Relatório de Farmacognosia

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UNIVERSIDADE PAULISTA
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS
CURSO: FARMÁCIA 
DISCIPLINA: FARMACOGNOSIA
 
 SANTOS, SP. 2023 
INTRODUÇÃO.
Biodiversidade pode ser definida como a variedade e variabilidade existentes entre organismos vivos e as complexidades ecológicas nas quais eles ocorrem! Ela pode ser entendida como uma associação de vários componentes hierárquicos- ecossistemas, comunidades, espécies, populações e genes em uma área definida (Dobson, 1996).
Uma das principais características da biodiversidade é a distribuição relativa desigual dos seus componentes no espaço geográfico, significando que a abundância de espécies é variável em um determinado ambiente e que existem gradientes geográficos da biodiversidade. A implicação óbvia disso relaciona-se com a necessidade de serem tomadas medidas urgentes para a conservação dos ecossistemas nos quais as diferentes espécies ocorrem e interagem. Os componentes da biodiversidade podem fornecer uma ampla gama de produtos de importância econômica. Dentre eles destacam-se os fitoterápicos e os fitofármacos, originados dos recursos genéticos vegetais. Fitoterápicos são aqueles medicamentos preparados exclusivamente a base de plantas medicinais. Este é o caso da sete-sangrias (Cuphea carthagenensis (Jacq.) J. F. Macbr.) e da espinheira-santa (.Maytenus ilicifolia Mart. ex Reissek). Fitofármacos são substâncias extraídas de plantas, que apresentam atividades(s) farmacológica(s), podendo ter aplicação terapêutica. É o caso do jaborandi (Pi-locarpus spp.), cujas folhas produzem a pilocarpina, substância ativa usada para o tratamento do glaucoma. A magnitude da biodiversidade brasileira não é conhecida com precisão tal a sua complexidade, estimando-se a existência de mais de dois milhões de espécies distintas de plantas, animais e microorganismos. O Brasil é o país com a maior diversidade genética vegetal do mundo, contando com mais de 55.000 espécies catalogadas (Dias, 1996) de um total estimado entre 350.000 e 550.000. Considerando-se que mais da metade dessas espécies se encontra nas florestas tropicais, cuja área corresponde a apenas 7% da superfície da terra (Soejarto, 1996), essas regiões devem ser consideradas como prioritárias no estabelecimento de programas de conservação in situ de germoplasma vegetal. O maior número de espécies vegetais encontra-se nas regiões equatoriais da América do Sul, da África e da Ásia e o máximo de diversidade global encontra-se na flora da Colômbia, Equador e Peru, onde mais de 40.000 espécies ocorrem em uma área de apenas 2% da superfície terrestre. O máximo valor para a diversidade de espécies florestais foi encontrado na floresta úmida em Iquitos, no Peru, onde Gentry (1988) registrou a existência de 300 espécies por hectare. Para se ter uma idéia comparativa desses valores, basta lembrar que, em todo o território dos Estados Unidos e Canadá, a magnitude da diversidade genética vegetal nativa limita-se a 700 espécies (Wilson, 1992).
 As oportunidades para a identificação de produtos com possível utilização econômica aumentam com a diversidade das espécies. Alcalóides vegetais têm se mostrado especialmente efetivos em seus efeitos medicinais e se encontram amplamente distribuídos em muitas espécies de plantas tropicais, exercendo papel importante como substâncias de defesa contra insetos herbívoros (Levin, 1976). Um exemplo elucidativo é o de Catharanthus roseus (L.) G. Don, originário de Madagascar. Essa espécie é fonte de pelo menos 60 alcalóides, dos quais dois deles, a .vincristina e vimblastina, são efetivos no tratamento da leucemia infantil. As vendas desses fármacos atingem valores anuais de US$ 160 milhões (Shiva, 1990). Duas outras espécies têm sidip alvo de grande interesse pela indústria farmacêutica mundial. O teixo-do-pacífico (Taxus brevifolia Nutt.), do qual é extraído o paclitaxel, apresenta atividade anticancerígena em tumores de ovário e seios e Camptotheca acuminata Decne., que apresenta atividade antibiótica, antitumoral e antiviral (Wall e Wani, 1996). Inúmeros outros exemplos de utilização e de apropriação da diversidade genética vegetal são apresentados e discutidos por Burton et al. (1992). As plantas são uma fonte importante de produtos naturais biologicamente ativos, muitos dos quais se constituem em modelos para a síntese de um grande número de fármacos. Pesquisadores da área de produtos naturais mostram-se impressionados pelo fato desses produtos encontrados na natureza revelarem uma gama quase que inacreditável de diversidade em termos de estrutura e de propriedades físico-químicas e biológicas (Wall e Wani, 1996). Apesar do aumento de estudos nessa área, os dados disponíveis revelam que apenas 15 a 17% das plantas foram estudadas quanto ao seu potencial medicinal (Soejarto, 1996).
oram estudadas quanto ao seu potencial medicinal (Soejarto, 1996). De forma similar aos microorganismos, as plantas produzem uma grande diversidade de compostos químicos. Marles e Famsworth (1995) elaboraram uma lista de aproximadamente 1.200 espécies de plantas, pertencentes a 190 famílias, que apresentam atividade hipoglicemiante, das quais 290 espécies são consideradas tóxicasl As plantas pertencentes ao gênero Phyllanthus (Euphorbiaceae) compreendem cerca de 550 a 750 espécies distribuídas nos países tropicais e subtropicais. Cerca de 200 espécies ocorrem principalmente no Brasil e no Caribe. Plantas desse gênero têm sido empregadas na medicina popular para o tratamento de cálculos renais e urinários, infecções intestinais, diabetes e hepatite. Alguns dos constituintes isolados dessas plantas, como os flavonóides, taninos, alcalóides, cumarinas, lignanas e terpenos parecem ser os principais responsáveis pelas ações analgésica, antiinflamatória, antiviral, hipoglicemiante, antiespasmódica e antialérgica das mesmas (Calixto et al., 1997). Ao se considerar a perspectiva de obtenção de novos fármacos, dois aspectos distinguem os produtos de origem natural dos sintéticos: a diversidade molecular e a função biológica. A diversidade molecular dos produtos naturais é muito superior àquela derivada dos processos de síntese, que, apesar dos avanços consideráveis, ainda é limitada. Além disso, como produtos de organismos que possuem muitas similaridades com o metabolismo dos mamíferos, os produtos naturais muitas vezes exibem propriedades adicionais às antimicrobianas a eles associadas (Nisbet e Moore, 1997).
 As informações existentes sobre a magnitude do mercado de compostos de origem vegetal são pouco precisas. Por um lado, afirma-se que o mercado mundial de drogas de origem vegetal é estimado em US$ 12,4 bilhões, sendo o consumo da Europa responsável por aproximadamente 50% deste mercado. Fitoterápicos e fitofármacos são responsáveis por 25% do receituário médico nos países desenvolvidos e cerca de 80% nos países em desenvolvimento. Nos EUA, no período de 1983 a 1994, dos 520 fármacos aprovados pela Food and Drug Administration (FDA), 157 (30%) eram produtos naturais ou seus derivados. Nesse mesmo período, 61% dos fármacos anticancerígenos eram também derivados de produtos naturais (Cragg et al., 1997). No oeste da África, mais de 5.000 espécies são empregadas como plantas medicinais pela população rural, estimando-se que das 10.000 espécies encontradas neste continente, muitas sintetizam compostos com atividade anticarcinogênica (Maio e Roy, 1996). Outras estimativas revelam que o mercado mundial de produtos farmacêuticos movimenta US$ 320 bilhões/ano, dos quais US$ 20 bilhões são originados de substâncias ativas derivadas de plantas (Robbers et al., 1996).
No Brasil, estima-se que 25% dos US$ 8 bilhões de faturamento, em 1996, da indústria farmacêutica nacional sejam originados de medicamentos derivados de plantas. Apenas 8% das espécies vegetais da flora brasileira foi estudada em busca de compostos bioativos e 1.100 espécies vegetais foram avaliadas em suas propriedades medicinais (Garcia et al., 1996). Destas, 590 plantas foramregistradas no Ministério da Saúde para comercialização (Ortega et a l, 1989). 
A partir do final do século XIX, os avanços na química orgânica possibilitaram modificar a estrutura dos produtos naturais, tendo em vista um aumento na atividade ou seletividade e a redução dos efeitos colaterais ou a toxicidade. O ácido acetilsalicílico, que recentemente celebrou 100 anos, foi um dos primeiros produtos com estrutura química modificada (Cordèll, 2000). 
As informações anteriores revelam a necessidade de se buscar alternativas para superar a dependência externa, principalmente quando se confrontam os altos preços médios praticados no Brasil em comparação com aqueles praticados nos países desenvolvidos. O panorama brasileiro nessa área mostra que 84% de todos os fármacos são importados e que 78% da produção brasileira é feita por empresas multinacionais (Bermudez, 1995). 
 Nesse quadro, confronta-se um hemisfério norte rico em tecnologia, mas pobre em recursos genéticos e um hemisfério sul pobre em tecnologia, mas riquíssimo em diversidade biológica. Estima-se que um gene potencialmente útil originado na biodiversidade do hemisfério sul pode representar negócios de US$ 1 bilhão no norte e que o germoplasma vegetal do sul contribua com valores estimados em US$ 66 bilhões por ano somente na economia dos EUA (Machado, 1996).
Roteiros
	Far
Instituto de Ciências da Saúde
	
