BOTÂNICA CRIPTOGÂMICA 6

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BOTÂNICA CRIPTOGÂMICA
AULA 6
Profª Nicole Witt
CONVERSA INICIAL
Nesta etapa, estudaremos a importância da taxonomia para o estudo e conservação da flora, conheceremos alguns sistemas de identificação de táxons com foco nas chaves de identificação de organismos criptógamos e também discorreremos sobre a importância dos herbários para os estudos e conservação da flora. Por fim, estudaremos métodos de coleta e herborização para exemplares de briófitas, pteridófitas, algas e fungos.
TEMA 1 – TAXONOMIA E ESTUDO DA FLORA
A diversidade de espécies existente no planeta é um fato evidente (só de plantas vasculares, há mais de 260 mil espécies descritas e de fungos, mais de 40 mil – Reece et al., 2015), tanto que é algo que pode ser observado por qualquer um de nós ao prestarmos atenção ao nosso redor.
À medida que caminhamos em um parque, em um bosque, em uma trilha ou ao subirmos uma montanha, averiguamos uma variedade de espécies diferentes da fauna e da flora. Como isso sempre nos intrigou, desde muito cedo na história da humanidade desenvolvemos formas de organizar os organismos, criando, assim, diferentes sistemas de classificação.
Atualmente, a disciplina científica responsável por inventariar e descrever a biodiversidade, classificando os seres vivos em grupos (linhagens) a partir de suas características morfológicas, fisiológicas e genéticas, é a sistemática. Quando o objetivo da classificação busca refletir as relações evolutivas, levando em conta o grau de parentesco entre os organismos, definimos como sistemática filogenética, que é o sistema de classificação que se baseia na teoria evolutiva e é o mais utilizado nos dias atuais.
Fazendo parte da sistemática, temos a taxonomia, que pode ser definida como a “Disciplina científica dedicada a nomear a classificar as diversas formas de vida” (Reece et al., 2015, p. 1381). Diante disso, a taxonomia envolve, portanto, a identificação, a denominação e a classificação das espécies. A identificação segue a nomenclatura binomial proposta por Lineu em 1753, onde o nome da espécie corresponde ao gênero seguido de epíteto específico, normalmente um adjetivo, p. ex.: Nepeta cataria, popularmente conhecida como erva-de-gato. É importante pontuar que os nomes de gêneros e espécies são impressos em latim e em itálico ou sublinhados (Raven; Evert; Eichhorn, 2018).
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Dentro da Biologia Vegetal, a Sistemática Vegetal, muitas vezes, denominada por Taxonomia Vegetal, é o ramo da Botânica que têm por finalidade identificar, nomear e agrupar as plantas dentro de sistemas, levando em consideração suas características internas e externas, suas relações genéticas e evolutivas.
Nesse sentido, a classificação é a ordenação das plantas em táxons (ou taxa)1, em que cada espécie pertence a um gênero e este a uma família. Famílias são subordinadas a uma ordem, as ordens a uma classe e cada classe a uma divisão ou filo (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015). Os filos, no caso dos organismos estudados na botânica, serão agrupados em Reino Plantae ou Primoplantae (Archaeoplastida), conforme a classificação utilizada nessa disciplina – algas verdes, algas vermelhas e plantas terrestres; as algas que não são vermelhas ou verdes, nas diferentes linhagens de Protistas, e os fungos no Reino Fungi.
Quanto à nomenclatura botânica, o nome designado para as espécies de algas, fungos e plantas segue as regras e recomendações aprovados em Congressos internacionais de Botânica e publicados em um Código Internacional de Nomenclatura para algas, fungos e plantas (antes de 2011 era designado Código Internacional de Nomenclatura Botânica (ICBN).
Agora, para a correta identificação de uma espécie botânica, comumente se faz a comparação com uma amostra seca (exsicata) guardada em museu ou herbário que serve como base para comparação para que se possa determinar se são membros da mesma espécie (Raven; Evert; Eichhorn, 2018). A utilização da literatura específica (livros, artigos etc.) e das chaves de identificação também são recursos importantes.
Somado a esses recursos, atualmente, as bases de dados digitais que contém informações importantes sobre a biodiversidade, como descrição e distribuição das espécies, estado de conservação, entre outras, também têm contribuído muito com a identificação e conhecimento sobre as espécies. A seguir, alguns exemplos.
· SiBBr – Sistema de Informação sobre a biodiversidade brasileira.
· ICMBio – Portal da Biodiversidade.
1 Táxon é o termo aplicado para determinar diversas unidades taxonômicas de níveis hierárquicos diferentes ou categorias. Ex.: gênero = categoria = táxon. Plural, táxons ou taxa.
· WDPA – World Database on Protected Areas.
· LEAp – Laboratório de Ecologia Aplicada (UFSC).
· iDiv – Centro Alemão de Pesquisa Integrativa em Biodiversidade que produziram o sPlot – Banco de dados de vegetação global.
· GBIF — Sistema Global de Informação sobre Biodiversidade.
 (
Saiba mais
Para conhecer como o sPlot foi criado e como os dados foram coletados,
 
acesse
 
o artigo a
 
seguir.
Disponível
 
em:
 
<https://
www.ufrgs.br/ciencia/pesquisadores-compilam-e-
 
analisam-base-global-de-dados-de-especies-de-plantas-e-suas-
 
caracteristicas/>. Acesso em: 18 abr. 2022.
