 200 mL.
• Garras.
• Pisseta.
• Pipetador.
• Suporte universal.
• Tubos de digestão micro-Kjedahl.
• Papel de filtro
• Luvas de proteção com isolante térmico.
Reagentes
• Ácido bórico P.A.
• Ácido sulfúrico P.A.
• Ácido clorídrico P.A.
• Álcool etílico P.A.
• Selenito de sódio P.A.
• Sulfato de cobre P.A.
• Sulfato de sódio P.A. 
• Solução de ácido clorídrico ou ácido sulfúrico a 0,1 N.
• Solução de hidróxido de sódio 40%.
• Verde de bromocresol.
• Vermelho de metila P.A.
Equipamentos
• Bloco digestor.
• Destilador.
• Balança analítica.
• Estufa.
• Capela de exaustão.
4 PROCEDIMENTOS
Estratégia
• Divisão de grupos (máximo de 3 integrantes/grupo).
• Distribuir um produto alimentício para cada grupo, podendo ter mais de um 
grupo com o mesmo produto.
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16
Preparo da amostra para análise
• As amostras úmidas deverão ser previamente secas para evitar a interferência 
da umidade na reação de digestão. 
• As amostras em pó podem ser pesadas e embrulhadas em papel filtro para 
evitar que grudem na parede do tubo de vidro.
Preparo dos reagentes
• Mistura digestora: pesar 2 g de selenito de sódio, 4 g de sulfato de cobre, 21,4 
g de sulfato de sódio e dissolver em 175 mL de água destilada. Adicionar 
cuidadosamente 200 mL de ácido sulfúrico em béquer de 1000 mL. O 
procedimento deve ser realizado em capela de exaustão com banho de gelo.
• Solução NaOH 40% (p/v): pesar 80 g de NaOH e adicionar aos poucos em 
200 mL de água destilada. O procedimento deve ser realizado em capela de 
exaustão com banho de gelo.
• Solução indicadora: pesar 0,25 g de verde de bromocresol e 0,25 g de vermelho 
de metila. Dissolver em 250 mL de álcool etílico.
• Solução de ácido bórico a 4,2%: pesar 42 g de ácido bórico. Dissolver em um 
balão volumétrico de 1000 mL.
• Solução de ácido clorídrico 0,1 N: transferir 3 mL de ácido clorídrico concentrado 
para um balão volumétrico de 1000 mL, contendo cerca de 100 mL de água 
destilada. Completar o volume do balão volumétrico com água destilada.
Procedimento de análise
Digestão:
• Ligar o bloco digestor a 100 °C dentro da capela de exaustão.
• Pesar quantitativamente, em tubo de digestão micro-Kjeldahl, 0,1 g de amostra. 
Adicionar 7 mL de mistura digestora. Para o branco adicionar apenas 7 ml de 
solução digestora.
• Colocar o tubo no bloco digestor pré-aquecido a 100 °C.
• Aumentar a temperatura em 50 °C a cada 15 minutos, até atingir 350 – 400 
°C, observando sempre o comportamento da amostra em função da sua 
composição. Fazer este procedimento dentro da capela.
• Digerir até que o conteúdo dos tubos esteja transparente, de cor verde-
azulado. Desligar o bloco digestor. A intensidade da coloração irá depender 
da composição da amostra.
• Deixar esfriar os tubos dentro da capela e adicionar, cuidadosamente, cerca de 
10 mL de água destilada em cada tubo.
Destilação:
• Colocar o tubo com a amostra já diluída no destilador. Na outra extremidade, 
colocar um erlenmeyer contendo 10 mL da solução receptora de ácido bórico + 
3 gotas de solução indicadora, de modo que a mangueira do destilador esteja 
imersa na solução receptora. Neutralizar a amostra com aproximadamente 20 a 
30 mL de NaOH 40% (aparecimento de cor escura doóxido de cobre formado).
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17
• Recolher 50 a 100 mL do destilado, dependendo do teor de nitrogênio presente 
na amostra. O nitrogênio entra em contato com o ácido bórico na forma de 
gás. Portanto, o tubo de saída do destilador deverá estar imerso na solução 
receptora.
Titulação:
• Titular o destilado (borato de amônio) sob agitação com ácido clorídrico 0,1 N 
e solução indicadora, até que o indicador altere a sua cor de verde para lilás.
Cálculos
O nitrogênio presente na amostra pode ser calculado através da equação:
onde N é o nitrogênio presente na amostra (%), VHCl é o volume de HCl gasto 
na titulação (mL), NHCl é a normalidade do HCl e Mam é a massa da amostra, em 
gramas.
A proteína bruta presente na amostra pode ser calculada através da 
equação:
onde P é a proteína bruta presente na amostra (%) e é o fator de conversão para 
o cálculo de proteínas em alimentos (Tabela 3).
Observação: quando se considera o nitrogênio em gramas, utiliza-se 0,014 
g; quando se quantifica em miligramas, usa-se 14 mg, conforme a seguinte 
demonstração:
1000 mL de HCl (1N) = 1000 mL de NH3 (1N)
Sabe-se que o peso molecular da amônia é P.M (NH3) = 14 + 3 = 17 g. Como 
queremos determinar o teor de nitrogênio (N), temos que:
1000 mL de HCl = 14 g N
Assim temos que:
1mL de HCl titula 0,014 g ou 14 mg de nitrogênio.
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5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Na interpretação dos resultados da determinação de proteínas, responda:
• Qual a importância da análise de proteínas dos alimentos?
• Quais foram as principais dificuldades encontradas durante a realização da 
prática?
• Qual o teor de nitrogênio da amostra analisada?
• Qual a porcentagem de proteína bruta da amostra analisada?
• A partir dos resultados obtidos, realize uma análise crítica, comparando seu 
resultado com o das outras equipes e com dados da literatura.
6 REFERÊNCIAS
ARGANDOÑA, E. J. S. et al. Roteiro de aulas práticas da disciplina de análise 
de Alimentos. Dourados, MS: Ed. UFGD, 2017. 105p.
CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2. 
ed. rev. Campinas: Editora da Unicamp, 2003. 208 p.
IAL – Instituto Adolfo Lutz. Métodos físico-químicos para análises de 
alimentos. 4. ed., 2008. 1020 p.
MOTTA, V. T. Bioquímica básica. Laboratório Autolab LTDA, 2005.
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PRÁTICA 5 – ANÁLISE DE CARBOIDRATOS
MÉTODO EYNON-LANE
1 INTRODUÇÃO
No grupo dos carboidratos, que são hidratos de carbono, têm-se os mais 
variados tipos de substâncias, desde os monossacarídeos, representados pela gli-
cose, os dissacarídeos, dos quais os mais frequentes em alimentos são a sacarose 
e a lactose, até os polissacarídeos, como amido e celulose (IAL, 2008).
De acordo com Cecchi (2003), os carboidratos são os componentes mais 
abundantes e amplamente distribuídos entre os alimentos (Tabela 4). Sua deter-
minação nos alimentos é importante, pois eles apresentam diversas funções:
1. Nutricional.
2. Adoçantes naturais.
3. Matéria-prima para produtos fermentados.
4. Principal ingrediente dos cereais.
5. Propriedades reológicas da maioria dos alimentos de origem vegetal 
(polissacarídeos).
