Relatorio Aula Pratica Hematologia Clinica

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RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO FARMACIA 
 
 
 
 
 
 
 
HEMATOLOGIA CLÍNICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 NOME DO ALUNO: AGUINALDO PERPETUO BERNARDINELLI RA: 2006250 
 
 
 
 
 
POLO: SÃO JOSE DO RIO PRETO/ERCÍLIA 
12/2022 
 
 
 
INTRODUÇÃO 
 
 Hematologia é o ramo da biologia que estuda o sangue. A palavra é composta 
pelos radicais gregos: Haima (de haimatos), "sangue" e lógos, "estudo, tratado, 
discurso". A Hematologia estuda, particularmente, os elementos figurados do sangue: 
hemácias (glóbulos vermelhos), leucócitos (glóbulos brancos) e plaquetas. Estuda, 
também, a produção desses elementos e os órgãos onde eles são produzidos (órgãos 
hematopoiéticos): medula óssea, baço e linfonodos. Por outro lado, além de estudar 
o estado de normalidade dos elementos sangüíneos e dos órgãos hematopoíéticos, 
estuda também as doenças a eles relacionadas (CARR, 2010). 
O exame de sangue é um dos mais simples procedimentos médicos e que 
provê uma grande quantidade de informações para os médicos acerca da saúde de 
seus pacientes. O hemograma, em especial, descreve detalhadamente a condição da 
porção celular do sangue (RODGERS, 2018). 
HEMATOPOIESE é o processo de substituição das células sanguíneas, que 
ocorrem nos chamados órgão hematopoiéticos, que compreendem a medula óssea e 
o sistema linfóide. MEDULA ÓSSEA é o mais importante órgão da gênese das mais 
diversas células sanguíneas pois lá estão as células tronco que dão origem a células 
progenitoras de linhagens mielocíticas, linfocítica, megacariócitos e eritroblastos. 
LINHAGEM MIELÓIDE compreende os granulócitos polimorfo nucleados (neutrófilo, 
eosinófilo e basófilo) e monócitos. Quando os monócitos migram para os tecidos se 
transformam em macrófagos, que são células com alto poder de fagocitose. 
LINHAGEM LINFÓIDE engloba os linfócitos T e B. Os linfócitos B saem maduros da 
medula óssea enquanto os linfócitos T precisam migrar para o Timo onde irão sofrer 
o processo de maturação (FARIAS, 2010). 
Os linfócitos B ainda se diferenciam em plasmócitos quando encontram um 
antígeno num órgão linfóide secundário e secretam anticorpos nos tecidos. 
MEGACARIÓCITO partes de seu citoplasma dão origem às plaquetas, responsáveis 
pela coagulação sanguínea. ERITROPOIESE é o processo de produção de eritrócitos. 
Em humanos adultos, a eritropoiese ocorre na medula óssea, mas fetos e em 
situações especiais como anemias severas pode ocorrer em outros órgãos, 
principalmente no fígado e no baço. ERITROBLASTO origina as hemácias do sangue, 
que atuam nas trocas gasosas (PROVAN, 2017). 
 
 
 
 
AULA 1 - ROTEIRO 1 - DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO 
Objetivo: Determinação do hematócrito. O hematócrito é um exame rápido, de boa 
reprodutibilidade e preciso, que requer pequena quantidade de sangue para seu 
processamento. A técnica do micro-hematócrito, desenvolvida em tubos capilares, é 
simples e bastante utilizada quando não se dispõe de um equipamento de automação 
para a realização do hemograma. O valor do hematócrito é utilizado para o cálculo 
dos índices hematimétricos. 
Procedimento 
Preenchemos um tubo capilar com sangue até ¾ da sua altura. Limpamos a parede 
externa com gaze ou papel. Fechamos uma das extremidades na chama do bico de 
Busen ou com massa de modelar para a oclusão do capilar. Colocamos o capilar em 
uma centrífuga apropriada (centrífuga própria para micro hematócrito) por 5 minutos 
em 10.000 a 12.000 RPM. Fizemos a leitura na tabela de leitura de micro hematócrito 
que acompanha a centrífuga. A base do capilar é posicionada na marca 0 (zero) da 
escala de leitura e o menisco do plasma na marca 100 (cem). O resultado é o valor 
correspondente ao limite de separação da massa dos eritrócitos com o plasma. O 
resultado é expresso em porcentagem de eritrócitos em relação ao sangue total. 
 