)
1.1 Taxonomia e conservação da flora
Mas por que a correta identificação das espécies é importante para a biologia da conservação? As espécies são as unidades fundamentais da vida e, apesar da dificuldade em se definir o que é uma espécie e qual conceito utilizar (biológico, filogenético ou outro), suas nomeações e descrições adequadas são fundamentais para que cientistas e gestores estudem e conservem a biodiversidade. Nesse sentido, a conservação das espécies exige uma compreensão clara de quem são as espécies e o que as distingue umas das outras, compreendendo, com isso, de forma correta, a distribuição e o nicho ecológico de cada espécie.
A clareza na taxonomia também é essencial para definir leis sobre quais espécies são protegidas. Globalmente, espécies descritas de forma imprecisa levam a uma má gestão, perda de recursos, dificultam a conservação e podem proteger equivocadamente espécies não ameaçadas ou, ainda, proteger a espécie de forma inadequada por deturpação do tamanho e distribuição da população. Portanto, sendo a taxonomia uma ciência dinâmica, taxonomistas e biólogos conservacionistas precisam se unir para promover mecanismos legislativos eficazes para a real conservação da biodiversidade (Thomson et al., 2018).
TEMA 2 – CHAVES TAXONÔMICAS
As chaves taxonômicas ou de identificação são recursos úteis e bastante utilizados na identificação de organismos desconhecidos e são produzidas a partir de um conjunto de caracteres morfológicos marcantes e facilmente reconhecíveis nos espécimes examinados (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015).
O objetivo das chaves taxonômicas é apresentar caracteres de tal forma que, por uma série de escolhas alternativas, chega-se à identificação de um táxon específico, que pode ser a nível de espécie, gênero, família, ordem ou outro. É importante destacar que as chaves de identificação correspondem a um arranjo analítico artificial, que não tem por intenção refletir as relações filogenéticas entre os táxons (Faleiro, 2020).
As características presentes em uma chave podem se restringir a plantas da flora regional ou podem abranger vegetais distribuídos mundialmente. Da mesma forma, há chaves específicas para identificar plantas em nível de família, gênero ou espécie (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015). Quantos aos tipos, existem as chaves tradicionais ou dicotômicas e as interativas ou de múltiplos- acessos (Faleiro, 2020).
2.1 Chaves taxonômicas tradicionais
A primeira chave taxonômica dicotômica foi desenvolvida por Richard Waller (Figura 1) e, ainda hoje, chaves como esta continuam sendo construídas (Figura 2) e constituem uma ferramenta amplamente utilizada para a identificação de espécies, gêneros, famílias e outras categorias, estando presentes em grande parte dos trabalhos de descrição e revisão de táxons (Faleiro, 2020).
Essestipos de chaves são constituídos por um conjunto de proposições contraditórias, estruturadas dicotomicamente para facilitar seu manuseio (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015), ou seja, possuem alternativas mutuamente excludentes que conduzem ao próximo passo e, desta forma, por diante, até que se chegue na identificação do espécime (Faleiro, 2020). Por possuírem um ponto de partida definido e apresentarem uma única sequência funcional, dizemos que são chaves hierárquicas. Esse funcionamento da chave pode ser um problema, pois, se o pesquisador não identificou a característica ou a amostra coletada, não apresenta tal informação, o pesquisador não consegue prosseguir com a identificação.
Figura 1 – Representação das tabelas de Richard Waller. As tabelas apresentam os caracteres de identificação inseridos em um diagrama de árvore com ramificação dicotômica. No final dos ramos, há prancha das espécies de plantas, caracterizando como chave dicotômica ilustrada ou pictórica
Fonte: Faleiros, 2020.
Figura 2 – Exemplo de uma chave taxonomia tradicional dicotômica. Chave para identificação de alguns gêneros de pteridófitas
Fonte: Fernando Santiago, [S.d.].
2.2 Chaves taxonômicas interativas
Enquanto as chaves tradicionais são dicotômicas e fáceis de serem construídas manualmente, as chaves taxonômicas interativas ou multiacesso são construídas em programas de computador e funcionam por exclusão da lista de possíveis resultados, o que significa que, ao selecionar um estado de caráter, ela mantém todos os táxons que possuem aquele estado selecionado e exclui todos aqueles que não o possuem.
Por causa disso, para a sua construção, é necessário primeiro construir uma matriz com todos os táxons e caracteres incluídos (Faleiro, 2020). Embora possuam o mesmo objetivo das chaves tradicionais, as chaves interativas, segundo Faleiro (2020), diferem bastante destas e apresentam algumas vantagens, tais como se seguem.
1. 	Como não possuem uma sequência hierárquica de passos (são multiacesso), o usuário pode escolher por qual caráter iniciar a identificação e por quais quer seguir. Com isso, o usuário pode inserir as informações sobre os caracteres que ele dispõe do organismo que se pretende identificar e não fica preso a características que eventualmente não conseguiu identificar.
2. É possível inserir nesse tipo de chave uma variedade de informações, como links, fotos, vídeos, sons, imagens, entre outras, isso acaba tornando as chaves mais atrativas e, às vezes, mais fáceis, o que as torna excelentes ferramentas para disseminar o conhecimento taxonômico.
3. Para atualizar os caracteres e/ou novos táxons, basta integrá-los à matriz. Isso torna a edição da chave muito mais simples e fácil.
4. 	O acesso às chaves interativas é bastante prático, pois podem ser publicadas on-line. Ao mesmo tempo, isso permite que haja maior interação com o usuário, o que favorece, até mesmo, a construção coletiva e reparação de eventuais erros.
