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©Ministério da Saúde
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venda ou qualquer fim comercial. A responsabilidade pelos direitos autorais de textos e imagens desta obra é da área técnica. 
Pode ser acessada na íntegra na Biblioteca Virtual em Saúde do Ministério da Saúde: http://www.saude.gov/bvs.
Tiragem: 1a Edição - 2012 - 5.000 exemplares
Elaboração, distribuição, informações:
MINISTÉRIO DA SAÚDE
Secretaria de Gestão do Trabalho e da Educação na Saúde
Departamento de Gestão da Educação na Saúde
Esplanada dos Ministérios, bloco G, sala 725
CEP: 70058-900, Brasília - DF
Telefones: (61) 3315 2858 / 3315 3848 - Fax: (061) 3315 2862
E-mails: sgtes@saude.gov.br / deges@saude.gov.br
Homepage: www.saude.gov.br/sgtes
Coordenação:
Maria Auxiliadora Córdova Christófaro
Mônica Sampaio de Carvalho
Mozart Julio Tabosa Sales 
Autores:
Fátima Regina Gomes Pinto
Letícia Maria Correia Katz
Revisão técnica:
Catarina de Oliveira Neves
Coordenação editorial:
Léa Simone Carvalho 
Mario Correia da Silva
Impresso no Brasil / Printed in Brazil
Dados Internacionais de Catalogação na Publicação (CIP)
(Ficha catalográfica elaborada pela bibliotecária Sandra Infurna, CRB nº 7 – 4607) 
P659
Pinto, Fátima Regina Gomes
 Caderno de referência 2: citopatologia não ginecológica / Fátima Regina Gomes Pinto, Letícia Maria Correia Katz 
Brasília: Ministério da Saúde; Rio de Janeiro: CEPESC, 2012.
 86p. (Coleção Cadernos de Referência; 2)
 ISBN 978-85-324-0034-5
1. Citopatologia. 2. Educação em Saúde. 3. Ensino Profissional. 4. Ensino Técnico. I. Título. II. Katz, Letícia Maria Correia. 
III. Programa de Formação de Profissionais de Nível Médio para a Saúde.
 CDU 576.385:37
Projeto gráfico, diagramação, capa e arte-final:
Breno Santos Pessoa de Luna
Dino Vinícius Ferreira de Araujo
Apoio técnico:
Maria Aparecida Timo Brito
Maria Ivanildes Resende de Oliveira
Ilustração:
Antonio Carlos Acioli da Silva Junior
Normalização e revisão editorial:
Centro de Estudos e Pesquisa em Saúde Coletiva (CEPESC)
Endereço: Rua São Francisco Xavier, 524 – 7º andar – Bl. D 
Maracanã – Rio de Janeiro – RJ
www.cepesc.org.br
cepesc@ims.uerj.br/ cepesc@cepesc.org.br
(21) 2569-1143/ 2234-7457
Títulos para indexação: 
Em inglês: Notebook Reference 2: no gynecological cytopathology
Em espanhol: Cuaderno de Referencia 2: no ginecológica citopatología
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Lista de abreviaturas e siglas 
BAAR
BBS
DEGES
DNA
DQ
EA
ETSUS
HCl
HE
HIV
IgA
LBA
ml
mm
MMG
MS
PAAF
PAS 
pH
Profaps
RNA
rpm
SGTES
SUS
μ
Bacilos álcool-ácido resistentes
Solução salina balanceada de Hank 
Departamento de Gestão da Saúde
Ácido desoxirribonucleico
Diff-Quick
Corante composto por eosina, verde-luz ou brilhante e pardo de Bismarck
Escola Técnica do SUS
Ácido clorídrico
Hematoxilina - Eosina 
Vírus da imunodeficiência humana 
Imunoglobulina A
Lavados Broncoalveolares 
Mililitro
Milímetro
Método de May-Grüenwald-Giemsa 
Ministério da Saúde
Punção aspirativa por agulha filha
Ácido Periódico de Schiff
Potencial Hidrogeniônico 
Programa de Formação de Profissionais de Nível Médio Para a Saúde
Ácido ribonucleico
Rotações por minuto
Secretaria de Gestão da Educação na Saúde
Sistema Único de Saúde
Micra
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SUMÁRIO
Apresentação............................................................................................................................... 
1 Técnicas de coleta em citopatologia geral............................................................................. 
2 Processamento técnico e laboratorial dos espécimes citológicos......................................... 
3 Padrões citopatológicos gerais em condições benignas e malignas......................................
4 Padrões citopatológicos em órgãos específicos......................................................................
Referências..................................................................................................................................
Apêndice.....................................................................................................................................
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Apresentação
 A Secretaria de Gestão do Trabalho e da Educação na Saúde (SGTES) do Ministério da Saúde 
(MS), por meio da Coordenação-Geral de Ações Técnicas em Educação na Saúde do Departamento de 
Gestão da Educação na Saúde (DEGES), desenvolve políticas e programas com o propósito finalístico 
de ordenar recursos humanos para a saúde, como determina o Art. 200 da Constituição Federal, e, nesta 
perspectiva:
• Atender ao que dispõe a Lei Nº 8080/90, especificamente no seu Art. 6º; 
• Contribuir para a adequada formação, alocação, qualificação dos profissionais e valorização e 
democratização das relações do trabalho;
• Ampliar as oportunidades de formação profissional e de qualificação técnica para trabalhadores 
do nível médio, tendo como propósito a qualidade das Redes de Atenção à Saúde do SUS;
• Consolidar, nos planos político, pedagógico e administrativo, as Escolas Técnicas do SUS 
(ETSUS).