Tabela de micro hematócito 
Resultado: Valor obtido do hematócrito foi de 43%, ou seja, está dentro dos valores 
normais no sangue tanto para mulheres (valor de referência de 35 a 45%) como para 
homens (valor de referência de 40 a 50%), este valor indica a porcentagem de 
hemácias no volume total de sangue, importante para o diagnóstico de anemia por 
exemplo. 
AULA 1 - ROTEIRO 2 - DETERMINAÇÃO DA HEMOGLOBINA 
Objetivo: Determinação da hemoglobina. A determinação da hemoglobina é utilizada 
para o diagnóstico das anemias e policitemias. Pode ser quantificada por 
espectrofotometria. O Fe (II) do grupo heme da hemoglobina, oxi-hemoglobina e 
 
 
 
carboxi-hemoglobina é oxidado para o estado férrico pelo ferricianeto, formando 
hemiglobina (Hi), que se combina com o cianeto ionizado para produzir cianeto de 
hemiglobina (HiCN), que é medido em 540 nm. 
Procedimento 
Esquematizar todo o procedimento de acordo com a bula: o que será pipetado em 
cada tubo, condições de incubação, comprimento de onda a ser utilizado e cálculos. 
1) Tubo 1 - Contém o teste ou amostra sangue -20ul 
2) Tubo 2 – Contêm o padrão-20ul 
3) Colocar em ambos os tubos 5 ml de Reagente de cor 
4) Homogeneizar levemente para não haver análise da substância. 6-5) Deixar 
descansar durante 5 minutos. 
6) Ler no espectrofotômetro calibrado em 540 nm. 
 
Resultado: 
Absorbância TUBO 1 – 0, 303 
Absorbância TUBO 2 – 0, 277 
Cálculo: 
Absorbância Teste 
0, 303 x 10 → x 10 → 10,93 
Absorbância Padrão 0, 277 
Resultado – Valor obtido de Hemoglobina foi de 10,93g/dl, resultado levemente abaixo 
dos valores normais tanto para mulheres (valor de referência de 12 a 16 g/dl) como 
para homens (valor de referência de 14 a 18 g/dl), sugerindo a presença de anemia. 
Aula 2 - Roteiro 1 - Contagem de Hemácias em Câmara de Neubauer 
Objetivo: Quantificar hemácias. A quantificação de hemácias é parte do eritrograma 
e necessária para os cálculos hematimétricos. Pode ser realizada em sistemas 
automatizados, mas também de forma manual em câmara de Neubauer quando não 
se dispõe de tais equipamentos. 
Procedimento 
 
 
 
Diluição em tubo de ensaio: 
Em um tubo de ensaio, colocamos 4 ml da solução de Gower. Limpamos a parede 
externa da ponteira com uma gaze ou papel. Pipetamos 20 µL de sangue 
homogeneizado. Limpar a parede externa da ponteira com uma gaze ou papel. Rinsar 
a pipeta várias vezes até a completa transferência da amostra para o diluente. 
Homogeneizamos a solução final por agitação manual durante 30 segundos. Aguardar 
2 minutos. Preenchemos a câmara de Neubauer com o auxílio da pipeta. Contamos 
as hemácias de 5 quadrados centrais e multiplicar por 10.000. Líquido de Gower 
Ácido acético glacial 66,6 ml 
Na2SO4 anidro. 25 g 
Água destilada (q.s.p). 400 Ml 
 
A Câmara de Neubauer é usada para determinar a quantidade de células e outras 
estruturas em amostras, como sangue e urina. Ela é uma lâmina grossa de vidro. 
Dimensões: 30 x 70 mm e 4 mm de espessura. É composta por duas câmaras 
(independentes), uma superior e uma inferior. Cada uma possui uma grade no centro, 
onde a contagem celular é realizada. A grade de contagem tem 3 mm x 3 mm de 
tamanho e é subdividida em nove quadrantes de 1 mm x 1mm. 
 