2.3 Indicações de chaves taxonômicas e demais mecanismos para identificação de espécimes botânicas
Para a identificação de algas, fungos e plantas desconhecidos, existe uma variedade de publicações sobre a flora de estados, de regiões ou de unidades políticas menores que possuam chaves e descrições botânicas (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015). Com foco nos organismos criptógamos, além das bases de dados digitais já indicadas anteriormente, seguem algumas sugestões para identificação dos diferentes táxons.
Exemplos de artigos, livros e páginas institucionais:
1. Catálogo	de	plantas	e	fungos	do	Brasil.	Disponível	em:
<https://static.scielo.org/scielobooks/z3529/pdf/forzza- 9788560035083.pdf>. Acesso em: 18 abr. 2022.
2. Macroalgas marinhas da área de influência da Central Nuclear Almirante Álvaro Alberto/ Baía da Ilha Grande / Rio de Janeiro. Disponível em:
<https://www.icmbio.gov.br/esectamoios/images/stories/Guia_de_Macro algas_Marinhas_2015.pdf>. Acesso em: 18 abr. 2022.
3. Chave provisória para identificação dos Gêneros de algas marinhas da zona das marés do litoral do Estado de Pernambuco. Disponível em:
<https://periodicos.ufpe.br/revistas/TROPICALOCEANOGRAPHY/article/ view/2559>. Acesso em: 18 abr. 2022.
4. Algas do Estado de São Paulo. Chave artificial para identificação de alguns gêneros.
5. Algas: uma abordagem filogenética, taxonômica e ecológica (Franceschini
et al., 2010 – editora Artmed).
6. Laboratório de Biologia de Micorrizas Universidade Federal do Rio Grande do	Norte.	Disponível	em:
<https://glomeromycota.wixsite.com/lbmicorrizas>. Acesso em: 18 abr. 2022.
7. Fungos macroscópicos do Pantanal do Rio Negro, Mato Grosso do Sul, Brasil.	Disponível	em:
<https://www.scielo.br/j/hoehnea/a/dz9ygCShmBZMRPQykrQvpMq/?for mat=pdf&lang=pt>. Acesso em: 18 abr. 2022.
8. Guia preliminar para as Briófitas frequentes em Manaus e adjacências. Disponível	em:
<https://www.scielo.br/j/aa/a/D3HqpmgSHBtPnBjkKDqp6Yj/?format=pdf& lang=pt>. Acesso em: 18 abr. 2022.
9. Portal de Chaves Interativas da Biodiversidade (Criptógamas). Disponível em: <https://www2.icb.ufmg.br/chaveonline/chaves/criptogamas.html>. Acesso em: 18 abr. 2022.
10. Chave para identificação de gêneros de criptógamos vasculares citados para a flora Brasileira. Disponível em:
<https://brazilianjournals.com/index.php/BRJD/article/view/23057/18530>
. Acesso em: 18 abr. 2022.
11. Programa de Pesquisa em Biodiversidade (PPBio – Inpa). Disponível em: <https://ppbio.inpa.gov.br/noticias/chaveonline>. Acesso em: 18 abr. 2022.
Exemplos de plataformas com trabalhos indexados:
1. 	Biological abstract. Disponível em: <www.periodicos.capes.gov.br>. Acesso em: 18 abr. 2022.
2. Index to American Botanica l Literature, Resources, Index.
3. CNIP – Centro Nordestino de Informações sobre Plantas, UFPE.
4. Teses brasileiras. Disponível em: <www.ibict.br>. Acesso em: 18 abr. 2022.
Exemplos de aplicativos:
1. Chave de Identificação Botânica;
2. PlantNet;
3. iNaturalist; e
4. FunGui – Guia de Identificação para Fungos.
TEMA 3 – HERBÁRIOS E O ESTUDO DA FLORA
Segundo Fidalgo e Bononi (1989), “Herbário é uma coleção de plantas [algas ou fungos] mortas, secas e montadas de forma especial, destinadas a servir como documentação para vários fins” (p. 5). Denominadas de exsicatas (Figura 3), essas amostras secas são essenciais para as pesquisas na área de sistemática, tanto que, por meio de uma simples comparação entre os espécimes
coletados e as exsicatas dos herbários, já é possível identificar os organismos desconhecidos.
Ao mesmo tempo, as exsicatas servem como um material testemunho para documentar a ocorrência de uma espécie em uma determinada localidade com possíveis registros de suas características ecológicas (Judd et al., 2009), consistindo, portanto, em bancos de informações sobre a flora existente no planeta (Medeiros, Mendes e Lucena, 2015).
Diante disso, os herbários são fundamentais para o desenvolvimento de trabalhos de levantamento da flora, de conservação e monitoramento ambiental, para o conhecimento da flora da região para fins de alimentação, de apicultura, de paisagismo e de interesses medicinais. Ainda podem ser utilizados para a reconstituição paleoecológica de uma região (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015), por meio, principalmente, da análise de pólen e esporos.
Figura 3 – Exsicata com folhas e frutos de canela do curucutu (Ocotea curucutuensis)
Fonte: Sara Schmidt, 2020, Pesquisa Fapesp.
Os herbários podem ser coleções que refletem a flora de uma região ou abrigar espécies do mundo inteiro, quando servem como referência para estudos mais abrangentes (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015) e, de acordo com os mesmos autores, são centros de identificação botânica que atendem às seguintes finalidades.
· Fornecer dados à taxonomia botânica.
· Auxiliar e validar pesquisas nas áreas de botânica, anatomia, ecologia, palinologia, genética, ecologia, química e etnobotânica.
