Trabalho_de_Conclusao_de_Curso_Douglas_2022_versao_final

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA CATARINA 
CENTRO TECNOLÓGICO 
DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA QUÍMICA E ENGENHARIA 
DE ALIMENTOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRODUÇÃO DE FILME E COBERTURA ATIVA À BASE DE 
QUITOSANA E EXTRATO DE PRÓPOLIS PARA INIBIÇÃO DE 
MELANOSE EM CAMARÃO REFRIGERADO 
 
 
 
 
 
 
DOUGLAS ISFRAN 
 
 
 
 
Florianópolis 
2022
DOUGLAS ISFRAN 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRODUÇÃO DE FILME E COBERTURA ATIVA À BASE DE QUITOSANA E 
EXTRATO DE PRÓPOLIS PARA INIBIÇÃO DE MELANOSE EM CAMARÃO 
REFRIGERADO. 
 
 
 
 
 
Trabalho de Conclusão do Curso de 
Graduação em Engenharia de Alimentos, do 
Departamento de Engenharia Química e 
Engenharia de Alimentos do Centro 
Tecnológico da Universidade Federal de 
Santa Catarina apresentado como requisito 
para a obtenção do Título de Bacharel em 
Engenharia de Alimentos. 
 
Orientador: Prof. Dr. Germán Ayala 
Valencia 
Coorientador: Me. Wilson Daniel Caicedo 
Chacon 
 
 
 
 
 
 
Florianópolis 
2022 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Douglas Isfran 
 
PRODUÇÃO DE FILME E COBERTURA ATIVA À BASE DE QUITOSANA E 
EXTRATO DE PRÓPOLIS PARA INIBIÇÃO DE MELANOSE EM CAMARÃO 
REFRIGERADO 
 
Este Trabalho de Conclusão de Curso foi julgado adequado para a obtenção do Título 
de “Bacharel em Engenharia de Alimentos” e aprovado em sua forma final pelo Curso 
de Engenharia de Alimentos 
 
Florianópolis, 03 de agosto de 2022. 
 
 
 
 
 
 
Banca Examinadora: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Prof. Germán Ayala Valencia. Dr. 
Orientador 
Universidade Federal de Santa Catarina 
 
Douglas Isfran 
Acadêmico 
 
 
Prof. Alcilene Rodrigues Monteiro Fritz. Dra. 
Avaliadora 
Universidade Federal de Santa Catarina 
 
Maria Jaízia dos Santos Alves. Me. 
Avaliadora 
Universidade Federal de Santa Catarina 
AGRADECIMENTOS 
 
Agradeço à minha família, em especial meus pais, Cerlei e Pedro, aos meus 
irmãos Dejanir e Djalma, meus sobrinhos Letícia e Gustavo e meu primo Flávio por 
todo o carinho, apoio, incentivo e confiança durante todos esses anos. 
 
Agradeço ao meu orientador Prof. Gérman Ayala Valencia e ao Coorientador 
Wilson Caicedo Chacon pela dedicação, paciência, confiança e ensinamentos 
transmitidos. 
 
Agradeço aos meus amigos que torceram pelo meu sucesso, aos professores do 
Departamento de Engenharia Química e Engenharia de Alimentos pelos conhecimentos 
transmitidos ao longo desses anos e a todos do LiEB que me acolheram durante o tempo 
de iniciação científica e do TCC. 
 
Agradeço a todos que de alguma forma participaram e colaboraram com essa 
pesquisa. 
 
 Agradeço a Universidade Federal de Santa Catarina por ter me dado a 
oportunidade de realizar essa formação acadêmica e disponibilizar estrutura para a 
realização dessa pesquisa. 
 
Agradeço ao Laboratório de Camarões Marinhos (LCM/UFSC) pela doação 
dos camarões. 
 
Agradeço a todos os colegas que estiveram presentes durante essa jornada. 
 
E por último, um agradecimento especial a Dra. Denise Esteves Moritz pelo 
apoio, dedicação, confiança, ensinamentos e principalmente pela amizade ao longo de 
anos trabalhando juntos no LiEB, e ao Gabriel Coelho Leandro, pela parceria ao longo 
do curso. 
 
A vocês muito, muito obrigado... 
 
RESUMO 
 
O aumento da demanda dos consumidores por alimentos mais saudáveis, frescos e com 
um maior prazo de validade tem levado ao desenvolvimento de novas tecnologias para a 
manutenção da qualidade desses alimentos. Dentre elas, estão o desenvolvimento de 
filmes e coberturas ativas produzidos a partir de polímeros naturais, como a quitosana, e 
incorporados com agentes ativos. Este estudo teve como objetivo o desenvolvimento e 
caracterização de filmes e coberturas ativas a base de quitosana, aditivadas com extrato 
de própolis, visando a inibição da melanose em camarão refrigerado. Para isto, foram 
produzidos filmes e coberturas de quitosana incorporados com 0%; 5%; 10% e 20 % de 
extrato de própolis, sendo os filmes elaborados pela técnica de Casting e as coberturas. 
Também foram elaboradas coberturas de quitosana e própolis nas mesmas 
concentrações dos filmes e aplicadas em camarão refrigerado. Os resultados obtidos 
mostram que a adição do extrato de própolis nos filmes de quitosana causam repulsão 
entre as moléculas de quitosana, gerando um aumento de espessura do filme, uma 
diminuição da cristalinidade, diminuição da hidrofobicidade da molécula de quitosana e 
a obtenção de uma cor amarelo-esverdeada. A análise de FTIR indicou que não houve 
formação de novas ligações entre a quitosana e o extrato de própolis, mas sim, que as 
interações são feitas através de pontes de hidrogênio. Já as coberturas apresentaram uma 
tendência positiva na manutenção da qualidade dos camarões e uma leve superioridade 
ao tratamento com metabissulfito de sódio obtendo um pH final de 7,31±0,39 para os 
camarões revestidos com a cobertura de quitosana aditivada com 20% de extrato de 
própolis, valor este, que é inferior ao máximo estabelecido pela legislação brasileira 
(7,85), enquanto os camarões revestidos com metabissulfito apresentaram pH de 
7,89±0,21, indicando que a cobertura ativa de própolis e quitosana pode ser um possível 
substituto aos sulfitos na preservação de camarões refrigerados e na redução ou inibição 
da melanose. 
 
 
Palavras-chave: biopolímeros, compostos ativos, conservação de alimentos, 
embalagens 
 
 
 
 
 
 
 
 
ABSTRACT 
 
The increase by consumer for healthier, fresh foods with a longer shelf life has led to 
the development of new technologies to maintain the quality of these foods. Among 
them are the development of films and active coatings produced from natural polymers, 
such as chitosan, and incorporated with active agents. This study aimed to develop and 
chracterize active films and coatings based on chitosan, added with propolis extract, 
aiming at inhibiting melanosis in refrigerated shrimp. For this, chitosan films form 
solution incorporated with 0%; 5%; 10% and 20% of propolis extract were produced by 
the Casting technique. Chitosan and propolis coatings were also prepared at the same 
concentrations as the films and applied on the refrigerated shrimp. The results obtained 
show that the addition of propolis extract to chitosan films causes repulsion between 
chitosan molecules, generating an increase in film thickness, a decrease in crystallinity, 
a decrease in the hydrophobicity of the chitosan molecule and obtaining a yellow color 
greenish. The FTIR analysis indicated that there was no formation of new bonds 
between chitosan and propolis extract, but that the interactions are made through 
hydrogen bonds. The coatings, on the other hand, showed a positive trend in 
maintaining the quality of the shrimp and a slight superiority to the treatment with 
sodium metabisulfite, obtaining a final pH of 7.31±0.39 for the shrimp coated with the 
chitosan coating added with 20% extract of propolis, which is lower than the maximum 
established by Brazilian legislation (7.85), while the shrimp coated with metabisulfite 
had a pH of 7.89±0.21, indicating that the active coverage of propolis and chitosan can 
be a possible substitute for sulfites in the preservation of refrigerated shrimp and in the 
reduction or inhibition of melanosis. 
 
 
 
Keywords: biopolymers, active compounds, food preservation, packaging 
 
LISTA DE FIGURAS 
 
Figura 1- Modelo de funções de embalagens ................................................................. 14 
Figura 2 - Agentes ativos utilizados nos sistemas de embalagens ativas. ...................... 17 
Figura 3 - Funcionamento de um sistema de embalagem ativa. ..................................... 18 
Figura 4 - Tipos de biopolímeros ................................................................................... 20 
Figura 5 - Estrutura química da quitosana,nD é o número de mols de unidades 2-amino-
2-desoxi-D- glicopiranose e nA é o número de mols de unidades 2-acetamido-2-desoxi-
D-glicopiranose. ............................................................................................................. 21 
Figura 6 - Classificação de compostos antioxidantes baseados no seu mecanismo de 
ação ................................................................................................................................. 24 
Figura 7 - Formação de pontos pretos ou melaninas, ocasionando a melanose em 
camarão ........................................................................................................................... 30 
Figura 8 - Formação da melanina ................................................................................... 31 
Figura 9 - O papel dos sulfitos como agentes redutores na inibição enzimática, 
reduzindo os percursores de pigmentos (quinonas) a difenóis incolores e menos reativos
 ........................................................................................................................................ 32 
Figura 10 - Fluxograma de etapas elaboradas neste trabalho ......................................... 37 
Figura 11 - Colorímetro Delta Vista ............................................................................... 39 
Figura 12 - Espaço de cor CIELab ................................................................................. 40 
Figura 13 - Equipamento de Difração de Raio-X (DRX) ............................................... 41 
Figura 14 - Equipamento de Espectroscopia de Infravermelho com Transformada de 
Fourier (FTIR) ................................................................................................................ 42 
Figura 15 - Goniômetro .................................................................................................. 43 
Figura 16 - Drenagem dos camarões após imersão nos tratamentos .............................. 44 
Figura 17 - pHmetro ....................................................................................................... 45 
Figura 18 - Difratograma Filmes (DRX) ........................................................................ 50 
Figura 19 - Espectro FTIR de filme de quitosana contendo extrato de própolis. ........... 52 
 
 
 