6. Responsáveis pela reação de escurecimento em muitos alimentos.
 
TABELA 4 – CONTEÚDO DE CARBOIDRATOS DE ALGUNS ALIMENTOS
Produto Carboidratos (%)
Frutas 6 – 12% sacarose
Milho e batata 15% amido
Trigo 60% amido
Farinha de trigo 70% amido
Condimentos 9 – 39% açúcares redutores
Açúcar branco comercial 99,5% sacarose
Açúcar de milho 87,5% glicose
Mel 75% açúcares redutores
FONTE: Cecchi (2003, p. ).
Entre os vários métodos quantitativos para determinação de açúcares totais 
e de açúcares redutores, os mais utilizados em alimentos são: 1) Munson-Walker: 
método gravimétrico baseado na redução de cobre pelos grupos redutores dos açú-
cares; 2) Lane-Eynon: método titrimétrico também baseado na redução de cobre 
pelos grupos redutores dos açúcares; 3) Somogyi: método microtitrimétrico basea-
do também na redução de cobre; 4) Métodos cromatográficos e 5) Métodos óticos 
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20
(CECCHI, 2003). Na determinação de açúcares totais, os açúcares não redutores são 
transformados em açúcares redutores através de uma hidrólise ácida. 
O método de Eynon-Lane utiliza o reagente de Fehling, que consiste em 
uma solução alcalina de sulfato de cobre em tampão de tartarato duplo de sódio e 
potássio. O íon cúprico (Cu2+) do reagente, na presença de açúcares redutores em 
meio alcalino, a quente, é reduzido a íon cuproso (Cu+), formando um precipita-
do vermelho de óxido cuproso facilmente percebido durante a análise (ARGAN-
DOÑA et al., 2017).
Dessa maneira, com essa prática buscamos aproximar os acadêmicos da 
análise de carboidratos pelo método Lane-Eynon, uma metodologia muito impor-
tante na análise de alimentos. Lembre-se, saber nunca é demais. Boa prática!
2 OBJETIVOS
• Compreender os conceitos que envolvem a análise de carboidratos. 
• Determinar os açúcares redutores e totais em uma amostra de alimento a partir 
do método de titulação de oxirredução (Eynon-Lane). 
• Interpretar e discutir de maneira crítica os resultados.
3 MATERIAIS
Materiais
• Balão volumétrico de 25, 50, 100, 250 mL.
• Bastão de vidro.
• Béquer de 500 mL.
• Bureta de 50 mL.
• Erlenmeyer de 250 mL.
• Funil.
• Papel de filtro.
• Papel indicador vermelho congo.
• Pipetas volumétricas de 5, 10 e 25 mL.
Reagentes
• Ácido clorídrico P.A.
• Glicose P.A.
• Indicador azul de metileno P.A.
• Solução de acetato de zinco 1 M.
• Solução de Fehling A.
• Solução de Fehling B.
• Solução de ferrocianeto de potássio 0,25 M.
• Solução de hidróxido de sódio 0,1 N.
• Solução de hidróxido de sódio 40% (p/v).
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21
Equipamentos
• Balança analítica.
• Banho-maria a 70 °C.
• Barra magnética.
• Chapa de aquecimento ou bico de Bunsen.
• Incubadora com agitação tipo shaker.
4 PROCEDIMENTOS
Estratégia
• Divisão de grupos (máximo de 3 integrantes/grupo).
• Distribuir um produto alimentício para cada grupo, podendo ter mais de um 
grupo com o mesmo produto.
Preparo das soluções
• Solução de ferrocianeto de potássio 0,25 M: pesar 53,3 g de ferrocianeto de 
potássio. Transferir para balão volumétrico de 500 mL e completar o volume 
com água destilada.
• Solução de acetato de zinco 1 M: dissolver 109,75 g de acetato de zinco em 
água destilada. Adicionar 10 mL de ácido acético glacial e completar o volume 
a 500 mL com água destilada.
• Solução de Fehling A: dissolver 34,639 g de sulfato cúprico em água destilada, 
adicionar 0,5 mL de ácido sulfúrico P.A. e completar o volume a 500 mL com 
água destilada.
• Solução de Fehling B: dissolver 172 g de tartarato duplo de sódio e potássio 
e 50 g de NaOH em água destilada. Completar o volume a 500 mL com água 
destilada. Deixar decantar. Filtrar em algodão de vidro.
• Licor de Fehling: misturar quantidades iguais das soluções de Fehling A e B 
em um béquer. Agitar bem com bastão de vidro. A quantidade a ser preparada 
deve ser suficiente para realizar todas as análises e a solução padrão. Se a 
quantidade for insuficiente, será necessário preparar novamente o licor e, 
novamente, fazer a titulação com a solução padrão.
• Solução de NaOH 0,1N: pesar 2 g de NaOH e adicionar aos poucos em 500 mL 
de água destilada.
• Solução de HCl 5N: adicionar 55 mL de ácido clorídrico em 1 L de água 
destilada.
• Solução de NaOH 40%: pesar 80 g de NaOH e adicionar aos poucos em 200 mL 
de água destilada. O procedimento deve ser realizado em capela de exaustão 
com banho de gelo.
• Papel Indicador Vermelho Congo 0,1%: dissolver 0,1 g do corante vermelho 
congo em 10 mL de água destilada (Faixa de pH 3,0 a 5,0). Cortar tiras de papel 
filtro, mergulhar na solução de indicador e secar em estufa.
• Solução Padrãode glicose: pesar 0,25 g de glicose P.A. (anotar a massa da 
glicose) e transferir para balão volumétrico de 100 mL. Completar o volume 
com água destilada e homogeneizar.
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Preparo da amostra para análise
• Para a determinação dos açúcares redutores (AR), pesar 10 g de amostra. 
Transferir para um béquer de 500 mL, adicionar 100 mL de água destilada e 
triturar com um mixer.
• Colocar a amostra em um agitador entre 100 e 150 rpm por três horas a 30 °C. 
O objetivo desta primeira etapa é extrair todo o açúcar contido no alimento.
• Determinar o pH da amostra e neutralizar com NaOH (0,1N) usando 
potenciômetro (pH entre 6,8 a 7,2). Transferir para um balão volumétrico 
de 250 mL, adicionar 10 mL de solução de ferrocianeto de potássio (0,25M) 
e 10 mL de solução de acetato de zinco (1M). Homogeneizar, evitando fazer 
espuma.
• Completar o volume com água destilada, agitar bem e filtrar. O objetivo desta 
segunda etapa é clarificar a amostra. O filtrado é a solução AR, usada para 
determinar açúcares redutores.
• Para a determinação dos açúcares redutores totais (ART), pipetar em pipeta 
volumétrica 50 mL da solução AR e transferir para balão volumétrico de 
100 mL. Adicionar 5 mL de ácido clorídrico P.A. (realizar este procedimento 
na capela).
