Buscar

Prévia do material em texto

ARQUIVO TRADUZIDO 
PADRÕES DISTINTOS DE CONTROLO DE ÁGUA E OSMÓLITO ENTRE MARÉS (Bunodosoma 
caissarum) E SUBTIDAIS (Anemonia sargassensis) EM ANÉMONAS-DO-MAR 
Enelise M. Amado b, Denilton Vidolin b, Carolina A. Freire b, Marta M. Souza a, 
a Departamento de Ciências Fisiológicas, Universidade Estadual de Londrina, Londrina, Paraná, 
Brazil b Departamento de Fisiologia, Setor de Ciências Biológicas, Universidade Federal do 
Paraná, Curitiba, Paraná, Brazil 
 
RESUMO 
As anêmonas são freqüentemente encontradas em costas intertidais rochosas. Como eles têm 
superfícies de corpo altamente permeáveis, A exposição ao ar ou a variações de salinidade dentro 
das piscinas de maré pode representar osmótica e iónica intensa Desafios. O Bunodosoma 
caissarum intertidal tem sido comparado com o Anemonia sargassensis subtidal sobre a sua 
resposta à exposição ao ar ou mudanças de salinidade. B. caissarum mantém hidratação dos 
tecidos através Produção de muco e formação de forma de cúpula quando desafiada com 
exposição ao ar ou salinidades extremas (fresco Água ou água de mar hipersalina, 45 psu) durante 
1-2 h. Após exposição a choques osmóticos leves durante 6 h (hipossômico: 25 psu, ou 
hiperosmótico: 37 psu), B. caissarum foi capaz de manter a sua fluido coelenteron (CF) a 
osmolalidade estável, mas apenas em 25 psu. A. sargassensis CF osmolalidade seguido o meio 
externo em ambas as salinidades. As culas isoladas do disco do pedal de B. caissarum mostrou 
capacidade total para o volume de regulação dependente de cálcio diminuir (RVD) sobre 20% de 
choque hiposmótica, envolvendo pelo menos parcialmente a libertação de KCI através de K + -Cl - 
Cotransport, e também de osmolytes orgânicos. Aquaporinas (HgCl2 -inhibited) provável participam 
neste processo. Células de A. sargassensis mostrou RVD parcial, após 20 min. As células de 
ambas as espécies não eram capazes de Aumento do volume regulatório após o choque 
hiperosmótico (20%). O organismo inteiro e os mecanismos celulares permitem B. caissarum a 
viver no habitat intertidal desafiador, muitas vezes enfrentando exposição ao ar e diluição de água 
do mar. 
1. Introdução 
A ocupação de habitats intermareais ou subtidais rochosos significa Exposição a vários estressores 
ambientais, ditados pela amplitude corrente da área (Richardson et ai, 1997;.. Cha et al, 2004). Os 
organismos que habitam a zona do litoral superior podem ser expostos ao Ar e até mesmo 
organismos que permanecem submersos em piscinas de maré durante Maré baixa pode ser 
exposta a fortes flutuações na salinidade da água, Temperatura, oxigênio dissolvido e pH (Connell, 
1972; Nybakken, 1988). 
As anêmonas são habitantes freqüentes das zonas intermareais. Por tal Animais, com superfícies 
corporais altamente permeáveis, exposição ao ar ou a Variações de salinidade podem representar 
um desafio severo. Algumas anêmonas Verrugas adesivas presentes na coluna que causam 
retenção de detritos, criando um "casaco protetor úmido", reduzindo assim a taxa de perda de água 
(Hart e Crowe, 1977). Anêmonas que vivem na zona intermareal tais como Phymactis Clematis e 
anthothoe chilensis também têm sido mostrou reter a água em suas cavidades gastrovasculares 
durante o ar exposição, uma resposta não observada em achates Antholoba, um submaré Espécies 
(Stotz, 1979). 
Quando expostos à variação da salinidade, o fluido de coelenteron rapidamente (Dentro de 6 h) se 
equilibra com o novo meio, como observado com Bunodosoma cavernata e Condylactis gigantea 
(Pierce e Minasian, 1974; Bursey e Harmer, 1979; Benson-Rodenbough e Ellington, 1982). Por sua 
vez, a diluição ou a concentração do fluido de coelenteron Representa um desafio de regulação do 
volume celular para células e tecidos (Kirschner, 1991;. Scemes et al, 1991; Ruiz e Souza, 2008). 
Um pode Espera que as espécies de osmoconformadores que sofram vida em habitats 
Caracterizado por mudanças rápidas de salinidade, como o habitat intermareal, Deve poder 
depender de mecanismos eficientes de volume celular Regulamento (Kirschner, 1991; Foster et al., 
2010). 
Se uma célula, após inchaço (choque hiposmótico), ativa mecanismos para reduzir seu volume, 
esse processo é denominado volume regulatório Diminuição (RVD). Por outro lado, os mecanismos 
utilizados para restaurar o volume perdido Devido a um choque hiperosmótico são chamados de 
aumento do volume regulatório (RVI) (Chamberlin e Strange, 1989; Hoffmann e Dunham, 1995; 
Lang e Waldegger, 1997; Wehner et al., 2003; Choe and Strange, 2008; Hoffmann et al., 2009). 
Tanto RVD como RVI são o resultado do Participação de caminhos de transporte orgânicos e / ou 
inorgânicos. Solutos. Durante RVD, as células reduzem o edema através do efluxo de solutos 
Seguido de água. No RVI, o volume perdido é recuperado através do influxo de solutos, que 
também é seguida de água (Hallows e Knauf, 1994; Wehner et al., 2003; Estranho, 2004). 
Mudanças na taxa de produção Ou a oxidação de aminoácidos livres intracelulares também são 
muito relevantes, e têm sido relatados para as anémonas Metridium senil, Diadumene leucolena e 
B. cavernata (Pierce e Minasian, 1974; Benson-Rodenbough e Ellington, 1982; Kasschau et al., 
1984; Howard et al., 1987; Deaton e Hoffmann, 1988). 
Mecanismos de regulação do volume nos coelentados até agora foi amplamente inexplorado. La 
Spada et al. (1999), ao estudar nematocysts isolados de Aiptasias diaphana, foram o primeiro grupo 
de Relatar a dependência da regulação do volume de células do coelentado em osmolitos 
inorgânicos: K + e Cl - durante RVD, e a mobilização de Na +, K + e Cl - durante RVI. Ainda assim, 
não há literatura sobre o volume celular Regulação em tecidos externos, como o disco de pedal de 
anêmonas. 
As anêmonas Bunodosoma caissarum e Anemonia sargassensis São amplamente distribuídos ao 
longo da costa brasileira. As duas espécies ocupam costas rochosas, mas em padrões de 
distribuição distintos: B. caissarum é intermareal e pode ser encontrado exposto ao ar durante a 
maré baixa, ou Preso dentro das margens do litoral superior. Por outro lado, A. sargassensis é 
subtidal e sempre submersa, quando em Grandes piscinas de maré. A única avaliação fisiológica 
encontrada no A literatura para estas espécies era uma descrição da transmissão química. Sion 
(Mendes, 1976) ou de mecanismos de toxicidade (Malpezzi et al., 1993; Alés et al., 2000; Oliveira 
et al., 2004), Para B. caissarum. 
Assim, este estudo teve como objetivo descrever respostas fisiológicas de essas duas anêmonas 
para exposição ao ar e desafios de salinidade. A hipótese testada foi que a B. caissarum intertidal 
seria mais tolerante aos desafios de salinidade e exposição ao ar, sendo mais capaz de mantendo 
a hidratação do tecido, quando comparado com a sub-média A. sargassensis. Células de B. 
caissarum também seria esperado para ser mais eficiente em RVD / RVI do que as células de A. 
sargassensis. Caminhos Envolvidos no transporte de iões durante a regulação do volume celular 
também foram investigados, para ambas as espécies. 
2. Materiais e métodos 
2.1. Animais 
Espécimes de B. caissarum e A. sargassensis foram suavemente removidas à mão do seu 
substrato rochoso durante a maré baixa, em Itapema do Praia Norte, localizada em Itapoá, Estado 
de Santa Catarina, sul do Brasil (26 ° 04'S; 48 ° 36'W). Anêmonas foram trazidas para o laboratório 
em Caixas de isopor contendo água do mar local. Eles foram aclimatados Condições de laboratório 
em um aquário estoque (salinidade 30-32 psu, pH 7,4) em ~ 20 ° C, sob fotoperíodo natural e 
aeração constante. Animais foram alimentados aproximadamente uma vez por semana com 
pequenos pedaços de peixe ou Camarão, oferecido diretamente na boca, usando uma pinça. Um 
total de 60 foram usadas anémonas de cada espécie, medindo ~ 6 cm (B. caissarum) e ~ 3 
centímetros (A. sargassensis) de diâmetro disco do pedal. 