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Observação e Análise Macroscópica dos Órgãos Vegetais
	
AULA 1
Roteiro 1
OBJETIVO: observar os diferentes órgãos vegetais (raiz, caule, folha, flor, fruto e semente) aprendendo suas diferenças.
PROCEDIMENTO:
1. Através de método direto (tato, visão, olfato), observar os diferentes órgãos vegetais (raiz, caule, folha, flor, fruto e semente) observando suas diferenças e as diferenças entre as diferentes plantas.
QUESTÕES:
1. Qual a relação de cada órgão vegetal com sua função para o vegetal?
Raiz:
Absorção de água e nutrientes do solo.
Armazenamento de substâncias nutritivas, como amido e carboidratos.
Fixação da planta no solo, proporcionando suporte e estabilidade.
Caule:
Suporte estrutural para as folhas, flores e frutos.
Condução de água, nutrientes e carboidratos entre as raízes e as partes aéreas da planta.
Armazenamento de substâncias nutritivas e reserva de energia.
Folhas:
 Realização da fotossíntese, produzindo carboidratos e oxigênio.
Transpiração, ajudando na regulação da temperatura e no transporte de água e nutrientes.
Flores:
Produção de estruturas reprodutivas, como pólen e óvulos.
Atração de polinizadores, como abelhas e borboletas, para garantir a fertilização.
Frutos:
Proteção e dispersão das sementes.
Atração de animais para a dispersão das sementes por meio do consumo do fruto.
Sementes:
Reprodução e propagação da planta.
Armazenamento de nutrientes para fornecer energia à nova planta em desenvolvimento.
Cada órgão vegetal desempenha funções específicas que contribuem para a sobrevivência e reprodução da planta. Essas funções também podem influenciar na produção de metabólitos secundários, como os compostos químicos encontrados em plantas com propriedades medicinais, que são estudados no campo da Farmacognosia.
2. Desenhar e anotar as principais estruturas de cada órgão.
 
O jaborandi, também conhecido pelo nome científico Pilocarpus jaborandi, é uma planta arbustiva nativa do Brasil, pertencente à família Rutaceae. A estrutura do jaborandi pode ser descrita da seguinte forma:
Raiz: O jaborandi possui um sistema radicular fibroso e ramificado, composto por várias raízes finas que se estendem no solo em busca de água e nutrientes.
Caule: O caule do jaborandi é lenhoso e ramificado, podendo atingir até 2 metros de altura. Ele é revestido por uma casca lisa e acinzentada.
Folhas: As folhas do jaborandi são compostas e alternadas. Cada folha é formada por folíolos opostos ou alternados, de formato oval ou lanceolado. Os folíolos têm uma textura coriácea (semelhante a couro) e uma coloração verde brilhante.
Flores: O jaborandi produz pequenas flores brancas ou esverdeadas, agrupadas em inflorescências axilares, que surgem nas axilas das folhas. As flores são hermafroditas, ou seja, possuem órgãos reprodutores masculinos e femininos na mesma flor.
Frutos: Os frutos do jaborandi são drupas, que são pequenas bagas globosas e suculentas. Eles têm uma cor verde quando jovens e, quando maduros, tornam-se pretos e brilhantes. Cada fruto contém uma única semente em seu interior.
É importante ressaltar que a estrutura do jaborandi pode variar ligeiramente entre diferentes espécies e variedades dentro do gênero Pilocarpus. A descrição acima representa uma estrutura geral típica do jaborandi, mas características mais específicas podem variar.
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Instituto de Ciências da Saúde
	