• Levar ao banho-maria a 70 °C por dez minutos para facilitar a inversão da 
sacarose. Depois resfriar em banho de gelo até a solução atingir temperatura 
ambiente.
• Introduzir no balão um pedaço de papel indicador e neutralizar com NaOH 
40% (agitando constantemente para homogeneizar) até que o papel mude da 
cor azul para rosa-violeta (caso o papel fique rosa-laranja corrigir com HCl 5 N).
• Completar o volume com água destilada e agitar. Essa é a solução ART usada 
para determinar açúcares redutores totais.
Procedimento de análise
a) Colocar a solução padrão na bureta de 50 mL.
• Pipetar 5 mL do licor de Fehling em erlenmeyer de 250 mL e adicionar cerca 
de 5 mL de água destilada. A finalidade da adição de água é evitar que o licor 
evapore durante o procedimento.
• Aquecer o licor contido no erlenmeyer até levantar fervura, utilizando uma 
chapa de aquecimento (350 °C) ou bico de Bunsen.
• Adicionar duas a três gotas de azul de metileno. Iniciar a titulação com a 
solução padrão contida na bureta até que se observe mudança de coloração 
vermelho-tijolo da solução contida no erlenmeyer. Anotar o volume gasto da 
bureta (1a titulação).
• Para verificar o volume gasto, reiniciar a titulação em outro erlenmeyer 
previamente preparado com licor de Fehling, adicionando, no lugar da água 
destilada, o volume gasto na titulação anterior menos 2 mL (por exemplo, se 
forem gastos na 1a titulação 10 mL, despejar no erlenmeyer 8 mL).
• Esperar entrar em ebulição, adicionar o indicador azul de metileno e, logo 
depois, realizar a titulação. A solução tem que estar em contínua ebulição 
durante toda a titulação. Anotar o volume gasto (2a titulação).
Manual de práticas da disciplina de Bioquímica 
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23
• Se os resultados das duas titulações para a mesma amostra não forem 
semelhantes, repetir o processo tomando os devidos cuidados. Se forem 
semelhantes, considerar o menor volume.
b) Colocar a Solução AR na bureta e efetuar a titulação conforme indicado em (a).
c) Colocar a Solução ART na bureta e realizar a titulação conforme indicado em (a).
Observações: o gotejamento da titulação deverá ser contínuo, mas sem 
comprometer a ebulição. O ponto de viragem ocorre quando as bolhas de ar 
não apresentam mais a cor azulada do azul de metileno e a cor vermelho-tijolo é 
notória. O uso de pérolas de vidro poderá facilitar a ebulição.
O tempo da 2a titulação não deverá ultrapassar dois minutos. Tempo su-
perior promove a precipitação do cobre presente no licor de Fehling, comprome-
tendo os resultados da titulação. Evite que o azul de metileno escorra pelas pa-
redes do erlenmeyer, já que isso dificultaria a visualização do ponto de viragem.
Cálculos
O padrão de glicose ser calculado através da equação:
Os açúcares redutores (AR) podem ser calculados através da equação:
Os açúcares redutores totais (ART) podem ser calculados através da 
equação:
onde Pglic é o Padrão de glicose (g), Mglic e Mam são a massa de glicose P.A. e da 
amostra, respectivamente (g); Vpad e Vam o volume gasto na titulação do padrão e 
da amostra, respectivamente (mL); AR são os Açúcares Redutores (%) e ART são 
os Açúcares redutores totais (%).
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Na interpretação dos resultados da determinação de carboidratos, 
responda:
• Qual a importância da análise de carboidratos dos alimentos?
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24
• Quais foram as principais dificuldades encontradas durante a realização da 
prática?
• Qual o valor de Açúcares Redutores (%) obtido para amostra analisada?
• Qual o valor de Açúcares Redutores Totais (%) obtido para amostra analisada?
• A partir dos resultados obtidos, realize uma análise crítica, comparando seu 
resultado com o das outras equipes e com dados da literatura.
6 REFERÊNCIAS
ARGANDOÑA, E. J. S. et al. Roteiro de aulas práticas da disciplina de análise 
de Alimentos. Dourados, MS: Ed. UFGD, 2017. 105p.
CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2. 
ed. rev. Campinas: Editora da Unicamp, 2003. 208 p.
IAL – Instituto Adolfo Lutz. Métodos físico-químicos para análises de 
alimentos. 4. ed., 2008. 1020 p.
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25
PRÁTICA 6 – ANÁLISE DE FIBRAS
DETERMINAÇÃO DE FIBRAS INSOLÚVEIS
1 INTRODUÇÃO
Segundo GIuntini; Meneze (2017), o Codex Committee on Nutrition and 
Foods for Special Dietary Uses (CCNFSDU) coordenou as discussões para definição 
de Fibra Alimentar. Segundo os autores, foi acordada a seguinte definição para 
Fibra Alimentar: “Fibra alimentar é constituída de polímeros de carboidratos com 
dez ou mais unidades monoméricas, que não são hidrolisados pelas enzimas en-
dógenas no intestino delgado e que podem pertencer a três categorias:
• Polímeros de carboidratos comestíveis que ocorrem naturalmente nos alimen-
tos na forma como são consumidos. 
• Polímeros de carboidratos obtidos de material cru por meio físico, químico ou 
enzimático e que tenham comprovado efeito fisiológico benéfico sobre a saúde 
humana, de acordo com evidências científicas propostas e aceitas por autori-
dades competentes. 
• Polímeros de carboidratos sintéticos que tenham comprovado efeito fisiológi-
co benéfico sobre a saúde humana, de acordo com evidências científicas pro-
postas e aceitas por autoridades competentes”.
Os diversos componentes da Fibra Alimentar são encontrados principal-
mente entre os vegetais, como cereais, leguminosas, frutas, hortaliças e tubérculos. 
Os principais componentes da Fibra Alimentar incluem polissacarídeos não amido, 
oligossacarídeos, carboidratos análogos (amido resistente e maltodextrinas resis-
tentes, obtidos por síntese química ou enzimática), lignina, compostos associados à 
Fibra Alimentar e fibras de origem animal (GIUNTINI; MENEZE, 2017).
As Fibras Alimentares Totais (FAT) podem ser divididas em: Fibras Ali-
mentares Solúveis (FAS) e Fibras Alimentares Insolúveis (FAI). Essa classifica-
ção é útil para compreender as propriedades fisiológicas das fibras alimentares, 
permitindo uma divisão simples entre aquelas que têm efeito, principalmente, 
sobre a absorção de glicose e lipídeos no intestino delgado — que são facilmen-
te fermentadas por bactérias no cólon (fibras solúveis) — e aquelas que são fer-
mentadas lenta e incompletamente, tendo efeito mais pronunciado nos hábitos 
intestinais (fibras insolúveis). No entanto, a separação entre as frações solúvel e 
insolúvel não é quimicamente muito clara, dependendo das condições de extra-
ção (ARGANDOÑA et al., 2017).