 
 
 
Grade de contagem 
No caso de contagem hematológica, os leucócitos são contados nos quatro 
quadrantes laterais e as hemácias no quadrante central. Na uroanálise, são utilizados 
os quatro quadrantes laterais, para contar leucócitos, hemácias e células epiteliais, 
além da análise qualitativa de cristais, bactérias e outras estruturas que porventura 
possam aparecer. A lamínula é colocada sobre a câmara, cobrindo a área central, 
onde a grade de contagem está. Ela serve para concentrar a amostra entre o fundo 
da câmara e a própria lamínula, deixando exatamente 0,1 mm nesse espaço 
Diluição e cálculos 
O número de células contado não é o seu resultado final. Temos que multiplicar o 
número de células contadas por fatores, dependendo da sua diluição. Geralmente é 
utilizada a técnica deThomas Addis Modificada. 
Cálculo de Hemácias: 
Altura entre a superfície e a lamínula = 0,1 mm Volume da área central: 0,1 mm3 
Volume de cada quadrado médio central: 0,2 x 0,2 x 0,1 = 0,004 mm3 Diluição da 
pipeta: 1/200 
Números de quadrados médios centrais contados: 5 
Portanto: 
5 x 0,004 x 1/200 = 0,0001 = 1/10.000 
Ou seja, o fator é 10.000. 
Contagem de Hemácias no centro em 5 quadrantes multiplicados por 10000 
 
 
 
 
Câmara de Neubauer em contagem de Hemácias vista ao microscópio 
Resultado: Valores de referência de Hemácias – 4 a 5.5 milhões Valores encontrados 
na prática laboratorial Hemácias –milhões 
Aula 2 - Roteiro 2 - Contagem de Leucócitos em Câmara de Neubauer 
Objetivo: Contagem global de leucócitos. A quantificação de leucócitos é parte do 
leucograma e necessária para a contagem diferencial absoluta. Pode ser realizada 
em sistemas automatizados, mas também de forma manual em câmara de Neubauer 
quando não se dispõe de tais equipamentos. 
Procedimento 
Em um tubo de ensaio, colocamos 0,4 ml da solução diluente. Limpamos a parede 
externa com gaze ou papel. Pipetamos 20 microlitros de sangue homogeneizado. 
Limpamos a parede externa com gaze ou papel. Rinsamos a pipeta várias vezes até 
a completa transferência da amostra. Homogeneizamos a solução final por agitação 
manual durante 30 segundos. Aguardamos 2 minutos. Preenchemos a câmara de 
Neubauer com o auxílio de um tubo capilar. Contamos os leucócitos de 4 quadrados 
laterais e multiplicar por 50. 
Líquido de Turk 
Ácido acético glacial 3 ml 
Água destilada (q.s.p) 100 ml 
1 gota de solução de violeta genciana a 1% ou de azul de metileno Cálculo da Câmara 
de Neubauer para contagem de leucócitos Área lateral: 1 mm2 
Altura entre a superfície e a lamínula = 0,1 mm Volume da área lateral: 1 mm3 
 
 
 
Volume de cada quadrado lateral: 0,1 mm3 
Diluição da pipeta: 1/20 
Números de quadrados grandes laterais contados = 4 Portanto: 4 x 0,1 x 1/20 = 1/50. 
Ou seja, o fator é 50. 
 
Contagem de Leucócitos nas laterais em 4 quadrantes multiplicados por 50 
Resultado: Valores de referência -5000 a 10000ml no sangue Total encontrado na 
prática de laboratório – 130 X 50 = 6500 leucócitos. 
Aula 3 - Roteiro 1 - Determinação do Ferro Sérico 
Objetivo: Explicar a importância da determinação do ferro no soro e correlacionar com 
ferritina e capacidade total de ligação do ferro com a transferrina. 
Procedimento 
1- Tomamos 3 cubetas do fotômetro e colocamos: 
 Branco Teste Padrão 
Tampão Nº 1 1,0ml 1,0ml 1,0ml 
Soro ---------- 0,25ml --------- 
Padrão Nº 2 ---------- --------- 0,25ml 
Água Deionizada 0,25ml --------- --------- 
2- Misturamos e determinamos a absorbância do teste em 560nm acertando o zero 
com o branco, obtendo-se a absorbância do teste A1. 
3- Colocamos: 
 Branco Teste Padrão 
Ferrozine Nº3 0,025ml 0,025ml 0,025ml 
4- Misturamos e incubamos em banho-maria a 37ºC durante 10 minutos. 
 