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
	
AULA 1
Roteiro 2
OBJETIVO: Aprender os tipos de cortes histológicos, montagem de lâminas e observação ao microscópio.
PROCEDIMENTO:
1. Planta Medicinal: Realizar cortes (fininhos) com lâmina tipo “Gillette”, entre dois isopores (como um sanduíche de isopor e recheio de planta) colocando-os em água destilada para separação dos melhores cortes. Realizar cortes transversais, longitudinais e paradérmicos.
2. Separar os cortes escolhidos, os mais finos.
3. Colocar os cortes em uma ou mais lâminas.
4. Montar as lâminas na seguinte ordem: lâmina, corte, glicerina 50% ou água desti- lada (2 a 3 gts), lamínula (45º de inclinação).
5. Secar excesso de glicerina ou água com papel de filtro e observar ao microscópio.
· Se houver corte com droga vegetal, deixar hidratando a frio se tecido não rígido. caso tecido rígido, aquecer com água e glicerina até amolecimento da mesma antes de cortar. 
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QUESTÕES:
1. Quais as diferenças na visualização dos diferentes tipos de cortes (transversal, para- dérmico e longitudinal)?
Os diferentes tipos de cortes em tecidos vegetais fornecem informações distintas sobre a estrutura e organização interna das plantas. Aqui estão as diferenças na visualização dos cortes transversal, paradérmico e longitudinal:
Corte Transversal:
O corte transversal é feito perpendicularmente ao eixo longitudinal da estrutura vegetal.
Permite a visualização das diferentes camadas ou regiões presentes na estrutura.
Mostra a disposição das células, tecidos e órgãos no sentido horizontal.
Ajuda a identificar a presença de tecidos vasculares, como xilema e floema, e suas posições relativas.
Revela a distribuição de tecidos meristemáticos, como o meristema apical, nas extremidades do corte.
Permite a observação de detalhes como tamanho e forma das células, paredes celulares, padrões de deposição de substâncias, entre outros.
Corte Paradérmico:
O corte paradérmico é feito em uma direção paralela à superfície do órgão vegetal.
Proporciona uma visão detalhada das camadas externas do órgão, como a epiderme.
Permite a observação da organização das células epidérmicas, como a presença de estômatos, tricomas (pelos) e cutícula.
Ajuda a identificar características específicas da epiderme, como a presença de estrias, ceras ou outras estruturas de proteção.
Corte Longitudinal:
O corte longitudinal é feito ao longo do eixo longitudinal da estrutura vegetal.
Permite observar a organização interna dos tecidos ao longo de toda a extensão do órgão.
Mostra a disposição dos tecidos no sentido vertical.
Ajuda a identificar a presença e a localização de estruturas como vasos condutores, feixes vasculares, medula, parênquima e outros tecidos.
É útil para visualizar a distribuição de células especializadas, como células secretoras ou células de reserva, ao longo do órgão.
Cada tipo de corte proporciona informações complementares sobre a estrutura e a organização interna dos tecidos vegetais, permitindo uma compreensão mais completa das características das plantas. A escolha do tipode corte depende do objetivo da observação e da informação específica que se deseja obter.
2. Qual a importância dos cortes histológicos?
Os cortes histológicos desempenham um papel fundamental no estudo da estrutura e função dos tecidos vegetais e animais. Eles são amplamente utilizados em pesquisas científicas, diagnósticos médicos e estudos educacionais. Aqui estão algumas das principais importâncias dos cortes histológicos:
Estudo da morfologia e organização dos tecidos: Os cortes histológicos permitem a visualização detalhada das células, tecidos e órgãos, revelando sua estrutura, forma, organização e relação espacial. Isso é essencial para compreender a morfologia e a arquitetura dos diferentes tecidos em um organismo.
Identificação de características específicas: Os cortes histológicos permitem identificar e caracterizar diferentes tipos celulares, como células epiteliais, musculares, nervosas, vasculares, entre outras. Isso possibilita a identificação de características morfológicas e funcionais exclusivas de cada tipo de célula.
Análise de alterações patológicas: Os cortes histológicos são amplamente usados na patologia para diagnosticar e avaliar doenças. Eles permitem a detecção de alterações morfológicas associadas a patologias, como inflamação, infecção, necrose, tumores e outras condições anormais.
Estudo da função dos tecidos: Os cortes histológicos podem revelar informações sobre a função dos tecidos, como a localização de células secretoras, células de reserva, células responsáveis pela absorção de nutrientes, células envolvidas na condução de sinais elétricos, entre outras funções específicas.
Pesquisa científica: Os cortes histológicos são uma ferramenta essencial na pesquisa científica. Eles permitem investigar processos de desenvolvimento, regeneração, diferenciação celular e interações entre diferentes tecidos. Além disso, eles são usados para estudar a distribuição de moléculas específicas em tecidos, como proteínas, enzimas e substâncias químicas.
Ensino e educação: Os cortes histológicos são amplamente utilizados em sala de aula e laboratórios para ensinar anatomia e histologia. Eles permitem aos estudantes observar e compreender a estrutura e organização dos tecidos e órgãos, facilitando o aprendizado e a compreensão dos sistemas biológicos.
Em resumo, os cortes histológicos desempenham um papel crucial na compreensão da estrutura, função e patologia dos tecidos vegetais e animais. Eles são uma ferramenta fundamental em diversas áreas da ciência, medicina e educação, fornecendo informações detalhadas sobre a estrutura e as características dos tecidos biológicos.
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Disciplina: Farmacognosia
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AULA 1
Roteiro 3
OBJETIVO: Reconhecer tecidos vegetais e aprender técnicas de coloração.
PROCEDIMENTO:
1. Planta Medicinal: Realizar cortes (fininhos) com lâmina tipo “Gillette”, entre dois isopores (como um sanduíche de isopor e recheio de planta), colocando-os em água destilada para separação dos melhores cortes.
2. Separar os cortes escolhidos e descolori-los em hipoclorito de sódio.
3. Após descoloramento, lavar os cortes em água destilada.
4. Colocar os cortes descoloridos em corante apropriado (azul de Astra, Hematoxilina de Delafield, cloreto de zinco, Lugol, Sudam III, Safranina) por aproximadamente 30 segundos.
5. Lavar os cortes em água destilada (exceção quando coloração for com Sudam III).
6. Montar as lâminas na seguinte ordem: lâmina, corte corado, glicerina 50% ou água destilada (2 a 3 gts), lamínula (45º de inclinação).
7. Secar excesso de glicerina ou água com papel de filtro e observar ao microscópio. Obs.:	Sudam III para observação de óleos (essenciais e fixos).
Hematoxilina, cloreto de zinco, safranina e Azul de Astra para tecidos permanentes simples e complexos.
Lugol para amido e tecidos permanentes.
 
· Se houver corte com droga vegetal, deixar hidratando a frio se tecido não rígido, caso tecido rígido, aquecer com água e glicerina até amolecimento da mesma. Mesmo procedimento de descoloração e coloração.
QUESTÕES:
1. Qual a importância do hipoclorito na técnica realizada
O hipoclorito de sódio (NaClO), comumente conhecido como água sanitária, tem várias aplicações na técnica histológica. Sua importância reside principalmente em sua capacidade de desinfecção e descoloração dos tecidos. Aqui estão algumas das principais funções e importâncias do hipoclorito na técnica histológica:
Desinfecção
Descoloração
Preparação de soluções de branqueamento Remoção de resíduos	
2. Quais as cores que os tecidos apresentam e como auxilia na identificação dos tecidos? 
Os tecidos histológicos podem apresentar diferentes cores quando corados com corantes específicos durante a preparação das lâminas histológicas. A coloração histológica é uma técnica importante para melhorar a visualização e identificação dos tecidos. Aqui estão algumas das cores mais comuns que os tecidos podem apresentar e como elas auxiliam na identificação dos diferentes tipos de tecidos:
Cor Azul/Verde:
Tecidos que apresentam coloração azul ou verde podem indicar a presença de ácidos nucleicos, como o DNA e o RNA. Por exemplo, o corante hematoxilina pode corar o núcleo celular em azul, auxiliando na identificação de células e tecidos.
Cor Rosa/Vermelho:
Tecidos corados em tons de rosa ou vermelho geralmente indicam a presença de citoplasma, proteínas e componentes celulares ricos em eosinófilos. O corante eosina é frequentemente usado para corar o citoplasma em rosa ou vermelho, destacando características celulares e estruturas intracelulares.
Cor Roxa/Azul Claro:
Alguns corantes, como o corante de Wright ou o corante azul de toluidina, podem corar tecidos em tons de roxo ou azul claro. Esses corantes são especialmente úteis para identificar tecidos hematopoiéticos, como células sanguíneas, e para visualizar detalhes intracelulares, como grânulos de mastócitos.
Cor Marrom/Escuro:
A presença de pigmentos endógenos, como a melanina, pode conferir uma coloração marrom ou escura aos tecidos. Esses pigmentos podem ser encontrados em tecidos como a pele, cabelo e algumas células especializadas.
	