 
 
https://d.docs.live.net/2fdaabc3b96e1a50/Trabalho%20de%20Conclusão%20de%20Curso%20Douglas%202022.docx#_Toc108723694
https://d.docs.live.net/2fdaabc3b96e1a50/Trabalho%20de%20Conclusão%20de%20Curso%20Douglas%202022.docx#_Toc108723702
LISTA DE TABELAS 
Tabela 1 - Estudos utilizando extratos naturais para prevenção de melanose em camarão
 ........................................................................................................................................ 33 
Tabela 2 - Tabela de interpretação do ΔE ...................................................................... 40 
Tabela 3 - Dados de espessura e ângulo de contato para os filmes de quitosana 
incorporados com 0; 5; 10 e 20% de extrato de própolis ............................................... 47 
Tabela 4 - Resultados análise colorimétrica ................................................................... 47 
Tabela 5 - Interpretação do valor ΔE segundo Mokrzycki e Tatol (2012) ..................... 48 
Tabela 6 - Perda de massa dos camarões refrigerados ................................................... 54 
Tabela 7 - Dados de pH para todos os tratamentos em função do tempo de 
armazenamento ............................................................................................................... 55 
Tabela 8 - Análise visual dos camarões refrigerados de acordo com o tratamento 
empregado e em função do tempo de armazenamento ................................................... 57 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LISTA DE ABREVEATURA E SIGLAS 
 
µL: Microlitro 
Å: Angstrom 
ABCC: Associação Brasileira de Criadores de Camarão 
ANVISA: Agência Nacional de Vigilância Sanitária 
ATR: Attenuated Total Reflectance (Refletância Total Atenuada) 
BOD: Biochemical Oxygen Demand (Demanda Bioquímica de Oxigênio) 
CMC: Carboximetilcelulose 
DRX: Difração de Raios-X 
DSC: Differential Scanning Calorimetry (Calorimetria Exploratória Diferencial) 
EDTA: Ethylenediamine Tetraacetic Acid (Ácido Etilenodiamino Tetra-acético 
EP: Extrato de Própolis 
EQA: Departamento de Engenharia Química e Engenharia de Alimentos 
FAO: Food and Agriculture Organization of the United Nations 
FTIR: Espectroscopia de Infravermelho por Transformada de Fourier 
g/g: Grama por grama 
kHz: Quilo-Hertz 
kV: Quilovoltagem 
LCM: Laboratório de Camarões Marinhos 
LiEB: Laboratório Integrado e Engenharia Biológica 
LINDEN: Laboratório Interdisciplinar para o Desenvolvimento de Nanoestruturas 
m/m: Massa por massa 
mA: Miliamperagem 
MAP: Modified Atmosphere Packaging (Embalagem de Atmosfera Modificada) 
MBS: Metabissulfito de Sódio 
p/v: Parte por volume 
PPO: Polifenoloxidase 
PPO: Polyphenol Oxidase (Polifenoloxidase) 
Q: Quitosana 
RPM: Rotações por minuto 
TPC: Contagens Totais de Placas Aeróbicas 
TVB-N: Nitrogênio Básico Volátil Total 
TVC: Total de Contagens Viáveis 
TVN: Nitrogênio Volátil Total 
UFSC: Universidade Federal de Santa Catarina 
UFSCAR: Universidade Federal de São Carlos 
UV: Ultravioleta 
v/v: Volume por volume 
ΔE: Diferença de Cor 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
1 INTRODUÇÃO ................................................................................................ 10 
1.1 OBJETIVO GERAL ........................................................................................... 13 
1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ............................................................................. 13 
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ........................................................................ 14 
2.1 EMBALAGENS ................................................................................................. 14 
2.2 QUITOSANA ..................................................................................................... 19 
2.3 AGENTES ANTIOXIDANTES......................................................................... 23 
2.4 AGENTES ANTIMICROBIANOS ................................................................... 24 
2.5 EXTRATO DE PRÓPOLIS ............................................................................... 25 
2.6 MELANOSE EM CAMARÕES ........................................................................ 28 
3 MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................ 37 
3.1 MATERIAIS ...................................................................................................... 37 
3.2 PRODUÇÃO DO EXTRATO DE PRÓPOLIS VERDE ................................... 38 
3.3 PRODUÇÃO DO FILME ATIVO ..................................................................... 38 
3.4 CARACTERIZAÇÃO DOS FILMES................................................................ 39 
3.4.1 Espessura ........................................................................................................... 39 
3.4.2 Análise de Cor ................................................................................................... 39 
3.4.3 Difração de Raios-X – DRX ............................................................................. 40 
3.4.4 Espectroscopia de Infravermelho com Transformada de Fourier – FTIR . 41 
3.4.5 Ângulo de contato ............................................................................................. 42 
3.5 APLICAÇÃO DA COBERTURA ATIVA DE QUITOSANA INCORPORADA 
COM EXTRATO DE PRÓPOLIS EM CAMARÃO REFRIGERADO ........................ 43 
3.5.1 Aquisição dos Camarões .................................................................................. 43 
3.5.2 Tratamentos aplicados nos camarões .............................................................43 
3.5.3 Análise Físico-Químicas ................................................................................... 44 
3.5.4 Análise de Perda de Massa .............................................................................. 45 
3.5.5 Análise visual .................................................................................................... 45 
3.6 ESTATÍSTICA ................................................................................................... 45 
4 RESULTADOS E DISCUSSÕES ................................................................... 46 
4.1 ESPESSURA ...................................................................................................... 46 
4.2 COR .................................................................................................................... 47 
4.3 MOLHABILIDADE ........................................................................................... 49 
4.3.1 Ângulo de Contato ............................................................................................ 49 
4.4 DIFRAÇÃO DE RAIOS-X (DRX) .................................................................... 49 
4.5 ESPECTROSCOPIA DE INFRAVERMELHO COM TRANSFORMADA DE 
FOURIER - FTIR ........................................................................................................... 51 
4.6 APLICAÇÃO ..................................................................................................... 53 
4.6.1 Perda de Peso .................................................................................................... 53 
4.6.2 pH ....................................................................................................................... 55 
4.6.3 Análise Visual .................................................................................................... 57 
5 CONCLUSÃO ................................................................................................... 60 
6 SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS .......................................... 61 
REFERÊNCIAS ........................................................................................................... 62 
 
 
 
 
 
10 
 
1 INTRODUÇÃO 
 
As embalagens desempenham um papel fundamental na indústria de alimentos 
(FONTOURA; CALIL; CALIL, 2016), pois além de acondicionar, proteger, comunicar 
e conferir conveniência (BRAGA; PERES, 2010), preservam a qualidade e segurança 
dos alimentos, atuando como barreira a contaminações físicas, químicas e 
microbiológicas que possam colocar em risco a saúde do consumidor e, ao cumprir 
essas funções, contribuem também para a diminuição do desperdício de alimentos 
(FONTOURA; CALIL; CALIL, 2016). 
Em geral, as embalagens são elaboradas de forma a atuarem como barreiras 
inertes, tendo como função principal proteger o produto embalado, sem interagir com 
ele (SANTANA et al., 2013). A demanda de consumidores por produtos mais frescos, 
naturais e com alto valor nutritivo (DOMÍNGUEZ et al., 2018), aliados a um maior 
prazo de validade e conveniência (MAJID et al., 2016), fez com que as indústrias de 
embalagens juntamente com centros de pesquisas e universidades invistam cada vez 
mais em novas tecnologias, por exemplo, as embalagens ativas (FONTOURA; CALIL; 
CALIL, 2016). 
Uma vez que o aumento do consumo de plásticos ou polímeros de origem 
petroquímica resulta inevitavelmente em problemas socioeconômicos e ambientais, 
(FONTOURA; CALIL; CALIL, 2016), surge a demanda pela produção de embalagens 
a partir de materiais ambientalmente corretos, como os biopolímeros (MAJID et al., 
2016) que podem ser obtidos a partir de fontes naturais renováveis como milho, 
celulose, batata, cana-de-açúcar, sintetizados por bactérias a partir de pequenas 
moléculas como ácido butírico ou ácido valérico, dando origem ao polihidroxibutirato e 
ao polihidroxibutirato-co-valerato, respectivamente, derivados de fonte animal, como a 
quinina, quitosana ou proteínas (LANDIM et al., 2016). 
Dentre os polímeros naturais, a quitosana, um amino polissacarídeo derivado da 
desacetilação da quitina, elemento que constitui a maior parte dos exoesqueletos dos 
insetos, crustáceos e da parede celular dos fungos (FREDDO et al., 2014), tem 
despertado grande interesse (MACIEL; FRANCO; YOSHIDA, 2012), pois é o segundo 
polímero natural mais abundante (DIAS, 2012), ficando atrás somente da celulose 
(SANTIAGO, 2016). Além disso, é biodegradável, provém de fontes renováveis e é 
capaz de formar filmes flexíveis e resistentes, com barreira eficiente a oxigênio, além de 
possuir atividade antimicrobiana (MACIEL; FRANCO; YOSHIDA, 2012), ser atóxica 
11 
 
(DIAS, 2012) e ser um excelente veículo para a incorporação de uma grande variedade 
de aditivos, tais como antioxidantes, antifúngicos, antimicrobianos, corantes e outros 
nutrientes (FREITAS, 2015). 
Sendo uma das fontes mais promissoras de compostos bioativos, a própolis 
(BOUCHELAGHEM, 2021) tem como constituintes mais importantes os flavonóides 
(flavonóis, flavonas e flavononas), compostos fenólicos e compostos aromáticos, que 
parecem ser os principais componentes responsáveis pelas suas atividades biológicas 
(SIRIPATRAWAN; VITCHAYAKITTI, 2016) e são conhecidos como ingredientes 
ativos antioxidantes e antimicrobianos (BOUCHELAGHEM, 2021), tornando-se um 
composto funcional em embalagens de alimentos (KHODAYARI, 2019). 
A própolis é uma substância resinosa natural (ARDJOUM, 2021; 
KHODAYARI, 2019; SIRIPATRAWAN; VITCHAYAKITTI, 2016) e quimicamente 
complexa (KHODAYARI, 2019; REYES; LANDGRAF; SOBRAL, 2021; 
BOUCHELAGHEM, 2021), coletada pelas abelhas Apis mellifera (ARDJOUM, 2021; 
BERTOTTO, 2022) e abelhas sem ferrão pertencentes à tribo Meliponini (SUREK, 
2022) de várias partes de plantas (BERTOTTO, 2022) e árvores (IBRAHIM; 
ALQURASHI, 2022). 
A literatura mostra que a própolis possui várias atividades biológicas, incluindo 
propriedades antibacterianas, antifúngicas, antivirais, antioxidantes, antitumorais, 
antimutagênicas, anticancerígenas (SIRIPATRAWAN; VITCHAYAKITTI, 2016; 
BOUCHELAGHEM, 2021), antiprotozoárias (BOUCHELAGHEM, 2021) anti-
inflamatórias (BERTOTTO, 2022; SIRIPATRAWAN; VITCHAYAKITTI, 2016), 
anestésicas (KHODAYARI, 2019), antibióticas (CORREA-PACHECO, 2019) e 
propriedades terapêuticas imunomoduladoras (BERTOTTO, 2022). Isso resultou no 
desenvolvimento de diversos medicamentos populares, formulações cosméticas e 
aditivos alimentares à base de própolis (BERTOTTO et al., 2022). 
Neste contexto, uma vez que a oxidação e contaminação microbiana são os 
principais fatores que afetam a qualidade e a segurança dos alimentos, estão sendo 
desenvolvidas embalagens a partir de materiais de base biológica com a inclusão de 
própolis no intuito de transferir suas propriedades antimicrobianas e antioxidantes para 
os alimentos com os quais as embalagens estão em contato (SIRIPATRAWAN; 
VITCHAYAKITTI, 2016). 
O camarão é um crustáceo altamente perecível (GONÇALVES; OLIVEIRA, 
2016; CÉSAR, 2020), com uma vida útil limitada devido à deterioração microbiológica 
12 
 