· Documentar a vegetação de uma região.
· Ajudar a reconstituir as informações sobre a flora original de uma área degradada.
· Colaborar com estudos sobre a relação evolutivaentre plantas e animais.
· Promover o diálogo entre pesquisadores do mundo todo e o intercâmbio de material botânico entre herbários.
· Proporcionar a formação continuada de botânicos, por meio de estágios oferecidos.
· Promover o estudo florístico e a revisão de novos táxons.
· Prestar assessoria técnica aos cursos de pós-graduação na identificação de amostras relacionadas à elaboração de monografias, teses e dissertações, bem como à sociedade como um todo.
3.1 Herbários nacionais
No Brasil, temos 216 herbários em funcionamento, os quais, em conjunto, no ano de 2018, reuniam 8,4 milhões de exemplares, número similar ao do herbário do museu nacional de história natural de Paris, o mais antigo e um dos maiores do mundo, com cerca de 8 milhões.
A maioria dos herbários brasileiros estão em universidades públicas (cerca de 60%), seguido de institutos e jardins botânicos (10%), e o restante em universidades comunitárias, ONGs e empresas privadas e públicas. As maiores coleções estão no Jardim Botânico do Rio de Janeiro (cerca de 850 mil amostras) e no Museu Nacional (cerca de 600 mil) (Schmidt, 2020).
Assim como em muitas áreas da pesquisa nacional, os curadores dos herbários sofrem com a falta de verba e espaço, o que limita a ampliação das coleções e prejudica o armazenamento das que estão presentes e, ao mesmo tempo, atrasa a digitalização das amostras e organização dos herbários virtuais. Inclusive, cerca de um terço dos espaços que abrigam os herbários não possuem estrutura de proteção contra incêndios.
Para conhecer mais sobre a realidade dos herbários nacionais, acesse o artigo “Herbários brasileiros, das caixas de papelão aos acervos on-line”, da Sara Schmidt (2020) – Pesquisa Fapesp e, para conhecer alguns acervos virtuais, o
Programa Reflora e o INCT – Herbário Virtual da Flora e dos Fungos. É possível, também, participar do grupo Rede Brasileira de Herbários – SBB do Facebook, no qual podemos acompanhar diversas publicações relevantes.
Disponíveis em: <https://revistapesquisa.fapesp.br/herbarios-brasileiros- das-caixas-de-papelao-aos-acervos-on-line/>;
<http://reflora.jbrj.gov.br/reflora/PrincipalUC/PrincipalUC.do>;
<http://inct.florabrasil.net/>. Acessados em: 18 abr. 2022.
TEMA 4 – COLETA E HERBORIZAÇÃO DE PLANTAS TERRESTRES
De acordo com Fidalgo e Bononi (1989) e Medeiros, Mendes e Lucena (2015), diversos procedimentos metodológicos são necessários para que plantas possam ser registradas em um herbário. O primeiro passo envolve a coleta adequada de material botânico, depois teremos a prensagem, a secagem, a identificação e a montagem do material botânico, que consistem em etapas importantíssimas para o resultado final das amostras que farão parte do acervo de uma coleção (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015). Para tanto, os mesmos autores indicam a necessidade dos seguintes materiais.
· Tesoura de poda, podão, facão ou espátula (depende muito do espécime de planta que irá coletar).
· Desplantador (para pteridófitas, principalmente).
· Caixas plásticas ou de papelão e envelopes de papel para briófitas.
· Prensa de madeira (vide item 4.3.1).
· Papelões de espessura dupla e jornais.
· Sacos plásticos e estopas.
· Cordas, cordões grossos ou cintas com fivelas para amarração.
· Fichas de identificação e cadernetas de campo.
· Lupa de mão.
· Binóculo (indivíduos arbóreos ou epífitas).
· GPS.
· Câmera fotográfica.
É importante pontuar que cada herbário pode ter particularidades quanto às instruções para as suas exsicatas, assim vale a pena averiguar essas informações antes de concluir a coleta e herborização dos materiais. Como
exemplos, as normas do Herbário Prof. Jorge Pedro Pereira Carauta (HUNI) da Universidade Federal do Estado do Rio de Janeiro2 e o Protocolo para coleta, herborização e identificação de espécimes vegetais do Laboratório de Ecologia e Evolução de Plantas Amazônicas3.
4.1 Orientações gerais
Em linhas gerais, para que o material botânico possa ser identificado, é necessária a presença do máximo de estruturas possíveis, com foco nas reprodutivas, como ramos férteis sexuados contendo estróbilos, flores e/ou frutos no caso das espermatófitas e assexuados, com esporângios com esporos no caso das criptógamas. É importante que, especialmente as briófitas e pteridófitas não “arbóreas”, possam ser coletadas inteiras.
É indicado que se colete no mínimo cinco exemplares da mesma espécie, para que se possa, ao mesmo tempo, identificar a espécie e, por meio das duplicatas, realizar a permuta com outros herbários, além de garantir que conheçamos um pouco da variedade entre os indivíduos (polimorfismo) (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015).
É importante sempre obter a coordenada do GPS bem próximo ao indivíduo coletado, preferencialmente na base da planta, e fazer o registro na caderneta de campo, que é um material fundamental, pois, além de dados botânicos que serão catalogados junto à ficha de campo (Figura 4) escrita a lápis, dados do ambiente e hábitat devem ser registrados.