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Disciplina: Farmacognosia
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AULA 2
Roteiro 1
OBJETIVO: Reconhecer tecidos permanente simples.
PROCEDIMENTO:
1. Planta Medicinal: Realizar cortes (fininhos) com lâmina tipo “Gillette”, entre dois isopores (como um sanduíche de isopor e recheio de planta), colocando-os em água destilada para separação dos melhores cortes.
2. Separar os cortes escolhidos e descolori-los em hipoclorito de sódio.
3. Após descoloramento, lavar os cortes em água destilada.
4. Colocar os cortes descolorados em corante apropriado (azul de Astra, Hematoxilina de Delafield, cloreto de zinco, Lugol, Sudam III, Safranina), por aproximadamente 30 segundos.
5. Lavar os cortes em água destilada (exceção quando coloração for com Sudam III).
6. Montar as lâminas na seguinte ordem: lâmina, corte corado, glicerina 50% ou água destilada (2 a 3 gts), lamínula (45º de inclinação).
7. Secar excesso de glicerina ou água com papel de filtro e observar ao microscópio.
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Obs.:	Sudam III para óleos (essenciais e fixos).
Hematoxilina, cloreto de zinco, safranina e Azul de Astra para tecidos permanentes simples e complexos.
Lugol para amido e tecidos.
· Se houver corte com droga vegetal, deixar hidratando a frio se tecido não rígido, caso tecido rígido, aquecer com água e glicerina até amolecimento da mesma.
 
QUESTÕES:
1. Como estão estruturados os tecidos permanentes simples das folhas?
Os tecidos permanentes simples das folhas são responsáveis por várias funções importantes, como a fotossíntese, a transpiração, aproteção e o armazenamento. Esses tecidos são compostos por três tipos principais: epiderme, parênquima clorofiliano e tecido vascular.
A seguir, descrevo a estrutura e a função de cada um desses tecidos nas folhas:
Epiderme:
A epiderme é a camada mais externa das folhas e é composta por células justapostas.
As células epidérmicas são geralmente achatadas e possuem uma parede celular delgada.
A função principal da epiderme é fornecer proteção contra a perda de água e a entrada de patógenos.
Na superfície da epiderme, podem estar presentes estruturas como estômatos (responsáveis pela troca gasosa), tricomas (pelos) e cutícula (uma camada de cera que reduz a perda de água).
Parênquima Clorofiliano:
O parênquima clorofiliano é o tecido responsável pela fotossíntese nas folhas.
É composto por células parenquimáticas, que possuem parede celular delgada e cloroplastos.
Os cloroplastos contêm clorofila, pigmento necessário para a captura da energia luminosa durante a fotossíntese.
As células parenquimáticas do parênquima clorofiliano estão dispostas de forma a maximizar a área de superfície para a absorção de luz e a troca gasosa.
Tecido Vascular:
O tecido vascular nas folhas é composto por dois tipos de vasos: xilema e floema.
O xilema é responsável pelo transporte de água e nutrientes minerais das raízes até as folhas (condução ascendente).
O floema é responsável pelo transporte de produtos da fotossíntese, como açúcares, das folhas para outras partes da planta (condução descendente).
Os vasos do xilema e do floema estão organizados em feixes vasculares, que podem ser encontrados na região central das folhas, entre o parênquima clorofiliano.
Essa é a estrutura básica dos tecidos permanentes simples das folhas. É importante ressaltar que essa descrição representa uma estrutura geral, mas as características específicas podem variar entre diferentes espécies de plantas e em diferentes partes das folhas.
2. Como podemos diferenciá-los (desenho)?
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Roteiro 2
OBJETIVO: Reconhecer tecidos permanentes complexos.
PROCEDIMENTO:
1. Planta Medicinal: Realizar cortes (fininhos) com lâmina tipo “Gillette”, entre dois isopores (como um sanduíche de isopor e recheio de planta, colocando-os em água destilada para separação dos melhores cortes.
2. Separar os cortes escolhidos e descolori-los em hipoclorito de sódio.
3. Após descoloramento, lavar os cortes em água destilada.
4. Colocar os cortes descolorados em corante apropriado (azul de Astra, Hematoxilina de Delafield, cloreto de zinco, Lugol, Sudam III, Safranina), por aproximadamente 30 segundos.
5. Lavar os cortes em água destilada (exceção quando coloração for com Sudam III).
6. Montar as lâminas na seguinte ordem: lâmina, corte corado, glicerina 50% ou água destilada (2 a 3 gts), lamínula (45º de inclinação).
7. Secar excesso de glicerina ou água com papel de filtro e observar ao microscópio.
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Obs.:	Sudam III para óleos (essenciais e fixos).
Hematoxilina, cloreto de zinco, safranina e Azul de Astra para tecidos permanentes simples e complexos.
Lugol para amido e tecidos.
· Se houver corte com droga vegetal, deixar hidratando a frio se tecido não rígido, caso tecido rígido, aquecer com água e glicerina até amolecimento da mesma.
 
QUESTÕES:
1. Quais os tecidos permanentes complexos visualizados e qual função dos mesmos?
Os tecidos permanentes complexos são compostos por diferentes tipos de células e desempenham funções especializadas nas plantas. Existem três tipos principais de tecidos permanentes complexos: xilema, floema e tecidos de sustentação.
Aqui está uma descrição dos tecidos permanentes complexos e suas funções:
Xilema:
O xilema é responsável pelo transporte de água, nutrientes minerais e substâncias orgânicas não fotossintéticas (como hormônios) das raízes para outras partes da planta, principalmente para as partes aéreas.
É composto por diferentes tipos de células, incluindo traqueídes e elementos de vaso, que formam tubos condutores contínuos.
As traqueídes são células alongadas e mortas, com paredes espessas e lignificadas. Elas permitem o transporte de água por capilaridade.
Os elementos de vaso são células especializadas encontradas em angiospermas. Eles são células mortas, com paredes lignificadas, e formam tubos condutores mais eficientes.
O xilema também desempenha um papel importante na sustentação da planta, pois suas células conferem rigidez e suporte.
Floema:
O floema é responsável pelo transporte de açúcares (principalmente sacarose) e outras substâncias orgânicas produzidas nas folhas, conhecidas como produtos da fotossíntese.
É composto por células especializadas, como células crivadas, células companheiras e células parenquimáticas.
As células crivadas são células vivas e especializadas na condução das substâncias orgânicas. Elas possuem áreas perfuradas chamadas placas crivadas, que permitem o fluxo de líquidos através delas.
As células companheiras estão associadas às células crivadas e desempenham um papel no transporte e no controle das substâncias no floema.
O floema também desempenha um papel importante na comunicação e no transporte de sinais químicos entre diferentes partes da planta.
Tecidos de Sustentação:
Os tecidos de sustentação são responsáveis por fornecer suporte mecânico e estrutural às plantas.
Existem dois tipos principais de tecidos de sustentação: colênquima e esclerênquima.
O colênquima é um tecido vivo que fornece suporte flexível às partes em crescimento da planta. É composto por células alongadas com paredes celulares espessadas.
O esclerênquima é um tecido morto e rígido que fornece suporte estrutural às partes maduras da planta. É composto por células com paredes secundárias espessas e lignificadas, conferindo rigidez e resistência.
Esses tecidos permanentes complexos desempenham funções essenciais para o crescimento, desenvolvimento e sobrevivência das plantas, incluindo transporte de água, nutrientes e substâncias orgânicas, sustentação mecânica e distribuição de sinais químicos. Cada um desses tecidos possui características morfológicas.
2. Qual a localização destes tecidos (desenho)?
Xilema:
O xilema é encontrado geralmente na parte interna do caule e da raiz, formando feixes vasculares.
Nas raízes, o xilema geralmente está localizado no centro, formando um cilindro central.
Nos caules, o xilema é encontrado no centro do caule, em uma área chamada de medula ou em feixes vasculares dispersos.
Nas folhas, o xilema está localizado nas nervuras principais e secundárias, fornecendo suporte e condução de água e nutrientes.
Floema:
O floema geralmente é encontrado na parte externa do caule, ao redor do xilema, formando feixes vasculares.
Nas raízes, o floema está localizado na região externa, próximo à epiderme.
Nos caules, o floema está localizado na região externa, logo abaixo da casca.
Nas folhas, o floema está presente em feixes vasculares encontrados nas nervuras principais e secundárias.
Tecidos de Sustentação:
Os tecidos de sustentação, como o colênquima e o esclerênquima, estão distribuídos por toda a planta, fornecendo suporte e resistência.
O colênquima geralmente é encontrado próximo à epiderme de órgãos jovens, como caules tenros e pecíolos de folhas.
O esclerênquima pode estar localizado tanto nas partes jovens quanto nas partes maduras da planta, fornecendo suporte mecânico adicional.
É importante ressaltar que a localização dos tecidos permanentes complexos pode variar entre diferentes espécies de plantas e também depende do estágio de desenvolvimento da planta.
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Título da Aula: Análise Microscópica de Plantas Medicinais e/ou Drogas Vegetais
	
