Hematologia Prática

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1 INTRODUÇÃO
1.1 BIOSSEGURANÇA EM HEMATOLOGIA
Para a realização de práticas no setor de Hematologia, algumas normas 
devem ser seguidas com o objetivo de proteção individual e cuidados com o 
descarte do lixo gerado :
• Não fumar nem se alimentar no laboratório
• Obrigatório: luvas, jaleco, óculos de segurança
• Vestimenta adequada: calça, sapato fechado
• Não pipetar com a boca
•Cabelos presos
• Orientação: informação antes da ação!
•Descarte de material 
- perfurocortantes: descarte em recipiente de paredes rígidas (descartex)
- sangue: descarte galão com hipoclorito 2%, vedado, para posterior 
autoclavagem.
- material contaminado: saco branco leitoso
Todo o material a ser descartado envolvido com as práticas no laboratório de 
Hematologia deve ser considerado contaminado e colocado em lixo especial para 
coleta hospitalar. 
1.2 OBTENÇÃO DA AMOSTRA
Antes das práticas hematológicas serem abordadas, se faz necessário uma 
breve revisão sobre a coleta e a manipulação da amostra bem como os principais 
anticoagulantes utilizados na hematologia.
O sangue utilizado para as análises laboratoriais em geral é coletado das 
veias, artérias e capilares. Para a maioria das provas, o local da flebotomia não tem 
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importância analítica ou fisiológica, razão pela qual se utiliza o sangue venoso, 
devido a sua facilidade de obtenção. Para um número limitado de variáveis 
analíticas, como exemplos a dosagem de ácido láctico ou gases no sangue, 
observam-se diferenças marcantes entre o sangue venoso e o sangue arterial. 
Na hematologia, área de interesse de nosso estudo as análises são feitas no 
sangue total. As amostras são conduzidas de forma homogênea, ou seja o sangue é 
colhido com um anti-coagulante específico e não há separação do plasma e 
elementos figurados (células sangüíneas), figura 1.1.
Uma boa coleta significa: rapidez, eficiência, qualidade de atendimento e 
menor sofrimento ao paciente, por isso o responsável tem que ser capaz de 
resolver qualquer problema que eventualmente poderá encontrar no seu dia a dia.
Todo resultado liberado pelo laboratório de patologia clínica é 
conseqüência da qualidade da amostra recebida.
A coleta da amostra é parte fundamental na determinação de uma variável 
analítica, pois, sendo o único contato entre o paciente e o laboratório, a não 
observância da correta preparação deste paciente, conduzirá a erros significativos.
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Sangue total
Frasco com 
Anticoagulante
Decantado
 ou
Centrifugado
Plasma
Frasco sem 
Anticoagulante
Centrifu
gado
Soro
 Coágulo
Figura 1.1: obtenção do sangue total, plasma e soro
1.2.1 Colheita venosa
• Seleção da região de punção para coleta venosa
As veias podem ser facilmente palpáveis, pois são firmes, elásticas e 
diferenciáveis dos tendões musculares.
Qualquer veia, após ser examinada poderá ser puncionada 
independentemente da sua localização (braço, dobra do braço, antebraço e dorso da 
mão).
• Problemas específicos na seleção das áreas de venopunção
Nos casos de dificuldade de visualização ou apalpação das veias do braço e 
do antebraço, recomenda-se os seguintes procedimentos:
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1- NA DOBRA DOS BRAÇOS
Veia Mediana
Veia Mediana Cefálica
Veia Mediana Basílica
2- NOS ANTEBRAÇOS
Veia Cubital
Veia Radial
Veia Longitudinal
3- NO DORSO DA MÃO
Veias do Dorso da mão
Veia Marginal da mão
4- NOS BRAÇOS
Veia Cefálica
Veia Basílica
Figura 1.2: seleção da região de punção
1- Colocar o braço inclinado para baixo, pedindo ao paciente que faça movimentos 
de abrir e fechar a mão repetidas vezes, sem garrote.
 2- Garrotear o braço sempre acima do local de punção, com distância mínima de 10 
cm ou 4 dedos, apoiando-o no suporte de braço, que deverá estar inclinado e na 
altura do braço.
 3- Pesquisar com o dedo indicador, a melhor veia para a punção.
 4- Em casos em que o paciente não tem condições de movimentar a mão, 
recomenda-se utilizar bolsa de água quente ou mesmo compressa para provocar 
vasodilatação.
 5- Nunca aplicar tapinhas no local a ser puncionado, principalmente nas pessoas 
idosas, pois se orem portadoras de ateromas – placas de material gorduroso aderido 
à túnica interna das artérias – poderá haver deslocamento com graves 
conseqüências.
 6- Essas medidas expandem as veias, garantindo melhor visualização para a 
punção.
 7- Como regra geral, as veias que apresentam alterações – paredes endurecidas 
pela aderência de placas ateromatosas – e as artérias que freqüentemente 
apresentam hematomas, deverão ser cuidadosamente examinadas quando da 
próxima punção.
• Punção venosa na dobra do braço
Alguns cuidados devem ser tomados: 
- A fixação das veias “dançarinas” é muito difícil, devendo ser fixadas a cerca de 2 
ou 3 cm acima do local de punção. Para selecionar o ponto certo da punção, o braço 
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deverá ser pressionado com o polegar e o dedo médio, para que a pele fique 
firmemente esticada no local da venopunção. Esta técnica é mais difícil de aplicar 
em pacientes obesos.
- Nas veias “dançarinas” aconselha-se fazer punção do lado da veia, pois se 
puncionarmos na sua direção anatômica a punção se torna mais difícil.
- Nas veias muito finas devem ser utilizadas agulhas de calibre 25x7 (22G1). Não 
devem ser realizadas punções “às cegas” na lateral interna do braço, pois se a veia 
não for visível ou palpável sempre haverá risco de puncionamento acidental da 
artéria branquial. 
Figura 1.3: passos da Punção Venosa
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1. O sítio mais adequado para a coleta de 
sangue são as veias que se encontram na 
parte anterior do braço, no ponto onde elas 
são mais grossas e visíveis;
2. Colocar a agulha na seringa segurando-a 
apenas pela sua base. Assegurar-se que a 
agulha e a seringa não estão obstruídos;
 
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3. Aplicar o garrote acima do ponto escolhido para a coleta 
de sangue. Deverá ajustá-lo o suficiente para interromper 
parcialmente à corrente sanguínea e dilatar a veia, de forma 
que não reduza a passagem de sangue pelas artérias;
4. Pedir ao paciente que abra e feche a mão 
várias vezes, para favorecer a dilatação das 
veias;
5. Com o dedo indicador da mão 
esquerda, palpar a veia em que será 
introduzida a agulha;
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6. Desinfetar a pele com algodão 
embebido em álcool 70%;
7. Segurar a seringa com a mão 
direita, colocando o dedo indicador 
sobre a base da agulha;
8. Colocar a agulha sobre a veia com 
o bisel voltado para cima. Introduzir a 
agulha no centro da veia sem perfurá-
la. Nunca tentar puncionar uma veia 
pela sua lateral;
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9. Introduzia a agulha 1,5 cm na veia. 
Puxar o êmbolo da seringa bem 
lentamente e então colher a 
quantidade de sangue que se 
necessita;
10. Retirar o garrote;
11. Aplicar um algodão seco sobre a 
parte onde se encontra a agulha ainda 
introduzida, para então retirá-la com 
um movimento rápido;
• Punção do dorso da mão
Fixa-se a veia pressionando-a com o polegar, abaixo da punção, ao mesmo 
tempo em que se estica a pele;
A punção do dorso da mão deverá ser realizada com agulhas de calibre 
25x7 (22G1) ou scalpe;
Para evitar movimentação da veia a ser puncionada no dorso da mão, a 
punção na bifurcação de duas veias torna a operação mais fácil e segura.
 
