Parasitologia

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UNIP- UNIVERSIDADE PAULISTA
Parasitologia Clínica
THAINARA GRAZIELLE DE SOUSA- RA 2139373
RELATORIO DE AULAS PRÁTICAS
Parasitologia Clínica
SÃO JOSÉ DOS CAMPOS
Outubro de 2023
THAINARA GRAZIELLE DE SOUSA- 2139373
RELATORIO DE AULAS PRÁTICAS
Parasitologia Clínica
Relatório de aulas práticas da matéria de Parasitologia Clínica ministradas nos dias 16 de setembro e 07 de outubro de 2023 no Polo Limoeiro-Dutra em São José dos Campos.
Docente: Ricardo Bovino
SÃO JOSÉ DOS CAMPOS
Outubro de 2023
Sumário
1.	Atividade Obrigatória	5
2. Desenvolvimento do Relatório	9
2.1 Exame Coprológico Funcional	9
2.1.1 Objetivo	9
2.1.2 materiais utilizados e processo	9
2.1.3 conclusão	10
2.2 Exame Coproparasitológico para Pesquisa de Protozoários (Sheater ou Faust)	11
2.2.1 objetivo	11
2.2.2 materiais utilizados e processo	11
2.2.3 Conclusão	13
2.3 Identificação de Lâmina de Protozoários, Helmintos e Artrópodes.	13
2.3.1 Objetivo	13
2.3.2 Material utilizado e processo	14
2.3.3 Conclusão	14
2.4 Exame Coproparasitológico para pesquisa de Helmintos (Willis)	16
2.4.1 Objetivo	16
2.4.2 Material utilizado e processo	16
2.4.3 Conclusão	17
2.5 Exame Coproparasitologico direto a fresco	18
2.5.1 Objetivo	18
2.5.2 Material utilizado e processo	18
2.5.3 Conclusão	19
2.6 Exame Coproparasitológico para pesquisa de Helmintos (Hoffman)	20
2.6.1 Objetivo	20
2.6.2 Material utilizado e processo	20
2.6.3 Conclusão	21
1. Atividade Obrigatória
2. Desenvolvimento do Relatório 
2.1 Exame Coprológico Funcional
O exame coprológico desempenha um papel crucial para a avaliação gastrointestinal, fornecendo informações valiosas sobre o trato digestivo e outras condições relacionadas como por exemplo o diagnóstico de infecções intestinais, avaliação da função pancreática, identificação de parasitas intestinais, detecção de sangramento gastrointestinal etc.
Ao fornecer informações sobre a presença de patógenos, característico das fezes, presença de sangue e outros marcadores, o exame coprológico tema função de identificação e manejo de várias condições intestinais. A interpretação desse resultado é feita em conjunto com o histórico clínico do paciente para se ter um diagnóstico preciso e orientar o tratamento adequado.
2.1.1 Objetivo
Aprender a reconhecer os principais elementos advindos de alimentação.
2.1.2 materiais utilizados e processo
-Copos descartáveis
-Coador tamis
-Palitos de madeira
-Lâmina e lamínula
-Fezes
-Lugol
-Tubo Falcon
Com o palito de madeiro foi pego um 1g de fezes e homogeneizado com 10ml água em um copo de plástico, depois de homogeneizar bem foi coado com o tamis e transferido para outro copo. Em seguida foi colocado em suspensão no tubo Falcon e levado para a centrifuga por 1min.
Após a centrifugação foi pega com a pipeta Pasteur o sedimento e colocado na lâmina com uma gota de lugol e colocado a lamínula por cima.
2.1.3 conclusão
Imagem 1- Cristal de caroteno
Imagem 2- fibra muscular em digestão e fibra muscular em digestão avançada.
2.2 Exame Coproparasitológico para Pesquisa de Protozoários (Sheater ou Faust)
É um exame que busca identificar parasitas nas fezes, incluindo protozoários.
Os dois metadoso mais comuns são o Sheater e o Faust.