e a melanose durante o seu armazenamento (YUAN et al., 2015). Devido a sua elevada 
atividade de água, composição química com alto teor de gordura insaturada e pH 
próximo à neutralidade, os camarões são os animais aquáticos mais propensos a 
sofrerem alterações oxidativas, hidrolíticas e/ou microbiológicas. O fato de possuir 
maior nível de aminoácidos livres do que os peixes e conter enzimas que quebram as 
proteínas rapidamente é outro aspecto que torna esses crustáceos alvos fáceis para o 
ataque da microbiota deteriorante (CÉSAR, 2020). 
A melanose, ou “mancha negra”, é uma das principais causas de perda de 
qualidade de camarões e consiste na formação de pigmentos escuros, acumulados 
principalmente no cefalotórax desses animais. Ainda que a melanose não cause danos à 
saúde dos consumidores, ela afeta as característicassensoriais do camarão, reduzindo a 
qualidade e consequentemente a vida útil desde alimento, podendo levar a perdas 
econômicas (NAGARAJAN et al., 2021; GONÇALVES; OLIVEIRA; ABRANTES, 
2015; GONÇALVES; OLIVEIRA, 2016; CÉSAR, 2020). Desta forma, para evitar o 
aparecimento de manchas pretas abaixo da cutícula, adicionam-se, imediatamente após 
a captura, misturas de inibidores de melanose, principalmente aquelas baseadas em 
derivados de sulfitos (CÉSAR, 2020). O metabissulfito de sódio (MBS) (Na2S2O5) é o 
agente sulfitante mais utilizado em todo o mundo; normalmente logo após a despesca, 
os camarões são submetidos a choque térmico em solução de MBS, água e gelo 
(GONÇALVES; OLIVEIRA; ABRANTES, 2015; CÉSAR, 2020). 
Apesar da eficiência dos sulfitos na prevenção da melanose (GONÇALVES; 
OLIVEIRA; ABRANTES, 2015), seu uso em alimentos apresenta limitações por 
considerações como toxicidade, salubridade, efeito no paladar, sabor, textura e custo 
(GONÇALVES; OLIVEIRA, 2016), além de ser considerado responsável por ocasionar 
problemas de saúde em pessoas expostas a ele (GONÇALVES; OLIVEIRA; 
ABRANTES, 2015). 
Tendo em consideração a preservação da qualidade dos alimentos, a saúde do 
consumidor, os impactos ambientais causados pelo uso de aditivos químicos e 
embalagens de origem petroquímica e que na literatura não foi encontrado nenhum 
estudo que tenha produzido e aplicado coberturas à base de quitosana e compostos 
fenólicos da própolis como uma alternativa para o controle da melanose em camarões 
refrigerados, este estudo pretende responder ao seguinte problema de pesquisa: Quais 
os efeitos da própolis no desenvolvimento de filmes e coberturas ativos à base de 
quitosana na inibição de melanose em camarão refrigerado? 
13 
 
 
1.1 OBJETIVO GERAL 
 
Esse estudo visa atender ao seguinte objetivo geral: 
Desenvolver e caracterizar filmes e coberturas ativas à base de quitosana, 
adicionadas com extrato de própolis, visando à inibição de melanose em camarão 
refrigerado. 
 
1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS 
 
Para alcançar o objetivo geral, foram definidos os seguintes objetivos 
específicos: 
a) Produzir filmes ativos a base de quitosana e extrato de própolis pela técnica 
de Casting; 
b) Analisar o efeito do extrato de própolis nas principais propriedades físicas e 
químicas dos filmes produzidos (efeitos da adição do extrato de própolis na matriz 
polimérica de quitosana); 
c) Aplicar as soluções à base de quitosana e extrato de própolis como 
coberturas em camarão refrigerado; 
d) Investigar os efeitos das coberturas de quitosana e extrato de própolis na 
alteração de perda de peso, pH e aspecto visual de camarão refrigerado durante o tempo 
de armazenamento. 
14 
 
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA 
 
2.1 EMBALAGENS 
 
No atual sistema econômico mundial as embalagens se fazem parte integrante e 
essencial, não sendo possível imaginar o mundo sem elas. Tendo estas um papel 
fundamental na indústria de alimentos em virtude das suas múltiplas funções 
(FONTOURA; CALIL; CALIL, 2016), que além de conter, proteger, comunicar e 
conferir conveniência (BRAGA; PERES, 2010), mantém a qualidade e segurança, 
atuando como barreira a contaminações físicas, químicas e microbiológicas que possam 
colocar em risco a saúde do consumidor, e ao cumprir essas funções contribuem 
também para a diminuição do desperdício de alimentos (FONTOURA; CALIL; CALIL, 
2016). 
A figura 1 representa um modelo das funções desempenhadas por embalagens. 
Figura 1- Modelo de funções de embalagens 
 
Fonte: Yam, Takhistov e Miltz (2005). 
Segundo a Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA): 
Embalagens para alimentos - é o artigo que está em contato direto com 
alimentos, destinado a contê-los, desde a sua fabricação até a sua entrega ao 
consumidor, com a finalidade de protegê-los de agente externos, de 
alterações e de contaminações, assim como de adulterações (BRASIL, 
2001a). 
 
As embalagens de produtos alimentícios são encontradas em diferentes tipos de 
materiais, como metal, plástico, vidro, papel, madeira, têxteis e cortiça (JORGE, 2013), 
sendo elas classificadas de acordo com a sua utilização em primárias, secundárias e 
terciárias. As embalagens primárias são as que estão em contato direto com o produto, 
as secundárias têm a função de agrupar, para facilitar a manipulação e a apresentação, 
podendo exercer também a função de proteger a embalagem primária, em seu interior, 
15 
 
evitando choques e vibrações excessivas, já as embalagens terciárias protegem a 
mercadoria durante as fases do transporte e assim por diante (LANDIM et al., 2016). 
Geralmente, os materiais para a elaboração de embalagens têm sido selecionados 
com o objetivo de possuir a menor interação com o produto que acondicionam. Diante 
disso, as embalagens atuam como barreiras inertes, com a função principal de proteger o 
produto embalado, sem interagir com ele (SANTANA et al., 2013). 
No entanto, com a demanda de consumidores por produtos mais frescos, 
naturais, com alto valor nutritivo (DOMÍNGUEZ et al., 2018), maior prazo de validade 
e conveniência (MAJID et al., 2016), aliados com a tendência moderna de práticas de 
varejo e mudanças de estilo de vida, são os incentivos para a evolução de novas 
embalagens sem comprometer as características de segurança e qualidade dos alimentos 
(DOMÍNGUEZ et al., 2018), ainda mais que em certos alimentos, o prazo de validade 
pode ser drasticamente reduzido se nenhum aditivo químico for adicionado 
(DOMÍNGUEZ et al., 2018). 
Pensando nisso, as indústrias de embalagens e centros de pesquisa/universidades 
têm investido cada vez mais em estudos de novas tecnologias, a fim de trazer melhorias, 
como: prolongar as características de qualidade do alimento; conferir melhor aparência; 
maior proteção mecânica no embarque, transporte, desembarque e nos supermercados; 
produtos mais próximos ao natural, combinar conveniência e praticidade; entre outras 
adaptações, a fim de atender as necessidades e desejos do consumidor. Algumas das 
inovações importantes na área de embalagens são: as embalagens ativas e inteligentes e 
os biopolímeros (FONTOURA; CALIL; CALIL, 2016). As mudanças emergentes na 
indústria de embalagens fortalecerão a economia melhorando a segurança alimentar, a 
qualidade e minimizando as perdas de produtos (MAJID et al., 2016). 
Yam, Takhistov e Miltz (2005) definiram embalagem inteligente “como um 
sistema de embalagem capaz de realizar funções inteligentes (como detectar, entender, 
registrar, rastrear, comunicar e aplicar lógica científica) para facilitar a tomada de 
decisões, para estender a vida útil, aumentar a segurança, melhorar a qualidade, fornecer 
informações e avisar sobre possíveis problemas”, ou seja, a embalagem inteligente 
fornece conhecimento sobre propriedades do alimento fechado e seu ambiente existente 
e ajuda a fornecer ideia básica para o varejista, cliente e fabricante sobre o estado dessas 
propriedades (MAJID et al., 2016). 
As duas funções importantes que a embalagem inteligente desempenha são as de 
monitorar as condições internas e externas, registrando as alterações ocorridas tanto 
16 
 
dentro quanto fora da embalagem, e de avaliar a qualidade do produto alimentício 
dentro do pacote, que envolve a associação intima da embalagem com o espaço livre ou 
alimento, exigindo assim, o uso de indicadores para a segurança e qualidade do item de 
alimento embalado (MAJID et al., 2016). Alguns indicadores utilizados são: os 
indicadores de tempo-temperatura, indicadores de qualidade, frescor e amadurecimento, 
indicadores de oxigênio, indicadores de violação, biossensores e etiquetas por rádio 
frequência (FONTOURA; CALIL; CALIL, 2016). 
As embalagens ativas são as embalagens contendo agentes ativos (VILELA et 
al., 2018), os quais interagem com o alimento embalado, mudando as condições do 
meio que o cerca (BRAGA; PERES, 2010), mantendo ou estendendoa sua qualidade ou 
o seu prazo de validade e assim contribuindo vigorosamente para a redução da 
deterioração, do desperdício de alimentos, do recall de alimentos e dos surtos de 
doenças transmitidas por alimentos (VILELA et al., 2018). 
Atualmente cresce o desenvolvimento de embalagens com compostos ativos que 
além de atuarem como barreira a agentes externos e de interagirem com o alimento na 
sua conservação, mantém a qualidade microbiológica e sensorial dos alimentos 
(FREITAS, 2015), fazendo isso, através da incorporação de agentes ativos na sua matriz 
polimérica e pela interação entre embalagem e alimento acondicionado (MAJID et al., 
2016). Sendo assim, a embalagem ativa é utilizada como substituto das técnicas 
convencionais de processamento de alimentos (tratamentos térmicos elevados, salga, 
acidificação, desidratação e conservação aditiva) (MAJID et al., 2016). 
São exemplos de sistemas de embalagens ativas: sistemas enzimáticos, químicos 
e fotoquímicos de absorção de O2 e CO2, controladores dos níveis de etileno e de níveis 
de umidade; incorporadores de enzimas; absorvedores de odores e sabores 
desagradáveis; preservadores de cor; agentes antimicrobianos e antioxidantes, materiais 
que se autorresfriam ou autoaquecem entre outros (FONTOURA; CALIL; CALIL, 
2016). Na Figura 2 são mostrados alguns agentes ativos utilizados nos sistemas de 
embalagens ativas. 
17 
 