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Roteiro 3
OBJETIVO: Reconhecer inclusões vegetais (orgânicas e inorgânicas).
PROCEDIMENTO:
1. PlantaMedicinal: Realizar cortes (fininhos) com lâmina tipo “Gillette”, entre dois isopores (como um sanduíche de isopor e recheio de planta), colocando-os em água destilada para separação dos melhores cortes.
2. Separar os cortes escolhidos e descolori-los em hipoclorito de sódio.
3. Após descoloramento, lavar os cortes em água destilada.
4. Colocar os cortes descolorados em corante apropriado (azul de Astra, Hematoxilina de Delafield, cloreto de zinco, Lugol, Sudam III, Safranina), por aproximadamente 30 segundos.
5. Lavar os cortes em água destilada (exceção quando coloração for com Sudam III).
6. Montar as lâminas na seguinte ordem: lâmina, corte corado, glicerina 50% ou água destilada (2 a 3 gts), lamínula (45º de inclinação).
7. Secar excesso de glicerina ou água com papel de filtro e observar ao microscópio.
 (
Servięo
 
Social
)
Obs.:	Sudam III para óleos (essenciais e fixos).
Hematoxilina, cloreto de zinco, safranina e Azul de Astra para tecidos permanentes simples e complexos.
Lugol para amido e tecidos.
· Se houver corte com droga vegetal, deixar hidratando a frio se tecido não rígido, caso tecido rígido, aquecer com água e glicerina até amolecimento da mesma.
QUESTÕES:
1. Quais as inclusões orgânicas observadas?
Existências orgânicas, também conhecidas como inclusões celulares, referem-se a componentes ou substâncias que são encontrados dentro das células vegetais. Essas inclusões podem desempenhar várias funções, como armazenamento de energia, síntese de compostos orgânicos, proteção contra estresse e participação em processos metabólicos. Aqui estão algumas das inclusões orgânicas mais comuns observadas nas células vegetais:
Amido:
O amido é uma inclusão orgânica importante encontrada nas células vegetais.
É uma forma de armazenamento de energia de longo prazo, produzido durante a fotossíntese e armazenado principalmente em plastídeos chamados de amiloplastos.
O amido é formado por cadeias de glicose e pode ser encontrado em forma de grânulos ou grãos de amido.
Proteínas de reserva:
Alguns tecidos vegetais armazenam proteínas de reserva para uso durante a germinação de sementes ou para fornecer nutrientes durante períodos de crescimento ativo.
As proteínas de reserva são armazenadas principalmente em sementes, tubérculos e bulbos.
Exemplos de proteínas de reserva incluem globulinas, albuminas e prolaminas.
Óleos e gorduras:
Óleos e gorduras são inclusões orgânicas encontradas nas células vegetais, principalmente em sementes e frutos.
São uma forma de armazenamento de energia concentrada, fornecendo lipídios que podem ser utilizados durante a germinação das sementes ou para sustentar o crescimento inicial das plântulas.
Os óleos e gorduras vegetais são compostos por triglicerídeos, que são formados por ácidos graxos e glicerol.
Taninos:
Taninos são compostos fenólicos encontrados em várias partes das plantas, como cascas, caules e folhas.
São inclusões orgânicas responsáveis por conferir cor e sabor amargo a algumas plantas.
Os taninos podem desempenhar um papel na defesa contra herbívoros e proteção contra patógenos.
Cristais:
Alguns tipos de células vegetais podem conter cristais de diferentes substâncias, como oxalato de cálcio.
Esses cristais podem ter formas e tamanhos variados e são observados em células especializadas, como células de esclerênquima.
Essas inclusões orgânicas são apenas alguns exemplos, e a presença delas varia entre diferentes espécies vegetais e tecidos. A observação e identificação dessas inclusões podem ser realizadas por meio de técnicas de microscopia e análise bioquímica.
2. Quais as inclusões inorgânicas observadas?
As inclusões inorgânicas são componentes não vivos encontrados nas células vegetais. Essas inclusões desempenham diferentes funções e podem estar presentes em vários tecidos e estruturas das plantas. Aqui estão algumas das inclusões inorgânicas mais comuns observadas nas células vegetais:
Cristais de oxalato de cálcio:
Os cristais de oxalato de cálcio são inclusões inorgânicas amplamente encontradas nas células vegetais.
Eles podem ocorrer em diferentes formas, como drusas (agrupamentos de cristais) ou rafides (agulhas alongadas).
Os cristais de oxalato de cálcio podem ser encontrados em várias partes das plantas, incluindo folhas, caules, raízes e frutos.
A função desses cristais ainda não está completamente esclarecida, mas eles podem estar envolvidos na defesa contra herbívoros, na regulação do equilíbrio iônico e no armazenamento de íons de cálcio.
Sílica:
Alguns tecidos vegetais podem acumular sílica (dióxido de silício), especialmente em plantas adaptadas a ambientes com altos níveis de estresse, como gramíneas e bambus.
A sílica pode se depositar nas paredes celulares, formando estruturas conhecidas como corpos de sílica.
Essa inclusão inorgânica confere rigidez e resistência às células, auxiliando na proteção contra herbivoria e patógenos.
Cristais de carbonato de cálcio:
Os cristais de carbonato de cálcio também podem ser encontrados em algumas células vegetais.
Eles podem estar presentes em forma de pequenos cristais ou aglomerados.
Esses cristais podem ser encontrados em diferentes partes das plantas, como folhas, caules e raízes.
A função exata desses cristais ainda não é totalmente compreendida, mas eles podem estar envolvidos na regulação do equilíbrio iônico e no armazenamento de íons de cálcio.
Sílica fitólitos:
Os fitólitos são inclusões inorgânicas na forma de pequenos corpos cristalinos presentes nas células vegetais.
Eles são compostos principalmente de sílica, mas sua forma, tamanho e composição mineral podem variar entre diferentes plantas.
Os fitólitos podem estar presentes em diferentes partes das plantas, como folhas, caules e frutos.
Essas inclusões inorgânicas podem fornecer suporte estrutural, auxiliar na defesa contra herbivoria e desempenhar um papel na regulação do balanço hídrico.
 (
Manual
 
de
 
Estágio
)
Essas são algumas das inclusões inorgânicas observadas nas células vegetais. Suas formas, tamanhos e funções específicas podem variar entre diferentes espécies vegetais e também em resposta a fatores ambientais.
	