Figura 1.4: Punção do dorso da mão.
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12. Pedir ao paciente que pressione 
firmemente o algodão durante três 
minutos com o braço estendido. Não 
se deve flexionar o braço, pois 
causará a formação de hematomas;
13. Após a coleta, retirar a agulha da 
seringa com o máximo de cuidado e 
depositá-la em recipiente de escarte 
para perfurocortantes, com paredes 
rígidas. 
• Problemas específicos da coleta de sangue venoso
Se o sangue não fluir após a inserção dotubo coletor no adaptador, a coleta 
não deverá ser forçada, pois isto significa que a veia não foi puncionada, 
provavelmente devido aos seguintes fatores:
1- O bisel da agulha não penetrou totalmente a veia. A punção deverá ser 
continuada até que a agulha penetre adequadamente ou realizar a punção em outra 
veia.
2- A agulha foi inserida muito profundamente e transfixou a veia. A agulha 
deverá ser retrocedida, até que o sangue flua para o interior do tubo. 
3- A agulha penetrou ao lado da veia. Deve-se apalpar a veia acima do ponto 
puncionado com a mão esquerdo e corrigir a trajetória da agulha. Em caso de veias 
“dançarinas” é aconselhado a punção na lateral da veia, pois a punção na direção 
anatômica da veia torna-se mais difícil. 
Quando se realizam aspirações com seringas, podem ocorrer casos de 
veias muito finas com constantes colabamentos. Alguns procedimentos adequados 
solucionarão o problema:
1- Aderência do bisel da agulha na parede interna da veia. Girar suavemente 
o adaptador separando a agulha da parede da veia. 
2- Se com essa medida o sangue não fluir para o interior do tubo, é provável 
que a veia tenha sofrido colabamento total. Remover o tubo até a marca guia do 
adaptador conservando, assim, o vácuo no interior do tubo. Com esta operação a 
veia se recomporá e a coleta de sangue poderá prosseguir com o mesmo tubo. 
3- Se ocorrerem consecutivos colabamentos, o garrote deverá ser solto e 
recolocado novamente. O fluxo de sangue arterial não será interrompido, enchendo 
novamente a veia. Nos casos de veias extremamente difíceis, quando as amostras 
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de sangue não puderem ser coletadas do braço, dobra do braço, antebraço, dorso 
da mão e somente a femural for viável, a coleta deverá ser realizada por médico ou 
enfermeira.
Figura 1.5: Problemas específicos na coleta de sangue:
1- O bisel não penetrou totalmente a veia. A punção deverá ser continuada até que a agulha penetre 
adequadamente ou realizar punção em outra veia.
2- A agulha foi inserida muito profundamente e transfixou a veia. A agulha deverá ser retrocedida, até 
que o sangue flua para o interior do tubo.
3- A agulha penetrou ao lado da veia. Deve-se apalpar a veia acima do ponto puncionado com a mão 
esquerda e corrigir a trajetória da agulha. Em caso de veias ‘dançarinas’ é aconselhado a punção 
lateral da veia, pois na direção anatômica da veia torna-se mais difícil.
1.2.2 Colheita de sangue capilar
A colheita de sangue capilar é necessária para algumas provas em 
Hematologia, como o Tempo de Sangria, microhematócrito, bem como para 
confecção do esfregaço para estudo morfológico das células sanguíneas. É 
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conseguido pela punção do calcanhar nas crianças e do lóbulo da orelha ou polpa 
digital no adulto (figura 1.6), fornecendo pouca quantidade de sangue. A polpa digital 
é o local mais prático e acessível para realização da punção. Evitar as regiões 
inflamadas, edemaciadas, cianóticas ou congestas.
Figura 1.6: Locais para colheita de sangue capilar.
• Material necessário
- Pedaços de algodão embebidos em álcool a 70%.
- Algodão seco ou papel de filtro.
- Lancetas esterilizadas ou agulhas de Bensaude.
- Material necessário aos exames a serem executados (microhematócrito, Tempo de 
Sangria, confecção de lâminas, etc).
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• Procedimentos
- Preparar o quarto dedo da mão esquerda, colocando-o com a extremidade distal 
voltada para baixo, favorecendo o preenchimento com o sangue.
- Fazer a assepsia da polpa digital lateral, usando álcool a 70%. Esperar secar.
- Segurar firmemente o dedo e introduzir a lanceta. O sangue deve fluir 
espontaneamente.
- Desprezar a primeira gota, contendo líquidos tissulares e material exógeno 
proveniente da pele, não sendo amostra representativa do sangue.
- Em seguida, colher uma gota para cada exame a ser executado, limpando o dedo 
com papel de filtro ou algodão após cada gota colhida.
- Terminada a colheita, colocar um pedaço de algodão embebido em álcool a 70% 
sobre a lesão, instruindo o paciente para comprimi-lo contra o polegar até parar o 
sangramento.
1.2.3 Erros na colheita de sangue
Vários erros possíveis de decorrer na colheita de sangue acontecem pelo não 
seguimento dos procedimentos descritos acima. Os erros mais freqüentes são:
- Usar agulhas de calibre muito fino ou muito grosso, dependendo da colheita a ser 
feita.
- Perfurar o local com o bisel virado para baixo.
- Aspirar o sangue violentamente após atingir a veia.
- Deixar o garrote por mais tempo do que o necessário, produzindo estase venosa.
- Transferir o sangue da seringa para o frasco (coleta sem vácuo) sem retirar a 
agulha, ou com muita pressão e sem escorrer pela parede do frasco.
- Agitar violentamente o sangue ao misturá-lo ao anticoagulante.
- Não homogeneizar o sangue com o anticoagulante (delicadamente).
- Deixar contaminar o material a ser usado na punção.
- Não atingir a veia logo na primeira picada.
- Não desprezar a primeira gota de sangue na punção digital ou comprimir o local da 
punção.
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- Demorar durante a colheita ou ao transferir o sangue para o frasco com 
anticoagulante.
- Puncionar veias onde esteja ligado soro ou qualquer outro medicamento e retirar o 
sangue pela mesma agulha ou cateter (paciente hospitalizado, acamado).
A ocorr6encia desses erros leva frequentemente a:
- Hemólise.
- Trocas metabólicas devido à estase venosa.
- Diluição do sangue ou sua contamina\cão pelo líquido intersticial.
- Erros nas provas de coagulação.
- Contaminação do paciente.
- Contaminação do sangue e alteração dos seus componentes, no caso de limpeza 
inadequada do material ou uso exagerado de anticoagulante.
- Coagulação do sangue quando este não é bem homogeneizado com o 
anticoagulante.
- Erros na contagem das células.
- Erros na dosagem de hemoglobina quando o sangue é hemolisado.
- Formação de hematoma e, mesmo, a não obtenção do sangue.
- Diluição do sangue, etc.
1.3 ANTICOAGULANTES UTILIZADOS NA HEMATOLOGIA
Os anticoagulantes são substâncias usadas para prevenir a coagulação e 
retardar a deterioração do sangue. A escolha do anticoagulante e da sua quantidade 
é importante. Se for escolhido impropriamente, pode interferir nas investigações 
clínicas. 
O excesso de anticoagulante líquido, em relação a pouca quantidade de 
sangue, dilui o sangue interferindo nas determinações de certos analitos. Ex.: 
determinação do tempo de protrombina (TAP).
Os tubos para coleta de sangue podem ser identificados de acordo com a cor 
de suas tampas, que demonstram qual o anticoagulante contido no tubo ou sua 
ausência. 
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COR DA TAMPA ANTICOAGULANTE EXEMPLOS DE USO
Vermelha Ausente Exames que requerem soro.
Roxo EDTA Hemograma
Azul claro Citrato Provas da coagulação (TAP)
Verde Heparina Gasometria
Tabela 01: Principais anticoagulantes utilizados em Análises Clínicas.
1.3.1 EDTA (ácido etileno-diamino-tetraacético)
O EDTA é um anticoagulante sólido mais usado na rotina laboratorial. Pode 
usar-se o sal dissódico, sendo este último o preferido devido a sua solubilidade. A 
ação deste anticoagulante deve-se à remoção por quelação dos íons cálcio 
intervenientes no processo de coagulação do sangue.
Utiliza-se para obtenção de amostras para hemogramas, contagem de 
plaquetas, determinação de grupos sanguíneos e fator Rh e ainda velocidade de 
sedimentação. A concentração aconselhada é de 50µL de EDTA a 10% para cada 
4,5 mL de sangue. A relação sangue / anticoagulante deve ser respeitada porque o 
excesso afetará os glóbulos vermelhos e brancos provocando a sua contração e 
alterações degenerativas. Estas modificações poderão traduzir-se numa diminuição 
do volume globular médio e no aumento da concentração da hemoglobina. Também 
as plaquetas são afetadas, observando-se a sua tumefação e eventual 
desintegração,resultando num erro por excesso durante a sua contagem.
- Uso: Dosagens hematológicas.
- Preserva plaquetas.
- 3 h a 4 h após a coleta, obtém-se bons esfregaços.
- Toxicidade baixa.
- Melhor anticoagulante para hematologia.
- Cor da Tampa do Tubo: ROXO
1.3.2 Heparina
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A Heparina é um mucopolissacarideo extraído dos pulmões e do fígado de 
bovinos e é também um anticoagulante líquido que atua neutralizando a trombina e 
que se escolhe para estudos de fragilidade osmótica, uma vez que preserva o 
tamanho celular. Não deve ser usado para a execução de esfregaços sanguíneos, 
pois confere-lhes um fundo azul. Também não deve usar-se na numeração de 
leucócitos nem para o estabelecimento da fórmula leucocitária porque não previne a 
sua agregação. A ação da heparina é de curta duração, cerca de 24 horas, e deve 
utilizar-se na concentração de 0,2 mg/mL, de sangue (15 ± 2,5 UI/mL).
- Uso: gasometria, hematologia, dosagens bioquímicas, radioimunoensaio, 
imunologia;
- Não produz hemólise.
- Atua na trombina, impedindo a transformação do fibrinogênio em fibrina.
- Não deve ser usado para testes de coagulação, fosfato e esfregaço do 
hemograma.
- Cor da tampa do Tubo: VERDE
1.3.3 Citrato trissódico
O Citrato Trissódico é um anticoagulante liquido que atua também por 
remoção dos íons cálcio. Escolhe-se para obtenção de amostras para as provas de 
coagulação e deverá ser utilizado na proporção de 1:9 (relação citrato: sangue), e na 
concentração de 0,11M. Na utilização para obtenção de amostras de velocidade de 
sedimentação deve usar-se na proporção de 1:4 (relação citrato:sangue).
- Uso: estudos de coagulação e VHS (velocidade de hemossedimentação 
sangüínea).
- Não deve ser usado para dosagens bioquímicas.
- Promove perda de água com diluição do plasma.
- Cor da tampa do tubo: AZUL
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1.3.4 Oxalatos 
São utilizados os de potássio, sódio, de amônio ou de lítio, sendo o mais 
comumente empregado o oxalato de potássio.
Uso: estudos de coagulação, contagem de Leucócitos e Hemácias, determinação do 
hematócrito (Ht), dosagem de Hemoglobina (Hb), dosagens bioquímicas. Não deve 
ser utilizado para se fazer esfregaço de hemograma e nitrogênio.
Produz alterações degenerativas no citoplasma e aberrações nos núcleos dos 
leucócitos.
1.4 MICROSCOPIA NA HEMATOLOGIA
Com o objetivo de esclarecer sobre as técnicas de microscopia, manuseio e 
cuidados com o microscópio, alguns conceitos e denominações devem ser 
abordados para obtermos um maior proveito e condições ideais de trabalho para as 
observações microscópicas.
1.4.1 Descrição
Basicamente, o microscópio é composto por um sistema mecânico ótico, 