 
 
5- Determinamos as absorbâncias do teste e padrão em 560nm aceitando o zero com 
o branco e determinamos a absorvância do teste A2. 
Cálculos: 
Ferro (ug/dl) = A2 – A1 x 500 Absorvância do Padrão 
Sendo Absorvância do Teste = -0,188 e Absorvância do Padrão = -0,168 em A1 
Sendo Absorvância do Teste = -0,148 e Absorvância do Padrão = -0,107 em A2 Ferro 
(ug/dl) = 0,148 - 0,188 x 500 = 0,04: 0,168 x 500 = 119 ug/dl 
0,168 
Resultado: Valores de referência para adultos homens (65-170) e para adultos 
mulheres (50 a 170). O resultado obtido na prática foi de 119 ug/dl, ou seja, está dentro 
dos valores normais de referência de ferro pra um adulto. 
Aula 3 - Roteiro 2 - Confecção de Esfregaço Sanguíneo 
Objetivo: Confecção e coloração de um esfregaço fino, regular e de bordas livres para 
boa distribuição das células do sangue. O esfregaço é utilizado para a contagem 
diferencial de leucócitos e observação de alterações em hemácias, leucócitos e 
plaquetas. Também é importante para a visualização de parasitas, como o 
Plasmodium 
Procedimento 
Limpamos várias lâminas de vidro com álcool e secar com gaze. A lâmina deve estar 
sem resquícios de gordura ou defeitos. Limpamos a lâmina extensora (bordas 
arredondadas) com álcool e secar. Homogeneizamos a amostra de sangue. 
Aplicamos uma gota de sangue com o auxílio de um capilar na extremidade da lâmina. 
A gota deve ter cerca de 1 cm de diâmetro ou 10 µL, quando aplicada com uma pipeta 
automática. Colocamos o lado da lâmina em que está o sangue, em um ângulo de 45° 
com a face superior da lâmina extensora. 6) Fizemos um ligeiro movimento para 
trás com a lâmina extensora até encostá-la na gota de sangue, deixando, então, que 
a gota se difunda uniformemente, ao longo de toda a borda por capilaridade. Levamos 
a lâmina extensora para frente, de modo que ela arraste a gota de sangue, que se 
estenderá numa camada delgada e uniforme. Evitar paradas ou movimentos muito 
rápidos. Preparamos uma lâmina por vez. Escolhemos a melhor lâmina, esperar secar 
e proceder à coloração. Colocamos as lâminas em frasco contendo corante 
InstantProv I e deixamos em repouso por 5 segundos. Aos 5 segundos, retiramos do 
 
 
 
corante e deixar escorrer durante 5 segundos. Colocamos as lâminas no frasco 
contendo o corante InstantProv II e deixar em repouso por 5 segundos. Retiramos do 
corante e deixar escorrer durante 5 segundos. Colocamos as lâminas no frasco 
contendo corante InstantProv III e deixamos em repouso por 5 segundos. Retiramos 
do corante. 
Deixamos escorrer durante 5 segundos e lavar cuidadosamente as lâminas em água 
corrente. Deixamos secar. Observamos ao microscópio ou reservar para serem lidas 
na próxima aula de microscopia. Identificamos e desenhamos as células observadas. 
Procedimento para visualização da lâmina ao microscópio 
Ligamos o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz. Giramos 
o potenciômetro até o ponto máximo de luz. Giramos revólver do microscópio, de 
modo que a objetiva de menor (4x) aumento fique em posição de uso. Colocamos a 
lâmina sobre a platina. Verificamos se corresponde à superfície que contém a camada 
de células. Procuramos uma região em que as hemácias estejam dispersas e seja 
possível identificar os leucócitos com nitidez. Focalizamos as células com a objetiva 
de menor aumento, utilizando inicialmente o parafuso macrométrico para facilitar a 
focalização. Ambos os olhos devem estar abertos. Melhoramos o foco, usando 
parafuso micrométrico (foco fino). Giramos o revólver e mudar para objetiva (10x), 
acertamos o foco com o parafuso micrométrico. Utilizando o charriot, escolhemos a 
área. Mudamos para a objetiva de (40x) com cuidado para que a mesma não atinja a 
lâmina ou quebre a lamínula. Focalizamos as células com o ajuste fino. Giramos o 
revólver, deixamos sem objetiva e adicionar 1 gota de óleo de imersão. Giramos o 
revólver e mudamos para a objetiva (100x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico. Procuramos a região na qual as células estão bem dispersas. 
 