Além disso, todas as amostras devem ser registradas por fotografias, tanto com fotografias feitas em campo, do indivíduo inteiro em seu ambiente e de detalhes como em briófitas: gametófito e esporófito; em pteridófitas os soros e esporângios, folíolos, caule e outras. O mesmo vale para as espermatófitas quanto aos estróbilos, flores, frutos e sementes e em indivíduos arbóreos, a casca das árvores e suas estruturas. Quanto em laboratório, no qual devem ser feitas fotos das exsicatas. Para que as fotos tenham valor científico, é
2 Disponível em: <http://www.unirio.br/ccbs/ibio/herbariohuni/pdfs/instrucoes-para-montagem- de-exsicatas>. Acesso em: 18 abr. 2022.
3 Disponível em:
<http://www.botanicaamazonica.wiki.br/labotam/doku.php?id=projetos:sgc:natura:protocolos:col eta#protocolo_para_coleta_herborizacao_e_identificacao_de_especimes_vegetais>. Acesso em: 18 abr. 2022.
imprescindível o uso de escalas e o cuidado com a iluminação e a perspectiva da foto.
Figura 4 – Exemplo de uma ficha de campo. As informações dessa ficha junto dos registros da caderneta de campo deverão compor o rótulo e fichas de herbários
Fonte: Fidalgo; Bononi, 1989.
Com exceção das briófitas, as quais devem ser coletadas sempre inteiras e com um pouco do substrato e armazenadas em caixas plásticas ou de papelão, devido às suas estruturas frágeis, as plantas vasculares, quando não coletadas inteiras (pteridófitas “arbóreas” ou a maior parte das espermatófitas), podem ter ramos coletados (preferencialmente os férteis) e indica-se a prensagem já em campo, pois, assim, as suas características botânicas são conservadas ao máximo.
Exemplares inteiros não devem ser maiores do que 35-40cm, caso isso aconteça, o que ultrapassar deve ser dobrado em V ou N, respeitando as medidas da cartolina padrão do herbário. Já quando o tamanho do exemplar, espécime ou parte dele (ramos, folhas etc.) ultrapassar em demasia as dimensões desejadas, recomenda-se o corte no tamanho adequado, com cada segmento recebendo a indicação da fração que representa do todo (Ex.: "Parte um de cinco partes"). O conjunto de frações relativas a um mesmo exemplar deve permanecer sempre junto e sob o mesmo número de herbário (Fidalgo; Bononi, 1989).
4.2 Coleta e herborização de briófitas
As briófitas correspondem ao coletivo de plantas terrestres avasculares caracterizadas como hepáticas (filo Hepatophyta), musgos (filo Bryophyta) e antóceros (filo Anthocerophyta) (Reece et al., 2015; Raven; Evert; Eichhorn, 2018). As briófitas são encontradas crescendo sobre os mais variados substratos (troncos vivos ou em decomposição, superfície de rochas, conchas, folhas vivas, diferentes tipos de solos e outros materiais orgânicos) tanto em florestas de regiões úmidas, como também no Cerrado, na Caatinga e mesmo no deserto, em que a umidade relativa é muito baixa (Fidalgo; Bononi, 1989).
Segundo Fidalgo e Bononi (1989), para a coleta de briófitas, importante separar os seguintes materiais: caixa de papelão grande, lenço de papel macio, saco confeccionado com jornal (19cm x 12,5cm), tesourapequena, espátula ou canivete. Como o material é de fácil conservação, para a coleta e conservação de briófitas quase não existe um método específico, inclusive as amostras, quando secas, raramente emboloram ou são atacadas por insetos (Fidalgo; Bononi, 1989).
O material, coletado com um pouco do substrato, deve secar à temperatura ambiente ou levemente prensado entre jornal ou papel chupão, mas nunca colocado em prensa. Ao acondicionar o material, é importante arrumar os indivíduos de forma a evitar emaranhamentos ou danos ao material. Sempre que possível, deve-se coletar tanto os gametófitos masculinos como os femininos. Com relação aos esporófitos, estes devem ser mantidos junto ao gametófito feminino, ou quando em número reduzido devem ser separados e colocados juntos, no saco original, com o mesmo número de gametófitos, para evitar que se percam no meio do material (Fidalgo; Bononi, 1989).
Quando a coleta envolver briófitas aquáticas, é importante seguir alguns procedimentos para a secagem, evitando, assim, o emboloramento. Para a retirada do excesso de água, Fidalgo e Bononi (1989) sugerem que o material seja levemente comprimido entre papel chupão, sem espremer e, em seguida, para reduzir a umidade, manter por um ou dois dias em saco de papel comum ou confeccionado com jornal.
Também é importante o uso de sacos pequenos para manter as espécies delicadas, em boas condições ou para estudo microscópico, com a proteção adicional de lenço de papel macio. No próprio saco de papel, são feitas as anotações (Fidalgo; Bononi, 1989).
Segundo os mesmos autores, todo e qualquer material coletado deve ser identificado e separado por espécie e local de coleta e, sempre que possível, deve se coletar quantidade suficiente de material para estudos posteriores e para a confecção de duplicatas.
Quanto à preservação de materiais, somente talos e esporófitos e anterídios de hepáticas e antóceros devem ser fixados em FAA, solução de Transeau ou em formalina a 1%. Para a secagem e herborização, colocar o material entre jornais, espalhar e depois apertá-lo levemente. Depois de seco à temperatura ambiente ou em estufa o material, é colocado em sacos de papel e, em seguida, dentro de um envelope padronizado (12,8 x 9,5cm) confeccionado com papel sulfite, (28 x 21,5cm). Em herbários, esses envelopes são rotulados e colocados em caixas de tamanho padrão ou em gavetas (Fidalgo; Bononi, 1989).