Segundo Argandoña et al. (2017), as fibras solúveis tendem a formar géis 
em contato coma água, aumentando a viscosidade dos alimentos, e são parcial-
mente digeridas no estômago. De acordo com os autores, cerca de um terço das 
fibras alimentares totais ingeridas com a dieta típica é solúvel. Esse grupo inclui 
as pectinas, algumas hemiceluloses ou pentosanas, gomas e mucilagens. As fi-
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26
bras solúveis são quase completamente fermentadas pelas bactérias presentes no 
cólon, produzindo ácidos graxos de cadeia curta que podem ser absorvidos pelo 
organismo, podendo inibir a síntese de colesterol no fígado. Efeitos hipocoleste-
rolêmicos são atribuídos particularmente às beta-glucanas que são fibras solú-
veis. Os alimentos com alto teor de fibras solúveis são os cereais (aveia, cevada, 
milho, centeio), as frutas (banana, maçã), as leguminosas (feijões, ervilhas), além 
de couve-flor e cenoura, entre outros.
Fazem parte do grupo das fibras insolúveis a lignina, a celulose e algu-
mas hemiceluloses. Estas fibras permanecem praticamente intactas através do 
trato gastrointestinal, diminuem o tempo de trânsito no intestino, aumentam o 
bolo fecal e tornam as fezes menos consistentes, diminuindo a constipação. Estão 
presentes principalmente nos cereais (farelo de trigo, cereais matinais e pães in-
tegrais), frutas maduras e vegetais (brócolis, feijões verdes, brotos), entre outros 
(ARGANDOÑA et al., 2017).
De acordo com Cecchi (2003), a determinação de fibras é importante para 
uma série de análises em alimentos e rações:
• Avaliação nutritiva de rações: rações com muita fibra apresentam baixo volu-
me nutritivo. 
• Eficiência na moagem e refinação de farinhas. 
• Verificação da maturação de frutas e hortaliças: produtos muito maduros têm 
maior quantidade de fibra. 
• Adulterações do tipo de casca em nozes moídas, sementes em frutas processa-
das e serragem em alimentos em geral: esses adulterantes aumentam a quan-
tidade de fibra.
Diante desse contexto, vamos explorar a análise de fibras, a partir dos 
conhecimentos e conceitos discutidos na disciplina de análise de alimentos? 
Lembre-se, saber nunca é demais. Boa prática!
2 OBJETIVOS
• Compreender os conceitos que envolvem a análise de fibras. 
• Determinar o teor de fibras insolúveis em produtos alimentícios. 
• Interpretar e discutir de maneira crítica os resultados.
3 MATERIAIS
Materiais
• Bastão de vidro.
• Béquer de 500, 100 e 250 mL.
• Bico de Bunsen.
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27
• Cadinho de porcelana. 
• Funil de vidro. 
• Papel filtro qualitativo 18,5 cm de diâmetro. 
• Papel de tornassol azul. 
• Pinça metálica. 
• Cadinhos de Gooch de porcelana tarados. 
• Dessecador. 
• Pisseta.
Reagentes
• Álcool etílico (96 a 98%) P.A. 
• Antiespumante (tributil fosfato). 
• Éter etílico P.A. 
• Solução de ácido sulfúrico (H2SO4) 1,25% (v/v). 
• Solução de hidróxido de sódio (NaOH) 1,25% (p/v).
Equipamentos
• Aparelho digestor. 
• Balança analítica. 
• Estufa. 
• Mufla.
4 PROCEDIMENTOS
Estratégia
• Divisão de grupos (máximo de 3 integrantes/grupo).
• Distribuir um produto alimentício para cada grupo, podendo ter mais de um 
grupo com o mesmo produto.
Preparo da amostra para análise
• Amostras com alto teor de gorduras poderão ser previamente desengorduradas 
e secas. 
Preparo das soluções
• H2SO4 1,25% (v/v): medir 7 mL de ácido sulfúrico concentrado (d =1,84 g/mL) e 
transferir com cuidado para um balão volumétrico de 1000 mL com um pouco 
de água destilada (cerca de 200 mL). Completar o volume com água.
• NaOH 1,25% (p/v): pesar 12,5 g de NaOH, dissolver em 100 mL de água e 
transferir para um balão volumétrico de 1000 mL, completando o volume com 
água.
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Básica e Metabolismo
28
Procedimento de análise
• Pesar 2 – 3 g de amostra. Colocar a amostra em copo de 600 mL, próprio para 
ser adaptado ao digestor. Adicionar 3 a 5 gotas do antiespumante.
• Adicionar 200 mL de solução de H2SO4 1,25%. Colocar no aparelho digestor e 
deixar em ebulição por 30 minutos. Completar com água o volume do copo, 
sempre a 200 mL, à medida que a solução for evaporando.
• Após a digestão ácida, realizar a filtração em papel de filtro qualitativo, 
realizando-se a lavagem sucessiva com água destilada em ebulição sobre o 
resíduo, até a neutralização do material, o que é verificado com o papel de 
tornassol azul.
• Transferir o material que ficou retido no papel para o copo de digestão. 
Usar, para essa transferência, 200 mL da solução de NaOH 1,25%. Deixar em 
ebulição. Realizar, então, a digestão básica, seguindo os mesmos princípios da 
digestão ácida e lavando o material com água destilada a quente.
• Fazer o teste da neutralidade do material usando papel tornassol.
• Após as digestões, filtrar o resíduo (fibra e minerais) em cadinhos de Gooch, 
previamente secos e pesados, a vácuo. Lavar o material com álcool (20 mL), 
e, em seguida, com éter etílico (10 mL), a fim de facilitar a secagem e eliminar 
compostos provenientes das digestões.
• Fazer a secagem dos cadinhos ou do papel em estufa a 105 °C até se obter 
um peso constante. A pesagem nos fornece o peso do material que é formado 
por fibra bruta e minerais. A seguir, realizar a calcinação em mufla a 600 °C 
durante uma hora, quando toda a fibra é oxidada, restando somente minerais.
• A diferença entre o peso do cadinho de Gooch seco na estufa a 105 °C e após a 
calcinação fornece o peso da fibra bruta real que foi queimada.
Cálculos
A fibra bruta presente na amostra pode ser calculada através da equação:
onde Mam é a massa da amostra, em gramas.
O resíduo mineral ou cinzas pode ser calculado através da equação:
onde Mc é a massa de cinzas (a diferença entre a massa do cadinho com cinzas e 
a massa do cadinho vazio) em gramas e Mam é a massa da amostra, em gramas.
A fibra real presente na amostra pode ser calculada através da equação:
Fibra real (%)= Fibra bruta (%)- Cinzas (%)
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29
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Na interpretação dos resultados da determinação de fibras, responda:
• Qual a importância da análise de fibras dos alimentos?
• Quais foram as principais dificuldades encontradas durante a realização da 
prática?
• Qual o valor de fibra bruta obtido para a amostra analisada?
• Qual o valor de cinzas obtido para a amostra analisada?
• Qual o valor de fibra real obtido para a amostra analisada?
• A partir dos resultados obtidos, realize uma análise crítica, comparando seu 
resultado com o das outras equipes e com dados da literatura.