 
 
 
 
 
Resultado: Foram evidenciados ao microscópio vários tipos de células sanguíneas 
como neutrófilos, linfócitos, plaquetas e hemácias. 
Aula 4 – Roteiro 1 - Identificação de Alterações Morfológicas em Hemácias 
Objetivo: Identificação das alterações morfológicas em hemácias. A revisão manual 
das lâminas de amostras que apresentam alterações em um ou mais parâmetros tem 
como objetivo a identificação de anormalidades no tamanho, forma, coloração e 
presença de inclusões. 
Procedimento 
Ligamos o microscópio na tomada (verificar se são 110 volts) e acendemos a luz. 
Giramos o potenciômetro até o ponto máximo de luz. Giramos o revólver do 
microscópio de modo que a objetiva de menor (4x) aumento fique em posição de uso. 
Colocamos a lâmina sobre a platina. Verificamos se corresponde à superfície que 
contém a camada de células. Utilizando o charriot, centralizamos o meio/cauda da 
lâmina (regiãoem que as hemácias estão regularmente dispersas). 1. cabeça; 2. 
 
 
 
meio; 3. Cauda. Focalizamos as células com a objetiva de menor aumento, utilizando 
inicialmente o parafuso macrométrico para facilitar a focalização. Ambos os olhos 
devem estar abertos. Melhoramos o foco, usando parafuso micrométrico (foco fino). 
Giramos o revólver e mudar para a objetiva (10x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico. Utilizando o charriot, escolhemos a área. Mudamos para a objetiva de 
(40x) com cuidado para que a mesma não atinja a lâmina ou quebre a lamínula. 
Focalizamos as células com o ajuste fino. Giramos o revólver, deixamos sem objetiva 
e adicionar 1 gota de óleo de imersão. Giramos o revólver e mudar para a objetiva 
(100x), acertar o foco com o parafuso micrométrico. Procuramos a região na qual as 
células estão bem dispersas. Identificamos as alterações presentes. Possíveis 
alterações que podem estar presentes 
Resultado: Não foram observados ao microscópio alterações morfológicas de células 
sanguíneas. 
Aula 4 – Roteiro 2 - Contagem Diferencial de Leucócitos 
Objetivo: Contagem diferencial de leucócitos. A contagem diferencial de leucócitos 
em neutrófilos (bastonetes e segmentados), linfócitos, monócitos, eosinófilos e 
basófilos pode ser realizada por automação ou a partir de esfregaços corados por 
coloração de Leishman, entre outras. 
Procedimento 
Ligamos o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz. Giramos 
o potenciômetro até o ponto máximo de luz. Giramos o revólver do microscópio de 
modo que a objetiva de menor (4x) aumento fique em posição de uso. Colocamos a 
lâmina sobre a platina. Verificar se corresponde à superfície que contém a camada de 
células. Procuramos uma região em que as hemácias estejam dispersas e seja 
possível identificar os leucócitos com nitidez. Focalizamos as células com a objetiva 
de menor aumento, utilizando inicialmente o parafuso macrométrico para facilitar a 
focalização. Ambos os olhos devem estar abertos. Melhoramos o foco, usando 
parafuso micrométrico (foco fino). Giramos o revólver e mudar para a objetiva (10x), 
acertar o foco com o parafuso micrométrico. Utilizando o charriot, escolher a área. 
Mudamos para a objetiva de (40x) com cuidado para que a mesma não atinja a lâmina 
ou quebre a lamínula. Focalizamos as células com o ajuste fino. Giramos o revólver, 
deixamos sem objetiva e adicionar 1 gota de óleo de imersão. Giramos o revólver e 
mudar para a objetiva (100x), acertar o foco com o parafuso micrométrico. Procuramos 
 
 
 
a região na qual as células estão bem dispersas. Procedemos à contagem de cem 
células. Anotar cada tipo encontrado. Para evitar erros de contagem (ou seja, contar 
a mesma célula em duplicata), adotamos o método em zigue-zague. Iniciar a 
contagem da região do corpo do esfregaço e ir em direção à cauda. 
Resultado: Foram evidenciados ao microscópio vários tipos de células sanguíneas 
como neutrófilos, linfócitos, plaquetas e hemácias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
REFERÊNCIAS 
HOFFBRAND, A. V.; MOSS, P. A. H. Fundamentos em hematologia. 7. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2018. 
NAOUM, P. C.; NAOUM, F. A. Hematologia Laboratorial: Eritrócitos. 2. ed. São 
José do Rio Preto: Academia de Ciência e Tecnologia, 2008 
LORENZI, T. F. Manual de Hematologia: Propedêutica e Clínica. 4. ed. Rio de 
Janeiro: Guanabara Koogan, 2006. 
SOUZA, M. H. L.; ELIAS, D. O. Princípios de Hematologia e Hemoterapia. Centro de 
Estudos Alfa Rio. 2. ed. Rio de Janeiro: Perfusion Line, 2005.