 
Fonte: Vilela et al. (2018). 
Como visto na Figura 2, diferentes compostos podem ser incorporados aos 
filmes, visando conferir-lhes propriedades de barreiras específicas. Um dos principais 
sistemas são os filmes com ação antioxidante e antimicrobiana, que retardam ou 
diminuem o processo de oxidação do produto embalado, inibem o crescimento de 
microrganismos e são de grande importância para a indústria alimentícia e farmacêutica 
(MÜLLER, 2016). 
A degradação oxidativa é, após o crescimento microbiano, a principal causa de 
deterioração de alimentos (VILELA et al., 2018), pois é responsável pela produção de 
odores e sabores desagradáveis nos produtos, mudanças de textura e cor, devido à 
oxidação da mioglobina, o que influencia a escolha e aceitação do consumidor 
(DOMÍNGUEZ et al., 2018). No entanto, não apenas as alterações organolépticas são 
importantes durante o desenvolvimento da oxidação de lipídeos, mas também a 
formação de compostos tóxicos, tais como aldeídos (DOMÍNGUEZ et al., 2018) e a 
perda de valor nutricional causado pela degradação de ácidos graxos essenciais, 
proteínas e vitaminas lipossolúveis (VILELA et al., 2018). 
A oxidação lipídica limita o tempo de conservação de muitos alimentos, já que 
pode ocorrer em conteúdo de gordura de apenas 1% (ANDREO; JORGE, 2006). Então 
prevenção é economicamente importante e fundamental para a proteção da saúde 
humana (DEL RÉ; JORGE, 2012). Sendo a indústria da carne um exemplo claro da 
produção de alimentos com diferentes quantidades de gordura e um alto teor de ácidos 
graxos insaturados, além de serem produtos altamente perecíveis. Tendo isso em mente, 
é fácil entender que a oxidação lipídica poderia ser considerada como a principal causa 
da deterioração da qualidade em carnes e produtos derivados (DOMÍNGUEZ et al., 
2018). Tornando assim, os antioxidantes como uma alternativa para prevenir ou 
minimizar deterioração oxidativa dos alimentos (DEL RÉ; JORGE, 2012). 
Figura 2 - Agentes ativos utilizados nos sistemas de 
embalagens ativas. 
18 
 
O desenvolvimento de embalagens com atividades antimicrobianas consiste 
principalmente na redução do teor de conservantes nos alimentos, pois ao invés dos 
aditivos serem adicionados diretamente no alimento, eles são adicionados na 
embalagem e liberados controladamente, em menores quantidades, e apenas onde sua 
presença é necessária, ou seja, na superfície do produto onde a maior parte das reações 
de deterioração acontecem (IURA, 2012). A figura 3 mostra o esquema de um sistema 
ativo antimicrobiano. 
Figura 3 - Funcionamento de um sistema de embalagem ativa. 
 
Fonte: Fontoura; Calil e Calil (2016). 
Essas embalagens apresentam substâncias antimicrobianas incorporadas e, ou 
imobilizadas no material da embalagem e são capazes de reduzir, inibir ou retardar o 
crescimento de microrganismos deterioradores e, ou patogênicos (IURA, 2012). 
As embalagens antimicrobianas podem ser classificadas em dois tipos: aquelas 
na qual o agente ativo necessita migrar para o produto gradualmente e aquelas que o 
agente é efetivo sem a necessidade de migração (FONTOURA; CALIL; CALIL, 2016). 
A liberação de aditivos por embalagens ativas aumenta a segurança do consumidor, já 
que os antimicrobianos podem controlar a contaminação microbiana reduzindo a taxa de 
crescimento dos microrganismos, aumentando a fase Lag ou inativando por contato 
(IURA, 2012). 
Outra demanda dos consumidores é pela utilização de materiais de embalagens 
que sejam ambientalmente corretos, como os biopolímeros (MAJID et al., 2016) que 
podem ser obtidos a partir de fontes naturais renováveis como milho, celulose, batata, 
cana-de-açúcar, sintetizados por bactérias a partir de pequenas moléculas como ácido 
butírico ou ácido valérico, dando origem ao polihidroxibutirato e ao polihidroxibutirato-
co-valerato, respectivamente e derivados de fonte animal, como a quinina, quitosana ou 
proteínas (LANDIM et al., 2016). 
As embalagens produzidas por biopolímeros são excelentes veículos para a 
incorporação de uma grande variedade de aditivos, tais como antioxidantes, 
19 
 
antifúngicos, antimicrobianos, corantes e outros nutrientes (FREITAS, 2015), além de 
serem biodegradáveis, ou seja, são degradadas por meio de processo de compostagem 
natural (MAJID et al., 2016). 
A biodegradação é um processo natural e complexo onde compostos orgânicos, 
são convertidos em compostos simples por meio de mecanismos bioquímicos e, então, 
redistribuídos no meio ambiente, através do ciclo elementar do carbono, nitrogênio e 
enxofre, ou seja, a biodegradação de um polímero é o processo pelo qual 
microrganismos e suas enzimas consomem este polímero como fonte de nutrientes, em 
condições normais de umidade, temperatura e pressão (LANDIM et al., 2016). 
 
2.2 QUITOSANA 
 
As embalagens para alimentos são produzidas atualmente em sua maioria por 
materiais plásticos, devido às suas características de flexibilidade, leveza, baixo custo, 
variedade entre outras (FONTOURA; CALIL; CALIL, 2016). 
No entanto, a maioria dos plásticos ou polímeros é de origem petroquímica 
(fonte não renovável), sendo que o consumo global de plástico é de mais de 200 
milhões de toneladas e com uma taxa de crescimento anual de 5% (FURTADO, 2016), 
o aumento do seu consumo resulta inevitavelmente em problemas socioeconômicos, 
como a escassez e o aumento do preço do petróleo, e ambientais, como a geração e 
acúmulo de resíduos sólidos, que podem levar dezenas ou centenas de anos para se 
decompor na natureza (FONTOURA; CALIL; CALIL, 2016). 
Diante dessa situação têm-se buscado meios alternativos para reduzir tais 
impactos, através do desenvolvimento dos biopolímeros, que são polímeros de fontes 
renováveis, produzidos pela natureza e que podem ser também biodegradáveis 
(FONTOURA; CALIL; CALIL, 2016). Os biopolímeros mais comuns utilizados para a 
preparação de embalagens são as proteínas, polissacarídeos ou lipídeos e suas 
combinações, que permitem preparar filmes biodegradáveis com características 
melhoradas (DOMÍNGUEZ et al., 2018). Na figura 4 são mostrados alguns exemplos de 
biopolímeros. 
 
20 
 
Figura 4 - Tipos de biopolímeros 
 
Fonte: Elaborado pelo autor (2019). 
Os filmes biodegradáveis têm a mesma função dos filmes convencionais de 
origem petroquímica usados como embalagem, protegem os alimentos contra agentes 
externos e proporcionam barreira contra a permeabilidade de água, gases e luz 
(GALINDO, 2017). A utilização dos biopolímeros dependerá da sua disponibilidade,custo, propriedades de barreira, propriedades mecânicas, funcionais e sensoriais, e das 
condições em que os filmes serão armazenados, interferindo diretamente na sua 
integridade por conta da sua estrutura química (GALINDO, 2017). 
Dentre os polímeros naturais, a quitosana tem despertado grande interesse, pois é 
biodegradável, provém de fontes renováveis e é capaz de formar filmes flexíveis e 
resistentes, com barreira eficiente a oxigênio, além possuir atividade antimicrobiana 
(MACIEL; FRANCO; YOSHIDA, 2012), caráter bioativo, permeabilidade seletiva, 
ação polieletrônica, habilidade de quelação e capacidade adsortiva (SANTANA et al., 
2013). Todas as possíveis aplicações da quitosana são devido à sua biodegradabilidade, 
biocompatibilidade, não toxicidade, disponibilidade comercial e insolubilidade em 
soluções aquosas neutras e alcalinas que é influenciada pelo seu grau de desacetilação, 
estrutura molecular e força iônica do meio (DIAS, 2012). 
A quitosana é um amino polissacarídeo, derivado da desacetilação da quitina, a 
qual constitui a maior parte dos exoesqueletos dos insetos, crustáceos e parede celular 
dos fungos (FREDDO et al., 2014), sendo o segundo polímero natural mais abundante 
B
io
p
o
lim
er
o
s
Gelatina
Proteína do soro 
de leite
Zeína
Amido
Celulose
Alginato
Quitosana
21 
 
(DIAS, 2012), ficando atrás somente da celulose (SANTIAGO, 2016). A desacetilação 
da quitina consiste na substituição de grupos acetilas (COCH3) por grupos aminos livres 
(-NH2) que podem ser protonados em meio ácido (-NH
+3) fazendo com que a quitosana 
seja solúvel em soluções ácidas de ácidos como: acético, cítrico, ascórbico, lático, 
málico, oxálico, succínico, adípico e propiónicos. O grau de desacetilação em quitina e 
quitosana é de 5 a 15% e de 70 a 95% respectivamente (DIAS, 2012), mas segundo 
Furtado (2016) o grau de desacetilação da quitosana pode variar ainda de 50% a 95%. 
Sendo assim, as propriedades físicas da quitosana dependem do seu grau de 
desacetilação, assim como da sua massa molar e da pureza do produto (FURTADO, 
2016). 
Estruturalmente a quitosana é constituída por duas unidades estruturais, 2-
amino-2-desoxi-D-glicopiranose e 2-acetamido-2-desoxi-Dglicopiranose unidas por 
ligações glicosídicas do tipo β (1→4) (Figura 5), tendo em maior proporção a unidade 
glicosamina (FURTADO, 2016). 
Figura 5 - Estrutura química da quitosana, nD é o número de mols de unidades 
2-amino-2-desoxi-D- glicopiranose e nA é o número de mols de unidades 2-acetamido-
2-desoxi-D-glicopiranose. 
 