Método Sheater: baseia-se na concentração de cistos e oocistos de protozoários presentes nas fezes. O procedimento é pegar as fezes e misturar com uma solução densa que no caso será Sheather, para criar um gradiente de densidade. Isso vai fazer com que os parasitas fiquem suspensos em diferentes camadas, facilitando a observação no microscópio.
Método de Faust: também é uma técnica de concentração que utiliza formol-éter para isolar e concentrar os parasitas presentes. O processo do procedimento é o mesmo do método de Sheater, entretanto, o formol preserva os parasitas, enquanto o éter separa as partículas mais leves. O sedimento resultado é examinado microscopicamente para a detecção do parasita.
2.2.1 objetivo
Aprender a técnica de Faust e Sheater e identificar se possui ou não parasita.
2.2.2 materiais utilizados e processo
Para a técnica de Sheater
-Solução B
-Fezes
-Tamis
-Tubo Falcon
-Alça bacteriológica
-Lâmina e lamínula
-Palito de madeira
Foi pego com o palito um 1g de fezes e homogeneizado com 11ml de solução B, após isso foi coado dentro de outro copo com o auxílio do tamis e colocado dentro do tubo Falcon para centrifugar por 10min. Depois de 10 min foi pego a flutuação com o auxílio da alça bacteriológica e colocado sobre a lâmina e levado para o microscópio.
Para a técnica de Faust
-Fezes
-água
-Copo plástico
-tamis
-Tubo Falcon
-Sulfato de zinco
-Alça bacteriológica
-Lugol
Com o auxílio de um palito foi pego 1g de fezes e homogeneizado com 10ml de água, em seguida foi coado para outro copo e transferido para o tubo Falcon por 1min. Passados os 1min foi descantado o sobrenadante e acrescentado 10ml de sulfato de zinco e ficou mais 1min na centrifuga. Passados os 1min foi deixado em repouso por mais 5min. Com a alça bacteriológica foi coletado o sobrenadante e inserido sobre a lâmina e corado com uma gota de lugol e feito a visualização no microscópio.
2.2.3 Conclusão
Não foi encontrado nenhum parasita nas fezes examinadas.
2.3 Identificação de Lâmina de Protozoários, Helmintos e Artrópodes.
São organismos distintos, mas que podem causar infecções em seres humanos.
Protozoários: são organismos unicelulares geralmente microscópicos, pertencentes ao reino protista. A característica deles é que são moveis e podem ter diferentes formas durante o seu ciclo de vida. Eles podem ser um plasmodium (causador da malária), uma giárdia lamblia (responsável por giardíase), entamoeba histolytica (causadora da amebíase).
Helmintos: são vermes parasitas multicelulares que podem ser divididos em dois grupos principais (nematoides (vermes cilíndricos) e platelmintos (vermes achatados)). Sua característica é uma variedade de infecções, dependendo da espécie sendo transmitidos pela água infectada ou alimentos contaminados. Exemplo disso é a áscaris lumbricoides (lombriga) ou a taenia solium (solitária) e a schistosoma spp (esquistossomose).
Artrópode: são animais invertebrados com exoesqueleto quitinoso e apêndices articulares como insetos, aracnídeos, crustáceos e miriápodes. A característica é que alguns artrópodes atuam como vetor de doenças, transmitindo agentes patológicos de uma pessoa para a outra e alguns podem causar infestações diretas. Exemplo é o mosquito da dengue e da malária, carrapatos (doença de Lyme) ou piolho (pediculose)
2.3.1 Objetivo
Observar a estrutura e a diferença entre os organismos.
2.3.2 Material utilizado e processo 
Lâminas prontas.
2.3.3 Conclusão
Imagem 3 e 4- mosquito da malária
Imagem 5 e 6- carrapato e piolho
Imagem 7 e 8- S. Mansoni e áscaris
Imagem 9 e 10- Tênia Piriforme
Imagem 11 e 12- Tripanossoma cruzi e entamoeba hystolitica.
