Exame Fezes POP 2020

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Laboratório de 
Patologia Clínica 
DMV- UFLA 
Procedimento Operacional Padrão -POP 
Código POP- GQ 001 
Edição 4ª 
Fezes 
Data 2020 
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Elaborado por: Luana Carolina Siqueira 
Julia Freire Allemão Ferrão 
Camila Lebani Maluf 
Larissa Alexsandra Felix 
Aprovado por: Francisco Duque de Mesquita 
Neto 
N° de Revisão:4ª Data: 2020 
Revisado por: Déborah Braga Resende 
 
1. Introdução 
 
1.1 Sinonímia 
Exame Coprológico (funcional e parasitológico). 
 
1.2 Objetivo 
Padronizar as técnicas de análise laboratoriais para minimizar erros entre os 
executores do exame. 
 
1.3. Alcance 
Este POP aplica-se aos médicos veterinários residentes em patologia clínica, técnicos 
e docentes do laboratório de patologia clínica da Universidade Federal de Lavras (UFLA) e 
estagiários do setor. 
 
1.4. Divulgação 
Este Procedimento Operacional Padrão (POP) terá sua cópia impressa e 
disponibilizada na bancada de execução do exame e em arquivo no computador do 
laboratório. 
 
1.5 Definição 
Exame laboratorial para avaliar enfermidades parasitárias do trato gastrointestinal, 
estado do sistema digestório, presença de corpo estranho, hemorragias ocultas e 
informações sobre a dieta do animal. 
 
 
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1.6 Importância clínica 
Os animais podem albergar diversas espécies de helmintos e protozoários 
gastrintestinais que, além de poderem prejudicar a sanidade desses animais, eliminam nas 
fezes formas que contaminam o ambiente e posteriormente o homem, especialmente 
crianças. Mesmo portadores de infecções subclínicas eliminam formas evolutivas de 
parasitas que, sendo em sua maioria resistentes às condições ambientais, fazem com que 
essa contaminação seja cumulativa. A descoberta do agente envolvido permite realizar a 
terapia e o controle de forma mais eficiente e adequada. 
A avaliação das características gerais das fezes permite ter uma ideia geral do 
funcionamento do trato gastrointestinal, identificando possíveis anormalidades. O teste 
coprológico funcional atua como um teste de triagem para avaliação da função pancreática 
exócrina e síndrome de má absorção (WESTERMARCK; WIBERG, 2003). 
 
Princípio do teste: 
O princípio do teste coproparasitológico dependerá da técnica utilizada, esta varia de 
acordo com o agente a ser pesquisado, podendo ser ovos leves ou pesados, larvas, entre 
outros estágios do ciclo evolutivo do parasito. Já o princípio do teste coprológico funcional 
é baseado na digestão de filme radiográfico. 
2. Amostra: 
As fezes de animais de pequeno porte e aves devem ser acondicionadas em frascos 
coletores estéreis. No caso de grandes animais, como a coleta é realizada diretamente do 
reto, pode ser utilizada como recipiente, a própria luva de coleta. Amostras mal coletadas, 
acondicionadas incorretamente ou mal identificadas não serão recebidas, uma vez que estes 
fatores comprometem o processamento da amostra. 
Se o exame não for enviado ao laboratório após a coleta, podem ser usados alguns 
preservativos: Frio (24 a 48 horas); Formol 5 a 10 % (1 parte para 4 de fezes. Tem a 
desvantagem de alterar morfologia de protozoários e estrutura de larvas); MIF (Mertiolate, 
Iodo, Formol). 
 
 
 
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2.1 Tipo de amostra 
Fezes (respeitando a quantidade mínima necessária para cada teste). 
 
2.2 Coleta: 
 Caninos e Felinos: Sondas plásticas ou colher a porção superior do bolo fecal 
defecado naturalmente, que não teve contato com o solo. 
 Equinos, bovinos, caprinos e ovinos: Diretamente do reto. 
 Aves: Forrar gaiola com papel para que seja coletado fezes de 24 horas, para se 
obter um volume maior e mais fidedigno. Devem ser recolhidas as fezes com aspecto 
fresco e com menos sujidades. 
 