6 REFERÊNCIAS
ARGANDOÑA, E. J. S. et al. Roteiro de aulas práticas da disciplina de análise 
de Alimentos. Dourados, MS: Ed. UFGD, 2017. 105p.
CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2. 
ed. rev. Campinas: Editora da Unicamp, 2003. 208 p.
GIUNTINI, Eliana Bistriche; MENEZE, Elizabete Wenzel de. Fibra alimentar. 
Série de Publicações ILSI Brasil. Funções Plenamente Reconhecidas de 
Nutrientes. 2. ed., v. 18, Fascículo 18, 2017. 67 p.
Manual de práticas da disciplina de Bioquímica 
Básica e Metabolismo
30
Manual de práticas da disciplina de Bioquímica 
Básica e Metabolismo
31
PRÁTICA 7 – ANÁLISE DE SÓLIDOS SOLÚVEIS
DETERMINAÇÃO DE SÓLIDOS SOLÚVEIS POR 
REFRATOMETRIA 
1 INTRODUÇÃO
A refratometria é muito utilizada para a medida de sólidos solúveis 
(açúcares e ácidos orgânicos), principalmente em frutas e produtos de frutas, mas 
também pode ser usado em ovos, cerveja, vinagre, leite e produtos lácteos. O uso 
da refratometria é comum em indústrias de bebidas, alimentos, cosméticos, óleos 
minerais e vegetais, indústrias farmacêuticas e outros. A refração é, normalmente, 
uma propriedade aditiva, de modo que o índice de refração de um sistema 
multicomponente será a soma dos índices de refração de cada componente 
individualmente (CECCHI, 2003).
Os índices de refração de soluções de sacarose P.A. a 20 °C podem ser 
correlacionados como seu teor de sacarose. Assim, o percentual de sacarose 
é relacionado com o °Brix. Na prática, se utiliza a leitura refratométrica 
ou o correspondente °Brix para expressar o percentual de sólidos solúveis 
(ARGANDOÑA et al., 2017).
A determinação de sólidos solúveis em materiais biológicos é uma medida 
muito utilizada no processamento e na conservação de alimentos como, por 
exemplo, na avaliação da maturação de frutas, na elaboração de caldas e xaropes, 
na determinação do ponto final do processamento de polpas concentradas, 
doces em massa e geleias, na qualidade de sucos processados, entre outros 
(ARGANDOÑA et al., 2017).
De acordo com Cecchi (2003), o refratômetro de Abbe é o mais comum 
e mais utilizado para a determinação dos índices de refração. Esse refratômetro 
cobre um intervalo de índices de refração de 1,3 a 1,7 com uma precisão de 
aproximadamente 0,0003 unidades. O procedimento envolve colocar a amostra 
entre ambos os prismas e a sua rotação, até que o raio crítico esteja centrado no 
“X” do visor. Se a linha divisória entre os campos claro e escuro estiver colorida, 
o prisma de Amici (compensador) é girado até que apareça uma linha divisória 
nítida e sem cores.
Existem duas escalas disponíveis nesse tipo de refratômetro: uma em índice 
de refração e outro em °Brix. A leitura de amostras líquidas pode ser realizada 
diretamente, no entanto, em amostras pastosas (suco de fruta concentrado), as 
partículas sólidas irão prejudicar a nitidez da leitura. Nesse caso, é necessário 
filtrar a amostra em papel filtro ou pedaço de algodão, ou ainda pode-se realizar 
uma centrifugação da amostra (CECCHI, 2003).
Dessa maneira, com essa prática, buscamos aproximar os acadêmicos da 
análise de sólidos solúveis por refratometria, uma metodologia muito utilizada 
Manual de práticas da disciplina de Bioquímica 
Básica e Metabolismo
32
em pesquisas científicas e indústrias de alimentos. Lembre-se, saber nunca é 
demais. Boa prática!
2 OBJETIVOS
• Compreender os conceitos que envolvem a análise de sólidos solúveis. 
• Determinar a quantidade de sólidos solúveis totais presentes em amostras 
alimentícias líquidas empregando refratômetro de Abbe ou refratômetro 
portátil.
• Interpretar e discutir de maneira crítica os resultados.
3 MATERIAIS
Materiais
• Algodão ou gaze.
• Bastão de vidro.
• Béquer de 50 e 100 ml.
• Espátula.
• Pipeta de Pasteur.
• Termômetro.
Reagentes
• Água destilada.
• Álcool etílico 70%.
Equipamentos
• Banho termostatizado com circulação de água (de modo a manter a temperatura 
dos prismas do refratômetro em 20 °C).
• Refratômetro tipo Abbe, com escala de °Brix e divisões de, no mínimo, 0,2 
°Brix ou em porcentagem (%) ou Refratômetro Portátil.
4 PROCEDIMENTOS
Estratégia
• Divisão de grupos (máximo de 3 integrantes/grupo).
• Distribuir diferentes produtos alimentícios para cada grupo.
Calibração do refratômetro
• Antes de usar o refratômetro tipo Abbe, que está representado na Figura 1, 
verificar se as superfícies dos prismas estão limpas. Caso estejam sujas, realizar 
a limpeza utilizando algodão embebido em álcool. Secar com algodão seco.
Manual de práticas da disciplina de Bioquímica 
Básica e Metabolismo
33
• Colocar de uma a duas gotas de água destilada entre os prismas do refratômetro 
e fechar (Figura 1). Esperar um minuto e ajustar a ocular para sua visão. 
• No campo circular visível, ajustar as metades das regiões clara e escura sem 
nenhuma cor (arco-íris) entre elas, girando o botão de ajuste grosso (Figura 
1). Em seguida, deixar a divisão entre estas duas metades do campo bastante 
nítida, ajustando-a no meio do X (Figura 2). Para isso, deve-se girar o botão de 
ajuste fino (Figura 1). 
FIGURA 1 – REFRATÔMETRO DE ABBE
FONTE: Adaptado de <https://bit.ly/2Q8DAfw>. Acesso em: 16 mai. 2019.
FIGURA 2 – LINHAS DE AJUSTE
FONTE: Adaptado de Argandoña et al. (2017)
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34
Preparo da amostra
• Amostras muito viscosas ou que apresentam polpa espessa devem ser filtradas 
(com auxílio de gaze ou algodão como filtro) para se extrair o suco.
Procedimento de análise
• Colocar de uma a duas gotas de amostra entre os prismas do refratômetro e 
fechar. Esperar um minuto e ajustar a ocular para sua visão.
• No campo circular visível, ajustar as metades das regiões clara e escura sem 
nenhuma cor (arco-íris) entre elas, girando o botão de ajuste grosso até observar 
a região bastante nítida. Acertar o centro do X do campo visual, girando o 
botão de ajuste fino.
• Depois de acertar a linha de ajuste (Figura 2), observar a escala e fazer a leitura 
do percentual de sólidos solúveis ou °Brix.
• Limpar os prismas com algodão embebido em água destilada ou álcool e secar 
com papel macio. Repetir a leitura da amostra três vezes (triplicata).
Observação: o procedimento para realização da análise utilizando o refratômetro 
portátil é semelhante. No entanto, a precisão e a exatidão da leitura podem ser 
menores em comparação ao refratômetro de Abbe.