2.4 Exame Coproparasitológico para pesquisa de Helmintos (Willis)
A técnica de Willis também conhecida como técnica de sedimentação espontânea ou sedimentação rápida, é um procedimento laboratorial utilizado para a pesquisa de ovos de helmintos nas fezes. Ela é uma abordagem simples e rápida que permite a visualização de ovos nas fezes, é especialmente útil para ovos mais densos, que tendem a sedimentar mais rápido. Entretanto essa técnica pode não ser tão sensível para todos os tipos de parasita.
2.4.1 Objetivo
Aprender a técnica de Willis e identificar se possui ovos de helmintos.
2.4.2 Material utilizado e processo
-Solução hiper saturada de cloreto de sódio
-Copos descartáveis
-Coador tamis
-Palitos de madeira
-Borel
-Placa de petri
-Lâmina e lamínula
-Fezes
Com o palito foi pego um pouco das fezes e homogeneizado com 40ml de solução saturada de NaCl, em seguida foi coado com o tamis para outro copo descartável. Sobre a placa de petri vai preencher o borel com a suspensão das fezes coada até formar um menisco convexo e colocar a lâmina sobre o menisco e deixar em repouso por 15min. Passados os 15min retirar com cuidado a lâmina e levar para visualização no microscópio.
Imagem 13-lâmina já sobre o borel
2.4.3 Conclusão
A amostra utilizada estava contaminada com fungos.
Imagem 14- amostra de fezes contaminada com fungo.
2.5 Exame Coproparasitologico direto a fresco
Esse exame é útil para a identificação imediata de parasitas moveis e formas parasitarias que podem ser facilmente reconhecidas ao microscópio. No entanto, esse método tem limitações em termos de sensibilidade, especialmente para parasitas que não são facilmente visíveis a olho nu.
Em muitos casos, esse exame direto pode ser complementado por outras técnicas mais sensíveis, como Willis ou Faust, que ajuda a aumentar a chance de detecção de parasitas, especialmente em amostras com uma carga parasitaria baixa.
2.5.1 Objetivo
Identificar trofozoítos, cistos e oocistos de protozoários de ovos e larvas de helmintos.
2.5.2 Material utilizado e processo
-Fezes
-Lâmina e lamínula
-Pipeta Pasteur
-Solução salina a 0,85%
-Palito de madeira
Sobre a lâmina foi colocado 3 gotas de salina 0,85%. Em seguida com a ponto do palito foi colocado sobre vários pontos das fezes e transferido uma pequena porção para a lâmina e misturando e espalhando junto com a solução e colocado a lamínula sobre a amostra para a visualização no microscópio.
imagem 15- lâmina pronta para a visualização já contendo as fezes e a solução NaCl
2.5.3 Conclusão
Imagem 16- presença se muitos amidos
2.6 Exame Coproparasitológico para pesquisa de Helmintos (Hoffman)
Essa técnica é muito útil para detectar ovos de helmintos intestinais, como áscaris lumbricoides, trichuris trichiura e ancilostomideos. Essa técnica permite a uma estimativa quantitativa de carga parasitaria, facilitando a avaliação da intensidade da infestação. Isso é crucial para orientar o tratamento e monitorar a eficácia do tratamento ao longo do tempo.
2.6.1 Objetivo
Fazer a técnica de Hoffman para fazer pesquisa de ovos “pesados” de helmintos.
2.6.2 Material utilizado e processo
-água
-Copos descartáveis
-Coador tamis
-Palito de madeira
-Cálice de sedimentação
-Pipeta Pasteur
-Lâmina e lamínula
-Fezes
-Lugol
Pegar de 5 a 10g de fezes e homogeneizar em 250ml de água, em seguida filtrar com o coador tamis dentro do cálice de sedimentação e aguardar 25min. Em seguida desprezar quase todo o sobrenadante e acrescentar água até a borda do cálice e aguardar mais 25min e repetir esse processo até a solução ficar “limpa”. Com o auxílio da pepita Pasteur pipetar o sedimento e colocar sobre uma lâmina e fazer a visualização no microscópio.
2.6.3 Conclusão
imagem 17- foi encontrado um ovo de helmintos, possivelmente uma giárdia.
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