2.3 Envio de material ao laboratório: 
O pedido do exame deve conter os dados do animal: nome, sexo, espécie, idade e 
raça; os dados do tutor: número da ficha e nome completo; dados do veterinário; clínica 
(quando houver), carimbo com nome e CRMV, e assinatura, além do horário e forma de 
coleta. O exame a ser solicitado deve ser assinalado de acordo com os campos do pedido, 
no caso do exame coproparasitológico, esta opção encontra-se no campo “Coprologia”. O 
teste da tripsina fecal pode ser requisitado informando no campo “Outros”. Os campos a 
serem preenchidos então destacados pelos quadrados vermelhos na Figura 1. Mediante a 
falta de quaisquer destas informações o pedido não deve ser aceito, sendo solicitado um 
novo preenchimento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Figura 1.Folha de requerimento de exames do laboratório de Patologia Clínica do Hospital 
Veterinário da UFLA 
Fonte: Laboratório de Patologia Clínica- UFLA 
 
3. Equipamentos, reagentes e materiais: 
Equipamentos 
 Balança de precisão; 
 Microscópio; 
 Centrífuga Excelsa Baby II Modelo 206 – R. 
 
Reagentes 
 Solução Salina Hipersaturada; 
 Solução fisiológica 0,9 %; 
 
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 Água morna; 
 Lugol; 
 Sulfato de zinco; 
 Solução de Sheather; 
 Bicarbonato de sódio 5%. 
 
Materiais 
 Becker; 
 Proveta; 
 Pipeta; 
 Cálice de Sedimentação; 
 Gaze; 
 Peneira; 
 Câmara de Mcmaster; 
 Lâmina; 
 Lamínula; 
 Alça de platina; 
 Fita de sangue oculto; 
 Filme radiográfico; 
 Tubo de Falcon 15 ml 
 
4. Técnicas: 
 As técnicas adotadas para os procedimentos descritos seguem as metodologias 
propostas por Ferreira Neto (1981), Urquhart et al. (1998) e Monteiro (2011). 
 
4.1 Exame Macroscópico/Físico 
 
4.1.1Consistência e Forma 
 Equinos: Forma arredondada e consistência firme. 
 
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 Bovinos: Forma cilíndrica ao sair do reto, ao cair forma uma massa pastosa 
arredondada, uniformemente distribuída, por serem de menor consistência. 
 Ovinos e caprinos: Forma ovóide, de consistência endurecida. 
 Carnívoros e onívoros: Forma cilíndrica, de consistência semi-pastosa. 
 
4.1.2 Volume 
Varia com a quantidade de alimento ingerido e com o número de defecações. 
 
4.1.3 Cor 
Depende da alimentação. Nos herbívoros a coloração tende a ser esverdeada devido à 
presença da clorofila. Nos carnívoros e onívoros a coloração é amarronzada, devido à 
estercobilina. Nos animais lactentes tende ser amarelada devido o leite. Coloração vermelho 
tijolo é encontrada principalmente nos casos de aumento de fluxo biliar. Coloração escura 
pode ser observada nos casos de icterícia hemolítica e em caso de melena. Sangue vivo é 
observado na presença de hematoquezia. Coloração acinzentada ou branco-acinzentada 
sugere insuficiência pancreática ou acolia produzida por icterícia obstrutiva. 
 
4.1.4 Odor 
Nos herbívoros geralmente não é repugnante, nos casos de fermentações intestinais ou 
pus e fragmentos de tecidos necróticos, pode se tornar fétido. Em carnívoros e onívoros 
tende a ser pútrido e nauseabundo devido à presença de resíduos mal digeridos que 
fermentam e se putrefazem no trato digestório. 
Fezes anormalmente fétidas ocorrem nas diarreias infecciosas e diminuição do fluxo 
biliar. 
 
4.1.5 Viscosidade 
Alterada de acordo com a presença de muco. Nas fermentações intestinais, as fezes 
apresentam-se pouco viscosas; por outro lado, noscasos de putrefação e colites, ocorre 
aumento da viscosidade. 
 
 
 
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4.1.6 Elementos anormais 
 Muco: indicativo de processo irritativo ou inflamatório do trato gastrointestinal. Se 
do intestino delgado apresenta-se como pequenos grumos ou filamentos misturados às 
fezes. Se intestino grosso, freqüentemente apresenta-se cobrindo a superfície das fezes. 
Grandes lâminas (moldes intestinais) indicam presença de fibrina. 
 Sangue: pode ser melena, hematoquezia ou micromelena, o último é sugestivo de 
coccidiose em bovinos jovens e enterite crônica em bovinos adultos. Está associada a 
hemorragias causadas por úlceras, corpo estranho, tumores, traumas, parasitismo, entre 
outras. 
 Corpos estranhos: presentes em animais portadores de verminoses ou distúrbios 
nutricionais, metabólicos e/ou comportamentais, que podem levar a perversão do apetite. 
 Alimentos não digeridos: presente quando há disfunção digestória ou aumento do 
peristaltismo. Podem ser encontradas fibras musculares, gorduras, detritos vegetais, entre 
outros. 
 