Cálculos
• Caso a leitura seja realizada a 20 °C e a acidez total da amostra seja inferior a 
1%, o valor do °Brix é a leitura direta. Se a temperatura for diferente de 20 °C, 
anotar o valor e fazer a correção do °Brix em função da temperatura, com o 
auxílio de tabelas de correção de °Brix, semelhantes a Tabela 5.
• O valor obtido da leitura é expresso em porcentagem (%) de sólidos solúveis 
ou °Brix.
TABELA 5 – CORREÇÃO PARA OBTER O VALOR REAL DE °BRIX EM RELAÇÃO À TEMPERATURA
Temperatura (°C) Subtraia da leitura Temperatura (°C) Adicione à leitura 
- - 21 0,08
- - 22 0,16
13 0,54 23 0,24
14 0,46 24 0,32
15 0,39 25 0,40
16 0,31 26 0,48
17 0,23 27 0,56
18 0,16 28 0,64
19 0,08 29 0,73
20 0,00 30 0,81
FONTE: Adaptado de IAL (2008)
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35
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Na interpretação dos resultados da determinação de sólidos solúveis, 
responda:
• Qual a importância da análise de sólidos solúveis dos alimentos?
• Quais foram as principais dificuldades encontradas durante a realização da 
prática?
• Qual o valor de sólidos solúveis das amostras analisadas?
• A partir dos resultados obtidos para o produto alimentício avaliado, realize 
uma análise crítica, comparando seu resultado com o das outras equipes e com 
dados da literatura.
6 REFERÊNCIAS
ARGANDOÑA, E. J. S. et al. Roteiro de aulas práticas da disciplina de análise de 
Alimentos. Dourados, MS: Ed. UFGD, 2017. 105p.
CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2. ed. 
rev. Campinas: Editora da Unicamp, 2003. 208 p.
IAL – Instituto Adolfo Lutz. Métodos físico-químicos para análises de alimentos. 
4. ed., 2008. 1020 p.
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37
PRÁTICA 8 – ANÁLISE DE ACIDEZ TITULÁVEL
DETERMINAÇÃO DA ACIDEZ POR TITULOMETRIA
1 INTRODUÇÃO
Os ácidos orgânicos presentes em alimentos influenciam o sabor, odor, 
cor, estabilidade e a manutenção da qualidade. A acidez titulável de frutas pode 
variar entre 0,2-0,3% em frutas de baixa acidez como maçãs e bananas, 2,0% em 
ameixas e acima de 6% em limão. O ácido cítrico pode constituir até 60% dos 
sólidos solúveis do limão. Os tecidos vegetais, com exceção do tomate, apesentam 
acidez mais baixa, variando de 0,1% em abóbora a 0,4% em brócolis. Produtos 
marinhos, peixes, aves e produtos cárneos são consideravelmente menores em 
acidez e o ácido predominante é o ácido lático. A acidez total em relação ao 
conteúdo de açúcar é aplicada para sucos de frutas integrais e polpas de frutas. 
Este método baseia-se no cálculo da relação °Brix por acidez expressa em ácido 
orgânico. Esta relação é utilizada como uma indicação do grau de maturação da 
matéria-prima (CECCHI, 2003; IAL, 2008).
Os ácidos orgânicos presentes em alimentos influenciam o sabor, o odor, 
a cor, a estabilidade e a manutenção de qualidade.Entre os principais ácidos 
orgânicos encontrados em alimentos estão: o cítrico, o málico, o oxálico, o succínico 
e o tartárico. Outros ácidos menos conhecidos, mas de igual importância, são: o 
isocítrico, o fumárico, o oxalacético e o cetoglutárico (ARGANDOÑA et al., 2017; 
CECCHI, 2003).
De acordo com Cecchi (2003), a determinação da acidez titulável em 
alimentos é uma análise importante que apresenta diferentes aplicações, entre 
elas:
• Valor nutritivo: manutenção do balanceamento ácido-base no organismo.
• Pureza e qualidade em produtos fermentados, como vinhos.
• Deterioração por bactérias com produção de ácido.
• Deterioração de óleos e gorduras pela presença de ácidos graxos livres 
provenientes da hidrólise dos glicerídeos.
• Critério de identidade de óleos e gorduras pela caracterização dos ácidos 
graxos presentes.
• Estabilidade do alimento/deterioração. Produtos mais ácidos são naturalmente 
mais estáveis quanto à deterioração.
Dessa maneira, vamos explorar a análise de acidez, a partir dos 
conhecimentos e conceitos discutidos na disciplina de análise de alimentos? 
Lembre-se, saber nunca é demais. Boa prática!
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Básica e Metabolismo
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2 OBJETIVOS
• Compreender os conceitos que envolvem a análise de acidez.
• Determinar o teor de acidez de produtos alimentícios por titulometria.
• Interpretar e discutir de maneira crítica os resultados.
3 MATERIAIS
Materiais
• Bastão de vidro.
• Bureta de 25 mL.
• Erlenmeyer de 150 ou 300 mL.
• Pipetas volumétricas de 1 e 10 mL.
• Pisseta com água destilada.
• Suporte universal.
Reagentes
• Solução alcoólica de fenolftaleína (1%).
• Solução de hidróxido de sódio (NaOH) 0,1 N padronizado.
Equipamentos
• Agitadores e barras magnéticas.
• Balança analítica.
• pHmetro.
4 PROCEDIMENTOS
Estratégia
• Divisão de grupos (máximo de 3 integrantes/grupo).
• Distribuir um produto alimentício para cada grupo, podendo ter mais de um 
grupo com o mesmo produto.
Preparo das soluções
• Solução de fenolftaleína a 1%: pesar 1 g de fenolftaleína e dissolver em 100 mL 
de álcool etílico.
• Solução de NaOH 0,1N padronizada: pesar 4 g de hidróxido de sódio e 
dissolver em 50 mL de água destilada. Transferir para balão volumétrico de 
1000 mL e completar o volume com água destilada.
• Padronização da solução de NaOH 0,1 N: pesar cerca de 0,15 g de biftalato 
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39
de potássio (previamente seco em estufa a 105 °C por duas horas), colocar 
em erlenmeyer de 250 mL. Adicionar 100 mL de água destilada e misturar. 
Adicionar três gotas de fenolfetaleína 1%. Titular com a solução de NaOH com 
agitação constante até ponto de viragem.
Cálculo do fator de correção:
onde Fc é o fator de correção do NaOH, Mbiftalato é a massa de biftalato de potássio, 
VNaOH é o volume gasto de NaOH e NNaOH é a normalidade da solução de NaOH.
Preparo da amostra para análise
• Amostras sólidas e semissólidas devem ser moídas para facilitar a área de 
contato. Bebidas carbonatadas devem ser agitadas ou aquecidas para retirar o 
CO2.
Procedimento de análise
• Pesar de 1 a 10 g ou pipetar de 1 a 10 mL da amostra em um erlenmeyer de 
250mL. Adicionar 9 ou 90 mL de água destilada e agitar.