2.2. Dados de salinidade do campo 
O ambiente intertidal habitada pelas anêmonas B. caissarum e A. sargassensis foi caracterizadoatravés de medições salinidade. As medições foram realizadas durante as marés baixas em janeiro 
2004, tomando amostras de água por hora, a partir de 06:00 à meia-noite (Fig. 1). 1 A maré baixa 
foi examinada, sob a luz do sol, e outra debaixo da chuva Precipitação, durante o dia. A salinidade 
foi medida em: água do mar, Piscinas de marés e fendas de rocha. No caso de piscinas de maré, 
amostras de água de três camadas diferentes foram coletadas: 1) da superfície Água, 2) meio da 
água em aproximadamente metade da coluna de água e 3) perto da parte inferior. 
 
FIG. 1. A salinidade da água (psu) de água do mar e rocha fendas (A, sob a luz do sol; C, sob precipitação de chuva) 
e de água do mar e três camadas de uma associação maré representativo (B, sob brilho do sol; D, sob precipitação de 
chuva) da Praia de Itapema do Norte, com medidas horárias, das 7:00 às 22:00 h. As marés baixas foram observadas 
aproximadamente entre 8 e 13:00 h. * = significativamente diferente da salinidade da água do mar naquele momento. 
2.3. Experimentos in vivo 
2.3.1. Experimentos de exposição ao ar 
O teor de água no tecido das anêmonas foi determinado in situ, no Campo, durante uma maré baixa 
em um dia ensolarado de verão (em janeiro de 2006), sob uma temperatura do ar de 28 ° C. Os 
fragmentos de tecido foram removidos do Disco de pedal de 12 espécimes de cada espécie. De 
cada espécie, 6 dos As anêmonas escolhidas foram encontradas submersas (e não expostas ao 
ar). Durante a maré baixa), sendo então considerado como o grupo controle, e 6 As anêmonas 
foram expostas ao ar / sol por um período de ~ 1 h durante a baixa maré. B. caissarum ocorrem 
naturalmente descoberto por água durante a maré baixa. No entanto, A. sargassensis tinha que ser 
removido manualmente da sua Substrato subtidal e colocado em uma bandeja de plástico por 
aproximadamente 1 h para as amostras de tecido são removidas. Fragmentos de tecido obtidos (~ 
0,05 g) foram transferidos para tubos que foram selados, colocados em gelo e trouxe para o 
laboratório. Cada fragmento foi pesado (peso úmido) usando um Balanço analítico (precisão 0,1 
mg, Celtac, FA2104N, Brasil) e foi depois desidratou-se durante 36 h a 60 ° C. Após a desidratação, 
o fragmento foi pesou novamente (peso seco) e calculou-se a água dos tecidos: peso Perda como 
porcentagem do peso inicial úmido. 
A exposição ao ar debaixo do sol no laboratório foi realizada em Para fotografar a parede exterior 
do corpo das anêmonas. Eles eram colocados em bandejas de plástico (n = 6, todos os animais ao 
mesmo tempo), por um período de 1:30 h. Após o período de exposição ao sol / ar, os animais 
foram foto- Grapei usando um microscópio estéreo, e foram retornados ao full- Água de mar de 
força para recuperação. 
2.3.2. Experimentos de desafio de salinidade 
2.3.2.1. Exposição a extremos de salinidade: tolerância à exposição a água doce, Diluição da água 
do mar ou concentração de água do mar. No laboratório, depois de Pelo menos 4 dias de 
aclimatação no aquário estoque, anêmonas de as duas espécies (n = 6 para cada espécie) foram 
submetidas a Água (salinidade b0,5 psu), água do mar diluída (5 psu) ou concentrada Água do mar 
(45 psu), por um período de 2 h. Este tempo de exposição aproxi- Uma situação possivelmente 
enfrentada por esses animais em suas características naturais Ambiente, durante a maré baixa. 
Anêmonas foram observadas durante a Exposição às diferentes salinidades (em aquários de 2 L, 
individualmente) e após as 2h foram autorizados a recuperar em água do mar de força total (32psu) 
stock aquário. Foram observados indivíduos testados por um Período de 3 dias após o experimento. 
2.3.2.2. A exposição a choque osmótico suave: Coelenteron fl uid osmo-iónico Concentrações, íons 
de tecido e substâncias positivas para ninhidrina. Ambos as espécies foram submetidas a hipo- (25 
psu) e hiperosmóticas (37 psu) de água salgada (750 e 1130 mOsm kg H2O - 1, respectivamente) 
para 6h (2 anêmonas em cada aquário de 1 litro). Depois destas 6h de Exposição, o fluido de 
coelenteron (CF) foi facilmente amostrado (~ 300-500 μl) usando uma seringa e uma agulha, e 
perfurando o disco oral a uma profundidade de alguns milímetros dentro da cavidade do fluido do 
coelenteron. Uma fatia de pedal Disco (~ 0,05 g) também foi removido. A osmolalidade foi medida 
no CF, usando amostras não diluídas (osmômetro crioscópico Gonotec Osmomat 30, Alemanha). 
Os íons foram medidos no disco de fluido e pedal Homogeneiza. As substâncias positivas de 
Ninhidrina (NPS) foram ensaiadas tanto no CF quanto nas amostras de tecido do disco do pedal. 
Na + e K + centração as quantias foram quantificadas através de fotometria de chama (Analiser 
900, Brasil), e Cl - concentração foi determinada utilizando um colorimétrico Método (kits de 
laboratório comercial, Brasil). CF foi apropriadamente diluído em água desionizada para 
determinação iônica. Tecido iónico os conteúdos foram ensaiados depois de pesar as fatias, 
secando-as Microtubos por 36 h a 60 ° C, e depois extraindo íons inorgânicos usando 0,5 ml de 
HNO3 0,75N por 24h. Após centrifugação das amostras (5000 x g), o sobrenadante foi reservado 
e o sedimento foi exposto a 0,5 ml de NaOH 1,0 N para solubilização de proteínas. Teor de íons de 
tecido (Nmol) foi então expresso por mg de proteína total do tecido. O teor de proteína foi medido 
colorimetricamente de acordo com Lowry et Al. (1951). As substâncias positivas de Ninhidrina 
(NPS) foram ensaiadas empregando um método originalmente descrito por Clark (1968), e 
adaptado para pequenas amostras de tecido e fluido (Amado et al., 2006). O método quantifica o 
nitrogênio total ninhidrina positivo, em citrato Tampão, e é expresso como μg NPS / ml (fluido de 
coelenteron) ou μg / mg de Peso molhado da fatia do pedal. 
2.4. Experimentos in vitro 
2.4.1. Preparação de células para análise de volume celular 
Capacidade de regulação do volume celular após choque osmótico (com ou sem cálcio) foi testada, 
em células isoladas do pedal da anêmona disco. Pequenos fragmentos (~ 5 mg) de tecido do disco 
do pedal foram colocados num tubo de plástico contendo 5 ml de solução salina isosmótica Ca2 + 
-livre. o A solução salina isosmotica foi isosmótica para o fluido coelenteron de anêmonas 
aclimatados à água do mar (900 mOsm kg H2O - 1). Composição (mM): NaCl 500; KCl 10; MgSO4 
50; De NaHCO 3 3; CaCl 2 10; HEPES ácido 2,5 e HEPES sal de na + 2,5. A osmolalidade medida 
da solução salina isosmotica foi de 980 ± 8 mOsm kg H2O - 1. Após 1 h, a dissociação foi realizada 
me- Chanicamente por sucção suave / expulsão usando uma pipeta Pasteur, vários Vezes. A 
suspensão foi então transferida para um novo tubo, e centrifugadas (290 x g). O sobrenadante foi 
descartado e girou as células baixas foram ressuspensas em solução salina isosmótica. As células 
foram transferidas para uma lamínula (22 mm de diâmetro) adaptada a uma câmara acrílica. Eles 
foram autorizados a descansar (pelo menos 2 h) para aderir à lamínula. Para cada Condição 
experimental, pelo menos 3 dissociações foram preparadas, cada uma De um animal 
independente. 
Para garantir a integridade celular, desde o passo de dissociação até os Uso em ensaios de volume 
celular, alíquotas da suspensão foram submetidas para um teste de viabilidade celular, usando azul 
de tripano. O teste foi realizado em Células recentemente dissociadas, em células que 
descansaram durante ~ 2 h em isosmotic salina. Uma alíquota foi submetida durante 20 minutos a 
hipo e hiper- Choques osmóticos, e também teve sua viabilidade testada no final do experimentar. 
Em todas as condições, a viabilidade celular variou entre 91,2 ± 3,6% e 92,7 ± 1,1%, tornando os 
nossos resultados confiáveis. 