4.2 Exame Coproparasitológico 
 
4.2.1 Método direto 
O método direto é prático e rápido e a única forma de se observar trofozoítos ao vivo 
(utilização de solução salina isotônica). É útil para fezes de aves pequenas e répteis e não 
indicada para herbívoros, devido à presença de fibras obscurecendo a visualização dos 
parasitas. Essa técnica tem como desvantagem resultados falso negativos devido à utilização 
de quantidades não representativas de fezes, podendo detectar-se somente infecções com 
alta carga parasitária, além de sobreposição por sujidades. Segue abaixo os passos da 
técnica e uma figura de parte do processo (Figura 2) 
 
1. Pegar uma lâmina limpa e seca. 
2. Pingar em sua superfície 2 a 3 gotas de água ou solução salina isotônica (NaCl 0,9%) ou 
lugol*. 
3. Colocar uma pequena quantidade de fezes sobre a lâmina e com auxílio de um bastão 
homogeneizar as fezes com a solução. 
 
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4. Cobrir com lamínula e examinar no microscópio. 
*O Lugol é indicado para pesquisa de cistos e protozoários, pois estes são corados, 
facilitando a visualização. 
 
 
Fonte: Imagens Google 
 
 
4.2.2 Métodos de Flutuação 
Método para flutuação de ovos de helmintos. Há pouca sujidade para obscurecer a 
visualização do parasita. Não flutuam ovos de trematódeos e alguns ovos de vermes chatos. 
Método inadequado para fezes gordurosas. 
 
4.2.2.1 Método de Willis 
Método para flutuação de ovos de helmintos e oocistos de coccídeos. Distorce o cisto 
de Giardia. É uma técnica qualitativa, utilizada principalmente para pequenos animais, mas 
é um bom método para herbívoros. Segue abaixo os passos da técnica e uma figura de parte 
do processo (Figura 3). 
 
1. Em um Becker dissolver 2 gramas de fezes com solução salina saturada ou de açúcar; 
2. Coar a solução com o auxílio de gaze e peneira, despejar a solução em um Becker limpo; 
3. Preencher o Becker até a boca com solução salina saturada e colocar sobre ele uma 
lâmina limpa e seca; 
Figura 2. Técnica do exame direto de fezes com a utilização de solução salina isotônica 
em um campo e lugol em outro 
 
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4. Após aproximadamente 15 minutos, retirar lâmina, cobrir com lamínula e examinar no 
microscópio; 
5. Como a técnica é qualitativa, o resultado será positivo ou negativo para o parasito 
encontrado. 
*Observação: Deve ser utilizado ao todo 20 mL de solução salina saturada. 
 
Figura 3. Representação esquemática dos passos do método de Willis 
 
Fonte: do autor. 
 
4.2.2.2 Centrífugo-flutuação em Sulfato de Zinco (Método de Faust) 
Método para flutuação de ovos de helmintos e melhor método para cistos de 
protozoários, especialmente Giardia (COGNIALLI, RAIMUNDO et al., 2016). Segue 
abaixo os passos da técnica. 
 
1. Dissolver 2 gramas de fezes em 15 ml de sulfato de zinco, homogeneizar e passar através 
de gaze para um tubo cônico; 
 
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2. Centrifugar por 5 minutos, a 1500 rpm; 
3. Retirar uma amostra da película sobrenadante, com o auxílio de uma alça de platina, e 
colocar em lâmina limpa e seca; 
4. Cobrir com lamínula e examinar ao microscópio. 
 
*Pode ser adicionada uma gota de lugol para facilitar a visualização de cistos. 
**Se a amostra contiver uma quantidade grande de gordura ou outro material que flutue em água, é possível 
lavar a amostra antes de fazer a flutuação. Ao centrifugar a mistura água (sem ZnSO4) -fezes, os ovos 
afundarão, mas a gordura permanecerá flutuante. Depois da centrifugação, deve-se decantar o sobrenadante e 
acrescentar a solução de ZnSO4. Homogeneizar bem e proceder a partir do passo 2. 
 
4.2.2.3 Ovos por grama de fezes / Oocistos por grama de fezes (OPG / OOPG) 
Método qualitativo que possibilita calcular o número de ovos por grama de fezes. 
Indicado para herbívoros. Bom para identificação de Strongyloides, Trichuris, Moniezia e 
Eimeria. Segue abaixo os passos da técnica e uma figura de parte do processo (Figura 4). 
 