Fonte: Santos et al. (2009). 
O mecanismo de formação do filme de quitosana envolve o rearranjo molecular 
em uma matriz de filme ou gel. Forças atrativas, devido às ligações de hidrogênio, 
hidrofóbicas e eletrostáticas, equilibram as forças repulsivas, formando a matriz 
filmogênica. A quitosana possui três tipos de grupos funcionais reativos: um grupo 
amino, um grupo hidroxila primário e um secundário (nas posições C-2, C-6 e C-3 da 
unidade de Glucosamina, respectivamente) (YOSHIDA; OLIVEIRA; FRANCO, 2009), 
apresentando assim uma versatilidade singular para modificações físicas e químicas 
(FURTADO, 2016). Alguns tipos de modificações são relatados na literatura, como os 
processos de reticulação, inserção de grupos funcionais, adição de plastificantes e 
quelação com íons ou complexação com proteínas e outros polímeros, podendo essas 
22 
 
modificações melhorar as propriedades mecânicas e a degradabilidade do material, 
alterar a solubilidade do polímero, melhorar a eficiência no combate de bactérias, entre 
outros (FURTADO, 2016). 
Sendo assim, as propriedades mecânicas e de barreira dos filmes de quitosana 
podem ser reguladas pela adição de plastificantes (PRIYADARSHI et al., 2018). Os 
plastificantes são compostos que reduzem a tensão ou deformação, a dureza, 
viscosidade e densidade do polímero, ao mesmo passo em que aumentam a sua 
mobilidade macromolecular, que é consequência da difusão do plastificante na matriz 
polimérica, que diminuem as interações intermoleculares entre as suas cadeias 
(FURTADO, 2016). Além disso, podem alterar propriedades como o grau de 
cristalinidade, condutividade elétrica, resistência à degradação biológica, entre outras 
propriedades físicas (FURTADO, 2016). 
 Plastificante é definido como uma molécula não volátil e de baixa massa 
molecular que é adicionada a materiais poliméricos com intuito de alterar sua estrutura, 
diminuindo as forças intermoleculares entre as cadeias poliméricas e criando um 
volume livre que resulta na mobilidade do filme (YOSHIDA; OLIVEIRA; FRANCO, 
2009), sendo uma classe de dezoito (18) moléculas que são muito utilizados nas 
indústrias como aditivos (FURTADO, 2016). A classe dos polióis, como glicerol, 
etileno glicol e propilenoglicol, vem sendo muito estudada atualmente como aditivo. O 
glicerol especificamente tem uma boa eficiência como plastificante e apresenta muitas 
aplicações na indústria farmacêutica, cosmética, alimentícia, pois apresenta baixa 
toxicidade ao homem e é um subproduto na produção de biodiesel (FURTADO, 2016). 
A quitosana em função de sua estrutura química se torna uma excelente 
alternativa para ser utilizada como base na produção de embalagens e filmes 
biodegradáveis (GALINDO, 2017), ainda mais que a quitosana também apresenta 
atividade antimicrobiana contra vários microrganismos patógenos e deteriorantes, uma 
vez que, devido às suas cargas positivas, ela interage nas cargas aniônicas da 
membrana celular dos microrganismos impedindo que os mesmos se desenvolvam, 
aumentando a vida útil dos alimentos, mantendo suas características sensoriais com 
qualidade e segurança, e consequentemente diminui os desperdícios (GALINDO, 2017). 
Khan et al. (2016) avaliaram a atividade antioxidante e antibacteriana in vitro da 
quitosana modificada com ácido fumárico. Os dados revelaram que a quitosana 
modificada pode ser utilizada na conservação de alimentos e no material de embalagens 
para garantir a segurança dos alimentos, pois inibiu a atividade bacteriana da Listeria 
23 
 
monocytogenes, da Salmonella enterica, da Escherichia coli gram-negativa e da 
Staphylococcus aureus gram-positiva. 
Além disso, a utilização da quitosana para a preservação de alimentos foi 
reportada por Shekarforoush et al. (2015) na inibição do crescimento da Listeria 
monocytogenes (bactéria responsável pela listeriose em humanos) na carne de frango. 
Diante de suas propriedades estruturais e funcionais, atualmente a quitosana é 
produzida em grande escala em vários países e, devido à facilidade de se obter o 
polímero em várias formas físicas diferentes, muitas aplicações industriais têm surgido, 
sendo que, com o aumento da disponibilidade dos produtos comerciais, aliados a uma 
variedade de formas e modificações químicas da quitosana, representa uma grande 
oportunidade para a comunidade científica e industrial (SANTIAGO, 2016). 
 
2.3 AGENTES ANTIOXIDANTES 
 
Estruturalmente falando, os antioxidantes são compostos aromáticos que 
possuem pelo menos uma hidroxila, podendo ser sintéticos, largamente utilizados pela 
indústria de alimentos, ou naturais, como organosulfurados, fenólicos e terpenos, que 
fazem parte da constituição de diversos alimentos (DEL RÉ; JORGE, 2012). 
Neste contexto, podemos dar uma ampla definição de antioxidante, sendo ele 
“qualquer substância que, presente em baixas concentrações, quando comparada a do 
substrato oxidável, atrasa ou inibe a oxidação deste substrato de maneira eficaz” 
(RIBEIRO et al., 2008). 
Os compostos antioxidantes podem ser classificados de acordo com o 
mecanismo de ação como antioxidantes primários (ou de quebra de cadeia), 
nomeadamente sequestradores de radicais livres e antioxidantes secundários (ou 
preventivos), incluindo quelante de metais, absorvedores de UV, supressores de 
oxigénio (1O2) singleto e removedores de oxigênio (VILELA et al., 2018) Figura6. A 
vantagem dos antioxidantes secundários reside na sua capacidade de reduzir ou prevenir 
a ocorrência de reações de oxidação, enquanto os antioxidantes primários reagem com 
os radicais livres para convertê-los em produtos (razoavelmente) estáveis que não se 
envolvem em novas reações de iniciação ou propagação. Vale a pena ressaltar que 
alguns agentes ativos exibem ambos os mecanismos de ação (VILELA et al., 2018). 
24 
 
Figura 6 - Classificação de compostos antioxidantes baseados no seu 
mecanismo de ação 
 
Fonte: Tian et al. (2013). 
 
2.4 AGENTES ANTIMICROBIANOS 
 
Os agentes antimicrobianos são um dos componentes ativos mais estudados, 
uma vez que o crescimento de microrganismos patogênicos e / ou deteriorantes é, de 
longe, a principal causa de deterioração de alimentos (VILELA et al., 2018). Esses 
agentes podem ser incorporados diretamente ao material da embalagem no processo de 
transformação do polímero ou imobilizados quimicamente e aplicados como 
revestimento (SANTOS; YOSHIDA, 2011). Na incorporação o agente migra da 
embalagem para a superfície do produto, enquanto na imobilização o composto atua 
somente em nível superficial sem a necessidade de migração (IURA, 2012). 
São exemplos de agentes antimicrobianos os íons metálicos (por exemplo, prata, 
cobre, ouro e platina), óxidos metálicos (por exemplo, TiO2, ZnO e MgO), óleos 
essenciais (por exemplo, tomilho, orégano, pimentão e limão), extratos vegetais (por 
exemplo, semente de uva, chá verde, casca / casca de romã, acerola, amora, gengibre e 
sálvia), polissacarídeos (por exemplo, quitosana), componentes bioativos puros (por 
exemplo, timol e carvacrol), peptídeos (por exemplo, nisina e lactoferrina), enzimas 
(por exemplo, peroxidase e lisozima) e antimicrobianos sintéticos (por exemplo , sais de 
amônio quaternário, ácido etilenodiamino tetra-acético (EDTA) e ácido propiônico, 
benzóico e sórbico) (VILELA et al., 2018). 
 
25 
 
2.5 EXTRATO DE PRÓPOLIS 
 
A própolis, termo que provém do grego “pro” que significa defesa e “polis” 
que significa cidade, ou seja, defesa da cidade (colméia) (COSTA, 2007). As abelhas 
Apis mellifera (ARDJOUM, 2021; BERTOTTO, 2022) e abelhas sem ferrão 
pertencentes à tribo Meliponini (SUREK, 2022) coletam várias partes de plantas 
(BERTOTTO, 2022) e árvores, incluindo brotos, folhas, cascas, exsudatos (IBRAHIM; 
ALQURASHI, 2022) e botões (BOUCHELAGHEM, 2021), que misturam com suas 
enzimas salivares, cera de abelha (BERTOTTO, 2022; BOUCHELAGHEM, 2021) e 
pólen (BERTOTTO, 2022), causando uma reação que dá origem a própolis 
(BOUCHELAGHEM, 2021), uma substância resinosa natural (ARDJOUM, 2021; 
KHODAYARI, 2019; SIRIPATRAWAN; VITCHAYAKITTI, 2016) e quimicamente 
complexa (KHODAYARI, 2019; REYES; LANDGRAF; SOBRAL, 2021; 
BOUCHELAGHEM, 2021), que é utilizada como material cimentante na construção 
(BERTOTTO, 2022) e reparação de suas colmeias, para isolar e fazer zonas estéreis na 
colmeia (MAHDAVI-ROSHAN, GHEIBI; POURFARZAD, 2022), evitar vibrações 
provenientes do ambiente externo que sejam prejudiciais à estrutura das colmeias 
(COSTA, 2007) e como agente defensivo contra invasores (BERTOTTO, 2022). A cor 
da própolis varia do amarelo escuro, ao marrom esverdeado, ao vermelho em função de 
sua idade e fontes vegetais próximas, enquanto os compostos fenólicos e terpenos são 
responsáveis pelo seu aroma distinto (BOUCHELAGHEM, 2021). 
Sendo constituída em, aproximadamente, 50% de resinas vegetais, 30% de 
cera, 10% de óleos essenciais, 5% de pólen e 5% de outros compostos orgânicos 
(BOUCHELAGHEM, 2021; IBRAHIM ; ALQURASHI, 2022) e minerais (IBRAHIM ; 
ALQURASHI, 2022), a própolis possui uma composição química influenciada por 
diversos fatores, englobando as fontes vegetais no entorno da colmeia, métodos de 
coleta, época de coleta, variação geográfica e climática, altitudes e iluminação 
(BOUCHELAGHEM, 2021). Contudo, a literatura destaca que a região geográfica 
desempenha um papel crucial nos tipos de própolis, especialmente devido à variação 
climática e diferente flora etnobotânica por região. Assim, tendo como base a 
composição química e a origem vegetal, vários tipos de própolis foram identificados, 
sendo as mais conhecidas à própolis tipo álamo (eurasiana), as própolis verde e 
vermelha (brasileiras) e a própolis mediterrânea (BOUCHELAGHEM, 2021). 
26 
 