2.4.2. Medições do volume celular em estresse e dependência osmótica em Ca 2+ 
A análise do volume celular foi realizada em um inverso microscópio (Motic AE31) submeter as 
células a cada controlo ou de teste Solução: 1) controle isosmotico, 2) hipossmótico, 3) 
hiperosmótico,4) hiposmótica sem Ca 2+, e 5) hiperosmótico sem Ca 2+. o As soluções de 
hiperosmótica experimental e hipossmota foram respectivamente 125% e 80% dos níveis de 
controle de todos os sais presentes no Solução salina isosmotica. Osmolalidades medidas foram 
de 1229 ± 2 e 775 ± 15 mOsm kg H2O - 1, respectivamente (n = 4 soluções). Para testar O efeito 
da remoção, controle, hiperosmotismo e hiposmotismo de cálcio salinas foram preparadas sem a 
adição de CaCl2, e comple- Misturado com EDTA (5 mM). 
Cada experiência de volume de células durou um total de 20 min. O acrílico A câmara contendo as 
células na solução salina isosmótica foi fotografada (Tempo 0), a solução salina isosmótica foi 
substituída pelo método experimental Solução salina e, em seguida, as mesmas células foram 
fotografadas novamente 2, 5, 10, 15 e 20min após exposição a condições experimentais. o imagens 
foram capturadas por uma câmera digital (Moticam 480) e foi submetido a análise de imagem 
(Imagens Motic 2000-1.3). Diâmetro celular foi medido, e as células foram consideradas como 
esferas, a fim de Calcular o volume de células tridimensional a partir de células bidimensionais 
diâmetro: V = 4 / 3πr 3. 
2.4.3. Análise de caminhos de soluto empregados para regulação do volume celular 
O volume celular também foi examinado na presença de alguns bloqueadores de as principais vias 
de transporte de íons conhecidas por estar envolvidas em células Regulação do volume sob choque 
anisosmotico. As células foram fotografadas em solução salina isosmótica (tempo 0), e a solução 
salina isosmótica foi Substituído pela solução salina experimental (hiposmotica ou Hiperosmótica) 
mais o bloqueador iónico específico do transportador. A fim de bloquear a Na + / K + -ATPase, 100 
uM de ouabaína foi usado, tanto em hipo E hiper-experimentos. Furosemida 3 mM foi utilizado para 
bloquear K + - Cl - co-transporte (hipo), enquanto que a 100 uM para bloquear na + -K + -2Cl - 
Cotransporte (hiper). DIDS (4,4-diisotiocianatostilbeno 2,2-dissulfónico ácido) 200? M foi utilizado 
para bloquear o permutador de aniões Cl - / HCO 3 - (Hipo e hiper-). Sob choque hiposmótico, o 
permutador de aniões é uma via prevista de efluxo osmólito orgânico durante RVD (Kirk et al., 1992; 
Pasantes-Morales et al., 1999). Utilizou-se amilorida (100 μM) para bloquear o permutador de 
catiões de na + / H +. Além dos bloqueadores de transporte de íons, HgCl2 foi empregado, como 
bloqueadores do canal de água. Aquaporins AQP1, AQP2, AQP3 e AQP5 são inibidos por 
inorgânicos Mercúrio, a concentrações de ≥ 300 μM (Marinelli et al., 1997; Meinild et Al., 1998; 
Belyantseva et al., 2000; Watanabe et al., 2005). Assim, a água O fluxo através das aquaporinas 
foi avaliado pela adição de 300 μM HgCl2 durante choque hiposmótica. 
2.5. Análise estatística 
Os dados são apresentados como média ± SEM. As salinidades de Microhabitat foram em 
comparação com a salinidade do mar usando intervalos de confiança (95%). 1- Análise de variância 
de maneira (ANOVA) seguida de Student Newman Keuls (SNK) teste post-hoc para localizar as 
diferenças foram usadas para in vivo Coelenteron fluido e pedal disco concentrações, e in vitro 
Experimentos em inibidores de via. Medições repetidas de dois Foram empregues maneira ANOVA 
seguido por teste post-hoc de Holm-Sidak Com as experiências de volume de células in vitro, testar 
o efeito de Remoção de cálcio e tempo de exposição a meios anisostáticos. o O nível de 
significância adotado foi de 95% (Pb0,05) em todos os casos. 
3. Resultados 
3.1. Dados de salinidade da água 
Durante marés baixas sob a luz do sol, água retida em fendas de rocha ou a exposição das marés 
piscinas aumentou salinidades, atingindo 34-36 psu (Fig. 1 UMA, B). Por outro lado, como 
esperado, quando chove durante a maré baixa, a salinidade cai para 12-15 psu tanto em fendas de 
rocha quanto em piscinas de maré, especialmente em suas camadas superficiais (Fig. 1 C, D). A 
estratificação da salinidade foi observada em piscinas de maré sob chuva, com valores de 
salinidade decrescentes, de baixo para cima dentro da piscina (FIG. 1 D). 
3.2. Experimentos in vivo 
3.2.1. Exposição ao ar 
B. caissarum, o que normalmente ocorre durante a maré baixa exposto, fez não perca água após 
~ 1 h exposto ao ar sob o sol (no Campo): níveis de controle de hidratação do tecido foram de 75,9 
± 1,1%, e foram não diferentes após a exposição ao ar: 77,2 ± 0,5%. No entanto, o subtidal A. 
sargassensis tinha 73,1 ± 1,2% de hidratação dos tecidos quando submerso, mas perdeu água 
quando forçado o ar exposto no campo: 69,2 ± 0,9% (P<0,05). 
Quando as anêmonas foram expostas ao ar sob o sol no laboratório, para 01:30 h, B. caissarum 
produzido muco, claramente visto que cobre as verrugas E bolhas da parede do corpo da coluna 
(FIG. 2 A, B). Todos os indivíduos Recuperado em água de 32 psu após o experimento. Quarenta 
e oito horas após o experimento, as anêmonas permaneceram presas às paredes de os aquários 
e acenou seus tentáculos normalmente. Por outro lado, A. sargassensis secas inteiramente após a 
experiência, nenhuma das opções Espécimes recuperados, e todos morreram, como visto na 
aparência encolhida de anêmona inteira (FIG. 2 C, D). 
3.2.2. Exposição a extremos de salinidade 
Todos os indivíduos de B. caissarum exibida forma “cúpula”, recuperando São tentáculos para o 
interior de sua cavidade gastrovascular em todas as salinidades (b0.5, 5, e 45 psu), imediatamente 
após a exposição, enquanto A. sargas- sensis nunca fez isso. B. caissarum apresentada a 
produção de muco intenso (Todos os indivíduos) e libertação quando expostos às baixas 
salinidades, mas não a água salgada concentrada, enquanto A. sargassensis nunca produziu 
muco. Os três mais jovens / menores indivíduos de ambos B. caissarum e A. sargassensis 
destacada do substrato quando colocado em fresco agua; este comportamento não foi observado 
com os animais maiores ou em As outras salinidades. Com a exceção de A. sargassensis na 
Situações de salinidade reduzida (b0.5 e 5 psu), todos os animais recuperados Depois de ser 
colocado em água de 32 psu. Após a exposição à água doce, B. espécimes caissarum foram muito 
mórbidas, e exibida deterioração de tecido de parede corporal. Depois de ser transferido para uma 
água do mar de força total Aquário para recuperação (32 psu), levaram cerca de 2 h para começar 
a se mover os tentáculos, mas todos os indivíduos recuperaram após 6 h. Todos os indivíduos de 
A. sargassensis morreram após a exposição de água doce. 
 
FIG. 2. Parede exterior do corpo da coluna de B. caissarum (A) e A. sargassensis (C), em condições de controlo, 
coberta pela água do mar. Parede do corpo de ambas as espécies, após 1:30 h de exposição ao ar sob luz do sol: 
verrugas abundantes e bolhas e a produção de muco por B. caissarum (B), e secou-se, encolheu aparência de A. 
sargassensis (D). (Visão do estereomicroscópio, barras de escala: 0,5 cm). 
3.2.3. Exposição ao choque osmótico leve 
3.2.3.1. Coelenteron fl uid - osmolalidade, iões e concentrações NPS. A osmolalidade do fluido de 
coelenteron (CF) manteve-se estável em Choque hiposmótico, mas aumentado após o choque 
hiperosmotico em B. caissarum (Fig. 3 UMA). De forma diferente, em A. sargassensis (Fig. 3 D), A 
osmolalidade de FC seguiu a osmolaridade média em 25 e em 37 psu. Em B. caissarum, sódio, 
cloreto, potássio e exibida significativa diminui em 25 psu: Na + em 28%, Cl - 21%, e K + de 25% 
(Fig. 3 UMA). Quando em 37 psu, K + aumentou 24% em relação ao valor de controlo. Dentro A. 
sargassensis, de forma semelhante, Na + e Cl - também diminuiu em 25 psu: Na + até 22%, e Cl - 
17%. Em 37psu, Cl - aumento de 43%, e K + aumentou 20% em A. sargassensis (Fig. 3 D). Em B. 
caissarum, os níveis de NPS Aumentou em 25 (49%) e em 37 psu (39%), quando comparado a 
controlos em 30 psu (Figura 3. UMA); em A. sargassensis, exposição a 25 psu resultou em um 
aumento de 177% no CF NPS, e nenhuma alteração em 37psu (Fig. 3 D). 