Instituto de Ciências da Saúde
	
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Análise de Droga Vegetal
	
AULA 3
Roteiro 1
OBJETIVO: Verificar a pureza de Droga Vegetal.
PROCEDIMENTO:
1. Pesar 10 g (se raiz, caule ou folha) ou 5 g (se flor) da droga vegetal que o aluno trouxe, podendo ser chá em saquinho, droga vegetal vendida solta ou embalada (10 g).
2. Espalhar sobre um papel branco a amostra e verificar a presença de substâncias orgânicas estranhas a olho nu (pelos, insetos, estruturas não definidas), e se há outras partes da droga sem uso terapêutico misturadas.
3. Com auxílio de uma pinça, separar todo o material orgânico estranho e partes da droga sem uso terapêutico e pesar.
4. Calcular a porcentagem de matéria orgânica estranha e comparar com a monografia correspondente à planta na farmacopeia brasileira.
5. Observar as características macroscópicas e organolépticas da droga: anotar e com- parar com a Farmacopeia Brasileira ou literatura especializada.
QUESTÕES:
1. Qual a porcentagem de impurezas encontrada?
A porcentagem de impurezas encontrada em uma substância ou material vegetal pode variar amplamente dependendo da especificação farmacopeica e do método de análise utilizado. As impurezas podem incluir substâncias estranhas, como resíduos de solventes, metais pesados, microrganismos, toxinas, contaminantes ambientais, entre outros.
2. Quais foram os tipos de impurezas encontradas?
A presença e os tipos de impurezas em substâncias vegetais podem variar amplamente, dependendo da planta em questão, das condições de cultivo, do processamento e armazenamento, entre outros fatores. Além disso, a natureza e a quantidade de impurezas podem depender da aplicação específica da substância vegetal, como seu uso em produtos farmacêuticos, cosméticos, alimentos ou outras aplicações industriais.
	Materiais (aulas de 1 e 2)
	Quantidade
	Balança técnica
	2 *
	Pinça
	1Papel de pesagem
	2
	Lâminas tipo Gillette
	2
	Vidro de relógio ou placa de Petri
	4
	Pincel ou agulha ou estilete fino
	2
	Microscópio
	1
	Papel de Filtro
	4
	Lâminas de vidro para microscopia
	8
	Lamínulas para microscopia
	8
	Béquer 100 mL
	1
	Manta de aquecimento
	4*
	Balança analítica
	1
	Água destilada
	500 mL
	Hematoxilina de Delafield
	50 mL
	Sudam III
	50 mL
	Azul de Astra
	50 mL
	Hipoclorito de sódio 50%
	100 mL
	Glicerina 50%
	100 mL
	Ácido clorídrico 20%
	10 mL
	
	
	Plantas ou drogas vegetais ou amidos (diversos)
	
Observações:* = por classe, os outros por grupo, todos os reativos devem estar com pipetas Pasteur.
 (
Manual
 
de
 
Estágio
)
	
Instituto de Ciências da Saúde
	Disciplina: Farmacognosia Título da Aula: Cromatografia em
Camada Delgada de Óleos Essenciais
	
AULA 3
Roteiro 2
OBJETIVO: Separação e identificação das principais substâncias presentes em óleos essenciais.
PROCEDIMENTO:
1. Pesar 1 g de droga vegetal e triturar em almofariz de vidro. Adicionar 1 mL de etanol 96º, e, se necessário, adicionar aos poucos mais etanol para que se tenha uma pequena solução extrativa.
2. Utilizar uma placa de vidro com Sílica gel G como absorvente ou Cromatofolha.
3. Ativar a placa por 1 hora a 105 .
4. A cerca de 1,0 cm de distância de uma das bordas (ponto de partida), aplicar a amostra (solução extrativa) com óleo essencial, e uma amostra de óleo essencial puro diluída previamente a 1% em álcool etílico, com o auxílio de capilares: fazer 1 toque, esperar secar e fazer o 2º toque, num total de 10 toques.
5. Deixar espaço de cerca 1 cm entre uma amostra e outra.
6. Ao lado do toque de óleo essencial, fazer 3 toques do padrão correspondente.
7. A cm do ponto de partida, interromper a camada de sílica com uma régua e a
ponta de uma lapiseira (ponto de chegada).
8. Após o ponto de chegada, marcar quais amostras e padrões foram utilizados na al- tura de cada spot (toques).
 (
Servięo
 
Social
)
9. Colocar a placa cromatográfica na cuba de vidro saturada com a fase móvel e espe- rar correr.
10. Quando atingir o ponto de chegada, retirar a placa e deixar secar ao ar.
11. Revelar o cromatograma com revelador sulfovanílico (revelador + estufa 105 ºC por 5 minutos) e medir a distância percorrida pelas manchas, anotando sua coloração.
12. Calcular o Rf de cada amostra e de cada padrão.
Comparar os resultados e concluir a composição de cada amostra utilizada, ou se a amostra possui óleos essenciais.
FASE MÓVEL: preparar 100 mL da seguinte solução: acetato de etila: tolueno (7:93). ou acetato de etila: hexano (10:90)
REVELADOR:	sol. I - vanilina etanólica 1%
Sol. II - ácido sulfúrico etanólico a 10% (misturar 10 ml de cada solução )
	Materiais
	Quantidade
	Balança técnica
	2 *
	Óleo de Cravo da índia ou canela e óleo de menta
	20 mL *
	Espátula
	1
	Pipeta 5 ou 10 mL
	4
	Grau e Pistilo
	1
	Capilares
	1
	Placa de sílica gel G254 (7x5)
	1
	Régua
	1
	Cuba de cromatografia pequena ou béquer 250 mL com tampa
	1
	Borrifador de vidro*
	1*
	
	
	Estufa a 105 ºC
	1*
	Acetato de Etila
	100 mL*
	Tolueno
	100 mL
	Ácido sulfúrico 10%
	100 mL*
	Vanilina 2%
	100 mL*
	Álcool 96
	300 mL*
	
	
	
	
	
	
	
	
Observações:* = por classe, os outros por grupo, todos os reativos devem estar com pipetas Pasteur.
 (
Servięo
 
Social
)
	
Instituto de Ciências da Saúde
	
Disciplina: Farmacognosia Título da Aula: Preparo de Tinturas
	
AULA 3
Roteiro 3
OBJETIVO: obtenção de tinturas a partir de drogas vegetais pelo método de maceração.
PROCEDIMENTO:
· Tintura de camomila ou barbatimão ou hamamelis ou calêndula ou jaborandi.
· Droga vegetal em pó 10 g
· Líquido extrator (propilenoglicol ou glicerina 50%, álcool 30% e água 25%) qsp para 50 mL.
1. Num erlemmeyer ou béquer de 250 mL, colocar a droga pesada corretamente.
2. Adicionar o líquido extrator aos poucos e agitar bem até que toda a droga esteja bem umedecida.
3. Agitar por cerca de 10 minutos.
4. Etiquetar o frasco e deixar em lugar abrigado da luz até a próxima aula.
5. Filtrar por algodão para uma proveta de 50 ml.
6. Completar o volume, se necessário, fazendo passar o líquido extrator pelo resíduo do funil, até completar o volume final (50 mL).
7. Acondicionar em vidro âmbar e etiquetar devidamente.
QUESTÕES:
1. Quais as concentrações que podemos fazer uma tintura?
A concentração de uma tintura pode variar dependendo da planta ou substância utilizada, bem como da finalidade da tintura. Geralmente, as tinturas são preparadas utilizando uma proporção específica de planta ou substância para o solvente. Essa proporção pode ser expressa de diferentes formas, como partes por volume (PPV), partes por peso (PPW) ou uma relação específica.
2. Quais os solventes utilizados quando temos uma formulação para uso oral e outra para uso tópico?
Para formulações de uso oral, os solventes mais comumente utilizados são aqueles que são seguros para ingestão e são capazes de dissolver eficientemente os ingredientes ativos da formulação. Alguns dos solventes mais utilizados para formulações de uso oral incluem:
Água: A água é um solvente seguro e amplamente utilizado em formulações orais. Ela pode ser usada como veículo principal ou como co-solvente em combinação com outros solventes.
Álcool etílico (etanol): O álcool etílico é frequentemente utilizado como solvente em formulações orais devido à sua capacidade de dissolver uma ampla variedade de compostos. É comumente utilizado em tinturas, elixires e xaropes.
Propilenoglicol: O propilenoglicol é um solvente comumente usado em formulações orais devido à sua capacidade de dissolver substâncias hidrofílicas e lipofílicas. Ele é frequentemente utilizado em soluções orais, suspensões e xaropes.
Glicerina: A glicerina é um solvente viscoso que é frequentemente utilizado em formulações orais, especialmente em xaropes e soluções orais, devido às suas propriedades hidratantes e adoçantes..
 (
Servięo
 