subdividido conforme a figura 1.7.
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Figura 1.7: Componentes e trajeto ótico do microscópio.
Modelos de microscópios diversos diferem em alguns detalhes, sendo o 
funcionamento geral ilustrado acima. 
Os raios luminosos provenientes da fonte de luz são refletidos pelo espelho 
na direção do objeto, das objetivas e oculares, fornecendo a imagem ampliada do 
objeto. A retificação desses raios é feita pelo diafragma, condensador e filtro. 
Finalmente, o prisma de reflexão faz o desvio da luz para as oculares, permitindo a 
visão por ambos os olhos. 
A platina sustenta a lâmina e o charriot executa sua movimentação 
propiciando a escolha dos campos a serem examinados. Os parafusos macro e 
micrométricos aproximam as objetivas do objeto para enfocamento preciso, com 
visão nítida das imagens. 
A ampliação é realizada pelas lentes oculares e objetivas que são fornecidas 
com capacidade crescente de ampliação. De um modo geral, usa-se ocular de 10x 
associada às objetivas 4x, 10x, 40x e 100x. A ampliação final é calculada 
multiplicando o valor da ocular pelo valor da objetiva, ou seja, ocular de 10x 
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associada às objetivas 4x, 10x, 40x e 100x resultarão em ampliação final de 40x, 
100x, 400x e 1000x, respectivamente.
Os filtros de luz são utilizados, na rotina diária, para modificar a cor 
avermelhada dos filamentos de lâmpadas elétricas incandescentes em luz azulada 
tipo solar.
1.4.2 Técnicas de focalização
A microscopia de campo claro, usada nas técnicas de rotina, utiliza objetivas 
secas de 4x, 10x e 40x e objetiva de imersão de 100x. No primeiro caso, o meio 
entre o objeto e as lentes é o próprio ar. Na imersão, há necessidade de mergulhar a 
objetiva em uma gota de óleo próprio para este uso, que funciona como lente 
acessória, desviando e concentrando o trajeto dos raios para a objetiva. 
Todo exame microscópico deve começar com pequeno aumento, objetiva de 
10x, por exemplo, e aumentar conforme a necessidade.
• Procedimento:
- Colocar a lâmina limpa e seca sobre a platina, adaptada convenientemente às 
garras do charriot, com o material na sua face superior.
- Ligar a fonte de luz na intensidade mínima, aumentando-a gradativamente ata a 
iluminação necessária. Isso evita a queima prematura de lâmpadas.
- Olhando pelo corpo do equipamento, aproximar a objetiva de 2 a 3 mm da lâmina, 
usando o macrométrico.
- Olhando pela ocular, afastar a lente do objeto até obter foco. Maior nitidez será 
obtida, agora, com o uso do micrométrico. Dessa forma, pode-se iniciar o exame.
- Para objetivas de maior ampliação, basta girar o revólver e o foco será conseguido 
facilmente pelo micrométrico.
- Para imersão, girar o revólver na posição da objetiva de 4x, ou seja, a que se 
encontra mais distante da lâmina, e colocar uma gota de óleo sobre o foco luminoso 
incidente na preparação.
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- Posicionando a objetiva de 100x, obte o foco apenas usando o micrométrico.
• Cuidados especiais
- Nunca usar força para vencer alguma resistência do microscópico. Identificar a 
causa e corrigi-la.
- Fora de uso, deve ser coberto com capa de pano, favorecendo a circulação de ar, 
evitando a proliferação de fungos e empoeiramento.
- As partículas de sujeira vistas no campo podem estar presentes na ocular, lâmina 
ou condensador. Pode-se descobrir esse local movendo-se a lâmina, girando a 
ocular ou baixando o condensador. Objetiva suja causa turvação da imagem, 
devendo ser limpa com solução de álcool-éter 1:1.
- O ressecamento de óleo sobre as objetivas deve ser evitado, removendo o óleo, 
após o uso do microscópio, com solução de álcool-éter 1:1. Deve-se proceder essa 
limpeza com cuidado para não amolecer o cimento que liga os componentes da 
objetiva.
- Para a observação de esfregaços secos e corados, diafanizar a preparação com 
uma camada fina de óleo de imersão, espalhando-o pelo deslizamento com outra 
lâmina.
- Para preparações a fresco, como contagem em câmara, ou em contagens 
tenuamente coradas, como reticulócitos, deve-se baixar parcialmente o condensador 
e fechar um pouco o diafragma, aumentando, desta forma, o contraste das 
estruturas com a visualização adequada das células em estudo.
- Para colorações, como as de esfregaço, utilizar condensador alto e diafragma mais 
aberto, com maior intensidade de luz, conforme a necessidade.
- Evitar manipulações ou limpezas desnecessárias do microscópio ótico.
- O excesso de luz prejudica a visão. A intensidade luminosa observada no 
microscópio deve ser aproximadamente a do meio ambiente. A visualização de um 
círculo escuro em uma parede clara da sala, após alguns minutos de microscopia, 
indica um excesso de luz.
- Assentar-se diante do microscópio de forma a permanecer na posição anatômica, 
com o tronco e o pescoço distendidos, sem formar angulações para o lado, para 
frente ou para trás é hábito preventivo contra futuros problemas posturais.
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2 CONTAGEM MANUAL DAS CÉLULAS SANGÜÍNEAS
Os métodos manuais para contagem global de células sangüíneas consistem, 
geralmente, em diluir o sangue, em proporção conhecida,com um líquido diluidor 
apropriada, permitindo a conservação das células em estudo. O material assim 
preparado é colocado numa câmara especial e, após sedimentação, as células são 
visualizadas e contadas ao microscópio.
As relações matemáticas entre o número de células e o volume de sangue 
que as contêm são dadas pelas características da câmara de contagem. O número 
de elementos celulares é, finalmente, calculado por microlitro de sangue.
2.1 A CÂMARA DE NEUBAUER
2.1.1 Considerações gerais
Esta contagem é feita em câmara de Neubauer modificada (também 
designada de hemocitômetro), que é uma lâmina de vidro espesso, de forma 
retangular, atravessada transversalmente por dois sulcos que delimitam três 
plataformas: uma central e duas laterais. A central, ainda subdividida em duas por 
um sulco perpendicular aos outros dois, apresenta em cada uma destas plataformas 
centrais uma área reticulada. Estas duas plataformas reticuladas estão 0,1 mm mais 
baixas que as plataformas laterais, onde se apoiará uma lamela, deixando pois um 
espaço de 0, 1 mm de profundidade entre elas.
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Figura 3.1 Retículos da Câmara de Neubauer - Visão lateral e superior da câmara - Retículo 
ampliado.
A câmara de Neubauer é acompanhada de urna lamela especial, opticamente 
plana e de maior espessura que as lamelas comuns, de forma a que assentando na 
câmara deixa um espaço uniforme de 0, 1 mm entre os retículos e a lamela.
Existem vários modelos de retículo sendo, no entanto, o de Neubauer, o 
preferido. Dos diversos modelos de câmara de Neubauer, deve preferir-se a 
modificada e espelhada.
Cada área reticulada é um quadrado de 9 mm2 (3 mm x 3mm), que estão 
divididos em 9 quadrados grandes de 1 mm2. Os quatro quadrados, dos cantos são 
subdivididos em 16 quadrados médios de 0,25 mm x 0,25 mm (com área de 0,0625 
mm2). O quadrado grande central é subdividido em 25 quadrados médios de 0,2 mm 
x 0,2 mm (com área de 0,04 mm2), sendo cada um destes subdividido em 16 
quadrados pequenos de 0,05 mm x 0,05 mm (0,0025 mm2).
Para facilitar a técnica e os cálculos convencionou-se que se contam apenas 
os glóbulos vermelhos situados nos 4 quadrados grandes dos cantos e no quadrado 
médio central do quadrado grande central (ou seja, conta-se o número de células 
situadas nos quadrados identificados como H existentes no quadrado 5 da figura). 
Os glóbulos brancos são contados nos 4 quadrados grandes que constituem os 
cantos do reticulo (ou seja nos quadrados 1, 2, 3 e 4 marcados com a letra L). As 
plaquetas são contadas em todo o quadrado grande central.
24
Convencionou-se ainda que para prevenir a contagem repetida da mesma 
célula, esta se fará começando pelo canto superior esquerdo do quadrado onde se 
pretende fazer a numeração. Assim, as células da primeira fila serão contadas da 
esquerda para a direita, passando desta fila para a inferior, que será contada da 
direita para a esquerda, e assim sucessivamente.
Na numeração incluem-se todas as células que toquem ou que sobreponham 
à linha superior e a linha esquerda, excluindo aquelas que toquem ou sobreponham 
à linha inferior e a linha direita.
Figura 3.2 – Retículo de Neubauer. O círculo maior corresponde ao campo 
microscópico com objetiva de 10x e o menor com objetiva de 40x.
L = Leucócitos
H = Hemácias
25
5
1 2
3 4
Figura 3.3: contagem na Câmara de Neubauer.
Dado à profundidade da câmara, as dimensões conhecidas do retículo, a 
diluição da suspensão celular e o número de células contadas em determinada zona 
do reticulo, é possível calcular o número de células por litro de sangue.
2.1.2 Cuidados com a câmara de Neubauer
Pela delicadeza e precisão do material usado na contagem das células do 
sangue, impõe-se para com ele o manuseio correto e cuidadoso. Do procedimento 
inadequado decorrem três conseqüências que podem inutilizar o material. São elas: 
a quebra da lamínula, a quebra das pontas das pipetas e ranhuras produzidas sobre 
a câmara e seu retículo pelo contato com panos, papéis, superfícies das mesas e 
pias.
Ao serem usadas, a câmara, lamínula e pipetas devem estar completamente 
limpas, secas, sem manchas de água, dedos e fiapos de papel ou tecidos. Segurar o 
material pelos lados sem tocar as superfícies.
26
2.1.3 Limpeza da Câmara e Lamínula
1. Logo após o uso, lavar a câmara e a lamínula em água corrente. Não usar água 
quente. Evitar que o sangue seque na câmara.
2. Lavar com água e sabão neutro.
3. Enxaguar em água corrente.
4. Secar com tecido macio ou papel absorvente que deve ser colocado em contato 
com as gotas de água sem esfregar.
5. Completar a secagem pela evaporação do ar.
6. Guardar o material na caixa própria.
2.1.4 Enchimento da Câmara de Neubauer
Para conter o sangue diluído que está depositado sobre o retículo, a lamínula 
deverá ser fixada às plataformas da câmara. Isso é conseguido umedecendo 
levemente as extremidades da lamínula que serão comprimidas com os polegares 
sobre as plataformas. A boa fixação é percebida pelo aparecimento de anéis 
concêntricos e policromáticos nas superfícies de contato das duas lâminas. Lembrar 
que a compressão no centro da lamínula pode quebrá-la pela correspondência com 
a depressão do retículo. 
O material diluído será agora colocado, através da própria pipeta diluidora, 
pipeta automática ou com auxílio de um capilar de vidro, entre o retículo e a 
lamínula. As características de um bom enchimento não permitem o escesso, a falta 
de líquidos ou bolhas de ar na preparação, conforme ilustrado na figura 3.4.
Figura 3.4: Enchimento da Câmara de Neubauer. O excesso ou falta de líquido e as bolhas de ar 
prejudicam a preparação. 
27
O controle da diluição e a distribuição das células sobre o retículo são feitos 
microscopicamente. Para hemácias, uma diferença além de 20 células entre grupos 
de 16 quadrinhos é significativo, necessitando uma nova preparação. Para 
leucócitos, a diferença de 12 células entre os quadrinhos é significativa e necessita 