A própolis do tipo álamo é amplamente distribuída na Europa, Ásia, América 
do Norte e Nova Zelândia e tem sua composição química largamente estudada entre os 
diferentes tipos de própolis, contendo mais de 400 compostos já identificados até 2014, 
oferecendo assim um modelo de padronização ideal (BOUCHELAGHEM, 2021). A 
própolis brasileira é dividida em dois tipos principais: a própolis verde, elaborada a 
partir de plantas herbáceas nativas da Região Sudeste do Brasil (MOURA, 2022) e cuja 
principal fonte vegetal é a Baccharis dracunculifolia (CONTE, 2022), e a própolis 
vermelha, produzida a partir da resina gerada pela Dalbergia ecastophillum, típica da 
Região Nordeste do Brasil (MOURA, 2022; REYES; LANDGRAF; SOBRAL, 2021) e 
popularmente conhecida como rabo-de-bugio ou marmelo-do-mangue (MOURA, 
2022). Por possuir compostos químicos de interesse medicinal em sua constituição, a 
própolis vermelha é mais rara e valiosa comercialmente que a própolis verde, tendo seu 
valor cinco vezes maior (MOURA, 2022). Além da Dalbergia ecastophyllum, a Clusia 
scrobiculata, Clusia major, Clusia minor e Clusia rosea também são fontes vegetais da 
própolis vermelha, considerando que ela é amplamente distribuída no Brasil, Venezuela, 
Cuba, México e China. Já a própolis mediterrânea, cujos principais compostos são 
diterpenos, provavelmente originários da planta conífera do gênero Cupressaceae, é 
encontrada na Grécia, Croácia, Malta, Chipre, Marrocos, Egito e Argélia 
(BOUCHELAGHEM, 2021). 
Por volta de 300 a.C. civilizações antigas já utilizavam popularmente a 
própolis para diversos fins, como desinfetante bucal, no tratamento de feridas, 
antieczema, antimialgia, antirreumático, mumificação de cadáveres, entre outras 
aplicações (CONTE, 2022). A literatura mostra que a própolis possui várias atividades 
biológicas, incluindo propriedades antibacterianas, antifúngicas, antivirais, 
antioxidantes, antitumorais, antimutagênicas, anticancerígenas (SIRIPATRAWAN; 
VITCHAYAKITTI, 2016; BOUCHELAGHEM, 2021), antiprotozoárias 
(BOUCHELAGHEM, 2021) anti-inflamatórias (BERTOTTO, 2022; 
SIRIPATRAWAN; VITCHAYAKITTI, 2016), propriedades terapêuticas 
imunomoduladoras (BERTOTTO, 2022), anestésicas (KHODAYARI, 2019) e 
antibióticas (CORREA-PACHECO, 2019). Isso resultou no desenvolvimento de 
diversos medicamentos populares, formulações cosméticas e aditivos alimentares à base 
de própolis (BERTOTTO et al., 2022). 
Os constituintes conhecidos da própolis são agrupados em classes químicas 
que abrangem: alcanos, álcoois, ácidos aromáticos, ácidos graxos, óleos voláteis, 
27 
 
aminoácidos, terpenóides, açúcares e álcoois de açúcares, hidrocarbonetos, flavonóides, 
fenóis, ésteres de cera, chalcones, glicerol derivados, aldeídos, cetonas, oligoelementos 
e pequenas porções de minerais. São vários os compostos ativos incluídos nessas 
categorias, como flavonas, ácido cafeico, ácido butanóico, ácido málico, isovanilina, 
vanilina, alanina, timol, galangina, ácido benzóico, ácido cumárico, ácido ferúlico, 
ácido gentísico, ácido vanílico, ácidos decanóicos, pinocembrina, luteolina, lignanas, 
terpenos, kaempferol, miricetina, quercetina e crisina, e sua atividade biológica está 
associada à atividade sinérgica de muitas classes de seus componentes ativos 
(BOUCHELAGHEM, 2021). 
Com intuito de melhorar as informações disponíveis para o seu uso, alguns 
países como Brasil, China, Japão, Coreia do Sul, Austrália, Estados Unidos da América, 
Canadá e União Europeia, já regulamentaram a própolis, e utilizam os teores de 
flavonoides e fenólicoscomo alguns dos principais parâmetros químicos no controle de 
qualidade do produto (SUREK, 2022). No Brasil, a regulamentação de identidade e os 
requisitos mínimos que a própolis bruta e os extratos de própolis de A. mellifera e 
Meliponini devem atender são descritos na Instrução Normativa nº 3, de 2001, do 
Ministério da Agricultura e Abastecimento, que institui ainda medidas para a 
industrialização e comercialização desses produtos em âmbito nacional e internacional 
(BRASIL, 2001b; SUREK, 2022). 
Sendo uma das fontes mais promissoras de compostos bioativos, a própolis 
(BOUCHELAGHEM, 2021) tem como constituintes mais importantes os flavonóides 
(flavonóis, flavonas e flavononas), compostos fenólicos e compostos aromáticos, que 
parecem ser os principais componentes responsáveis pelas suas atividades biológicas 
(SIRIPATRAWAN; VITCHAYAKITTI, 2016) e são conhecidos como ingredientes 
ativos antioxidantes e antimicrobianos (BOUCHELAGHEM, 2021), tornando-se um 
composto funcional em embalagens de alimentos (KHODAYARI, 2019). Neste 
contexto, já estão em desenvolvimento materiais de embalagem de base biológica 
contendo própolis projetadas para transferir suas propriedades antimicrobianas e 
antioxidantes para os alimentos com os quais estão em contato, uma vez que a oxidação 
e contaminação microbiana são os principais fatores que afetam a qualidade e a 
segurança dos alimentos (SIRIPATRAWAN; VITCHAYAKITTI, 2016). 
A própolis tem recebido grande atenção como agente antimicrobiano e 
antioxidante em diversos filmes poliméricos, como quitosana, gelatina (ARDJOUM, 
2021; REYES; LANDGRAF; SOBRAL, 2021), hidroxipropilmetilcelulose 
28 
 
(ARDJOUM, 2021), amido, hidroximetilcelulose (REYES; LANDGRAF; SOBRAL, 
2021), tendo sido relatados os efeitos antimicrobianos da própolis contra bactérias 
Gram-postivas (Bacillus cereus, Listeria monocytogenes, e Staphylococcus aureus) e 
Gram-postivas (Salmonella Typhimurium, Escherichia coli e Pseudomonas 
fluorescence) (SIRIPATRAWAN; VITCHAYAKITTI, 2016). 
Siripatrawan e Vitchayakitti (2016) desenvolveram filmes de quitosana 
contendo diferentes concentrações de extrato de própolis e avaliaram a atividade 
antimicrobiana dos filmes para Staphylococcus aureus, Salmonella enteriditis, 
Escherichia coli e Pseudomonas aeruginosa. como resultado todos os filmes de 
quitosana com extrato de própolis apresentaram inibição contra as bactérias testadas. 
Eles testaram também as propriedades mecânicas e de permeabilidade ao vapor de água, 
e em conclusão, a adição do extrato de própolis melhorou as propriedades mecânicas e 
de barreira dos filmes. 
Devido sua ampla aplicação biológica, a própolis está ganhando atenção da 
comunidade científica (BOUCHELAGHEM, 2021), tornando-se uma alternativa 
sustentável aos plásticos convencionais, sendo adicionada a filmes biodegradáveis para 
melhorar suas propriedades mecânicas e funcionais (BERTOTTO, 2022), podendo ser 
também uma alternativa aos conservantes químicos, portanto, a própolis é uma boa 
escolha para aplicação em tecnologia de alimentos (IBRAHIM; ALQURASHI, 2022). 
 
2.6 MELANOSE EM CAMARÕES 
 
Nativo da costa do Pacífico do México, o camarão branco (Litopenaeus 
vannamei) tornou-se uma variedade de camarão cultivada no mundo inteiro, comumente 
capturada ou criada para a alimentação (YUAN et al., 2016). O camarão é um recurso 
alimentar muito importante em todo o mundo devido ao seu alto valor comercial e valor 
nutricional (YUAN et al., 2015). 
De acordo com a Organização das Nações Unidas para a Alimentação e a 
Agricultura (FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION OF THE UNITED 
NATIONS – FAO, 2020), o camarão é a segunda mercadoria mais valiosa em termos 
monetários dentre os produtos da pesca, sendo responsável por 15% do valor total do 
pescado comercializado internacionalmente. Estudo realizado em 2016 apontou a China 
como o principal produtor mundial de camarão branco do Pacífico, com níveis de 
produção de aproximadamente 1.120.000 toneladas em 2010 (YUAN et al., 2016). 
29 
 