1. Ligar balança, colocar uma placa de Petri sobre a mesma e tarar; 
2. Homogeneizar as fezes; 
3. Pesar 2 gramas de fezes; 
4. Dissolver as fezes com 60 ml de solução salina hipersaturada e filtrar por meio de uma 
gaze e peneira em um cálice de sedimentação; 
5. Homogeneizar a solução; 
6. Preencher com auxílio de uma pipeta os dois compartimentos da câmara de Mcmaster; 
7. Aguardar 15 minutos; 
8. Examinar no microscópio na objetiva de 10x; 
9. Contar os ovos de ambos os compartimentos da câmara e multiplica por 100, o resultado 
será expresso em ovos por grama de fezes. 
 
 
 
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Figura 4.Representação esquemática dos passos do método de OPG/OOPG 
 
Fonte: do autor. 
 
4.2.3 Métodos de Sedimentação 
 
4.2.3.1 Método de Hoffmann, Pons e Janer (HPJ) – Sedimentação Simples 
 
Permite detectar a presença de ovos, larvas de helmintos e cistos de protozoários. Não 
indicado para herbívoros. Segue abaixo os passos da técnica e uma figura de parte do 
processo (Figura 5). 
 
1. Diluir 2 a 5 gramas de fezes em 200 mL de solução fisiológica ou em água, e através de 
gaze filtrar diretamente para um cálice de sedimentação; 
2. Deixar em repouso por 15 minutos; 
 
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3. Decantar o líquido sobrenadante e adicionar ao sedimento 200 mL de solução fisiológica 
ou em água; 
4. Deixar em repouso por 15 minutos; 
5. Decantar o líquido sobrenadante; 
6. Coletar com pipeta algumas gotas do sedimento e colocar entre lâmina e lamínula para 
observar no microscópio; 
7. Se o primeiro resultado for negativo, repetir o teste até três vezes. 
 
Figura 5.Representação esquemática dos passos do método de HPJ 
 
Fonte: do autor 
 
4.2.3.2 Método de Baermann 
Método utilizado para extração de fases larvais vivas de nematódeos nas fezes. 
Baseado no hidrotropismo e termotropismo das larvas. Podem ser encontradas larvas de 
Strongyloides stercoralis, Ancylostoma duodenale e Dictyocaulus viviparus. Segue abaixo 
os passos da técnica e uma figura de parte do processo (Figura6). 
 
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1. Colocar um funil em um suporte e conectar sua extremidade a um tubo de borracha, 
fechar este com o auxílio de um grampo; 
2. Colocar uma peneira com gaze ou papel filtro, sobre o funil, e então colocar 10 gramas 
de fezes recentes, retirada diretamente do reto do animal; 
3. Encher com água a morna (40-45ºC) até cobrir as fezes, evitando-se que se formem 
bolhas de ar; 
4. Descansar por 12 horas (as larvas migrarão das fezes para a água morna, depositando-se 
no fundo); 
5. Remover o grampo, escoar de 2 a 5 mL do sedimento em uma placa de Petri; 
6. Colocar o sedimento entre lâmina e lamínula para examinar no microscópio. 
 
*Esta técnica já foi adaptada e modificada, podendo-se substituir o funil e a borracha por um cálice de 
sedimentação ou um becker. Após 2 horas de descanso, o líquido é centrifugado a 1500 rpm por 5 minutos, o 
sobrenadante é removido e o sedimento examinado ao microscópio (LIMA; DELGADO; CHAVES, 1959; 
WILLCOX; COURA, 1989). 
 
Figura 6.Representação esquemática dos passos do método de Baermann 
 
Fonte: Imagens Google 
 
 
 
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4.2.4 Xenodiagnóstico 
Esta técnica é utilizada para diagnóstico de habronemose gástrica dos equídeos. Segue 
abaixo os passos da técnica 
. 
1. Colocar fezes coletadas diretamente do reto do animal em um frasco de boca larga até a 
metade; 
2. Colocar um pouco de água de acordo com a consistência das fezes; 
3. Depositar sobre as fezes 5 a 8 ovos de Musca domestica; 
4. Fechar boca do frasco com papel celofane ou outro papel que seja resistente e fazer 
pequenas perfurações para ventilação; 
5. Colocar o material em estufa a 32°C até o aparecimento das moscas (aproximadamente 
uma semana); 
6. Esmagar uma ou mais moscas entre duas lâminas e examinar em pequeno aumento no 
microscópio; 
7. Em caso positivo, encontra-se larvas de Habronema. 
 
4.3 Exame Coprológico Funcional 
 
4.3.1 Teste da Tripsina Fecal 
Esta técnica é utilizada como um teste de triagem para diagnóstico de insuficiência 
pancreática exócrina (WESTERMARCK; WIBERG, 2003). Seguem abaixo os passos da 
técnica. 
 