nova diluição. A distribuição das células deve ser homogênea, conforme figura 3.5 
(correta).
Figura 3.5: Distribuição das células sobre o retículo de forma correta (1) e incorreta (2 e 3).
2.1.5 Pipetas diluidoras – Pipeta de Thoma
As pipetas diluidoras de Thoma são usadas para efetuar com rigor a 
contagem de glóbulos sanguíneos em amostras de sangue. São constituídas por 
uma parte capilar seguida de um bulbo, que contém urna pérola de vidro, vermelha 
(no caso de se tratar de uma pipeta para diluição de amostras para numeração de 
hemácias ou glóbulos vermelhos - GV) ou branca (para a numeração de leucócitos 
ou glóbulos brancos - GB). Para além de permitir identificar a pipeta, estas pérolas 
auxiliam ainda na homogeneização das células no liquido diluidor. Acima do bulbo, 
há outra porção capilar, reduzida que apresentará a marca 101 ou 11 consoante se 
trate da pipeta para glóbulos vermelhos ou para glóbulos brancos. A pipeta de GV é 
também usada para diluição de amostras que se destinam à numeração de 
plaquetas.
Nas pipetas para hemácias, o sangue é aspirado, até a marca 0,5 e diluído 
por aspiração do liquido diluidor até a marca 101, efetuando-se urna diluição do 
28
1 2
 3
sangue de 1:200. Nas pipetas para leucócitos, o, sangue é aspirado, até a marca 0,5 
e diluído por aspiração do líquido diluidor até a marca 11, efetuando-se urna diluição 
do sangue de 1:20.
Figura 3.4: Pipetas diluidoras de Thoma para GB (A) e para GV (B).
2.1.6 O líquido diluidor 
A quantificação de hemácias consiste na contagem dos glóbulos vermelhos 
do sangue ao microscópio óptico, determinando o número de células por mililitro de 
sangue. De igual modo a numeração de leucócitos consiste na contagem dos 
glóbulos brancos. Como estes números são muito elevados (da ordemde 5x 1012 
cel/L de sangue), é necessário diluir a amostra numa solução isotônica, contar o 
número de células nesta fração diluída e depois usar um fator de correção. Para que 
os erros envolvidos nesta técnica sejam desprezíveis é necessário garantir que a 
amostra seja representativa do sangue do individuo, os volumes sejam medidos com 
rigor para que a diluição seja bem feita.
A função do líquido diluidor é essencialmente a diluição e preservação das 
células a numerar.
São vários os líquidos diluidores para hemácias, no entanto vamos utilizar o 
de Dacie.
Os líquidos diluidores de leucócitos, além de diluir e preservar estas células 
vão ainda lisar as células anucleadas e, alguns deles, que têm um corante 
incorporado, permitem uma melhor visualização dos leucócitos por conferirem uma 
certa coloração ao seu núcleo.
29
• Reagentes 
 Liquido diluidor (solução de Dacie) - para contagem dos glóbulos vermelhos:
Formol a 40%....................................................................................1 mL
Citrato trissódico a 3%.......................................................................99 mL
Liquido diluidor (solução de Hayem) - para contagem dos glóbulos brancos:
- Azul de metileno............................................................................ 0,25 g
- Acido acético..................................................................................5 mL
- Água destilada................................................................................qsp 100 mL
• Procedimento:
- Colocar uma lamela em cima da câmara de Neubauer de modo a que esta cubra 
uma das áreas de contagem (plataforma central)
- Adaptar a pipeta de Thoma, perfeitamente limpa e seca, ao pipetador automático.
- Efetuar uma picada no dedo. Rejeitar a primeira gota de sangue e aspirar as gotas 
seguintes até a primeira marca (0,5) da pipeta diluidora de Thoma para glóbulos 
vermelhos. Encher também até a primeira marca (0,5) a pipeta diluidora de Thoma 
para os glóbulos brancos.
- Limpar as pipetas exteriormente com papel absorvente para remoção de algum 
resíduo e efetuar de imediato a diluição da amostra prevenir a sua coagulação com 
a solução de Dacie para os glóbulos vermelhos e com a solução de Hayem para os 
glóbulos brancos. Neste caso, é desnecessário o uso de anticoagulante se a técnica 
for executada corretamente e logo após a colheita de sangue.
30
- Para efetuar a diluição aspirar imediatamente o líquido diluidor até a marca 101 
(pipeta para eritrócitos) ou até a marca 11 (pipeta para leucócitos), tendo o cuidado 
de não incorporar bolhas de ar e de fazer a aspiração continuamente.
- Terminada a diluição, tapar a extremidade graduada da pipeta com o polegar e a 
outra extremidade (que estava adaptada ao pipetador) com o dedo médio. Agitar 
manualmente com movimentos transversais e ondulatórios, durante 5 a 10 min. 
Efetuar o mesmo procedimento para as duas pipetas.
- De imediato, proceder ao enchimento da câmara, colocando a extremidade da 
pipeta com contato com a lamela e, desprezando as primeiras 3 a 4 quatro gotas. 
Deixar que a suspensão encha o reticulo, penetrando nele por capilaridade. A zona 
central da câmara deve ficar completamente cheia mas sem bolhas de ar e sem 
transbordar para os sulcos laterais.
- Manter as câmaras em repouso durante cerca de 10 min para que as células 
sedimentem e permitam uma observação microscópica mais fácil.
- Colocar a câmara no microscópio e efetuar a contagem: localizar o reticulo da 
câmara usando a objetiva 5x. Depois de focado, trocar pela objetiva de 40x.
31
2.2 CONTAGEM DE LEUCÓCITOS EM CÂMARA
• Princípio do teste
Fazer uma diluição de 1:20 do sangue colhido com EDTA em um líquido 
diluidor (sol. Turk), que hemolisa as hemácias e cora o núcleo dos leucócitos.
• Aplicação Clínica
Útil na avaliação dos pacientes com infecções, neoplasias, alergias ou 
imunossupressão.
• Amostra e preparo do paciente
Sangue total colhido com EDTA.
32
• Reagentes
Solução diluente (sol. Turk): ÁC. Acético Glacial 1,5ML, Violeta de Genciana 1/100 
1,0ml e Água Destilada qsp 100ml.
• Equipamentos ou Instrumentos utilizados
- Pipetas de hemoglobina com bocal ou, como é utilizado atualmente, pipeta 
automática com ponteira plástica graduada no volume a ser utilizado;
- Pipetas de 1ml com divisões, de 0,01ml;
- Hemocitômetro do tipo Neubauer;
- Microscópio ótico comum;
- Frasco tipo penicilina com tampa de borracha;
- Papel de filtro ou algodão;
- Conta-gotas ou tubo capilar.
• Procedimentos detalhados
- Pipetar 0,4ml do líquido diluidor no frasco tipo penicilina;
- Com a pipeta de hemoglobina ou a pipeta automática graduada, medir 0,02 mL de 
sangue. Limpar sua parede externa com papel de filtro (e acertar exatamente o 
volume, no caso da pipeta de hemopglobina);
- Transferir os 0,02 mL de sangue para o frasco com o líquido diluidor, lavando com 
ele o interior da pipeta por aspirarão e expulsão do líquido. A diluição é de 1:20;
- Agitar suavemente por 2 minutos, no mínimo;
- Com o conta-gotas ou o capilar, encher os dois retículos da câmara de contagem, 
evitando excesso de líquido e bolhas de ar sob a lamínula, aderida firmemente à 
câmara por compressão daquela sobre esta, cobrindo ambos os retículos;
- Deixar repousar por cinco minutos para sedimentação dos glóbulos;
33
- Focalizar a preparação com pequeno aumento no microscópio para localizar o 
retículo e observar a distribuição uniforme dos leucócitos. Em seguida observar em 
aumento de 100X ou 400X, conforme a necessidade;
- Fazer a contagem de todos os leucócitos presentes nos quadrados externos do 
retículo da Câmara de Neubauer. 
• Cálculos
 Leucócitos por µl de sangue = L.c. x 20 x 10 
 4
Onde: L.c.= número de leucócitos contados em 4mm2 ;
 10 = fator de conversão para 1µl;
 20 = fator de conversão da diluição;
 4 = fator de conversão para 1µl.
• Intervalo de Referência
- Adultos – 5.000 a 10.000 leucócitos por µl de sangue;
- Recém-nascidos = 10.000 a 25.000 leucócitos por µl de sangue;
- Crianças de 1 ano = 6.000 a 18.000 leucócitos por µl de sangue;
- Crianças de 4 a 7 anos = 6.000 a 15.000 leucócitos por µl de sangue;
- Crianças de 8 a 12 anos = 4.500 a 13.500 leucócitos por µl de sangue.
• Interpretação
Leucocitoses: Infecções, neoplasias, leucemias ou outros distúrbios 
multiproliferativos, traumatismos, estresse, hemorragia, necrose tecidual, 
inflamação, desidratação, uso de esteróides e etc.
Leucopenias: Infecções maciças, toxicidade farmacológica, insuficiência medular, 
deficiência dietética, aplasia medular congênita, infiltração medular, hiperesplenismo 
e etc.
34
• Controle de Qualidade
- Controle de qualidade de equipamentos;
- Conferir o método manual x automatizados;
- Controle da água reagente;
- Controle de qualidade de reagentes e corantes;
- Controle de qualidade interna – análises estatísticas e utilização de gráficos e 
regras;
- Controle de qualidade externa – frasco de sangue total estabilizado, para 
realização da contagem de leucócitos;
- Controle entre microscopistas.
2.3 CONTAGEM DE HEMÁCIAS EM CÂMARA
• Princípio do teste
Fazer uma diluição de 1:200 do sangue colhido com EDTA em um líquido 
diluidor (sol. Formol citrato), contendo um fixador para conservação da forma celular. 
Os leucócitos permanecem na preparação podendo ser contados como hemácias. 
Como são poucos em relação às hemácias, não alteram de modo evidente o número 
de hemácias. 
• Aplicação Clínica
Útil na avaliação dos pacientes com anemias ou poliglobulias (policitemias).
35
• Amostra e preparo do paciente
Sangue total colhido com EDTA.
• Reagentes
Solução diluente (Formol-citrato): Citrato de sódio3,8g, Formol a 40% 2,0 mL, 
água destilada qsp 100ml. Filtrar anteriormente ao uso.
• Equipamentos ou Instrumentos utilizados
- Pipetas de hemácias com bocal ou, como é utilizado atualmente, pipeta automática 
com ponteira plástica graduada no volume a ser utilizado;
- Pipetas de 5ml com divisões, de 1,0 mL;
- Hemocitômetro do tipo Neubauer;
- Microscópio ótico comum;
- Frasco tipo penicilina com tampa de borracha;
- Papel de filtro ou algodão;
- Conta-gotas ou tubo capilar.
• Procedimentos detalhados
- Pipetar 4,0 mL do líquido diluidor no frasco tipo penicilina;
- Com a pipeta de hemoglobina ou a pipeta automática graduada, medir 0,02 mL de 
sangue. Limpar sua parede externa com papel de filtro (e acertar exatamente o 
volume, no caso da pipeta de hemoglobina);
- Transferir os 0,02 mL de sangue para o frasco com o líquido diluidor, lavando com 
ele o interior da pipeta por aspirarão e expulsão do líquido. A diluição é de 1:200;
- Agitar suavemente por 2 minutos, no mínimo;
36
- Com o conta-gotas ou o capilar, encher os dois retículos da câmara de contagem, 
evitando excesso de líquido e bolhas de ar sob a lamínula, aderida firmemente à 
câmara por compressão daquela sobre esta, cobrindo ambos os retículos;
- Deixar repousar por cinco minutos para sedimentação dos glóbulos;
- Focalizar a preparação com pequeno aumento no microscópio para localizar o 
retículo e observar a distribuição uniforme das hemácias. Em seguida observar em 
aumento de 100X ou 400X, conforme a necessidade;
- Fazer a contagem de todos as hemácias presentes nos quadrados marcados “H” 
na figura relativa ao retículo de Neubauer (figura 3.2), ou seja, 1/5 mm2 . Sistematizar 
a contagem conforme a figura 3.3. 
• Cálculos
 Hemácias por µl de sangue = Hc. x 5 x 10 x 200 
 