Na década de 1970, deu-se início a carcinicultura no Brasil, com incentivos por 
parte do governo de alguns estados para impulsionar a produção de camarão, 
objetivando o comércio internacional (CÉSAR, 2020). No Brasil, a carcinicultura, 
cultivo de camarão em cativeiro, concentrou-se na região nordeste, devido as suas 
condições edafoclimáticas favoráveis à adaptação do camarão branco (Litopenaeus 
vannamei), sendo essa a região brasileira mais apta para o desenvolvimento da atividade 
(CÉSAR, 2020). 
No ano de 2003, a carcinicultura brasileira foi especialmente bem-sucedida, 
atingindo uma produção recorde ao ultrapassar as 90 mil toneladas de camarões, sendo 
que quase 80% da produção foi destinada ao mercado internacional, obtendo assim um 
valor de exportação na ordem de 226 milhões de dólares (CÉSAR, 2020). No entanto, 
segundo dados da Associação Brasileira de Criadores de Camarão (ABCC, 2019), 
houve uma queda da produção a partir de 2004 que se estendeu até 2018, causada pelo 
Whispovirus, um vírus conhecido como “mancha branca” e que atingiu dez estados 
brasileiros, incluindo os principais estados criadores de camarão, Rio Grande do Norte e 
Ceará. 
Segundo Rocha (2021), a região Nordeste foi a mais afetada pela “mancha 
branca”, tendo uma redução de 29,41% no volume de produção de 2014 (85 mil 
toneladas) para 2016 (60 mil toneladas). Contudo, em 2019 a produção de camarão 
marinho cultivado no Brasil atingiu um volume de 90 mil toneladas, um crescimento de 
16,88% em relação a 2018 (77 mil toneladas) e um aumento de 50% se comparado a 
2016, mostrando assim uma recuperação do setor ao alcançar um volume de produção 
próxima ao de 2003 (90.190 toneladas) (ABCC, 2020; CÉSAR, 2020). De acordo com 
Rocha (2022), mesmo com as dificuldades enfrentadas durante a pandemia de COVID-
19, o setor de carcinicultura continuou a crescer, atingindo um volume de produção de 
112 mil toneladas em 2020 e de 120 mil toneladas em 2021, e com perspectiva de 
atingir 200 mil toneladas em 2022 (ABCC, 2020; CÉSAR, 2020). 
Nos últimos anos o consumo de frutos do mar aumentou e os consumidores 
tornaram-se mais conscientes dos seus benefícios nutricionais. No entanto, o camarão é 
um crustáceo altamente perecível (GONÇALVES; OLIVEIRA, 2016; CÉSAR, 2020), 
com uma vida útil limitada devido à deterioração microbiológica e a melanose durante o 
seu armazenamento (YUAN et al., 2015). Pois graças a sua elevada atividade de água, 
composição química com alto teor de gordura insaturada e pH próximo à neutralidade, 
os camarões são os animais aquáticos mais propensos a sofrerem alterações oxidativas, 
30 
 
hidrolíticas e/ou microbiológicas. O fato de possuir maior nível de aminoácidos livres 
do que os peixes e conter enzimas que quebram as proteínas rapidamente é outro 
aspecto que torna esses crustáceos alvos fáceis para o ataque da microbiota deteriorante 
(CÉSAR, 2020). 
A melanose, ou “mancha negra” como é comumente conhecida, é uma das 
principais causas de perda de qualidade de camarões e consiste na formação de 
pigmentos escuros, acumulados principalmente no cefalotórax desses animais. Isto 
acontece devido a reações bioquímicas catalisadas pelas enzimas polifenoloxidases 
(PPO), que na presença de oxigênio formam compostos que podem se polimerizar, 
dando origem à melanina que é um pigmento insolúvel, escuro e de alto peso molecular 
e que se concentram principalmente sob a carapaça do cefalotórax (GONÇALVES; 
OLIVEIRA, 2016; CÉSAR, 2020). A Figura 7 ilustra o aparecimento dos pontos pretos, 
ocasionando a melanose em camarões. 
Figura 7 - Formação de pontos pretos ou melaninas, ocasionando a melanose 
em camarão 
 
Fonte: Gonçalves e Oliveira (2016) 
 
A melanização em crustáceos é um processo fisiológico relacionado ao sistema 
imunológico de invertebrados, que permite uma resposta rápida a infecção por 
patógenos. Uma vez queo camarão é retirado da água, inicia-se um processo chamado 
de melanogênese. Como ilustrado na Figura. 8, os fenóis, compostos incolores, sofrem 
oxidação enzimática catalisada por polifenoloxidases e se transformam em quinonas 
altamente coloridas, que reagem com aminoácidos para formar polímeros marrons 
complexos. O produto final da ação das polifenoloxidases, as o-quinonas reagem ao O2 
sofrendo oxidação adicional, desta vez sem a presença de enzimas, e dá origem a um 
polímero insolúvel de alto peso molecular chamado melanina (GONÇALVES; 
OLIVEIRA, 2016). 
31 
 
Figura 8 - Formação da melanina 
 
Fonte: Gonçalves e Oliveira (2016) 
Ainda que a melanose não cause danos à saúde dos consumidores, ela afeta as 
características sensoriais do camarão, reduzindo a qualidade e consequentemente a vida 
útil desde alimento, podendo levar a perdas econômicas (NAGARAJAN et al., 2021; 
GONÇALVES; OLIVEIRA; ABRANTES, 2015; GONÇALVES; OLIVEIRA, 2016; 
CÉSAR, 2020). 
Para manter a qualidade dos camarões durante o manuseio, processamento e 
armazenamento e impedir o aparecimento da melanose, deve-se implementar a 
minimização da polifenoloxidase (PPO), regulando o pH e/ou a temperatura, assim 
como o uso de inibidores apropriados de PPO (GONÇALVES; OLIVEIRA, 2016). 
Desta forma, para evitar o aparecimento de manchas pretas abaixo da cutícula, 
adicionam-se, imediatamente após a captura, misturas de inibidores de melanose, 
principalmente aquelas baseadas em derivados de sulfitos (CÉSAR, 2020). 
Os sulfitos são os aditivos mais eficientes e vastamente utilizados no mundo 
para prevenir a melanose em camarões. Eles atuam como antioxidantes, esterilizantes e 
conservantes, sendo usualmente misturados com ácidos orgânicos, tais como ácido 
cítrico, ácido ascórbico e ácido etilenodiamino tetra-acético (ethylenediamine tetraacetic 
acid - EDTA), ou com agentes quelantes para potencializar sua eficiência. O 
metabissulfito de sódio (MBS) (Na2S2O5) é o agente sulfitante mais utilizado em todo o 
mundo, pois, normalmente logo após a despesca, os camarões são submetidos a choque 
térmico em solução de MBS, água e gelo (GONÇALVES; OLIVEIRA; ABRANTES, 
2015; CÉSAR, 2020). Segundo Gonçalves, Oliveira e Abrantes (2015, p. 1), “Esses 
compostos interferem na polimerização das quinonas e não permitem a formação de 
pigmentos escuros nos camarões”. 
Como ilustrado na Figura. 9, o MBS tem o seu efeito antioxidante devido à 
formação de íons redutivos (SO3
2) que sequestram o O2 do meio, estabelecendo um 
ambiente anaeróbio inadequado tanto para o crescimento de microrganismos aeróbios, 
quanto para a formação da melanose (CÉSAR, 2020). 
32 
 
Figura 9 - O papel dos sulfitos como agentes redutores na inibição enzimática, 
reduzindo os percursores de pigmentos (quinonas) a difenóis incolores e menos reativos 
 
Fonte: Gonçalves e Oliveira (2016) 
Apesar da eficiência dos sulfitos na prevenção da melanose (GONÇALVES; 
OLIVEIRA; ABRANTES, 2015), seu uso em alimentos apresenta limitações por 
considerações como toxicidade, salubridade, efeito no paladar, sabor, textura e custo 
(GONÇALVES; OLIVEIRA, 2016), além de precisar ser reaplicado várias vezes para 
um efeito contínuo (GONÇALVES; OLIVEIRA, 2016). Sendo assim, seu uso na 
carcinicultura libera resíduos tóxicos, o que pode causar um grande impacto ambiental, 
especialmente nos corpos d’água próximos as fazendas de cultivo, que recebem grandes 
quantidades, principalmente de MBS diariamente (CÉSAR, 2020), como também à 
saúde humana, pois o MBS é considerado responsável por crises de asma por causar 
reações alérgicas graves em pessoas expostas a ele. Seus resíduos, bem como o dióxido 
de enxofre (SO2), também são prejudiciais à saúde e podem causar intoxicações agudas, 
dificuldade para respirar, cianose e até mesmo induzir a formação de edema pulmonar 
(GONÇALVES; OLIVEIRA; ABRANTES, 2015). 
Neste contexto, considerando os danos causados pelos sulfitos e as crescentes 
preocupações dos consumidores em relação à origem e processamento de alimentos 
(GONÇALVES; OLIVEIRA; ABRANTES, 2015), gerando uma demanda de mercado 
por produtos mais saudáveis e com menos aditivos (GONÇALVES; OLIVEIRA, 2016), 
atualmente vários estudos vêm sendo realizados na busca de alternativas que sejam 
oriundas de fontes orgânicas e sustentáveis para a substituição dos sulfitos, recorrendo, 
assim, a vários produtos, tais como: quitosana, extrato de plantas, fungos, sementes, 
frutos, folhas, chás (CÉSAR, 2020). A Tabela 1 mostra vários estudos realizados 
utilizando extratos naturais para a prevenção da melanose em camarões. 
 
 
33 
 
Tabela 1 - Estudos utilizando extratos naturais para prevenção de melanose em camarão 
Estudo Resultados Tipo de material Autores 
Prevenção da perda de 
qualidade e melanose de 
camarão branco do Pacífico 
por extratos de folhas de caju 
Os resultados mostram que o uso de solução de extrato de folha de caju pode ser usado 
como inibidor alternativo da melanose aos agentes sulfitantes, uma vez que ajudou a 
reduzir o crescimento microbiano e o surgimento da melanose nos camarões brancos do 
Pacífico. 
Solução de extrato de 
folhas de caju 
Sae-Leaw e Benjakul 
(2019) 
Acerola como possível agente 
antimelanótico em camarão 
branco (Litopenaeus 
vannamei) 
Os resultados mostram que o uso de solução de extrato de acerola não é suficiente para 
melhorar a qualidade ou prolongar a vida dos camarões brancos, no entanto, em relação 
ao índice de melanose para a solução de acerola apresentou um melhor resultado 
comparado ao grupo controle (sem tratamento). 
Solução de extrato de 
acerola 
Gonçalves et al. 
(2015) 
Extensão da vida útil do 
camarão branco do pacífico 
usando revestimentos à base 
de goma tragacanta contendo 
extrato de casca de limão 
persa (Citrus latifolia) 
Os resultados obtidos mostram que o revestimento à base de goma tragacanta contendo 
extrato de casca de limão persa tem um efeito protetor na vida de prateleira do camarão, 
aumentando sua vida útil em 4 dias, além de reduzir o processo de melanose e poder 
melhorar as propriedades químicas e sensoriais do camarão durante 10 dias de 
refrigeração. 
Cobertura à base de 
goma tragacanta e 
extrato de casca de 
limão persa 
Khaledian, Basiri e 
Shekarforoush (2021) 
Extensão da vida útil do 
camarão branco do Pacífico 
(Litopenaeus vannamei) 
usando quitosana e ε-
polilisina durante o 
armazenamento refrigerado 
Os resultados mostram que as coberturas de quitosana e quitosana combinada com ε-
polilisina podem efetivamente prologar a vida de prateleira do camarão ao inibir o 
crescimento de bactérias mesófilas e psicrotróficas, além de reduzir as alterações de 
qualidade físico-químicas e sensorial durante o armazenamento em baixa temperatura. 
Cobertura de 
quitosana e quitosana 
com ε-polilisina 
Na et al. (2018) 
Influência do revestimento Os resultados mostram que a cobertura de quitosana-gelatina com extrato de pericarpo Cobertura de Nagarajan et al. 
34 
 
comestível de quitosana-
gelatina incorporado com 
extrato de pericarpo 
longkong em camarão tigre 
preto refrigerado (Penaeus 
monodon) 
longkong tem efeitos positivos na prevenção da melanose, nas propriedades químicas, 
microbiológicas e sensoriais do camarão tigre preto em armazenamento refrigerado por 
20 dias. 
 