Social
)
	
Instituto de Ciências da Saúde
	
Disciplina: Farmacognosia Título da Aula: Preparo de Extrato
	
AULA 4
Roteiro 1
OBJETIVOS: obtenção de extrato fluido a partir de drogas vegetais pelo método da percolação.
PROCEDIMENTO: percolação pelo processo A (farmacopeia Brasileira, 2a ed.) Extrato Fluido de (camomila ou barbatimão ou hamamelis ou arnica)
Droga vegetal pó	10 g
álcool 70% ----------------------------- qs para obter	10 ml
1. Após pesar a droga, colocá-la em um béquer.
2. Umedecer a droga com uma pequena quantidade do líquido extrator e deixar em repouso por 15 minutos.
3. Preparar o funil de separação (como um percolador) da seguinte maneira: uma ca- mada de algodão e a droga previamente umedecida.
4. Sobre a droga umedecida, colocar papel de filtro e bolinhas de gude (ou cacos de porcelana).
5. Adicionar o líquido extrator, aos poucos, com a torneira do “percolador” aberta.
6. Quando cair a 1a gota do percolado, fechar a torneira do aparelho (funil de separa- ção) e adicionar o restante do solvente de modo que fique uns 2 cm acima do pó.
 (
Manual
 
de
 
Estágio
)
7. Deixar em repouso até a próxima aula, colocando um béquer embaixo da torneira do percolador.
8. Etiquetar o aparelho.
9. Abrir a torneira e deixar escoar os primeiros 8,5 mL do percolado numa proveta.
10. Reservar a proveta com o percolado e colocar um béquer sob o percolador.
11. Deixar escoar o restante do percolado.
12. Adicionar mais líquido extrator no aparelho e recolher o percolado até que este saia mais claro (esgotamento).
13. Evaporar a 2a parte do percolado em chapa aquecedora até obter os 1,5 mL restantes.
14. Misturar as duas partes do percolado e acondicionar em frasco âmbar devidamente etiquetado.
QUESTÕES:
1. Qual a diferença em relação à concentração entre tintura e extrato?
A diferença em relação à concentração entre tinturas e extratos vegetais está relacionada à proporção de planta (matéria-prima) para o solvente utilizado na preparação.
Tintura: Uma tintura é uma forma líquida concentrada de uma planta ou substânciaativa obtida por maceração ou percolação da planta em um solvente, como álcool (etanol) ou glicerina. A concentração de uma tintura é geralmente expressa como uma proporção entre a quantidade de planta e a quantidade de solvente. Por exemplo, uma tintura 1:5 significa que uma parte da planta é macerada em cinco partes de solvente. Essa proporção determina a concentração da tintura, ou seja, a quantidade de princípios ativos presentes na solução final.
Extrato: Um extrato é uma forma mais concentrada de um composto ou princípios ativos da planta. O processo de extração envolve a separação dos componentes desejados da planta por meio de solventes adequados, como água, álcool ou misturas de solventes. Os extratos podem ser obtidos por diferentes métodos, como extração por solvente, destilação, extração com fluidos supercríticos, entre outros. A concentração de um extrato é geralmente indicada como uma porcentagem de massa de compostos ativos em relação à massa total do extrato. Por exemplo, um extrato pode ser rotulado como "10:1", indicando que é dez vezes mais concentrado em relação à planta original.
Em resumo, enquanto as tinturas são preparadas a partir da maceração ou percolação da planta em um solvente, comumente álcool ou glicerina, as concentrações são expressas como uma proporção planta:solvente. Já os extratos são obtenções mais concentradas de compostos ativos, separados da planta por meio de solventes adequados, e as concentrações são expressas como uma porcentagem da massa de compostos ativos em relação à massa total do extrato.
2. Com relação ao método de extração do extrato, por que a percolação é o melhor?
A percolação é um método de extração utilizado para obter extratos vegetais e é considerado eficiente por várias razões:
Maior contato entre a planta e o solvente: Na percolação, a planta é colocada em um recipiente poroso, como um funil ou um extrator de Soxhlet, e o solvente é percolado por meio dela. Esse método permite um contato mais íntimo entre a planta e o solvente, o que facilita a extração dos compostos desejados.
Fluxo contínuo de solvente: Durante a percolação, o solvente é continuamente adicionado e escoado através da planta, garantindo um fluxo constante. Isso ajuda a evitar a saturação do solvente e aumenta a eficiência da extração, pois permite a renovação constante do solvente em contato com a planta.
Controle da taxa de extração: Com a percolação, é possível controlar a taxa de extração ajustando a velocidade do fluxo do solvente. Isso permite otimizar a extração dos compostos ativos, obtendo um extrato com maior concentração e pureza.
Possibilidade de extração seletiva: Com a percolação, é possível fazer extrações seletivas, variando o tipo de solvente utilizado em diferentes estágios da extração. Isso permite a obtenção de extratos com diferentes composições e propriedades, conforme desejado.
No entanto, é importante ressaltar que o método de extração mais adequado pode variar dependendo da planta, dos compostos desejados, das propriedades físico-químicas dos componentes ativos e de outros fatores. Outros métodos de extração, como a maceração, a destilação ou a extração por solvente em refluxo, também podem ser utilizados em diferentes situações, levando em consideração as características específicas da planta e dos compostos a serem extraídos.
 (
Servięo
 
Social
)
	Materiais
	Quantidade
	Balança técnica
	2 *
	Droga vegetal: camomila ou arnica ou hamamélis ou barbatimão
	200 g *
	Espátula
	1
	Béquer 250
	3
	Bolinhas de gude pequenas
	4
	Manta de aquecimento
	1
	Proveta 50 ou 100 mL
	1
	Funil de vidro
	2
	Gaze
	5
	Papel de filtro (médio)
	4
	Algodão
	porção
	Bastão de vidro
	2
	Suporte universal
	1
	Argolas
	2
	Pipeta 5 ou 10 mL
	4
	Proveta 10 mL
	1
	Erlenmeyer 250 mL com tampa
	1
	Funil de separação
	Qualquer volume
	
	
	Propilenoglicol
	2 L*
	Álcool 70%
	2 L*
	Água destilada
	1 L*
	Frascos de vidro âmbar 1000 mL
	2*
Observações:* = por classe, os outros por grupo, todos os reativos devem estar com pipetas de 2 Ml.
 (
Manual
 
de
 
Estágio
)
	