Onde: H.c.= número de hemácias contadas em 1/5 mm2 x 10.000 ;
 5 = fator de conversão para 1 mm2.
10 = fator de conversão para 1µL;
 200 = fator de conversão da diluição;
O erro permitido varia entre 2000.000 a 300.000 hemácias por µL de sangue ou em 
torno de 12%, quando a contagem é feita várias vezes na mesma preparação. 
 
• Intervalo de Referência
- Homens – 4.500.000 a 6.000.000 leucócitos por µL de sangue;
- Mulheres - 4.000.000 a 5.500.000 leucócitos por µL de sangue;
- Recém-nascidos - 5.500.000 a 7.000.000 leucócitos por µL de sangue;
• Interpretação
O número de hemácias por µL de sangue está sujeito a 3 tipos de variações:
37
Fisiológicas: oscilação de até ± 5% em torno dos valores normais.
Anemias: redução do número de hemácias, associadas frequentemente à 
alterações na morfologia das hemácias e baixa concentração de hemoglobina. As 
anemias são sempre secundárias. Existe sempre uma doença que as produz e não 
se justifica tratar a anemia, mas sim a sua causa ou etiologia. 
Policitemias ou poliglobulias: correspondem ao aumento do número de 
hemácias, onde a causa comum é a hipóxia, com mecanismo compensador, como 
nas doenças cardíacas e pulmonares crônicas. Fisiologicamente (normalmente), 
ocorre em recém-nascidos e em grandes altitudes. Podem ser secundárias à 
desidratação. Pode ser patológica, como a Policitemia Vera,de etiologia obscura, 
podendo ocorrer trombose intravascular decorrente do aumento da viscosidade 
sanguínea causada pelo aumento do número de hemácias.
• Controle de Qualidade
- Controle de qualidade de equipamentos;
- Conferir o método manual x automatizados;
- Controle da água reagente;
- Controle de qualidade de reagentes e corantes;
- Controle de qualidade interna – análises estatísticas e utilização de gráficos e 
regras;
- Controle de qualidade externa – frasco de sangue total estabilizado, para 
realização da contagem de leucócitos;
- Controle entre microscopistas.
• Limitações do método
Este método é mais demorado e sujeito a erros, sendo dependente da 
realização perfeita da técnica e de microscopista altamente treinado.
38
A determinação de hemoglobina e hematócrito é mais utilizável do que a 
contagem de hemácias. Porém, para obtenção dos índices hematimétricos, 
necessita-se da contagem das hemácias por meio manual ou automatizado.
Erros dependentes do material: má calibração, manutenção deficiente e 
desgaste.
Erros dependentes da técnica: na extração do sangue, diluição.
Erros dependentes do operador: erros na técnica e fadiga.
2.4 CONTAGEM DE PLAQUETAS EM CÂMARA
• Princípio do teste
Fazer uma diluição de 0,02ml do sangue colhido com EDTA em 4ml do líquido 
diluidor e proceder a contagem em câmara de Neubauer.
• Aplicação Clínica
É útil para o diagnóstico e tratamento de doenças hemorrágicas. 
• Amostra e preparo do paciente
Sangue total colhido com EDTA.
• Reagentes
Citrato de sódio.......................................................................................................3,8g
Formol a 40%.......................................................................................................2,0mL
39
Azul de cresil brilhante..........................................................................................0,05g
Água destilada......................................................................................................100ml
• Equipamentos ou Instrumentos
- Material para punção digital ou venosa;
- Pipetas de hemoglobina com bocal;
- Hemocitômetro do tipo Neubauer;
- Microscópio ótico comum;
- Papel de filtro ou algodão;
- Placa de Petri
• Procedimentos detalhados
- Pipetar 0,4ml do líquido diluidor no frasco tipo penicilina;
- Com a pipeta de hemoglobina medir 0,02ml de sangue com EDTA. Limpar sua 
parede externa com papel de filtro e acertar exatamente o volume;
- Transferir os 0,02ml de sangue para o frasco com o líquido diluidor, lavando com 
ele o interior da pipeta por aspIração e expulsão do líquido. A diluição é de 1:200;
- Agitar por inversão 2 minutos, no mínimo;
- Com o conta gotas encher os dois retículos da câmara de contagem, evitando 
excesso de líquido e bolhas de ar sob a lamínula, aderida firmemente à câmara por 
compressão daquela sobre esta, cobrindo ambos os retículos;
- Sedimentar as plaquetas, repousando a preparação 15 minutos em placa de Petri, 
contendo pedaço de algodão umidecido em água (câmara úmida) e em local isento 
de vibrações. 
- Focalizar a preparação com pequeno aumento no microscópio para localizar o 
retículo. Em seguida observar em aumento de 400X;
- Fazer a contagem de todos as plaquetas em 1/5 de mm2 da Câmara de Neubauer. 
40
• Cálculos
 Plaquetas por µl de sangue = P.c. x 5 x 10 x 200 
 