quitosana-gelatina 
com extrato de 
pericarpo longkong 
(2021) 
Avaliação comparativa da 
extensão da vida de prateleira 
do camarão Litopenaeus 
vannamei embalado com 
MAP tratado com extratos 
naturais 
Os resultados mostram que o extrato de casca de romã e extrato de semente de toranja 
amalgamado com MAP sem oxigênio e aumento de CO2 (Pp-CN e Gfs-CN) podem 
reprimir o crescimento microbiano e aumentar a vida útil e melhorar a qualidade 
tangível, até 24 dias. 
Solução de o extrato 
de casca de romã e 
extrato de semente de 
toranja amalgamado 
Udayasoorian et al.(2017) 
O efeito do revestimento de 
quitosana-gelatina na 
qualidade do camarão 
(Litopenaeus vannamei) sob 
condição refrigerada 
Os resultados mostram que a cobertura de quitosana-gelatina foi eficaz em reduzir a 
deterioração e prolongar substancialmente a vida útil do camarão, mantendo sua 
qualidade sensorial desejável por mais tempo. 
Cobertura de 
quitosana-gelatina 
Farajzadeh et al. 
(2016) 
Revestimentos de quitosana 
enriquecidos com resíduos 
ativos de camarão para 
preservação de camarão 
Os resultados mostram que o efeito antimelanósico da quitosana foi potencializado pela 
incorporação de concentrado lipídico-proteico de camarão na solução de cobertura, 
aumentando a fase lag e inibindo o crescimento de microrganismos envolvidos na 
deterioração do camarão, além de impedir o desenvolvimento da melanose em 
armazenamento refrigera por 5 dias. 
Cobertura de 
quitosana com 
concentrado lipídico-
proteico de camarão 
Arancibia et al. 
(2015) 
Revestimentos comestíveis à 
base de exopolissacarídeos 
Os resultados mostram que a cobertura à base de exopolissacarídeos ativos 
enriquecidos com extrato de alga vermelha estendeu a útil do camarão refrigerado e 
Cobertura à base de 
exopolissacarídeos 
Balti et al. (2020) 
35 
 
ativos enriquecidos com 
extrato de alga vermelha 
(Gracilaria gracilis) para 
melhorar a conservação de 
camarões durante o 
armazenamento refrigerado 
manteve todos os atributos sensoriais, mantendo os níveis bacterianos relativamente 
baixos. 
ativos enriquecidos 
com extrato de alga 
vermelha (Gracilaria 
gracilis) 
Efeitos de conservantes 
quitosana-alginato-nisina na 
qualidade e microbiota de 
deterioração do camarão 
Penaeus vannamei durante o 
armazenamento refrigerado 
Os resultados que os camarões tratados com o conservante quitosana-alginato-nisina 
tiveram uma vida de prateleira mais longa e menores proporções crescentes de valores 
de TVB-N (Nitrogênio Básico Volátil Total), TVC (Total de Contagens Viáveis), pH e 
K (frescor) durante o armazenamento a frio. 
Cobertura de 
quitosana-alginato-
nisina 
Cen et al. (2021) 
Efeito do revestimento de 
quitosana-carvacrol na 
qualidade do camarão branco 
do Pacífico durante o 
armazenamento em gelo 
afetado pelo ácido caprílico 
Os resultados mostram que a cobertura de quitosana-cravacrol foi eficaz em prolongar a 
vida de prateleira e manter a boa qualidade do camarão. Além disso, a adição de ácido 
caprilico a cobertura de quitosana-cravacrol apresentaram menor valor de TPC 
(Contagens Totais de Placas Aeróbicas) e TVB-N (Nitrogênio Básico Volátil Total) e 
mantiveram maiores graus de textura característica do camarão. 
Cobertura de 
quitosana-cravacrol e 
ácido caprílico 
Wang et al. (2018) 
Efeito do revestimento de 
quitosana combinado com 
extrato de chá verde na 
melanose e qualidade do 
camarão branco do Pacífico 
durante o armazenamento em 
Os resultados mostram que a formação da melanose foi significativamente inibida e a 
qualidade sensorial foi melhorada no camarão branco do Pacífico tratado com a 
cobertura de quitosana, extrato de chá verde e com quitosana incorporado de extrato de 
chá verde. 
Cobertura de 
quitosana, extrato de 
chá verde e quitosana 
com extrato de chá 
verde 
Yuan et al. (2016a) 
36 
 
gelo 
Efeito do revestimento de 
quitosana combinado com 
extrato de casca de romã na 
qualidade do camarão branco 
do Pacífico durante o 
armazenamento gelado 
Os resultados mostram que a cobertura de quitosana combinado com extrato de casca 
de romã pode inibir a melanose e mudança de diferença de cor, e melhorar a qualidade 
sensorial, dureza e elasticidade do camarão branco do Pacífico durante 10 dias de 
armazenamento gelado. 
Cobertura de 
quitosana combinado 
com extrato de casca 
de romã 
Yuan et al. (2016b) 
Efeito antioxidante do extrato 
de casca de laranja na 
qualidade química, 
propriedades sensoriais e 
manchas pretas de camarão 
branco cultivado 
Os resultados mostram que o extrato de casca de laranja melhora a qualidade química e 
as características sensoriais dos camarões durante o armazenamento em temperatura de 
geladeira, diminuindo o pH, o valor de peróxido e o TVN (Nitrogênio Volátil Total), 
além de prevenir o aparecimento das manchas pretas. 
Solução de extrato de 
casca de laranja 
Vakili e Ardakani 
(2018) 
Fonte: Elaborado pelo autor 
 
 
 
 
 
 
37 
 
3 MATERIAIS E MÉTODOS 
 
As principais etapas do processo são apresentadas na Figura 10, representando 
os estágios necessários para obtenção dos resultados. 
Fonte: Elaborado pelo autor 
 
3.1 MATERIAIS 
 
O extrato de própolis verde utilizado como agente ativo (antioxidante e 
antimicrobiano) no presente trabalho foi adquirida da Breyer produtos de abelha 
(Formigas – Minas Gerais, Brasil). A quitosana com 85% de desacetilação utilizada 
como biopolímero foi adquirida da Polymar Ciência e Nutrição S/A (Fortaleza, Brasil), 
também foram utilizado ácido acético para preparação da solução filmogênica e Etanol. 
TCC
Filme de quitosana 
e extrato de 
própolis
Análises
Molhabilidade
Ângulo de Contato
Cor Espessura FTIR DRX
Cobertura de 
quitosana e extrato 
de própolis
Aplicação em 
camarão
Análises
Perda de pesoVisual
pH
Figura 10 - Fluxograma de etapas elaboradas neste trabalho 
38 
 
A água destilada será usada como solvente de todos os sistemas em estudo e Etanol (≥ 
99.6, Êxodo Científica, Brasil) para o extrato de própolis. 
 
3.2 PRODUÇÃO DO EXTRATO DE PRÓPOLIS VERDE 
 
O extrato de própolis foi produzido em modo descontínuo de acordo com o 
método de Alves, Monteiro e Valencia (2022). A própolis verde moída foi adicionada à 
solução hidroetanólica na proporção de 1:35 (% p/v). A solução hidroetanólica foi 
preparada diluindo o etanol absoluto em água para obter a solução com concentração de 
etanol de 96% v/v. A extração foi realizada em banho ultrassônico a 40 kHz 
(Ultracleaner 1650, Unique, Brasil) por 20 minutos, com volume total de extrato de 100 
mL. Após a extração, o extrato de própolis foi centrifugado a 25 °C em uma centrífuga 
(Kasvi, Brasil) com força de 1700 × g, a 4000 RPM por 15 minutos. Na sequência, o 
extrato foi filtrado em papel filtro e armazenados em frasco âmbar a -24°C sob ausência 
de luz até o momento da utilização. 
 
3.3 PRODUÇÃO DO FILME ATIVO 
 
Os filmes ativos foram elaborados de acordo com o método Casting, utilizando 
a metodologia adaptada de Siripatrawan e Vitchayakitti (2016), que consiste no preparo 
de uma solução filmogênica, onde inicialmente, dissolve-se em ácido acético glacial 1% 
a quitosana (1%, g/100g), e deixa-se hidratar por 20 minutos, após hidratação a mistura 
de ácido acético e quitosana é pesada e então colocada em banho aquecido a 60 °C sob 
agitação mecânica (aproximadamente 400 RPM) por 30 minutos para completa 
dissolução da mistura. A solução obtida foi pesada, adicionada com o extrato de 
própolis (0; 5; 10; 20% m/m) e completada a massa evaporada com água destilada. Em 
seguida a solução é colocada sob agitação magnética a 60 rpm por 20 minutos para a 
completa mistura do aditivo no meio aquoso. Após a completa mistura, a solução foi 
colocada em banho de ultrassom por 20 minutos para retirada das bolhas de ar. Por fim 
foram pesados 10 g de solução formadora de filme em placas de petri pequenas e então 
deixadas a temperatura ambiente para secar. 
Foram produzidos filmes nas concentrações 0; 0,05; 0,1 e 0,2 g de própolis/g 
de quitosana. Filmes sem extrato de própolis foram considerados como controle (Q). 
 
39 
 
3.4 CARACTERIZAÇÃO DOS FILMES 
 
3.4.1 Espessura 
 
As espessuras dos filmes foram determinadas com micrômetro digital 
(Mitutoyo Co., Japão) com sensibilidade de 0,001 mm. Foram feitas 4 medidas em 
pontos aleatórios dos filmes e obteve-se a média. 
 
3.4.2 Análise de Cor 
 
A cor dos filmes de quitosana e quitosana/extrato de