3.2.3.2. Pediros íons do disco e as concentrações de NPS. Os níveis de cloreto mudaram de acordo 
com a salinidade em B. caissarum tecido: 25 em psu houve um aumento de 51% Redução, e em 
37 psu com aumento de 49%. O sódio não mudou em 25, mas aumentou 81% em 37 psu (FIG. 3 
B). Em ambos os iões A. sargassensis diminuiu em tecido quando submetida a 25 psu: Cl - até 
31%, e de Na + pela 54%. Em 37 psu, A. sargassensis tecido tinha redução de 30% em Cl -. Tecido 
K + não alterou em ambas as espécies e ambos os tratamentos de salinidade (FIG. 3 E). NPS no 
tecido de B. caissarum diminuiu em ambos os choques osmóticos: 13% de redução em 25psu e 
22% diminuem em 37psu (FIG. 3 C). Dentro A. sargassensis NPS diminuída (44%) apenas em 25 
psu (FIG. 3 F). 
 
FIG. 3. As concentrações de fluido e disco do pedal Coelenteron em B. caissarum (símbolos a negro) e A. sargassensis 
(símbolos brancos), após a exposição ao hipo leve (25 psu) e hiper-osmótico (37 psu) choques; Controle a salinidade: 
30 psu. Osmolalidade (OSM, mOsm kg H2O -1 - ● -) e as concentrações dos iões (mM) Na + (- ▼ -), Cl - (- ■ -), K + (- 
♦ -), e ninhydrin- positivo substâncias (NPS, ug / ml - ▲ -) do fluido coelenteron de B. caissarum (A) e A. sargassensis 
(D). Concentrações do disco de pedal de íons (μmol / mg de proteína) e NPS (μg / mg de peso húmido tecido) em B. 
caissarum (B, C) e A. sargassensis (E, F). Os dados são mostrados como média ± SEM n = 3-7. Dentro de cada espécie 
e cada análise, o asterisco indica diferença do controle Valor (30 psu). 
3.3. Experimentos in vitro 
3.2.3.1. Coelenteron fl uid - osmolalidade, iões e concentrações NPS. A osmolalidade do fluido de 
coelenteron (CF) manteve-se estável em Choque hiposmótico, mas aumentado após o choque 
hiperosmotico em B. caissarum (Fig. 3 UMA). De forma diferente, em A. sargassensis (Fig. 3 D), A 
osmolalidade de FC seguiu a osmolaridade média em 25 e em 37 psu. Em B. caissarum, sódio, 
cloreto, potássio e exibida significativa diminui em 25 psu: Na + em 28%, Cl - 21%, e K + de 25% 
(Fig. 3 UMA). Quando em 37 psu, K + aumentou 24% em relação ao valor de controlo. Dentro A. 
sargassensis, de forma semelhante, Na + e Cl - também diminuiu em 25 psu: Na + até 22%, e Cl - 
17%. Em 37psu, Cl - aumento de 43%, e K + aumentou 20% em A. sargassensis (Fig. 3 D). Em B. 
caissarum, os níveis de NPS Aumentou em 25 (49%) e em 37 psu (39%), quando comparado a 
controlos em 30 psu (Figura 3. UMA); em A. sargassensis, exposição a 25 psu resultou em um 
aumento de 177% no CF NPS, e nenhuma alteração em 37psu (Fig. 3 D). 
3.2.3.2. Pedir os íons do disco e as concentrações de NPS. Os níveis de cloreto mudaram de acordo 
com a salinidade em B. caissarum tecido: 25 em psu houve um aumento de 51% Redução, e em 
37 psu com aumento de 49%. O sódio não mudou em 25, mas aumentou 81% em 37 psu (FIG. 3 
B). Em ambos os iões A. sargassensis diminuiu em tecido quando submetida a 25 psu: Cl - até 
31%, e de Na + pela 54%. Em 37 psu, A. sargassensis tecido tinha redução de 30% em Cl -. Tecido 
K + não alterou em ambas as espécies e ambos os tratamentos de salinidade (FIG. 3 E). NPS no 
tecido de B. caissarum diminuiu em ambos os choques osmóticos: 13% de redução em 25psu e 
22% diminuem em 37psu (FIG. 3 C). Dentro A. sargassensis NPS diminuída (44%) apenas em 25 
psu (FIG. 3 F). 
3.3. Experimentos in vitro 
3.3.1. Análise de volume celular 
Células disco do pedal caissarum B. mostraram regulação do volume celular completo após 20% 
de choque hiposmótico, mantendo o seu volume inalterado Durante todo o experimento. 
Distintamente, A. sargassensis as células mostraram inchaço de 49,2 ± 8,6% nos primeiros dois 
minutos de Choque hiposmotico, seguido de um ajuste parcial do volume em Os minutos seguintes. 
Apesar deste ajuste parcial, no final de O experimento (20 min), essas células ainda mostraram um 
inchaço de 24,5 ± 5,8%. As células de ambas as espécies se comportaram de forma semelhante 
ao hiperossômico choque: células caissarum B. diminuiu em 18,3 ± 4,5%, e os de A. sargassensis 
de 22,8 ± 2,9%, após 20 min (FIG. 4). 
3.3.2. Ca 2+ -dependence da regulação do volume celular 
 O único efeito da remoção de cálcio na regulação do volume celular foi observado para as células 
B. caissarum, quando eles foram expostos à Choque hiposmótico. Na presença de cálcio, eles 
mostram completo regulação do volume, enquanto que na ausência de Ca2 + eles exibiram um 
Inchaço de 47,8 ± 11% nos primeiros 2 minutos de exposição, atingindo 62,5 ± 13,7% após 20 min 
(FIG. 4 A). Ca 2+ remoção não afetou a a resposta das células de B. caissarum ao choque 
hiperosmótico, ou que de A. sargassensis células a ambos os desafios (FIG. 4 B, C, D). 
 
FIG. 4. Curso de tempo de variação no volume da célula (como% do volume inicial) ao longo de 20 min de exposição 
a uma hipoglicemia (A, B. caissarum; C, A. sargassensis) ou hiper-osmótico (C, B. caissarum; D, A. sargassensis) 
salinas, na presença (- ● -) ou na ausência (- ○ -) de cálcio. Osmótico Desafios: redução de 20% (hipoglicemia) ou 
aumento (hiper). Dados das células 7bnb16, Dissociação de 3 indivíduos de cada espécie, * = significativamente 
diferente do valor na presença de cálcio, mesmo tempo experimental. Nas linhas de controle, na presença de cálcio, 
os valores de volume para todos os pontos de tempo eram diferentes dos respectivos iniciais valores, para todas as 
linhas, excepto para a experiência de hiposmótica caissarum B. (A), nos quais Nenhuma alteração no volume foi 
detectada. 
3.3.3. Caminhos de solução empregue para regulação do volume celular Células 
B. caissarum foram afectadas pela adição de ouabaína, Furosemida e DIDS; ou seja, eles incharam 
mais do que na ausência dos bloqueadores (Fig. 5 UMA). Todas as células expostas à solução 
salina hiposmótica em a presença de HgCl2 lisadas dentro do primeiro 2 min de exposição. Na 
presença de inibidores, as células de A. sargassensis inchou à mesma Grau como quando exposto 
ao choque hiposmotico em sua ausência (FIG. 5 C). Os inibidores testados não alteraram o grau 
de encolhimento medido em células de B. caissarum e A. sargassensis submetidos a choque 
hiperosmótico, excepto para furosemida e células de A. sargassensis (FIG. 5 B, D): as células 
encolhido menos na presença do inibidor. 
 
FIG. 5. Variação máxima de volume da célula após exposição a uma hipoglicemia (A: B. caissarum, C: A. sargassensis) 
ou hiper-osmótico (B: B. caissarum:, D A. sargassensis salinas, na ausência)(hipoglicemia, hiper) ou na presença de 
alguns bloqueadores dos transportadores de membrana. Bloqueadores testados com choque hiposmótica: ouabaína 
(100 uM), furosemida (3 mM), DIDS (200 uM), e HgCl 2 (300? M). Bloqueadores testados com choque hiperosmótico: 
ouabaína (100 uM), amilorida (100), furosemida (100 uM), e DIDS (200 m). Dados de 7bnb15 células, a partir de 3 
dissociações indivíduos de cada espécie. * = significativamente diferente do valor na ausência do bloqueador, para o 
mesmo tempo de exposição. 