 
• Intervalo de Referência
Normal: 200.000 - 350.000 / mm3 .
• Interpretação
- Valores elevados: Distúrbios malignos (leucemia, linfoma, tumores sólidos), 
policitemia Vera, síndrome pós-esplectomia, artrite reumatóide, anemia ferropênica.
- Valores reduzidos: Hiperesplenismo, hemorragias, trombocitopenia imune, 
leucemia, anemia perniciosa, LES, quimioterapia do CA, CID.
• Controle de Qualidade
- Controle de qualidade de equipamentos;
- Conferir o método manual x automatizado;
- Controle da água reagente;
- Controle de qualidade de reagentes e corantes;
- Controle de qualidade interna – análises estatísticas e utilização de gráficos e 
regras;
- Controle entre microscopistas.
41
2.5 CONTAGEM DE RETICULÓCITOS
Os reticulócitos são precursores das hemácias. Contêm, no seu interior, 
material reticular, provavelmente uma ribonucleoproteína que não apresenta 
afinidade pelos corantes comuns. Sua demonstração é feita por corantes supravitais. 
O corante utilizado é o azul de cresil brilhante, associado a umanticoagulante e 
preservativo, o qual deixa os reticulócitos com grânulos de cor púrpura.
 
Figura 2.5: Reticulócito (seta)
• Material necessário
- Material para punção digital ou sangue colhido por punção venosa em EDTA.
- Tubos de ensaio 12x75mm. 
- Lâminas para microscopia.
- Conta gotas ou tubo capilar.
- Banho-maria a 37ºC.
- MMicroscópio.
- Óleo para imersão.
- Corante:
Azul de cresil brilhante .........................................................1.0g
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Citrato de sódio ....................................................................0,4g
Cloreto de sódio 0,85% em água q.s.p. ...............................100 mL
Filtrar anteriormente ao uso.
• Procedimento
- No tubo de hemólise, colocar 2 a 3 gotas de solução corante. Em seguida, 
acrescentar 2 a 3 gotas do sangue colhido por punção digital ou em anticoagulante.
- Misturar e colocar em banho-maria a 37ºC de 15 a 20 minutos.
- Retirar do banho-maria. Misturar novamente e fazer esfregaços da maneira usual.
- Secar e examinar ao microscópio sob imersão.
- Contar mil hemácias, em vários campos microscópicos, anotando o número de 
reticulócitos encontrados. Expressar o resultado em percentagem.
- Opcionalmente, pode-se fazer uma coloração de fundo por Giemsa.
• Cálculos
 Reticulócitos por 1000 hemácias = % de reticulócitos
10
• Valores de referência
Adulto ........................................................... 0,5 – 1,5% 
Grávidas .......................................................aumentado
Recém-nascido ............................................ até 10%
43
• Interpretação
A contagem de reticulócitos é o método mais simples para estudo da 
produção de hemácias.
A reticulocitose (aumento de reticulócitos) é um bom índice da resposta 
terapêuticadas anemias por carência de fatores hematopoiéticos. Uma anemia 
ferropriva responde à administração de ferro com reticulocitose até ser corrigida. 
44
3 DOSAGEM DE HEMOGLOBINA
A hemoglobina, proteína vital para os seres vivos. Pode ser dosada em 
laboratório através de métodos de maior sensibilidade, como o método da 
cianometemoglobina. Durante a realização desta dosagem. a hemoglobina reage 
com o ferricianeto formando a metemoglobina que ao combinar-se com o cianeto de 
potássio é convertida em composto estável, a cianometemoglobina. Este composto 
é lido em um comprimento de onda de 540 nm.
Existem outros métodos para dosar a hemoglobina, entretanto, o método da 
cianometemoglobina é o método de escolhia por ser mais preciso. Através do 
contador automático também obtemos bons resultados, embora, só laboratórios de 
grande porte dispõe
Solução de Drabkin
Bicarbonato de Sódio.............................................................................................1,0 g
Claneto dePotáissio...............................................................................................0,05g
Ferricianeto de Potássio......................................................................................0,200g
Água destilada q.s.p.........................................................................................1000 mL
Dissolver os reagentes colocando a água destilada gradativamente. Esta 
solução deverá ser colocada em frasco âmbar, sem a proteção da Iuz, podendo 
durar inalterada no prazo de 2 meses.
3.1 PROCEDIMENTOS
1 . Pipetar 5 mL da solução diluidora em tubo de ensaio.
2. Adicionar 0,02 mL, (pipeta de sahli ou automática) de sangue.
3. Lavar a pipeta, várias vezes com o liquido sobrenadante ( removendo o excesso 
de sangue
 Homogeneizar e esperar 10 minutos.
Efetivar Ieitura em 54onm ou filtro verde, ajustando o zero com água destilada ou 
solução de Drabkin
45
Efetuar os cálculos através do fator de calibração, para obtenção da concentração 
de hemoglobina em g/dL.
3.2 CÁLCULOS
Usando o fator de calibração através da seguinte fórmula:
C= F x A
Onde :
F= Fator de calibração
C= Concentração de Hb em g/ C
A= Absorbância da amostra
3.3 VALORES DE REFERÊNCIA
Homens - .13,5 - 17.5 g/d L
Mulheres 12,5 - 15,5 g/dL
Crianças - 10,0 – 14,0 g/dL
Recém - nascidos -16,0 - 23,0 g/dL
3.4 CAUSAS DE ERRO
1. Solução de Drabkin preparada sem a devida precisão na pesagem ou com 
substâncias alteradas.
2. Leitura dos tubos antes dos dez minutos.
3. Sangue hemolisado.
4. Pipetas com pontas quebradas.
5. Vidraria mal lavada.
6. Pipetagem errada.
Observações
1 . O espectrofotômetro deverá estar sempre calibrado.
2. Resultados de hemoglobina baixos ou muito altos deverão ser repetidos.
46
3. A coleta de sangue quando feita por punção capilar, deve-se ter o cuidado para 
não pressionar o local a fim de evitar hemólise.
4. Quando a dosagem de hemoglobina for feita com sangue capilar, deverá ser 
colhido o material em duplicata. 
47
4 DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO
O Hematócrito é a fração ocupada pelos eritrócitos numa coluna de sangue 
centrifugado; uma pequena parte desse volume corresponde ao plasma retido entre 
células. O Hto. é expresso como percentagem ou fração decimal ( volume/volume ) 
relativas à coluna total. O método original de determinação do hto. foi planejado por 
Maxwell Wintrobe, requeria 1 mL de sangue e uma centrifugação de 30 a 60 
minutos, em tubos grandes de vidro, com um diâmetro interno constante ( Método de 
Wintrobe ), por ser lento c trabalhoso caiu em desuso.
Atualmente o método mais utilizado é o micro-hematócrito, de utilidade clinica, 
pode ser utilizada também para calibrar os aparelhos automatizados.
Métodos
4.1 MICRO-HEMATÓCRITO
O micro-hematócrito pode ser determinado através de centrifugas de alta 
rotação 11.000 rpm durante 3 a 5 minutos. Este método oferece a vantagem de 
utilizar-se pequeno volume de sangue obtido por punção capilar, duração mínima 
para execução, precisão e exatidão. 
Procedimento:
1. Aspira-se por capilaridade, um pequeno volume de sangue, em tubo capilar não 
graduado, até aproximadamente 2/3 do seu volume.
2. Limpar a parte externa, introduzir a extremidade, limpa na massa de modelar e 
vedar, colocar para centrifugar.
3. Tampar a centrifuga e ligar por 5 minutos.
4. Terminado o tempo, retirar os tubos da centrifuga e fazer a leitura usando escala 
graduada, como mostra a figura 4.1.
48
Figura 4.1: Escala graduada para leitura de microhematócrito.
5. Anotar o resultado, em percentagem do volume total de sangue.
Valores de Referência
Homens 47% +/- 7
Mulheres 42% +/-5
Crianças 35% +/-5
Recém -nascidos 56% +/-10
4.2 MACRO-HEMATÓCRITO ( MÉTODO DE WINTROBE)
1. Colher 5 mL de sangue
2. Colocar o sangue num frasco com anticoagulante e agitar por inversão ou 
rotação.
3. Com o auxílio de uma seringa e agulha 15x100 encherr um tubo de Wintrobe até 
a marca zero.
4. Centrifugar o tubo a 3.000 rpm durante 30 minutos.
5. Fazer a leitura no próprio tubo de Wintrobe no sentido de baixo para cima, 
desprezando a camada dos leucócitos e plaquetas.
6. Anotar o resultado como porcentagem, do volume total de sangue.
49
Valores de referência
Homens 40 a 50 %
Mulheres 37 a 45 %
Crianças 35 a 37 %
50
5 HEMOSSEDIMENTAÇÃO
A Hemossedimentação mede a estabilidade da suspensão de hemácias no 
plasma que, por ser menos denso, favorece a sedimentação dos glóbulos pela ação 
da gravidade, quando colocados numa pipeta graduada de 0 a 200 mm com 2,5 mm 
de diâmetro interno e 2 mL de capacidade. 
As hemácias em suspensão no plasma, colocadas na pipeta de Westergren, 
sofrem sedimentação com velocidade variável em função da concentração de 
fibrinogênio e globulinas, tamanho e forma das hemácias e alterações elétricas do 
plasm a e glóbulos.
Inicialmente ocorre a queda individual das hemácias, seguida pela agregação 
dos glóbulos com formação de rouleaux e aumento da velocidade de 
hemossedimentação, que se torna constantepara diminuir numa fase final, quando 
os glóbulos se concentram na porção inferior da pipeta (figura 5.1).
 Sinônimos: VHS, VSG, VES, Índice de Katz
Figura 5.1: Mecanismo da Hemossedimentação
51
5.1 MATERIAL
- Material para punção venosa
- Frascos com anticoagulante EDTA
- Aparelho de Westergren: suporte e pipetas
- Relógio
5.2 PROCEDIMENTO
- Colher 5 mL de sangue do paciente em jejum pela manhã. Não apertar 
demasiadamente o garrote, evitando estase venosa.
- Colocar o sangue no frasco com anticoagulante e homogeneizar por inversão do 
tubo.
- Com a pipeta de Westergren acoplada a uma pêra de borracha, aspirar o sangue 
até exatamente a marca zero.
- Colocar a pipeta no suporte de odo a permanecer na posição vertical.
- Marcar o tempo.
- Fazer a leitura em milímetros após uma hora. Verificar o nível de separação do 
plasma e hemácias e anotar. 
5.3 VALORES DE REFERÊNCIA
Homens ..............................................................3 a 5 mm
Mulheres ............................................................4 a 7 mm
Crianças .............................................................4 a 7 mm
 5.4 INTERPRETAÇÃO
A velocidade de hemossedimentação é um teste sensível, porém, pouco 
específico, ou seja, está alterado em várias situações. Pode indicar infecções 
agudas, crônicas e necrose por tumores malignos, cirurgias e inflamações. É mais 
útil no controle de evolução das doenças. 
52
6 ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS
Os índices hematimétricos servem à classificação morfológica das anemias. 
Fornecem valores médios da concentração de hemoglobina e volume das hemácias, 
sendo calculados a partir de determinações prévias do hematócrito, hemoglobina e 
número de hemácias por microlitro de sangue. 
Os valores encontrados comparados com o estudo morfológico no esfregaço 
sanguíneo corado fornecem complementação adeqauda para o estudo das 
hemácias.
Como os índices hematimétricos correspondem a valores celulares, são 
usadas grandezas extremamente pequenas para expressa-las. Assim, o VCM é 
expresso em fentolitros (fL), o HCM em picogramas (pg) e o CHCM em gramas por 
decilitro (g/dL). 
Para melhor demonstrar as unidades utilizadas, abaixo seguem as relações:
1pg = 10 -12 g
1 fL = 10 -15 L
6.1 VOLUME CORPUSCULAR MÉDIO OU VCM
É o volume médio das hemácias expresso em fentolitros. Representa, 
portanto, o quociente de um determinado volume de hemácias pelo número de 
células contidas no mesmo volume.
 
Exemplo:
Ht = 40%
Hm = 4.560.000/µL
VCM = 40 x 10 mL/L = 400 x 10-3 x 10 -12 L = 87,7 x 10 -15 L = 87,7 fL 
 4,56 x 10 12 /L 4,56
VCM = Ht x 10 fL
 Hm x 10 12/L
Onde:
 Ht = hematócrito
 Hm = número de hemácias
53
Ou seja:
VCM = 40 x 10 = 87,7 fL
 4,56
6.2 HEMOGLOBINA CORPUSCULAR MÉDIA OU HCM
É o conteúdo médio de hemoglobina nas hemácias expresso em picogramas. 
Representa, portanto, o quociente do conteúdo de hemoglobina em um determinado 
volume de hemácias pelo número de células contidas no mesmo volume.
 
Exemplo:
Hb = 15 g/dL
Hm = 5.000.000/µL
VCM = 15 x 10 g/L = 150 x 10 -12 g = 30 x 10 -12 g = 30 pg 
 5,0 x 10 12 /L 5
Ou seja:
HCM = 15 x 10 = 30 pg
 5
6.3 CONCENTRAÇÃO DE HEMOGLOBINA CORPUSCULAR MÉDIA OU CHCM
É a percentagem de hemoglobina em 100 mL de hemácias.
HCM = Hb x 10 pg
 Hm x 10 12/L
Onde:
 Hb = hemoglobina
 Hm = número de hemácias
54
 
Exemplo:
Hb = 14 g/dL
Ht = 40%
100 mL de sangue contém 14 g de Hb em um volume de Ht de 40 mL. Portanto:
40 mL de hm ______________________ 14 g Hb
100 mL de hm ______________________ X g de Hb
X = 35 g/dL
Ou seja:
CHCM = 14 x 100 = 35 g/dL
 40
6.4 RDW (RED WIDTH DISTRIBUTION OU AMPLITUDE DE DISTRIBUIÇÀO DOS 
ERITRÓCITOS)
É a indicação da variação do tamanho dos eritrócitos (anisocitose), fornecida 
somente pelos contadores eletrônicos. É útil na classificação de certas anemias. 
RDW = Desvio Padrão do VCM x 100
 VCM
Valor de referência: 11 a 14,5%
CHCM = Hb x 100 g/dL 
 Ht 
Onde:
Hb = hemoglobina 
Ht = hematócrito
 