• Adicionar de duas a quatro gotas do indicador fenolftaleína e titular com a 
solução alcalina de NaOH 0,1N até que se obtenha uma mudança de coloração 
(rósea) da solução por, no mínimo, 15 segundos. Anotar o volume gasto na 
titulação.
• No caso de amostras coloridas ou turvas, fazer a titulação utilizando um 
pHmetro. Para isto, introduzir o eletrodo no erlenmeyer, titular agitando, e 
observar o pH da amostra. Proceder à titulação até alcançar pH 8,1. Anotar o 
volume gasto.
Cálculos
A acidez, expressa em gramas de ácido predominante em 100 g ou 100 mL 
da amostra ou em porcentagem, pode ser calculada através da equação:
onde VNaOH é o volume gasto de NaOH (mL), NNaOH é a normalidade da solução de 
NaOH (0,1), fac é o fator do ácido predominante e Mam é a quantidade da amostra 
(g ou mL). O valor 1000 refere-se ao conteúdo do ácido predominante em um litro. 
Exemplo: 64/1000 mL. A Tabela 6 apresenta o equivalente-grama para ácidos.
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Básica e Metabolismo
40
TABELA 6 – EQUIVALENTE-GRAMA PARA ÁCIDOS
Ácido Equivalente-grama Produto
Acético 60 Vinagre
Cítrico 64 Frutas Cítricas, Pêssego
Láctico 90 Leite
Málico 67 Maçã, Caqui
Tartárico 75 Uva
FONTE: Adaptado de Argandoña et al. (2017).
Relação entre °Brix e acidez titulável
A relação entre o °Brix e a acidez titulável é utilizada para indicar o equilíbrio 
doce-ácido de alimentos, principalmente de sucos, sendo uma avaliação da sua 
qualidade e uma indicação do grau de maturação da fruta. Valores da relação °Brix/
acidez titulável entre 12 a 18 indicam balanceamento sensorial equilibrado.
A relação entre o °Brix e a acidez titulável pode ser obtida através da 
equação:
onde SSam são os sólidos solúveis (%) ou °Brix e ATam é a acidez titulável (%) da 
amostra.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Na interpretação dos resultados da determinação de acidez, responda:
• Qual a importância da análise de acidez dos alimentos?
• Quais foram as principais dificuldades encontradas durante a realização da prática?
• Qual o valor encontrado para a acidez da amostra analisada?
• Qual o valor da relação entre °Brix e a acidez titulável da amostra analisada?
• A partir dos resultados obtidos, realize uma análise crítica, comparando seu 
resultado com o das outras equipes e com dados da literatura.
6 REFERÊNCIAS
ARGANDOÑA, E. J. S. et al. Roteiro de aulas práticas da disciplina de análise 
de Alimentos. Dourados, MS: Ed. UFGD, 2017. 105p.
CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2. 
ed. rev. Campinas: Editora da Unicamp, 2003. 208 p.
IAL – Instituto Adolfo Lutz. Métodos físico-químicos para análises de 
alimentos. 4. ed., 2008. 1020 p.
Manual de práticas da disciplina de Bioquímica 
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PRÁTICA 9 – ANÁLISE DE pH
DETERMINAÇÃO DA ACIDEZ OU ALCALINIDADE UTILIZANDO 
POTENCIÔMETRO
1 INTRODUÇÃO
O pH é o potencial de hidrogênio livre em uma solução. A acidez ou 
alcalinidade de uma solução é expressa por seu valor de pH em uma escala de 
0 a 14, na qual a neutralidade é pH 7,0. Os valores de pH abaixo de 7,0 são ditos 
ácidos e aqueles acima de 7,0 são alcalinos (ARGANDOÑA et al., 2017).
De acordo com Cecchi (2003), na ciência e tecnologia de alimentos, a 
medida do pH é importante para as seguintes determinações:
• Determinação do alimento com crescimento de micro-organismos.
• Atividade das enzimas. 
• Textura de geleias e gelatinas. 
• Retenção do sabor-odor de produtos de frutas. 
• Estabilidade de corantes artificiais em produtos de frutas. 
• Verificação do estado de maturação de frutas. 
• Escolha da embalagem.
Segundo Franco; Landgraf (2005), de acordo com o pH, os alimentos são 
subdivididos em três grandes grupos: alimentos de baixa acidez, alimentos ácidos 
e alimentos muito ácidos (Tabela 7).
TABELA 7 – FAIXA DE PH DE ALIMENTOS
Grupo pH
Alimentos de baixa acidez Superior a 4,5
Alimentos ácidos Entre 4,0 e 4,5
Alimentos muito ácidos Inferior a 4,0
FONTE: Adaptado de Argandoña et al. (2017).
Essa classificação está baseada no pH mínimo para a multiplicação e produção 
da toxina de Clostridium botulinum (pH 4,5) e no pH mínimo para a multiplicação da 
grande maioria das bactérias (pH 4,0) (FRANCO; LANDGRAF, 2005).
Existem diferentes instrumentos para se determinar o pH dos alimentos, 
desde mais simples, como uso de fitas aos mais sofisticados como os medidores 
portáteis e de bancada. A escolha do tipo de instrumento vai depender do grau 
de exatidão da medida, disponibilidade de recursos financeiros, objetivo a ser 
atingido com a medida, entre outros (RIBEIRO et al., 2016).
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Básica e Metabolismo
42
A avaliação do pH por método potenciométrico é baseadana medida da 
força eletromotriz de uma pilha ou célula galvânica constituída pela associação 
de dois eletrodos: um de referência e outro indicador ou de medida. O eletrodo 
de referência é aquele que possui potencial estável e reproduzível em relação à 
solução. O eletrodo indicador, por outro lado, também denominado de trabalho, 
é o que apresenta potencial variável, dependendo da atividade da espécie quími-
ca na solução (ARGANDOÑA et al., 2017).
Para a determinação do pH de soluções, água e outros produtos industria-
lizados, normalmente é utilizado um sistema com os eletrodos de vidro e de refe-
rência combinados em um único conjunto, com o primeiro axialmente envolvido 
pela ponte salina do eletrodo de referência, em geral de prata/cloreto de prata. 
A combinação entre o eletrodo de vidro e o de referência em um mesmo corpo 
facilita a medida. Alguns fatores químicos que afetam o desempenho do eletrodo 
são: substâncias muito alcalinas, proteínas, soluções oleosas ou gordurosas que 
poderão bloquear a membrana com consequente diminuição ou, até, perda de 
resposta do eletrodo. Dessa maneira, é necessário inspecionar semanalmente os 
bulbos dos eletrodos de vidro a fim de detectar a presença de filmes ou depósitos 
de possíveis substâncias contaminantes. Neste caso, proceder à limpeza e remo-
ção dos contaminantes ou à substituição do eletrodo (ARGANDOÑA et al., 2017).
Diante do exposto, vamos explorar a análise de pH, a partir dos conheci-
mentos e conceitos discutidos na disciplina de análise de alimentos? Lembre-
-se, saber nunca é demais. Boa prática!
2 OBJETIVOS
• Compreender os conceitos que envolvem a análise de pH. 