Instituto de Ciências da Saúde
	
Disciplina: Farmacognosia Título da Aula: Hidrólise de Amido
	
AULA 4
Roteiro 2
OBJETIVO: Verificar a hidrólise do amido.
PROCEDIMENTO:
1. Em um erlenmeyer, preparar 200 ml de uma suspensão aquosa a 1% de amido.
2. A uma amostra de 2,0 ml, retirada da suspensão, pingar 1 ou 2 gotas de solução de Lugol a 50% em água. Observar a coloração obtida.
3. Adicionar ao erlenmeyer 10 ml de uma solução aquosa de ácido clorídrico a 20%.
4. Levar à ebulição e manter a fervura branda durante todo o procedimento, anotar como tempo zero o início da fervura.
5. Retirar alíquotas de 2,0 ml e colocar em tubo de ensaio a cada 5 minutos.
6. Deixar esfriar as alíquotas e colocar 1 ou 2 gotas de solução de Lugol 50%.
7. Anotar os resultados e indicar o tempo necessário para hidrolisar totalmente o ami- do, nas condições ensaiadas.
QUESTÕES:
1. Qual o mecanismo que explica coloração do iodo com o amido?
A coloração do iodo com o amido está relacionada a um complexo de inclusão formado entre as moléculas de amido e o iodo molecular (I2). O iodo é um composto volátil e sublimável que forma cristais de cor violeta-escura.
Quando o iodo entra em contato com o amido em solução aquosa ou na presença de umidade, ocorre a formação do complexo de inclusão. O amido possui uma estrutura composta por duas formas principais: amilose e amilopectina. A amilose é uma cadeia linear de glicose, enquanto a amilopectina é uma cadeia ramificada. Ambas possuem sítios nos quais o iodo pode se ligar.
O iodo forma ligações de hidrogênio com as cadeias de glicose no amido, resultando na inserção do iodo entre as cadeias de amilose e amilopectina. Essa interação entre o iodo e o amido causa uma mudança na estrutura eletrônica do iodo, resultando em uma absorção de luz visível específica na faixa de 550-600 nanômetros.
Essa absorção de luz específica dá origem à coloração azul-escura característica observada quando o iodo entra em contato com o amido. Quanto maior a quantidade de amido presente, mais intenso será o tom azul da coloração.
É importante destacar que a coloração do iodo com o amido é um teste qualitativo amplamente utilizado para identificar a presença de amido em diversas aplicações, como análises laboratoriais, experimentos químicos e em campos como a biologia e a culinária.
2. A celulose teria o mesmo comportamento do amido? Discuta sua observação.
 (
Servięo
 
Social
)
Não, a celulose não apresenta o mesmo comportamento de formação de complexo de inclusão com o iodo como o amido. Embora a celulose e o amido sejam ambos polissacarídeos compostos por unidades de glicose, suas estruturas químicas são diferentes, o que resulta em propriedades e comportamentos distintos.
	Materiais
	Quantidade
	Balança técnica
	2 *
	Droga derivada vegetal: amido
	200 g *
	Espátula
	1
	Erlenmeyer 250
	2
	Proveta 50 ou 100 mL
	1
	Funil de vidro
	2
	Pêra de borracha
	1
	Bastão de vidro
	2
	Suporte universal
	1
	Argolas
	2
	Pipeta 5 ou 10 mL
	4
	Tubo de ensaio
	10
	Suporte para tubo
	1
	Bico de Bunsen/ tela de amianto
	1
	
	
	Ácido clorídrico 20%
	100 mL*
	Lugol
	100 mL*
	Água destilada
	2000 mL*
	
	*
Observações:* = por classe, os outros por grupo, todos os reativos devem estar com pipetas de 2 mL __________
 (
Manual
 
de
 
Estágio
)
	
Instituto de Ciências da Saúde
	
Disciplina: Farmacognosia
Título da Aula: Identificação Química de Taninos
	
AULA 4
Roteiro 3
OBJETIVO: Identificar a presença de taninos em drogas de origem vegetal.
PROCEDIMENTO:
Droga vegetal: (barbatimão ou hamamelis)
1. Pesar 1 g da droga e transferir para um béquer.
2. Adicionar 30 mL de água destilada.
3. Ferver por 1 minuto.
4. Filtrar por algodão para um béquer, deixando o resíduo no béquer inicial.
5. Repetir a extração acrescentando mais 20 mL de água no béquer.
6. Filtrar juntando os filtrados.
7. Colocar 2 mL do filtrado em 6 tubos de ensaio.
8. Executar as reações de identificação.tubo 1 - adicionar 4 gotas de solução de gelatina a 2%.
tubo 2 - adicionar 4 gotas de solução de sulfato de quinina a 1% (ou solução de outro alcaloide).
tubo 3 - adicionar 2 gotas de solução de acetato básico de chumbo a 10%. tubo 4 - adicionar 2 gotas de solução de acetato de cobre a 5%.
 (
Servięo
 
Social
)
tubo 5 - adicionar 2 gotas de cloreto férrico a 2%. tubo 6 - branco.
· Observar e anotar os resultados obtidos.
Taninos condensados:
1. Pegar 3 mL da solução de tanino (filtrado) e colocar em béquer, juntamente com um pedaço de palito.
2. Ferver até secagem da solução de tanino (não queimar).
3. Pingar uma gota de HCl conc. sobre o palito e verificar formação de coloração ver- melha indicativa de taninos condensados.
QUESTÕES:
1. Qual a explicação para a formação dos precipitados?
A formação de precipitados ocorre quando ocorre a reação química entre duas ou mais substâncias em solução, resultando na formação de um sólido insolúvel, chamado de precipitado. Essa reação é conhecida como precipitação.
2. Qual é o mecanismo envolvido para o desenvolvimento da coloração avermelhada quando realizada a reação com HCl concentrado?
A coloração avermelhada que ocorre quando é realizada a reação com ácido clorídrico (HCl) concentrado está relacionada à presença de compostos fenólicos nas amostras.
Os compostos fenólicos são um grupo de compostos químicos amplamente distribuídos na natureza, encontrados em plantas e em diversos produtos naturais, como frutas, vegetais, chás e vinhos. Eles possuem uma estrutura química que inclui um ou mais anéis aromáticos com grupos hidroxila (-OH) ligados a eles.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.
ABREU MATOS, F.J.; SOUSA, M. P. et al. Constituintes Químicos Ativos de Plantas Medicinais Brasileiras. E.U.F.C., 1991.
BRUNETON, JEAN. Pharmacognosie, Phitochini e Plantas Medicinales. 2 ed. Tec. Doc.
Paris. Última edição.
COSTA, A. F. Farmacognosia, 3 volumes. Fundação Calouste Gulbenkian. Lisboa, última edição.
DI STASI, Luiz Cláudio. Plantas Medicinais: Arte e Ciência – Um guia de estudo interdisciplinar. Luiz Cláudio Di Stasi organizador. São Paulo. Vunesp, 1996.
EVANS, W.C. Trease and Evans Pharmacognosy. 13 ed. Bailiére Tindall. London, última edição.
FARMACOPEIA DOS ESTADOS UNIDOS DO BRASIL. 1 ed. até a 6a edição.
OLIVEIRA, F.; AKISSUE, G. Fundamentos de Farmacobotânica. Livraria Atheneu Editora, Rio de Janeiro – São Paulo, última edição.
SIMÕES, C. M. O. et al. (Org.) Farmacognosia: da Planta ao Medicamento. Editora da UFSC/UFRGS, 2004.
TYLER, E.V., SPEEDLE, K.M., ROBBERS, E. J. Farmacognosia e Farmacobiotecnologia.
Editorial Premier, 1997.