1. Homogeneizar as fezes; 
2. Separar três tubos de Falcon; 
3. Tubo 1: Controle negativo- 10 partes de solução de bicarbonato de sódio 5%; 
4. Tubo 2. Controle positivo- 9 partes de solução de bicarbonato de sódio5% + 1 grama de 
fezes de animal sadio; 
5. Tubo 3. Animal teste- 9 partes de solução de bicarbonato de sódio 5% + 1 grama de 
fezes de animal a ser avaliado. 
 
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6. Adicionar fitas de filme radiográfico em cada um dos tubos; 
7. Incubar os tubos em banho maria 37°C por uma hora; 
8. Retirar os tubos do banho maria 37°C e avaliar os filmes radiográficos; 
9. Interpretação do teste: Quando ocorre a digestão, a parte do filme radiográfico exposto às 
fezes deixa de ser enegrecido e passa a ter um tom azulado, desta forma, é confirmada a 
atividade proteolítica nas fezes, o que é esperado de um animal saudável. 
 
5. Laudo 
Para a interpretação do exame e diagnóstico do parasito, será utilizado como material 
de apoio o Atlas de Parasitologia (SILVEIRA et al., 2019), o material da Merial e a 
Apostila de Patologia Clínica (FERREIRA NETO, 1981). Segue abaixo o modelo do laudo. 
 
COPROLOGIA 
 
CARACTERÍSTICAS GERAIS 
 
Volume: 
Cor: 
Odor: 
Forma e Consistência: 
Viscosidade: 
Elementos anormais: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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MÉTODO: 
 
Resultado: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
6. Referências 
Metodologia interna 
Material da Merial 
COGNIALLI, RAIMUNDO, R. C.; HAIDAMAK, J.; VAYEGO, S. A.; KLISIOWICZ, D. 
do R. Limiar de positividade e sensibilidade dos métodos de Faust et al. e Lutz para 
detecção de cistos de Giardia duodenalis. Revista Brasilleira de Anállises Clínicas, v. 49, 
n. 1, p. 100–104, 2016. 
 
FERREIRA NETO, J. M.; VIANA, E. S.; MAGALHÃES, L. . Patologia Clínica 
Veterinária. 2. ed. Belo Horizonte, MG: Rabelo Brasil, 1981. 
 
LIMA, J. P.; DELGADO, P.; CHAVES, D. Importância do método de Baermann no 
diagnóstico da estrogiloidíase. Anais da Faculdade de Medicina de Porto Alegre, v. 21, 
n. 2, p. 34–38, 1959. 
 
Resultado de amostra negativa não descarta a possibilidade de o paciente apresentar infecção parasitária. 
Recomendações: quantidade mínima de 5 (cinco) gramas de fezes por exame. Caso não seja processado imediatamente o 
material deve ser conservado refrigerado, não congelar. 
 
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MONTEIRO, S. G. Técnicas Laboratoriais. In: MONTEIRO, S. G. (Ed.). Parasitologia na 
Medicina Veterinária. 1. ed. São Paulo; SP: ROCA, 2011. p. 301–313. 
 
SILVEIRA, J. A. G.; ARAÚJO, R. N.; PEREIRA, C. A. J.; COSTA, G. C. A.; SANTOS, 
H. A. Atlas de Parasitologia Veterinária Belo Horizonte, MGFEPMVZ Editora e 
CRMV-MG, , 2019. . Disponível em: 
<http://weekly.cnbnews.com/news/article.html?no=124000>. 
 
URQUHART, G. M.; ARMOUR, J.; DUNCAN, J. L.; DUNN, A. M.; JENNINGS, F. W. 
Diagnóstico laboratorial de parasitismo. In: BRESAN, M. C. R. V.; PEREIRA, M. C. 
(Ed.). Parasitologia veterinária. 2. ed. Rio de Janeiro, RJ: Guanabara Koogan, 1998. p. 
239–248. 
 
WESTERMARCK, E.; WIBERG, M. Exocrine pancreatic insufficiency in dogs. The 
Veterinary Clinics. Small Animal Practice, v. 33, p. 1165–1179, 2003. 
 
WILLCOX, H. P.; COURA, J. R. Nova concepção para o método de Baermann-Moraes-
Coutinho na pesquisa de larvas de nematódeos. Memórias do instituto oswaldo cruz, v. 
84, n. 4, p. 563–565, 1989. Disponível em: 
<http://www.scielo.br/pdf/mioc/v84n4/vol84(f4)_122-124.pdf>.