4. Discussão 
4.1. Adaptações de B. caissarum para suportar o áspero habitat intermareal 
O habitat intertidal rochosa de B. caissarum foi mostrado aqui para exibir mudanças significativas 
na salinidade da água da piscina de maré, durante Marés baixas sob a luz do sol ou sob chuva. 
Além disso, séssível intertemal animais tais como B. caissarum pode muito bem ser exposta ao ar 
durante Marés baixas. Em contraste, A. sargassensis é limitado a áreas subtidais, nunca mais 
exposto ao ar. Quando presentes em piscinas de maré, A. sargassensis sempre ocupa os estratos 
inferiores (inferiores) das piscinas maiores. Além disso, espécimes de A. sargassensis 
frequentemente ocorrem em grupos agregados, que auxilia na proteção contra a desidratação. 
Assim, intertidal espera-se que as espécies de anêmonas demonstrem alterações morfológicas, 
fisiológicas Adaptações sociais e comportamentais à vida sob tais condições. Animais que não 
possuem conchas ou carapaces grossos ou testes, como Anêmonas, com seus corpos moles,tendem a ser especialmente sensíveis para a exposição ao ar. Então, como eles resistem a viver 
no intertidal habitat? Adaptações morfológicas e comportamentais intertidal Anêmonas já foram 
descritas, como a presença de Verrugas ou bolhas, secreção de muco pela parede do corpo, 
adesão de detritos E conchas para reter umidade, formação de forma de cúpula durante a maré 
baixa, ou a sua restrição às áreas abrigadas da rocha, mesmo quando o ar exposto (por exemplo, 
Hart e Crowe, 1977; Stotz, 1979). 
B. caissarum tem apresentado várias adaptações do organismo para lidar com os estresses de 
água e salinidade do habitat intermareal, enquanto A. sargassensis não tem. A secreção de muco 
e a presença de verrugas têm sido observadas em B. caissarum, mas não em A. sargassensis, que 
exibe uma parede de corpo muito suave. Após 1:30 h de exposição ao ar sob luz do sol, A. 
sargassensis era claramente seco e encolheu, enquanto B. caissarum mostrou a secreção de muco 
intensa, impedindo assim Perda de umidade, mantendo a sua forma e tamanho normais. Quando 
A. sargassensis foi forçosamente exposto ao ar por 1 h in situ, mostrou uma redução em hidratação 
dos tecidos, ao passo que B. caissarum não tem. B. caissarum exibido A forma de cúpula protetora 
(o que reduz a área de contato com o Médio) tanto no campo como durante a exposição a 
salinidades extremas em o laboratório. Por outro lado, A.sargassensis nunca assumiu que forma. 
Além disso, A. sargassensis morreram após a exposição à água doce ou muito diluir a água do 
mar, ao passo que B. caissarum recuperada após a exposição para todas as salinas extremas. 
Assim, B. caissarum exibe adaptações suportar a exposição ao ar e a variação da salinidade 
extrema durante a maré baixa, como seria esperado, dada a sua distribuição nas costas rochosas 
intermareais. Na verdade, B. caissarum é duas vezes maior que A. sargassensis. No entanto, o 
que representa a capacidade de B. caissarum de suportar o intertidal dura O habitat não é o 
tamanho maior e, portanto, a superfície relativa mais pequena, mas a Presença de verrugas, 
produção de muco e formação de Forma de cúpula. 
4.2. Choque hiposmótico in vivo 
Quando ambas as espécies foram submetidas a um desafio osmótico leve em O laboratório, 
comparável com o que eles podem enfrentar dentro de piscinas de maré em natureza, A. 
sargassensis exibido um padrão mais clara de osmoconforma- ção (fluido de tratamento 
coelenteron como fluido extracelular), enquanto B. caissarum manteve seu fluido de coelenteron 
mais estável após a redução da salinidade. UMA resposta semelhante à de A. sargassensis foi 
relatado para o Anemone C. gigantea para salinidades de 20 a 46 psu, também dentro de 6 horas 
de exposição (Bursey e Harmer, 1979). B. cavernata também equilibrada a osmolalidade de seu 
coelenteron fluido rapidamente (6h) quando submetidos a salinities variando 11-49 psu (Benson-
Rodenbough e Ellington de 1982). Não há relatos sobre as capacidades de cnidários para regular 
coelenteron concentrações de fluido; literatura disponível mostra osmoionic as concentrações de 
fluido estritamente seguindo as variações da externo médio (Bursey e Harmer, 1979; Benson-
Rodenbough e Ellington, 1982). 
Após choque hiposmótica, em B. caissarum, o fluido coelenteronconcentrações de Na + , K + e Cl 
- diminuiu 28%, 25% e 21%respectivamente, que razoavelmente se segue a proporção de 
salinidade diluição do hiposmótica chocar-se (~ 20%). Apesar da redução no conteúdo iônico, 
osmolaridade do fluido não se alterou, possivelmente indicando um aumento em osmolitos 
orgânicos extracelulares. No entanto, o aumento NPS não foi suficiente para explicar a estabilidade 
observada da osmolalidade, o que pode resultar a partir do movimento de outros osmolitos 
orgânicos não medido aqui. A. sargassensis, de forma diferente, não apresentou estabilidade 
nacoelenteron osmolalidade fluido mediante choque hiposmótica. iões variou em conformidade, 
que mostra a conformação essencial. No entanto, o conteúdo NPS do fluido coelenteron de A. 
sargassensis apresentado um aumento de 177%após exposição para diluir a água do mar, e isto 
pode reflectir a redução em conteúdo NPS dos tecidos. Liberação NPS celular para extracelular 
médio (fluido coelenteron) seria um resultado da sua participação ção na regulação do volume 
celular em cima choque hiposmótica. Sabe-se que anémonas, tais como M. senil e B. cavernata, 
quando submetidos astress osmótico, utilizar osmolitos orgânicos para manter a seu celular de 
volume (Benson-Rodenbough e Ellington, 1982; Howard et al., 1987; Deaton e Hoffmann, 1988). É 
relevante notar que NPS de A. sargassensis tecidos (2-4 ng / mg de peso húmido de tecido) era 
muito acimaos respectivos valores para B. caissarum (0,5-0,8 pg / mg de peso molhadolenço de 
papel). Tal como descrito por Amado et al. (2006), qualquer rotulagem de espaço extracelular foi 
realizada, assim, uma parte do tecido medido iões ou tecido NPS podem não ser exclusivas de 
origem intracelular. No entanto, este erro pode ser visto como sistemática, onde a absolutas 
magnitudes das medições pode ser sujeito a erros, mas a direção da mudança é o que importa. 
Os resultados do conteúdo in vivo iónico tecido aparentemente indicam que A. sargassensis células 
utilizam tanto inorgânicos (Na + e Cl -) e osmolitos orgânicos (NPS) para ajustes de volume durante 
choque hiposmótica, enquanto B. caissarum não parece usar NPSpara o efeito, única 
possivelmente empregando Cl - . Este mecanismo duploobservado em A. sargassensis já tinha 
sido descrito em miocárdiocélulas do caranguejo polyphemus de Limulus , que quando sob 
hiposmóticao stress, a libertação de Na + e Cl - , seguido, após 12 h, por ácidos aminados(Warren 
e Pierce, 1982), Mas isso não foi observado anteriormente em cnidários. 
4.3. Em choque hiperosmótico vivo 
B. caissarum sob condições hiperosmóticas comporta-se como um“Osmoconformer”. No entanto, 
não houve aumento significativo em Na + ou Cl - iões foi observado no fluido coelenteron. As únicas 
osmolytes que alterada no fluido interno foram: K + aumentando até 24%, e o NPSum aumento de 
39%, o que pode indicar danos nos tecidos, como nenhum aumento em Na + ou Cl - foi observada. 