• Determinar o pH de diferentes produtos alimentícios utilizando potenciômetro. 
• Interpretar e discutir de maneira crítica os resultados.
3 MATERIAIS
Materiais
• Balão volumétrico de 250 mL. 
• Béquer de 100 ml e 250 mL. 
• Erlenmeyer de 250 mL. 
• Bastão de vidro. 
• Vidro de relógio.
Reagentes
• Fosfato monobásico de potássio (KH2PO4) P.A.
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43
• Fosfato dissódico heptahidratado (Na2H PO4.7H2O) P.A.
• Biftalato de potássio (KHC8H4O4) P.A.
Equipamentos
• Agitadores e barras magnéticas. 
• Potenciômetro (pHmetro). 
• Termômetro.
4 PROCEDIMENTOS
Estratégia
• Divisão de grupos (máximo de 3 integrantes/grupo).
• Distribuir diferentes produtos alimentícios para cada grupo.
Preparo das soluções
• Solução-tampão pH 7 (fosfato 0,025 M): pesar 0,8475 g de KH2PO4 e 1,6695 g de 
Na2HPO4.7H2O. Dissolver em água e completar em balão de 250 mL.
• Solução-tampão pH 4 (biftalato de potássio 0,05 M): pesar 2,6057 g KHC8H4O4. 
Dissolver em água e completar em balão de 250 mL.
Preparo da amostra para análise
• Bebidas com gás carbônico (refrigerantes) devem ser submetidas à agitação 
mecânica ou a vácuo antes de realizar a medida de pH, pois o CO2 pode formar 
ácido carbônico e abaixar o pH.
• Bebidas com polpa em suspensão devem ser agitadas de forma que se possa 
misturar a polpa decantada e realizar a medida do pH antes de ocorrer nova 
separação. É possível também utilizar um agitador magnético para conseguir 
um resultado homogêneo, já que a polpa e o líquido podem ter valores 
diferentes de pH.
• Em produtos sólidos e secos (farinhas, pão, macarrão e biscoitos), deve-se 
preparar um extrato com suspensão de 10 g do produto em 100 mL de água. A 
medida do pH é realizada no líquido sobrenadante após decantação dos sólidos. 
Produtos semissólidos com alta umidade (queijo fresco) devem ser macerados e 
homogeneizados. O eletrodo deve ser introduzido na massa da amostra em pelo 
menos três lugares diferentes para a realização da leitura do pH.
Calibração do equipamento
• Verificar a voltagem do equipamento, conectá-lo à rede elétrica e ligar o 
pHmetro.
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Básica e Metabolismo
44
• Colocar cada solução-tampão (pH 4,0 e 7,0) em béqueres de 50 mL devidamente 
rotulados.
• Tirar o eletrodo da solução de repouso (KCl 3M), lavar com água destilada e 
secá-lo com papel absorvente.
• Mergulhar o bulbo do eletrodo dentro da solução-tampão pH 4,0 
cuidadosamente, evitando bater no fundo do béquer para não danificar o 
eletrodo. Ajustar o primeiro seletor do instrumento para o valor de 4,0.
• Retirar o eletrodo da solução, lavar o bulbo com água destilada, secá-lo com 
papel absorvente e mergulhar na solução-tampão pH 7,0. Ajustar o segundo 
seletor do instrumento (“taxa de variação”) para o valor 7,0.
• Retirar o eletrodo da solução-tampão, lavar com água destilada, secá-lo com 
papel absorvente e recolocá-lo na solução-tampão de pH 4,0. Se não houver 
confirmação do pH = 4,0, repetir o procedimento de calibração. Se houver 
confirmação, remover o eletrodo da solução-tampão, lavá-lo com água 
destilada, secá-lo e deixá-lo submerso em água destilada até iniciar a análise.
Procedimento de análise
• Colocar a amostra em béquer de 50 mL.
• Lavar o eletrodo com água destilada, secá-lo com papel absorvente e mergulhar 
na amostra.
• Fazer a leitura (ao menos três leituras, triplicata).
• Lavar o eletrodo com água destilada, secá-lo com papel absorvente e mergulhá-
lo na solução de repouso (KCl 3M).
• Desligar o equipamento.
Cálculos
Calcular o valor médio de, pelo menos, três leituras de pH e o desvio 
padrão.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Na interpretação dos resultados da determinação de pH, responda:
• Qual a importância da análise de pH dos alimentos?
• Quais foram as principais dificuldades encontradas durante a realização da 
prática?
• Qual foi o procedimento de preparação da amostra para análise?
• Qual o valor médio de pH e o desvio padrão obtidos para a amostra analisada?
• A partir dos resultados obtidos, realize uma análise crítica, comparando seu 
resultado com o das outras equipes e com dados da literatura.
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Básica e Metabolismo
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6 REFERÊNCIAS
ARGANDOÑA, E. J. S. et al. Roteiro de aulas práticas da disciplina de análise de 
Alimentos. Dourados, MS: Ed. UFGD, 2017. 105p.
CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2. ed. 
rev. Campinas: Editora da Unicamp, 2003. 208 p.
FRANCO, B. D. G. de M.; LANDGRAF, M. Microbiologia dos alimentos. São 
Paulo: Editora Atheneu, 2005. 182 p.
RIBEIRO, L. M. P. et al. Acidez, sua relação com pH e qualidade de geleias e 
doces em barra. Boletim Técnico IFTM, Uberaba-MG, ano 2, n.2, p.14-19, maio/
ago., 2016.
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Básica e Metabolismo
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Básica e Metabolismo
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PRÁTICA 10 – ANÁLISE DE DENSIDADE
DETERMINAÇÃO DA DENSIDADE DE LÍQUIDOS POR 
PICNOMETRIA
1 INTRODUÇÃO
A densidade é uma grandeza expressa pela relação massa (g) / volume 
(mL), sendo útil para a identificação de produtos na indústria, no controle de 
qualidade de produção, bem como para determinar a concentração de soluções. 
A densidade relativa, que é adimensional (pode ser expressa por um número 
simples sem dimensão), é a razão entre duas densidades, sendo uma de referência 
(geralmente da água). A densidade de sólidos e líquidos, segundo o sistema 
internacional de unidades é expressa em quilograma por metro cúbico (kg/m3). 
No entanto, é mais comumente expressa em unidades de gramas por centímetro 
cúbico (g/cm3) ou gramas por mililitro (g/mL) (SÁ; GESSER; YUNES, 2018).
A determinação da densidade é uma das medidas mais simples e comuns 
na análise de alimentos. Essa determinação é utilizada principalmente em 
amostras líquidas, mas eventualmente pode ser também utilizada em amostras 
sólidas (CECCHI, 2003).
Para calibração dos instrumentos utilizados na determinação de densidade, 
geralmente utiliza-se água. No entanto, qualquer medida de densidade é afetada 
por variações de temperatura. De maneira geral, para água à temperatura 
ambiente, a densidade decresce aproximadamente 0,03% a cada 1 °C de aumento 
de temperatura (CECCHI, 2003).
Segundo Cecchi