4.3 Coleta e herborização de pteridófitas
As plantas vasculares que não produzem sementes e se reproduzem por esporos são artificialmente consideradas pteridófitas. Com isso, são pteridófitas as licófitas, como as selaginelas e as monilófitas, como as samambaias e cavalinhas. Esse coletivo perde em diversidade somente para as angiospermas (Raven; Evert; Eichhorn, 2018).
Há grande diversidade de porte e de hábitat entre as pteridófitas, sendo possível encontrar pteridófitas herbáceas, arbustivas, arbóreas e aquáticas. Da mesma forma, encontramos pteridófitas habitando o solo, a água, a superfície de pedras ou árvores, os barrancos de estradas, de rios e de riachos, nos arredores de casas e construções, nos cerrados, matas etc. (Fidalgo; Bononi, 1989).
Para fins taxonômicos, as pteridófitas devem ser coletadas apenas quando férteis, ou seja, quando possuem folhas com soros (conjuntos de esporângios) ou estróbilos, ambos participando do ciclo assexuado do grupo e sendo estruturas responsáveis pela produção de esporos por meiose. Adicionalmente, todas as partes de uma pteridófita são necessárias à taxonomia, portanto, cada planta deve ser coletada inteira (Fidalgo; Bononi,1989).
A ausência de qualquer parte desvaloriza e, às vezes, até impossibilita uma identificação precisa, razão pela qual Fidalgo e Bononi (1989) recomendam o emprego de desplantador, tesoura de poda e estopa para a coleta, o que reduz
os danos causados à planta e permite que o material seja adequadamente protegido. No caso das espécies que possuem rizoma muito incrustado em seus substratos, os mesmos autores indicam que parte do substrato deve ser removido junto com a planta e para as arbóreas, a fronde toda precisa ser coletada, inclusive as escamas da base da raque.
4.3.1 Prensagem e herborização
Para uma boa herborização, o que envolve a preparação e prensagem do material coletado para posterior depósito em um herbário, sugere-se que as pteridófitas sejam imediatamente prensadas para evitar o enrolamento dos bordos. A prensagem consiste em colocar as plantas coletadas, uma a uma em folhas de jornal, identificadas com a sua ficha de campo, em uma prensa (Figura 5) bem apertada, para que os exemplares dessecados não fiquem enrugados (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015).
A prensa, por sua vez, é constituída por duas tábuas de madeira com dimensões de cerca de 29 x 42cm, que servem para pressionar a amostra e secá-la sem dobras; folhas de papelão, contendo as mesmas dimensões das tábuas, para retirar a umidade do material; amostras de papelão; cordas ou cintas para amarrar e, ainda, podem fazer parte da prensa, placas de alumínio corrugado com mesmas dimensões das tábuas, caso se utilize estufa para secar o material.
Figura 5 – Esq. Montagem. Dir. Prensa pronta
Fonte: protocolo para coleta, herborização e identificação de espécimes vegetais (Laboratório de Ecologia e Evolução de Plantas Amazônicas).
Para a prensagem, coloca-se as amostras de plantas nas folhas de jornal intercaladas com papelão (e o alumínio corrugado quando para secagem em estufa – não deixar esse material em contato com as plantas). Passo a passo:
colocar sobre a grade de madeira um papelão e as folhas de jornal contendo o exemplar ou parte com sua respectiva ficha de campo. Em seguida, coloca-se outro papelão, folhas de jornal com outra amostra e, assim, sucessivamente. Por fim, o material é fechado com a outra grade de madeira, utilizando-se, para isso, das cintas ou cordas (Figura 5).
Caso a prensa esteja em campo ou o pesquisador opte por utilizar o calor do sol para a secagem do material, o jornal deve ser trocado diariamente para evitar a proliferação de fungos. Em laboratório, recomenda-se o uso de estufas por cerca de 10-12 horas para a secagem e de prensas contendo o alumínio corrugado (Fidalgo; Bononi,1989). Uma vez desidratadas, as amostras deverão ser costuradas com linha de algodão em cartolina branca (42 cm alt. x 28 cm larg) (Fidalgo; Bononi, 1989), envolvidas por papel madeira ou Kraft ouro dobrado ao meio (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015).
No canto inferior direito da cartolina, coloca-se a etiqueta com as informações da planta, hábitat e coletor, seguindo as regras do herbário e, acima, no canto superior esquerdo, um pequeno envelope com partes retiradas ou caídas do material (Figura 3) (Peixoto; Maia, 2013). Uma vez prontas, as exsicatas devem ser armazenadas em armários e organizadas segundo sistema de classificação vigente (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015).
TEMA 5 – COLETA E HERBORIZAÇÃO DE ALGAS E FUNGOS
A seguir, serão apresentadas algumas metodologias de coleta e armazenamento de algas e fungos.
5.1 Coleta de algas dulcícolas e marinhas
As algas ocupam os mais variados ambientes, com predominância no meio aquático. Para estudar esses organismos, como eles apresentam variação na estrutura corporal e interação com o ambiente, primeiramente, se deve determinar qual é o grupo de estudo, a fim de se definir onde serão feitas as coletas e qual a metodologia será aplicada para a obtenção das amostras (Franceschini et al., 2010).