A ausência de mudança de CF de Na + ou Cl - pode significar a absorção celular destes iões para 
a regulação da água do tecido, como níveis teciduais destes iões em B. caissarum, sob tensão, 
hiperosmóticona verdade aumentou: respectivamente 81% e 49%. osmoconformer marinha 
invertebrados exibir envolvimento de solutos inorgânicos em volume da célula Regulamento (Smith 
e Pierce, 1987; McCarty e O'Neil, 1992; Deaton e Pierce, 1994; Souza e Scemes de 2000). Este 
parece ser o caso com B. caissarum sob anisosmoticity. Esta espécie tende aacumular de Na + e 
Cl -, quando expostos a um choque hiperosmótico, quantotambém observada em outros animais 
(Natochin et al., 1979; MacKnight e col., 1994; Deaton, 1997). Quando A. sargassensis foi exposta 
ao choque hiperosmótico, Cl - e K + aumentada no fluido, respectivamente,por 44% e 20%, seguido 
de osmolalidade. No entanto, há acumulação de osmolitos foi detectado no tecido. Contrariamente 
à conclusão desenhado para o choque hiposmótica, osmolitos orgânicos, tal como medido pela 
NPS, não parecem estar envolvidos na regulação da água tecido quando estes anémonas estão 
sob tensão hiperosmótico. Ambas as espécies estudadas aqui parecem exibir mais mecanismos 
de regulação, como uma resposta a diluída meios de comunicação do que para os meios de 
comunicação de alta salinidade, pelo menos na parte experimental tempos seleccionados para este 
estudo. 
4.4. Em desafio osmótico vitro 
Em experiências in vitro, em seguida, foi realizada a fim de mais caracterizar as respostas das 
células destas duas anémonas para osmótico estresse. Através da aplicação de choques 
hiposmótico e hiperosmóticas para células isoladas, poderíamos examinar directamente as suas 
respostas de volume. Os resultados indicam um padrão distintode regulação do volume celular 
quando sua as células foram sujeitas a choque hiposmótica. Caissarum B. células 
exibiramregulação do volume total. Não só eles possuem RVD mecanis- mos, mas eles não inchar 
em tudo sob choque hiposmótica; deles volume de isosmótica foi mantida durante todo o 
experimento. Relatos de uma manutenção tão eficiente do volume celular ainda não tem sido 
descrito para as células cnidários. Esta situação, onde não observamos inchaço em tudo durante 
uma grande mudança abrupta para uma condição hiposmótica, é normalmente observado apenas 
durante a aplicação gradual de um choque hiposmótica, o que permite uma activação mais eficiente 
dos mecanismos reguladores (Driessche et al., 1997; Tuz et al., 2001). Diferentemente, quase 50% 
inchaço ocorre imediatamente após a aplicação do choque hiposmótica (~ 21% de diluição) para 
A. sargassensis células. Após 20 min de exposição achoque hiposmótica, as células começam a 
reduzir o volume da célula, mostrando, assim, um RVD resposta parcial. No entanto, eles não 
retornam ao seu originais volume até ao final da experiência. Contrariamente a estes dados, um 
terceiro resposta foi observada em nematocysts isolado a partir do Anemone A. diaphana quando 
submetido a choque hiposmótica (diluição a 35%), quemostraram inchaço proporcional ao choque 
osmótico, mas que estava seguido de uma RVD rápida (dentro de 5 min) (La Spada et al., 1999). 
O cálcio desempenha um papel central na activação e o controlo do volume da célula mecanismos 
de regulação e RVD na maioria das células expostas a hiposmótica situações (McCarty e O'Neil, 
1992; Hoffmann e Dunham, 1995; Wehner et al., 2003). Os aumentos no cálcio intracelular são 
relatados para activar K + e / ou efluxos de aminoácidos na RVD (Reuss e Cotton, 1994). Aqui, o 
único efeito da remoção de cálcio na regulação do volume do Anemone de células foi em RVD por 
B. caissarum. Resultados semelhantes foram encontrados emnematocytes isolados a partir de A. 
diaphana , onde RVD foi bloqueada se Ca 2+ influxo foi impedida, quer pela aplicação de um Ca 
2+ solução livre ou pelatratamento das células com Gd 3+ (como Ca 2+ estiramento bloqueador do 
canal) (La Spada et al., 1999). Além disso, Marino e La Spada (2007) estudou a participação de Ca 
2+ durante RVD e RVI em A. mutabilis nematocytes, e encontraramque Ca 2+ é necessário para 
realizar RVD e RVI. Contrariando estesevidências, a participação de extracelular de Ca 2+ na RVD 
parcialresposta de A. sargassensis não foi observado. Relatórios sobre o cálciosinalização durante 
RVI não são comuns (Marchenko e Sage, 2000; Erickson et al., 2001). Tecido cardíaco do sapo 
Rana catesbeiana, quando submetidos a solução salina hiperosmótica, também não mostraram 
qualquer envolvimento de Ca 2+ nos mecanismos de regulação observados (Cruz e Souza, 2008). 
Quando as células anêmona foram expostos a solução salina hiperosmótica, eles não o fizeram 
essencialmente exibir verdadeira RVI, mas certamente minimizar encolhendo (fazer não 
apresentam um comportamento osmometric). E esses mecanismos não são de cálcio-dependente. 
4.5. Vias envolvidas na RVD e RVI 
Na literatura, de Na + / K + inibição -ATPase leva a muito variávelresultados em termos de 
regulação do volume celular. Pode causar inchaço celular, célula encolhimento, ou nenhuma 
alteração no volume da célula (Lang et al., 1998). Em nossos resultados, com choque osmótico 
mais ouabaína, houve apenas um efeito quando ouabaína foi associada ao choque hiposmótica, 
em caissarum B. células; células têminchado ainda mais do que quando submetidos ao choque 
hiposmótica sozinho. Este aumento de volume também foi observada no hiposmótica choque sob 
condições isentas de cálcio. Aumento da intracelulares de Ca 2+ execuçõesum papel importante 
na regulação do volume celular, estimulando Na + / K + ATPase (Reuss e Cotton, 1994). Assim, 
como B. caissarum células mostram uma Ca 2+ -RVD dependente (extracelular de Ca 2+ influxo e 
/ ou intracelular de Ca 2+ libertação), que pode muito bem ser que o aumento no Ca 2+ durante o 
hiposmóticachoque estimula o de Na + / K + ATPase. 
O lançamento electroneutral de KCl parece ser um dos principais características do RVD em muitos 
sistemas celulares (Lang et al., 1998; Wehner et al., 2003). Uma maneira de liberar esses osmolytes 
é através activação do K + -Cl - co-transportador. A participação desta transportadorafoi aparente 
durante o RVD de células de B. caissarum, como oaplicação de um choque hiposmótica na 
presença de furosemida (3 mM, um bloqueador desta via com esta concentração) inibiu a 
capacidade de concluir RVD. Este resultado demonstra que a liberação de K + e Cl - iões através 
da K + -Cl - co-transportador é de fundamental importânciapara B. caissarum para manter o volume 
da célula normalmente durante hiposmótica choque. Além disso, esta via parece ser muito 
rapidamente activado, vez que as células não inchar. Quando nematocysts isolado a partir da 
Anemone A. diaphana foram submetidas a um choque hiposmótica (35%), umaRVD foi observada 
através do efluxo de KCl (La Spada et al., 1999). La Spada e colaboradores foram os primeiros a 
denunciar o envolvimento de osm�ito caminhos de fluxo na regulação do volume celular 
anêmona. Para Caissarum B. células realizando RVD, de Na + / K + -ATPase e K + -Cl - 
parecemestar em ação, provavelmente ambas as vias de ser estimulado por Ca 2+ ; a aumento da 
actividade da bomba contribui para o aumento da fora gradiente químico para K + . 
Desde a literatura descreve que osmolytes orgânicos pode usar vias com características 
semelhantes às que de aniões inorgânicos, fluxo orgânico pode então ser sensível aos 
bloqueadores de vias de cloreto de (Kirk et al., 1992; Pasantes-Morales et al., 1999). As células de 
ambas as espéciesforam expostas a choque hiposmótica na presença de DIDS (200? M), um 
bloqueador de transportadores de cloreto. Somente caissarum B. células respondeu aesse 
bloqueador, ou seja, eles mostraram um aumento de volume que não ocorreu com a aplicação do 
choque hiposmótica. Este resultado sugere que a libertação de osmolitos orgânicos para efeitos de 
regulação do volume celular é, pelo menos em parte, através de uma via sensível à DIDS. 
Através da exposição das células de B. caissarum a um hiposmóticachoque na presença de cloreto 
de mercúrio, que poderia sugerir a envolvimento de aquaporinas (tais como AQP1, AQP2, AQP3, 
e AQP5) em RVD. A célula não conseguiu manter o seu volume celular de controlo e inchou 
dramaticamente, causando a ruptura das suas membranas plasmáticas. Estes dados, no entanto, 
indicam que a via para o fluxo de água é outra aquaporina, insensível ao cloreto de mercúrio, o que 
explica o inchaço e rebentamento. Portanto, no caso de B. caissarum expostos asalina hiposmótica 
além de Hg 2+ , água fica em, mas não pode sair, assimfazendo com que células de explosão. O 
mesmo não foi observado em A. sargassensis células. O padrão de inchaço encontrada na 
presença de cloreto de mercúrio estava novamente a mesma como quando as células foram 
expostas apenas para um hiposmótica choque. Em ambas as situações, a célula inchou perto de 
50%. Na presença de Hg 2+ , estas células não estourar, o que é consistente com uma propostaque 
as células de A.sargassensis não empregam HgCl 2 canais de água senselpara efluxo de água 
durante a sua RVD parcial. 