55
6.5 ERRO NAS DETERMINAÇÕES HEMATIMÉTRICAS
A exatidão dos valores acima estudados está na dependência de 
determinações prévias do valor do hematócrito, hemoglobina e contagem global de 
hemácias no sangue.
O erro cometido na obtenção desses valores implica logicamente no cálculo 
errôneo das medidas hematimétricas.
6.6 VALORES DE REFERÊNCIA
ADULTO RECÉM-NASCIDO
VCM 87±5 fL 103 fL
HCM 29±2 pg 36,9 pg
CHCM 34±2 g/dL 32,6 g/dL
6.7 INTERPRETAÇÃO
A morfologia das hemácias no esfregaço deve ser comparada com os índices 
hematimétricos, a fim de controlar sua qualidade e determinar variações na forma, 
tamanho e conteúdo hemoglobínico da população de hemácias.
Sendo assim, os índices hematimétricos correspondem a:
VCM ↑ = Macrocitose
VCM ↓ = Microcitose
CHCM OU HCM ↑ = Hipercromia (até certo ponto)
CHCM OU HCM ↓ = Hipocromia 
56
7 CONFECÇÀO E COLORAÇÀO DO ESTENDIDO SANGUÍNEO PARA 
CONTAGEM DIFERENCIAL DE CÉLULAS
7.1 CONFECÇÃO DO ESTENDIDO SANGÜÍNEO
O sangue é colhido com anticoagulante específico e não há separação do 
plasma e elementos figurados. É então utilizado o sangue total para preparação do 
esfregaço sanguíneo para a leitura da série branca. Para se obter um bom 
estendido, a lâmina deverá estar limpa, seca e desengordurada.
Coloca-se na lâmina uma gota de sangue (sem anticoagulante) e com outra 
lâmina (extensora) em cima da gota, é feito um ângulo de 45º, corre-se rapidamente 
sem deixar formar “escadinhas”. Um bom estendido deve possuir: cabeça (onde é 
feita a identificação do paciente), corpo, cauda e bordas (onde será a leitura das 
células).
Figura 7.1: Preparação do estendido sanguíneo
57
1. Segurar a lâmina com uma mão, 
apoiando em uma superfície firme. Com a 
outra, colocar a borda da extensora 
exatamente na frente da gota de sangue.
2. Puxar a extensora para trás fazendo 
com que toque toda a gota de sangue.
Figura 7.2: Estendido Sanguíneo 
58
Não 
Sim 
3. Deixar que a gota de sangue se 
estenda por toda a borda da 
extensora. Manter a extensora no 
ângulo adequado para a realização 
do estendido.
4. Deslizar a extensora até o extremo 
oposto da lâmina com um movimento 
suave e contínuo.
1. O estendido não deverá apresentar linhas 
ou falhas ao longo da extensão (o estendido 
deve ter três partes, cabeça, corpo e cauda).
2. O estendido deverá terminar suave e 
gradualmente, sem interrupções.
Um estendido deverá ser composto de cabeça (1), corpo (2) e cauda (3).
Figura 7.3: Partes do esfregaço – cabeça (1), corpo (2) e cauda (3).
Figura 7.4: Confecção, aspecto macroscópico e microscópico o esfregaço sangüíneo. Na cauda, as 
células se modelam, perdendo morfologia normal. No corpo, as formas são preservadas. Na cabeça, 
as células estão aglomeradas, dificultando a visualização da morfologia.
59
X
X
X
1 2 3
7.2 PRINCIPAIS COLORAÇÕES UTILIZADAS PARA O ESTENDIDO SANGÚÍNEO
7.2.1 Corante segundo Wright
• Considerações Gerais
- Finalidade: método para coloração de células de sangue periférico, medula óssea 
ou para estudo citológico de elementos celulares.
- Princípio de ação e Metodologia: O corante Wright é uma mistura de corantes com 
características neutras, que coram os componentes nucleares e citoplasmáticos das 
células.
- Amostras: 
Sangue periférico colhido por punção digital ou coleta venosa, sem 
anticoagulante ou com uso de EDTA. Os esfregaços devem ser feitos de preferência 
sem o uso de anticoagulantes. As lâminas feitas com anticoagulante devem ser 
confeccionadas até 30 minutos após a coleta, para evitar deformações celulares.
- Descrição do processo:
• Técnica
1. Colocar a lâmina nosuporte de coloração;
2. Recobrir o esfregaço com 20 gotas do corante. Aguardar de um a três 
minutos;
3. Adicionar 20 gotas de água de torneira. Homogeneizar a mistura corante e 
água; Aguardar a coloração de três a cinco minutos;
4. Lavar a lâmina em água corrente; 
5. Deixar secar em posição vertical; 
6. Examinar com objetiva de imersão.
60
• Resultados
−Hemácias: coloração rósea
−Plaquetas: coloração azulada.
−Neutrófilos: núcleo azul escuro e citoplasma rosa pálido com granulações que 
variam do rosa ao azul claro;
−Linfócitos: núcleo azul violeta e o citoplasma azul;
−Basófilos: núcleo de cor púrpura a azul escuro e citoplasma com granulações 
volumosas azul escuro;
−Monócitos: núcleo azul violeta e citoplasma azul claro;
−Eosinófilos: núcleo azul e citoplasma rosa pálido com grânulos volumosos que 
variam do vermelho ao laranja.
• Limitações do processo
Os esfregaços que apresentarem coloração azul ou esverdeada estão 
alcalinos devido ao tempo prolongado de ação do corante, esfregaços grossos ou 
lavagem insuficiente da lâmina.
Os esfregaços que apresentarem coloração vermelha estão excessivamente 
ácidos devido à coloração insuficiente, tempo de lavagem excessivo ou acidez do 
corante.
Os precipitados podem aparecer quando as lâminas estão mal lavadas, com 
poeira ou quando ocorre secagem do corante durante o processo de coloração.
7.2.2 Corante segundo May-Grunwald
• Considerações Gerais
- Finalidade: Método para coloração de células de sangue periférico, medula óssea 
ou para estudo citológico de elementos celulares. Somente para uso diagnóstico in 
vitro.
61
- Princípio de ação e metodologia:
O corante May Grunwald - Giemsa utilizado para coloração de células é 
uma mistura de corantes com características neutras, que coram os componentes 
nucleares e citoplasmáticos das células.
- Reagentes: 
Número 1 - May Grunwald
Contém: Eosina e azul de metileno 
Número 2 - Giemsa 
Contém: Azur II e eosinato de Azur II
- Amostras
Sangue periférico colhido por punção digital ou coleta venosa, de 
preferência sem anticoagulante ou com uso de EDTA. Os esfregaços devem ser 
feitos de preferência sem o uso de anticoagulantes. As lâminas feitas a partir de 
sangue colhido com anticoagulantes devem ser confeccionadas até 30 minutos após 
a coleta, para evitar deformações celulares.
- Descrição do processo
• Técnica
1. Colocar a lâmina no suporte de coloração. 
2. Recobrir o esfregaço com 20 gotas do corante May-Grunwald. Deixar atuar 
por três minutos;
3. Decorrido este tempo, acrescentar 20 gotas de água de torneira. Misturar a 
solução nos diversos pontos da lâmina. Evitar o extravasamento do corante. 
Esperar dois minutos;
4. Desprezar a mistura que recobre a lâmina e, sem lavar, cobri-la com 20 gotas 
da solução diluída de Giemsa, preparada no momento da coloração (uma 
gota de Giemsa para cada mililitro de água destilada - em média utiliza-se 3 
mL para cada lâmina). Esperar de 12 a 15 minutos;
5. Desprezar o corante, lavar a lâmina em água corrente;
6. Deixar secar em posição vertical;
7. Examinar com objetiva de imersão.
62
• Resultados 
−Hemácias: coloração rósea; 
−Plaquetas: coloração azulada;
−Neutrófilos: núcleo azul escuro e citoplasma rosa páIido com granulações que 
variam do rosa ao azul claro; 
−Linfócitos: núcleo azul violeta e o citoplasma azul; 
−Basófilos: núcleo de cor púrpura a azul escuro e citoplasma com granulações 
volumosas azul escuro; 
−Monócitos: núcleo azul violeta e citoplasma azul claro; 
−Eosinófilos: núcleo azul e citoplasma rosa pálido com grânulos volumosos que 
variam do vermelho ao laranja.
• Limitações do processo
Os esfregaços que apresentarem coloração azul ou esverdeada estão 
alcalinos, devido ao tempo prolongado de ação do corante, esfregaços grossos ou 
lavagem insuficiente da lâmina.
Os esfregaços que apresentarem coloração vermelha estão excessivamente 
ácidos devido a coloração insuficiente, tempo de lavagem excessivo ou acidez do 
corante.
Os precipitados podem aparecer quando as lâminas estão mal lavadas, com 
poeira ou quando ocorre secagem do corante durante o processo de coloração.
63
8 ESTUDO DO ESFREGAÇO DE SANGUE
O Hemograma consiste em:
- Leucograma, com contagem dos leucócitos e análise morfológica (contagem 
global, contagem diferencial, alterações quantitativas).
- Eritrograma: contagem e análise morfológica, de tamanho e cor das hemácias 
(contagem global, alterações qualitativas);
- Plaquetometria: contagem das plaquetas e morfologia. 
Os esfregaços de sangue, após coloração, fornecem dados valiosos para 
estudo das doenças relacionadas ao sangue e demais sistemas do organismo. O 
diagnóstico das leucemias, anemias, estados hemorrágicos e infecções por 
hematozoários são exemplos comuns da utilidade desse estudo. Pelo esfregaço, 
contamos os diferentes leucócitos presentes e avaliamos hemácias e plaquetas. 
HEMOGRAMA NORMAL
Parâmetros Masculino Feminino
Hemoglobina 13,0 a 17,5 g/dL 12,0 a 15,5 g/dL
Hemácias 4,5 a 6,5 x 10 6/mm3 4,0 a 6,0 x 10 6/mm3
Hematócrito 40 – 52% 36 – 48%
Índices Hematimétricos
1) VCM: 80 – 98 fL
2) HCM: 27 – 34 pg
3) CHCM: 30 a 35 g/dL
4) RDW: 12 – 15%
Leucócitos 5,0 a 10,0 x 10 3/mm3
Contagem diferencial
1) Bastões: 0 a 5%
2) Neutrófilos: 40 a 75%
3) Linfócitos: 20 a 45%
4) Monócitos: 2 a 10%
5) Eosinófilos: 0 a 4%
6) Basófilos: 0 a 1%
Plaquetas 150.000 a 400.000/mm3
8.1 ASPECTOS GERAIS
64
A avaliação microscópica inicia-se com pequeno aumento, observando a 
distribuição das células especialmente no corpo, margens e cauda do esfregaço. 
Pode-se, ainda, observar a porção ideal para exame da morfologia celular.
Sob imersão, os detalhes de contorno celular regular, basofilia e acidofilia do 
citoplasma, características tintoriais das granulações, distribuição e coloração da 
cromatina celular fornecem dados para o exame morfológico das células sangüíneas 
e contagem diferencial dos leucócitos.
Além da contagem dos leucócitos, devemos estudar as hemácias quanto ao 
tamanho, forma, conteúdo de hemoglobina, inclusões e maturidade. A imaturidade é 
evidenciada pela presença de núcleos. 
Podemos também avaliar o tamanho das plaquetas.
8.2 AVALIAÇÃO DAS HEMÁCIAS
Podemos avaliar as hemácias quanto ao tamanho, forma, conteúdo de 
hemoglobina, inclusões e maturidade (figura 8.11). 
Quanto às alterações do diâmetro, ou anisocitose, as hemácias são 
classificadas em micrócitos ou macrócitos quando comparadas com a hemácia 
normal (7,2 µm de diâmetro médio) (figura 8.1).
Quanto ao conteúdo hemoglobínico ou anisocromia, as hemácias são 
classificadas em hipocrômicas (menos coradas) e hipercrômicas (mais coradas) em 
relação ao conteúdo de hemoglobina e sua coloração normal. (figuras 8.2 e 8.3).
Quanto à forma, ou pecilocitose, classificam-se em drepanócitos ou forma de 
foice; ovalócitos ou eliptócitos, de forma oval; esferócitos, de forma esférica; 
dacriócitos ou em forma de lágrima; hemácias crenadas ou equinócitos, que 
apresentam espículas ou ondulações na membrana; queratócitos ou hemácias 
mordidas, apresentando dois córneos; hemácias em alvo; estomatócitos ou 
hemácias com uma fenda estreita no centro; esquizócitos ou fragmentos de 
hemácias (figuras 8.3 a 8.10).
Os eritroblastos, ou hemácias nucleadas, aparecem no sangue do feto e 
crianças jovens, normalmente. No adulto, estão associados com doença. Aparecem, 
65
principalmente, nas anemias acentuadas, nas leucemias mielóides e eritroblastose 
fetal.
Podemos encontrar, de cor acinzentada e tamanho maior, os policromatófilos, 
que são hemácias correspondentes aos reticulócitos, mas que se coram desta cor 
na coloração de MayGrunwald Giemsa. 
 