Para a coleta de algas planctônicas, com foco em algas microscópicas unicelulares, coloniais ou filamentosas, como as euglenas, cianobactérias, crisofíceas, diatomáceas, dinoflagelados e algas verdes (p. ex. Desmodesmus,
Dimorphococcus e Monoraphidium), segundo Medeiros, Mendes e Lucena (2015), utiliza-se uma rede especial de malha reduzida (rede de plâncton), que deve ser jogada dentro de um corpo d’água e arrastada cuidadosamente sobre a superfície da água, preferencialmente em lugar calmo por cerca de 10-15 minutos.
É importante não passar a rederente ao fundo, para não coletar o substrato junto. Após a coleta, o líquido preso no frasco localizado na porção terminal da rede deve ser cuidadosamente transportado para outros frascos destinados à fixação e ao transporte do plâncton obtido. É importante etiquetar os frascos anotando a data, localização, hora, características do tempo, profundidade de coleta e outras que julgar importante.
Para a amostragem e identificação, será necessária a observação através de microscópio óptico. Para isso, as amostras podem ser preparadas pelos métodos de centrifugação ou sedimentação. Para a identificação das espécies- chave taxonômicas, podem ser utilizadas, bem como é feita a comparação com a literatura e bases de dados tanto quanto as espécies de ocorrência na região de análise quanto a comparação morfológica.
Em ambientes pouco movimentados de água doce, é comum a presença de grandes massas de algas verdes filamentosas ou pseudofilamentosas aderidas ao substrato ou livre-flutuantes. Com o uso de luvas, essas massas mucilaginosas podem ser coletadas manualmente e acondicionadas em frasco contendo água do próprio ambiente para posterior triagem em laboratório e observação microscópica. Comumente, encontram-se nesses ambientes os gêneros Desmidium (pseudofilamentoso), Spirogyra e Zygnema (filamentosos) (Franceschini et al., 2010). Todos os frascos devem ser etiquetados contemplando as mesmas informações descritas para algas planctônicas.
De acordo com Franceschini et al. (2010), outro método de coleta para algas microscópicas de ambiente dulcícola é o espremido de macrófitas aquáticas – pteridófitas e angiospermas, que formam com as suas raízes, um ambiente favorável para o desenvolvimento de certas algas. Esse conjunto de organismos associados às raízes é denominado de metafíton, diatomáceas e cianobactérias, sendo comuns nesse aglomerado.
Em conjunto, podemos encontrar uma variedade de algas vivendo aderidas ao substrato, como seixos, rochas, pedaços de madeira etc. A esse conjunto de organismos, chamamos de perifíton, e eles podem ser obtidos a
partir do método da raspagem, utilizando-se de uma espátula. Tanto o metafíton quanto o perifíton devem ser acondicionados em frascos bem vedados, contendo água do ambiente de origem para posterior triagem e observação em laboratório. Uma vez acondicionados em frascos bem vedados, cada um deles deve ser etiquetado com as informações semelhantes às das algas planctônicas.
Por fim, para a coleta de macroalgas bentônicas com talos visíveis, é feita por processo de arranque manual ou raspagem do substrato com espátula ou faca, podendo ser utilizado um rastelo de jardinagem preso a uma corda de nylon com intenção de realizar a dragagem do leito, especialmente na coleta das algas verde Chara e Nitella de ambientes lodosos (Franceschini et al., 2010).
Para a coleta desse grupo de algas, seja em ambiente dulcícola ou marinho, é importante ter o cuidado de obter-se o indivíduo inteiro, com suas estruturas de fixação e reprodutivas (se possível), as quais são importantes para a caracterização de gêneros e espécies. É importante que seja feita a coleta de poucos indivíduos, a fim de preservar as populações naturais.
Os exemplares, uma vez coletados, deverão ser armazenados em sacos plásticos mantendo a umidade, mas sem água em abundância, etiquetados com os dados de data e local de coleta, cor e informação sobre o hábitat ocupado pelos organismos (condições as quais as algas estão expostas, batimento das ondas, rochas expostas, zona de marés, remanso etc.) (Franceschini et al., 2010; Medeiros; Mendes; Lucena, 2015). Segundo Franceschini et al. (2010), esse material, quando bem acondicionado e mantido sob refrigeração, para estudo das estruturas vivas, pode ser armazenado por até 15 dias.
O material pode ser fixado tanto na forma de exsicata e posterior deposição em herbário (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015; Dias; Abreu, 2020) quanto em meio líquido em solução de formol (Dias; Abreu, 2020). Para acompanhar o passo a passo, recomendamos os materiais a seguir: Coleções Biológicas de Macroalgas4 e o livro Morfologia e Taxonomia de Criptógamas5.
5.2 Coleta de fungos macroscópicos e cultura de fungos
4 Disponível em:
<https://alegre.ifes.edu.br/images/stories/Arquivos/Laboratorios/laboratorio_botanica/Cartilha_c olecao_macroalgas.pdf>. Acesso em: 18 abr. 2022.
5 Disponível em:
<https://educapes.capes.gov.br/bitstream/capes/431605/2/Livro_Cien.%20%20Biologicas_Morf ologia%20e%20Taxonomia%20de%20Criptogamas.PDF>. Acesso em: 18 abr. 2022.
A grande maioria dos macrofungos correspondem aos ascomicetos ou basidiomicetos, sendo o corpo de frutificação a estrutura mais importante para a classificação, com isso, neste tópico, será apresentada apenas a metodologia de coleta para esse conjunto de fungos.
Na coleta, é importante que todos os fungos encontrados durante o percurso sejam coletados, para isso, é preciso estabelecer um plano de amostragem, podendo ser em parcelas, transectos ou livre caminhada por um perímetro determinado, bem como frequência de coleta (única, semanal, sazonal etc.). A organização de um bom delineamento experimental permitirá a posterior análise estatística e comparação de dados.