Não foi possível, considerando os bloqueadores utilizados na presença de choque hiposmótica, 
para realçar o transporte osmólito em vias A. sargassensis células. Assim, estas células podem ser 
utilizar outrosrotas, mas provavelmente não Na + K + ATPase, a K + Cl - co-transporte, oua 
libertação de osmolitos orgânicos através de vias inorgânicos. Falta de efeito de ouabaina como 
aqui observado com A. sargassensis células expostas ao choque hiposmótica também foi descrito 
para as células embrionárias de ratinho (Pogorelov e Pogorelova de 2009). Houve uma indicação 
de uma tarde mobilização osm�ito (cerca de 20minpós-exposição), que é provavelmente a 
libertação de NaCl por uma via condutora não testado, ou talvez aminoácidos. Deve ser lembrado 
que A. sargassensis tecidosvisualizar tulos elevados de NPS, e que os resultados in vivo apontar 
para uma libertação de NPS no fluido coelenteron mediante choque hiposmótica. 
As células de ambos B. caissarum e A. sargassensis não mostrou acapacidade para RVI após 
choque hiperosmótica. Houve uma redução o volume que foi proporcional ao grau de choque. Mais 
uma vez, em Contrastando com estes dados, nematocysts isolados a partir de A. diaphana 
apresentaram a capacidade para regular o volume, em condições hiperosmóticas (RVI). Este 
processo envolveu a absorção de iões por meio de Na + canais eatravés do co-transportador de 
Na + -2Cl - K + (Marino e La Spada, 2004). 
Curiosamente, quando as células de A. sargassensis foram submetidos ahyperosmoticity na 
presença de furosemida, Na + -2Cl - -K + inibidor (a 100 uM), as células perderam menos volume 
do que quando simplesmente submetido para a solução salina hiperosmótico. De alguma forma, o 
bloqueio deste transporter apareceu para ativar outra via que aumentou captação osm�ito, ou 
talvez, mais simplesmente, gerado a retenção de osmolytes. Se Na + -2Cl - K + nas células 
anêmona trabalha promovendo efluxode Na + , K + e Cl - , em vez da sua absorção, o seu bloqueio 
porfurosemida seria realmente causar retenção de osmolytes. De fato, dependendo gradientes e 
as forças motrizes, esta co-transportador pode operar de forma reversível, promovendo osm�ito 
efluxo (Russell de 2000). Um alto (por exemplo, ~ 7 vezes) para dentro gradiente químico de cloreto 
de ([Cl - ] a / [Cl - ] em) favoreceria a operação deste transportador para o influxo do iônica osmolitos, 
mas uma ~ 2-dobre para dentro gradiente químico para cloreto faria favorecer a sua operação 
oposta, para o efluxo osm�ito (Russell, 2000). Isto é também um resultado do gradiente químico 
para fora mais forte para o potássio, e considerando a 1: 1: 2 de Na + : K + : Cl - estequiometria, o 
que resulta emelectroneutral transporte de osmolitos iónicos (Russell, 2000). Este comportamento 
de Na + -2Cl - K + em células anêmona pode ser esperado, comocélulas osmoconformer marinhos 
muitas vezes exibir uma substância química para o exterior maior gradiente de K efluxo (~ gradiente 
de concentração de 10 vezes), do que um para dentro gradiente químico para Na + ou Cl - captação 
(~ 2-4-dobra gradiente de concentração). Com efeito, o cloreto de sódio intracelular em esses 
invertebrados pode ser extraordinariamente alta (Wilmer, 1978; Kirschner, 1991; Stucchi-Zucchi e 
Salomão, 1998). 
Em conclusão, morfológica e adaptações comportamentais do organismo inteiro aliada a 
mecanismos celulares de volume da célula regulação, especialmente após diluição de água do 
mar, permitem B. caissarum paraviver no intertidal, enquanto A. sargassensis não pode. 
B.caissarum 1)exibe cúpula-forma formação e a produção de muco para reduzir a perda de água, 
através de uma diminuição aparente na sua permeabilidade à água, 2) está capaz de manter a sua 
osmolaridade fluido coelenteron ligeiramente regulada mediante choque hiposmótica, e 3) executa 
RVD completa. Por outro lado, A. sargassensis, restrito ao submaré, utiliza essencialmente para o 
NPScapacidade RVD parcial. 
Reconhecimentos 
Autores gostariam de agradecer ao Dr. Robert T Boyle pela leitura crítica o manuscrito, e Dr. Horst 
Onken para gentilmente doar o transporte bloqueadores. EM Amado teve o apoio da CAPES, Brasil. 
Os autores afirmar que todos os experimentos foram conduzidos de acordo com leis brasileiras de 
Ética em Experimentação Animal. 
Referencias 
Alés, E., Gabilan, N.H., Cano-Abad, M.F., García, A.G., López, M.G., 2000. The sea anemone toxin 
Bc2 induces continuous or transient exocytosis, in the presence of sustained levels of high cytosolic 
Ca2+ in chromaffin cells. J. Biol. Chem. 275, 37488–37495. Amado, E.M., Freire, C.A., Souza, M.M., 
2006. Osmoregulation and tissue water regulation in the freshwater red crab Dilocarcinus pagei 
(Crustacea, Decapoda), and the effect of waterborne inorganic lead. Aquat. Toxicol. 79, 1–8. 
Belyantseva, I.A., Frolenkov, G.I., Wade, J.B., Mammamo, F., Kachar, B., 2000. Water permeability 
of cochlear outer hair cells: characterization and relationship to electromotility. J. Neurosci. 20, 
8996–9003. Benson-Rodenbough, B., Ellington, W.R., 1982. Responses of the euryhaline sea 
anemone Bunodosoma cavernata (Bosc) (Anthozoa, Actinaria, Actiniidae) to osmotic stress. Comp. 
Biochem. Physiol. A 72, 731–735. Bursey, C.R., Harmer, J.A., 1979. Induced changes in the osmotic 
concentration of the coelenteron fluid of the sea anemone Condylactis gigantea. Comp. Biochem. 
Physiol. A 64, 73–76. Cha, H.-R., Buddemeier, R.W., Fautin, D.G., Sandhei, P., 2004. Distribution 
of sea anemones (Cnidaria, Actiniaria) in Korea analyzed by environmental clustering. Hydrobiology 
530, 497–502. Chamberlin, M.E., Strange, K., 1989. Anisosmotic cell volume regulation: a 
comparative view. Am. J. Physiol. 257, C159–C173. Choe, K., Strange, K., 2008. Volume regulation 
and osmosensing in animal cells. In: Evans, D.H. (Ed.), Osmotic and Ionic Regulation: cells and 
animals. CRC press, New York, pp. 37–67. Clark, M.E., 1968. Free amino acid levels in the coleomic 
fluid and body wall of polychaetes. Biol. Bull. 134, 35–47. Connell, J.H., 1972. Community 
interactions on marine rocky intertidal shores. Annu. Rev. Ecol. Syst. 3, 169–192. Cruz, L.N., Souza, 
M.M., 2008. Volume regulation mechanisms in Rana castebeiana cardiac tissue under hyperosmotic 
stress. Zoology 111, 287–294. Deaton, L.E., 1997. Comparative aspects of cellular-volume 
regulation in cardiomyocytes. Physiol. Zool. 70, 379–390. Deaton, L.E., Hoffmann, R.J., 1988. 
Hypoosmotic volume regulation in the sea anemone Metridium senile. Comp. Biochem. Physiol. C 
91, 187–191. Deaton, L.E., Pierce, S.K., 1994. Introduction: cellular volume regulation mechanisms 
and control. J. Exp. Zool. 268, 77–79. Driessche, W.V., Smet, P.D., Li, J., Allen, S., Zizi, M., 
Mountian, I., 1997. Isovolumetric regulation in a distal nephron cell line. Am. J. Physiol. 272, C1890–
C1898. Erickson, G.R., Alexopoulos, L.G., Guilak, F., 2001. Hyper-osmotic stress induces volume 
change and calcium transients in chondrocytes by transmembrane, phospholipid, and G-protein 
pathways. J. Biomech. 34 (12), 1527–1535. Foster, C., Amado, E.M., Souza, M.M., Freire, C.A., 
2010. Do osmoregulators have lower capacity of muscle water regulation than osmoconformers? A 
study on decapod crustaceans. J. Exp. Zool. A 313, 80–94. Hallows, K.R., Knauf, P.A., 1994. 