Figura 8.1: Hemácias microcíticas(A), hemácias macrocíticas (B), hemácia normal (C).
 
Figura 8.2: Hipocromia (setas)
66
A
B
C
Figura 8.3: Hipercromia (setas) e esferócitos (E)
 
Figura 8.4: Ovalócitos (seta) Figura 8.5: Dacriócitos (setas)
Figura 8.6: Hemácias crenadas (setas).
67
E
Figura 8.7: Hemácias fragmentadas (setas) e hemácia nucleada ou eritroblasto (E).
Figura 8.8: Hemácias em alvo (setas)
Figura 8.9: Estomatócitos (setas).
Figura 8.10: Drepanócitos ou hemácias em foice (setas) e macroplaqueta (M).
68
E
M
Figura 8.11: Hemácias normais no centro. Ao redor, hemácias de formas e tamanhos diversos.
69
Figura 8.12: Hemácias normais no centro. Ao redor, hemácias de formas e tamanhos diversos.
8.3 FÓRMULAS LEUCOCITÁRIAS
A contagem diferencial dos leucócitos estabelece a freqüência relativa de 
cada tipo encontrado no esfregaço, ou seja, a fórmula leucocitária relativa, que 
comparada ao número global de leucócitos determinado pela contagem manual ou 
automatizada, fornece a fórmula leucocitária absoluta. 
70
Adulto
Leucócitos totais: 9.000//µL
Fórmula relativa Fórmula absoluta
Neutrófilo segmentado 51% 4600/µL
Neutrófilo bastonete 8,0% 720/µL
Linfócitos 34% 3060/µL
Monócitos 4% 360/µL
Eosinófilos 2% 180/µL
Basófilos 1% 90/µL
A fórmula relativa determina a relação percentual entre as distintas 
variedades de leucócitos, ou seja, quanto tem de cada leucócito em 100%.
A fórmula absoluta fornece o número de cada tipo de leucócito por microlitro 
de sangue. Nessa fórmula, calcula-se quanto se tem de cada tipo de leucócito em 
relação ao valor total, ou seja, 51% de neutrófilos segmentados numa contagem de 
9000 leucócitos/µL (100%) resultarão em 4600 leucócitos/µL.
8.4 CONTAGEM DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS
Devido à distribuição desigual das células no esfregaço, torna-se evidente, na 
enumeração dos leucócitos, a adoção de um procedimento que atenue o erro de 
uma contagem desordenada.
O processo mais utilizado na rotina é a contagem dos leucócitos em sentido 
transversal, de uma a outra margem do esfregaço, seguindo no outro lado, sem 
passar novamente pelo espaço já contado (figura 8.11).
 Figura 8.12: Contagem dos leucócitos.
A área da contagem dos leucócitos deve ser selecionada levando-se em 
conta um local onde as hemácias se tocam, estando próximas umas das outras, sem 
71
se amontoarem. Os leucócitos devem estar distribuídos entre elas. Nessa área, os 
leucócitos podem ser facilmente identificados e contados conforme a figura 8.11. 
Para a contagem diferencial, devemos contar 100 leucócitos em campos onde 
as hemácias estão próximas, anotando separadamente cada um dos tipos contados, 
como no quadro da página anterior. A partir da contagem diferencial e do valor total 
(manual ou automatizado), pode-se montar a fórmula relativa e absoluta. Durante a 
contagem, observa-se, também, as características de hemácias quanto a forma, 
tamanho e cor, as plaquetas e possíveis hematozoários (parasitas presentes no 
sangue).
8.5 LEUCÓCITOS
Os leucócitos encontrados no esfregaço podem ser classificados em 
polimorfonucleares e mononucleares.
- Polimorfonucleares: Apresentam o núcleo lobulado (fragmentado). Exemplos: 
neutrófilo segmentado, neutrófilo bastonete, eosinófilo, basófilo.
- Mononucleares: Apresentam um núcleo formado. Exemplos: monócito, linfócito.
Figura 8.13: Leucócitos encontrados no esfregaço sangüíneo normal.
Na tabela abaixo, ilustramos os principais leucócitos.
TIPO NÚCLEO CITOPLASMA DIÂMETRO MORFOLOGIA
SEGMENTADO Irregular. 
Segmentado com 
Acidófilo e 
abundante.
10 a 12µ
72
2 a 5 lóbulos. 
Cromatina 
grosseira em 
grumos.
Com grânulos 
neutrofílicos 
finos 
distribuídos 
uniformemente.
BASTONETE Semelhante ao 
segmentado, 
porém em forma 
de bastão
Semelhante ao 
do segmentado.
10 a 15µ
LINFÓCITO Arredondado, com 
chanfradura 
lateral, ocupa 
quase toda a 
célula.
Cromatina densa
Basófilo intenso, 
escasso, forma
halo 
perinuclear. 
Grânulos
 azurófilos 
ocasionais 
grandes e 
escassos.
7 a 12µ
MONÓCITO Excêntrico, 
reniforme, 
oval,lobulado ou 
redondo. 
Cromatina mais 
tênue q linfócito, 
bem distribuída
Basófilo pálido. 
Abundante.
Contorno 
irregular com 
vacúolos 
ocasionais. 
Granulações 
finas e 
escassas.
12 a 20µ
EOSINÓFILO Forma haltere. 
Cromatina mto 
corada. 
Róseo-azulado 
com 
granulações 
eosinófilas, 
amarelas 
alaranjadas 
grosseiras 
e abundantes. 
10 a 15µ
BASÓFILO Forma de trevo, 
irregular. 
Cromatina 
grosseira. 
Acidófilo, 
contendo 
granulações 
basofílicas, 
azuis grosseiras 
e foscas.
10 a 12µ
Na contagem de leucócitos, podemos observar as seguintes situações quanto 
ao número de células:
- Leucocitose: número de leucócitos totais aumentado.
- Leucopenia: número de leucócitos totais diminuído.
73
- Neutrocitose: número de neutrófilos aumentado.
- Neutropenia: número de neutrófilos diminuído.
- Linfocitose: linfócitos aumentados.
- Linfopenia: linfócitos diminuídos.
- Monocitose: monócitos aumentados.
Ainda pode-se encontrar, no esfregaço sangüíneo, células imaturas 
decorrentes de infecção com resposta pronunciada, leucemias e outras doenças. 
São células de tamanho aumentado, com citoplasma mais basofílico (azulado), 
núcleo ocupando quase toda a célula e granulações primárias. À medida que a 
célula amadurece, seu núcleo vai diminuindo de tamanho, seu citoplasma torna-se 
mais acidófilo (rosado) e suas granulações vão se tornando secundárias, menos 
proeminentes, conforme figura 8.13.
Figura 8.14: Maturação de leucócitos segmentados - Mieloblasto (A), Promielócito (B), Mielócito (C), 
Metamielócito (D e E), Bastão ou bastonete (F) e Segmentado (G e H).
Quando presentes, os leucócitos imaturos também fazem parte da contagem 
relativa de leucócitos. Esses leucócitos devem ser expressos em porcentagem do 
total de 100%. Geralmente, a presença desses leucócitos imaturos aparece com 
uma contagem de leucócitos mais alta que o normal (leucocitose). Nessa situação, 
deve-se contar o diferencial em 200 leucócitos e calcular, no final, para 100%, para 
que seja realizada uma contagem mais correta.
74
8.5 Hematozoários
Agentes infecciosos podem permanecer no sangue transitoriamente, estando 
presentes no esfregaço sangüíneo. O número de parasitas geralmente é pequeno, o 
que justifica o uso de técnicas especiais quando houver presença de hemoparasitas. 
Os parasitas mais encontrados são: 
- Mansonella ozzardi: filaria
Figura 8.15: M. ozzardi
- Onchocerca volvulus: filaria
Figura 8.16: O. volvulus
- Plasmodium vivax (A), Plasmodium falciparum (B), Plasmodium malariae: 
protozoários presentes nas hemácias.
75
 
Figura 8.17: P. vivax (A) e P. falciparum (B) em hemácias.
 
Figura 8.18: Parasitas que podem estar presentes no esfregaço sangüíneo. No centro, 
Trypanossoma cruzi. Não confundir plaquetas com hematozoários. 
9 PROVA DE FALCIZAÇÃO
76
A B
Também chamada de pesquisa de drepanócitos ou hemácias falciformes (em 
forma de foice), esta prova torna-se necessária, pois a hemoglobina S (HbS) ocorre 
em 8% dos negróides brasileiros, e é esta hemoglobina S que é a responsável por 
resultar o formato da hemácia como uma foice numa situação de baixa tensão de 
oxigênio. 
A demonstração dessa hemoglobina anormal pode ser feita por três exames: 
a eletroforese de hemoglobina (mais caro e trabalhoso, porém a automação deste 
método facilita sua execução), testes de solubilidade para HbS e pesquisa de 
drepanócitos ou prova de falcização.
Nesse teste, as hemácias contendo HbS sofrem falcização em presença de 
baixa tensão de oxigênio produzida pelo metabissulfito de sódio. A HbS reduzida 
apresenta baixa viscosidade e solubilidade, formando gel semi-sólido responsável 
pela falcização, favorecida também pela estase venosa com acúmulo de gás 
carbônico e abaixamento