Para a coleta dos fungos macroscópicos, os métodos de coleta, documentação e preservação mais utilizados, são os citados por Fidalgo e Bononi (1984). Para esses autores, a coleta dos fungos deve ocorrer por catação manual com uso de luvas, facas ou pequenos canivetes.
Os corpos de frutificação (ascocarpos e basidiocarpos) devem ser coletados individualmente, tomando-se o cuidado de coletá-los com uma porção do substrato, ao qual o fungo esteja aderido (solo, folheto, troncos ou galhos caídos de plantas em decomposição). O material deverá ser acondicionado em envelopes de papel ou, quando muito frágeis, em caixas de papelão ou em depósitos de filme fotográfico.
Para cada amostra coletada, deverá ser preenchido um formulário com detalhes morfológicos, coloração, odor, textura e, sempre que possível, registro fotográfico e/ou desenho. É importante anotar também a data, a localização com coordenada geográfica e tipo de substrato em que o fungo foi encontrado (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015). Em linhas gerais, pode-se utilizar a mesma ficha de campo descrita na Figura 4.
Uma vez em laboratório, o material deverá ser desidratado em estufa com temperatura em torno de 50° a 60ºC, durante o período aproximado de 24 a 48 horas. O material, agora seco, pode ser colocado em freezers por cerca de três dias para eliminar organismos capazes de danificar as estruturas do corpo frutífero (Medeiros; Mendes; Lucena, 2015) ou mantidas com cravo, evitando, desta forma, o ataque de insetos.
A identificação é feita com chaves taxonômicas, observação de macro e microestruturas com auxílio de lupa de mão e microscópio estereoscópico, análises químicas e, ainda, observações com microscópio óptico, com posterior
comparação com espécimes secos depositadas em herbários e com a literatura. Além disso, para auxiliar na descrição das espécies, segue-se as bases de dados específicas para os fungos, tais quais MycoBank, Index Fungorum e CBS. Os exemplares, depois de fixados e herborizados, são comumente depositados em herbários credenciados (Bononi et al., 2008; Carvalho, 2018).
NA PRÁTICA
Que tal montar a sua própria exsicata de organismo criptógamo? Para isso, utilize das informações dos tópicos 4 ou 5 e mãos à obra. Como treinamento para a identificação da espécie (ou para outra categoria taxonômica), separe um ou dois exemplares e, com eles ainda frescos, corra uma chave de indentificação.
Você pode utilizar uma das chaves disponíveis na subseção 2.3 ou, caso necessário, buscar nova chave de identificação. Para saber qual chave melhor se adequa, leve em conta o local da coleta e a qual categoria taxonômica se pretende chegar. Caso queira, também pode fazer uso das bases de dados disponíveis no tópico 1, dos herbários virtuais da subseção 3.1 e aplicativos na subseção 2.3.
FINALIZANDO
Nesta etapa, estudamosa importância da taxonomia para o estudo da flora, compreendendo a espécie como unidade fundamental da vida e, consequentemente, a importância da correta descrição das espécies. Ao mesmo tempo, identificamos como é o procedimento para a identificação e descrição de táxons.
Na sequência, estudamos as chaves de identificação taxonômica com foco nos dois modelos principais: dicotômica e interativa, tendo, inclusive, exemplos dos dois tipos de chaves para os organismos criptógamos. Trabalhamos, também, com a importância dos herbários para estudos e conservação da flora e abordamos os métodos de coleta e herborização de plantas terrestres, com foco nas briófitas e pteridófitas e para algas e fungos.
REFERÊNCIAS
BONONI, V. L. R. et al. Fungos macroscópicos do Pantanal do Rio Negro, Mato Grosso do Sul, Brasil. Hoehnea, 35(4), p. 489-511, 2008.
CARVALHO, N. de. C. de. Levantamento de Fungos Macroscópicos (Basidiomycota) de um Fragmento Urbano de Cerrado em Ituiutaba, Minas Gerais. Trabalho de Conclusão de Curso. Universidade Federal de Uberlândia, 2019.
FALEIROS, B. T. Chaves Taxonômicas. In: Oswald et al. (Orgs.). Princípios de Sistemática Zoológica. Universidade Federal de Minas Gerais. Instituto de Ciências Biológicas, 2020.
FIDALGO, O; BONONI, V. L. R. (Orgs.). Técnicas de coleta, preservação e herborização de material botânico. Instituto de Botânica,1984.
FRANCESCHINI, I. et al.. Algas: Uma abordagem filogenética, taxonômica e ecológica. Editora Artmed, 2010.
MEDEIROS, J. B. L. de P.; MENDES, R. M. de S.; LUCENA, EL. M. P. de.
Morfologia e Taxonomia de Criptógamas. 2. ed. Fortaleza: EdUECE, 2015.
PEIXOTO, A. L.; MAIA, L. C. Manual de Procedimentos para Herbários.
Editora Universitária. UFPE, 2013.
RAVEN, P. H.; EVERT, R. F.; EICHHORN, S. E. Biologia Vegetal. 7. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2018.
REECE, J. B. et al. Biologia de Campbell. 10. ed. Porto Alegre: Artmed, 2015.
SCHMIDT, S. Herbários brasileiros, das caixas de papelão aos acervos on-line.
Pesquisa FAPESP, 2020.
THOMSON S. A. et al. Taxonomy based on science is necessary for global conservation. Plos Biol, 16(3), 2018.