Principles of cell volume regulation. In: Strange, K. (Ed.), Cellular and Molecular Physiology of Cell 
Volume Regulation. CRC press, Boca Raton, pp. 3–24. Hart, C.E., Crowe, J.H., 1977. The effect of 
attached gravel on survival of intertidal anemones. Trans. Am. Microsc. Soc. 96, 28–41. Hoffmann, 
E.K., Dunham, P.B., 1995. Membrane mechanisms and intracellular signalling in cell volume 
regulation. Int. Rev. Cytol. 161, 173–262. Hoffmann, E.K., Lambert, I.H., Pedersen, S.F., 2009. 
Physiology of cell volume regulation in vertebrates. Physiol. Rev. 89, 193–277. Howard, C.L., 
Swank, P., Kasschau, M.R., 1987. Environmental and seasonal influences of the free amino acid 
pool of the sea anemone Bunodosoma cavernata (Bosc) under natural conditions. Comp. Biochem. 
Physiol. A 87, 319–325. Kasschau, M.R., Ragland, J.B., Pinkerton, S.O., Chen, E.C.M., 1984. Time 
related changes in the free amino acid pool of the sea anemone, Bunodosoma cavernata, during 
salinity stress. Comp. Biochem. Physiol. A 79, 155–159. Kirk, K., Ellory, J.C., Young, J.D., 1992. 
Transport of organic substrates via a volume-activated channel. J. Biol. Chem. 267, 23475–23478. 
Kirschner, L.B., 1991. Water and ions. In: Prosser, C.L. (Ed.), Environmental and metabolic animal 
physiology. : Comparative animal physiology. Wiley-Liss, NewYork, pp. 13–107. La Spada, G., 
Biundo, T., Nardella, R., Meli, S., 1999. Regulatory volume decrease in nematocytes isolated from 
acontia of Aiptasia diaphana. Cell. Mol. Biol. 45 (2), 249–258. Lang, F., Waldegger, S., 1997. 
Regulating cell volume. Am. Sci. 85, 440–447. Lang, F., Busch, G.L., Ritter, M., Volkl, H., 
Waldegger, S., Gulbins, E., Haussinger, D., 1998. Functional significance of cell volume 
regulatorymechanisms. Physiol. Rev. 78, 247–306. Lowry, O.H., Rosebrough, A.L., Farr, A.L., 
Randall, R.J., 1951. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem. 193, 265–
275. Macknight, A.D.C., Gordon, L.G.M., Purves, R.D., 1994. Problems in the understanding of cell 
volume regulation. J. Exp. Zool. 268, 80–89. Malpezzi, E.L., Freitas, J.C., Muramoto, K., Kamiya, 
H., 1993. Characterization of peptides of sea anemone venom collected by a novel procedure. 
Toxicon 31 (7), 853–864. Marchenko, S.M., Sage, S.O., 2000. Hyperosmotic but not hyposmotic 
stress evokes a rise in cytosolic Ca2+ concentration in endothelium of intact rat aorta. Exp. Physiol. 
85 (2), 151–157. Marinelli, R.A., Pham, L., Agre, P., LaRusso, N.F., 1997. Secretin promotes 
osmotic water transport in rat cholangiocytes by increasing aquaporin-1 water channels in plasma 
membrane. J. Biol. Chem. 272, 12984–12988. Marino, A., La Spada, G., 2004. Regulatory volume 
increase in nematocytes isolated from acontia of Aiptasia diaphana (Cnidaria, Anthozoa). Cell. Mol. 
Biol. 50, 533–542. Marino, A., La Spada, G., 2007. Calcium and cytoskeleton signaling during cell 
volume regulation in isolated nematocytes of Aiptasia mutabilis (Cnidaria: Anthozoa). Comp. 
Biochem. Physiol. A 147, 196–204. McCarty, N.A., O'Neil, R.G., 1992. Calcium signaling in cell 
volume regulation. Physiol. Rev. 72, 1037–1061. Meinild, A.K., Klaerke, D.A., Zeuthen, T., 1998. 
Bidirectional water fluxes and specificity for small hydrophilic molecules in aquaporins 0–5. J. Biol. 
Chem. 273, 32446–32451. Mendes, E.G., 1976. Chemical mediation in Coelenterata. An. Acad. 
Bras. Ciênc. 47, 101–104. Natochin, Yu.V., Berger, V.Ya., Khlebovich, V.V., Lavrova, E.A., 
Michailova, O.Yu., 1979. The participation of electrolytes in adaptation mechanisms of intertidal 
molluscs' cells to altered salinity. Comp. Biochem. Physiol. A 63, 115–119. Nybakken, J.W., 1988. 
Marine Biology: An Ecological Approach. Harper-Collins Publishers, New York. Oliveira, J.S., 
Redaelli, E., Zaharenko, A.J., Cassulini, R.R., Konno, K., Pimenta, D.C., Freitas, J.C., Clare, J.J., 
Wanke, E., 2004. Binding specificity of sea anemone toxins to Nav 1.1–1.6 sodium channels: 
unexpected contributions from differences in the IV/S3-S4 outer loop. J. Biol. Chem. 279 (32), 
33323–33335. Pasantes-Morales, H., Ochoa De La Paz, L.D., Sepulveda, J., Quesada, O., 1999. 
Amino acids as osmolytes in the retina. Neurochem. Res. 24, 1339–1346. Pierce, S.K., Minasian, 
L.L., 1974. Water balance of a euryhaline sea anemone, Diadumene leucolena. Comp. Biochem. 
Physiol. A 49, 159–167. Pogorelov, A.G., Pogorelova, V.N., 2009. Osmotic behavior of mouse 
embryonic cells subjected to hypotonic shock. Biofizika 54, 482–487. Reuss, L., Cotton, C.U., 1994. 
Volume regulation in epithelia: transcellular transport and cross-talk. In: Strange, K. (Ed.), Cellular 
and Molecular Physiology of Cell Volume Regulation. CRC press, Boca Raton, pp. 31–47. 
Richardson, D.L., Harriott, V.J., Harrison, P.L., 1997. Distribution and abundance of giant sea 
anemones (Actiniaria) in subtropical eastern Australian waters. Mar. Freshw. Res. 48 (1), 59–66. 
Ruiz, J.L., Souza, M.M., 2008. Osmotic stress and muscle tissue volume response of a fresh water 
bivalve. Comp. Biochem. Physiol. A 151, 399–406. Russell, J.M., 2000. Sodium–potassium–
chloride cotransport. Physiol. Rev. 80, 211–276. Scemes, E., Salomão, L.C., McNamara, J.C., 
Cassola, A.C., 1991. Lack of osmoregulation in Aplysia brasiliana: correlation with response of 
neuron R15 to osphradial stimulation. Am. J. Physiol. 260, R777–R784. Smith, L.H., Pierce, S.K., 
1987. Cell volume regulation by molluscan erythrocytes during hypoosmotic stress: Ca2+ effects on 
ionic and organic osmolyte effluxes. Biol. Bull. 173, 407–418. Souza, M.M., Scemes, E., 2000. 
Volume changes in cardiac ventricles from Aplysia brasiliana upon exposure to hyposmotic shock. 
Comp. Biochem. Physiol. A 127, 99–111. Stotz, W.B., 1979. Functional morphology and zonation 
of three species of sea anemones from rocky shores in Southern Chile. Mar. Biol. 50, 181–188. 
Strange, K., 2004. Cellular volume homeostasis. Rev. Adv. Physiol. Educ. 28, 155–159. Stucchi-
Zucchi, A., Salomão, L.C., 1998. The ionic basis of membrane potentials and adaptation to 
hyposmotic stress in Perna perna, an osmoconforming mollusk. Comp. Biochem. Physiol. A 121, 
143–148. Tuz, K., Ordaz, B., Vaca, L., Quesada, O., Pasantes-Morales, H., 2001. Isovolumetric 
mechanisms in cultured cerebellar granule neurons. J. Neurochem. 79, 143–151. Warren, M.K., 
Pierce, S.K., 1982. Two cell volume regulatory systems in the Limulus myocardium: an interaction 
of ions and quaternary ammonium compounds. Biol. Bull. 163, 504–516. Watanabe, S., Kaneko, T., 
Aida, K., 2005. Aquaporin-3 expressed in the basolateral membrane of gill chloride cells in 
Mozambique tilapia Oreochromis mossambicus adapted to freshwater and seawater. J. Exp. Biol. 
208, 2673–2682. Wehner, F., Olsen, H., Tinel, H., Kinne-Saffran, E., Kinne, R.K.H., 2003. Cell 
volume regulation: osmolytes, osmolytes transport, and signal transduction. Physiol. Biochem. 
Pharmacol. 148, 1–80. Wilmer, P.G., 1978. Sodium fluxes and exchange pumps: further correlates 
of osmotic conformity in the nerves of an estuarine bivalve (Mytilus edulis). J. Exp. Biol. 77, 207–
223.