 A efetividade, o atendimento oportuno e a qualidade dos serviços de saúde guardam intrínseca 
relação com a formação e a qualificação profissional. Portanto, é imprescindível que os acordos e 
respectivos contratos de colaboração entre os entes federativos, objetivando a organização da rede de 
atenção à saúde, assegurem recursos para o cumprimento e efetivação dos processos de formação e de 
qualificação técnica para o grupo de trabalhadores. Profissionais estes que formam o maior segmento da 
força de trabalho da área da saúde, os técnicos de nível médio. 
 A efetivação dos objetivos do Programa de Formação de Profissionais de Nível Médio para a 
Saúde (PROFAPS) implica a definição de diretrizes e prioridades para a área de formação profissional e 
de qualificação técnica com foco nos trabalhadores de nível médio do SUS.
 Entre essas prioridades está a formação do Técnico em Citopatologia. Para tanto, foi definido plano 
de trabalho cuja execução resultou no estabelecimento das “Diretrizes e Orientações para a Formação”, 
fundamentadas nas diretrizes e princípios das políticas nacionais da educação e da saúde, publicadas em 
2011.
 Nessa linha, a SGTES/DEGES investiu na aquisição e produção de recursos e material didático 
específico para os cursos de formação profissional técnica, prioritários no PROFAPS e que estão sendo 
desenvolvidos pelas ETSUS. 
 Para o curso técnico em citopatologia, a Coordenação-Geral de Ações Técnicas em Educação 
na Saúde, junto com as ETSUS e especialistas da área, definiu e coordenou o processo de elaboração e 
produção de material didático específico, o que traduz a relevância da formação profissional técnica de 
nível médio na política nacional de saúde. Este atlas (impresso e digital) é um desses recursos.
 Organizado tendo como referência as diretrizes para a formação do técnico em citopatologia, 
seguramente, é base tanto para a elaboração e definição do projeto político-pedagógico como para o 
desenvolvimento do curso.
 A produção de material bibliográfico para o Curso Técnico em Citopatologia inclui:
• Atlas de Citopatologia Ginecológica (versão impressa e digital)
• Caderno de Referência 1: Citopatologia Ginecológica
• Caderno de Referência 2: Citopatologia Não Ginecológica
• Cadernode Referência 3: Técnicas de Histopatologia
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Caderno de Referência 2
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 Apoiar o desenvolvimento do curso é o objetivo específico, contudo tem-se como propósito 
consolidar e ampliar a articulação das Escolas Técnicas com as Redes de Atenção à Saúde do SUS e, a 
partir dessa base, consolidar as Escolas como rede de excelência na formação profissional e na qualificação 
técnica do nível médio na área da saúde. 
 Nessa perspectiva, fundamentada nos princípios das políticas de saúde, de educação e da regulação 
do trabalho, o SUS desenvolve a ordenação dos recursos humanos para a saúde.
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1 Técnicas de coleta em 
citopatologia geral
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 Historicamente, o primeiro relato da utilização do exame citológico foi no ano de 1838, por Johannes 
Müller, que descreveu a imagem microscópica de células malignas obtidas por raspado superficial de 
tumores excisados cirurgicamente. Posteriormente, o patologista francês Lebert avaliou citologicamente 
espécimes provenientes de efusões, secreções traqueobrônquicas e urina. Mas foi no início do século 
XX, precisamente no ano de 1920, que houve um avanço importante no diagnóstico citológico com a 
utilização da citologia esfoliativa e aspirativa pelos patologistas Aurel Babes, George Papanicolaou e 
James Ewing. Na década de 1930, o exame citológico passou a ser utilizado no diagnóstico de tumores 
dos vários sítios anatômicos. Neste período, Ewing e seus colaboradores popularizaram o uso da agulha 
fina para o diagnóstico de lesões superficiais e profundas, difundindo ainda mais o uso da citologia geral.
 Reconhecidamente, a avaliação citológica apresenta uma série de vantagens quando comparada 
a outros métodos diagnósticos como, por exemplo, a biópsia. É um procedimento com menor grau 
de invasão, dispensa o uso de anestesia na maioria das vezes, possui menores taxas de complicações, 
durante e após a coleta, e fornece resultados rápidos e de baixo custo. No entanto, temos que levar em 
consideração a possibilidade de maior número de resultados inconclusivos em amostras escassas ou com 
artefatos, má interpretação diagnóstica pela ausência da arquitetura tecidual, dificuldade de acesso a 
certos órgãos e na obtenção de espécimes representativos em algumas lesões, além de obscurecimento dos 
elementos celulares pela presença de sangue. A quantidade e qualidade do material citológico são fatores 
determinantes na precisão diagnóstica e estão diretamente relacionados ao uso de técnicas adequadas de 
amostragem e ao processamento apropriado dos espécimes. 
 Podemos dividir os espécimes citopatológicos em dois grandes grupos, dependendo da técnica 
empregada na coleta das amostras:
 • Obtidos através da punção aspirativa com agulha fina (PAAF) ou por capilaridade. 
• Obtidos a partir da raspagem de uma lesão ou de células que descamam naturalmente – 
compreendem os imprints, raspados, escovados, lavados e também as análises de escarro, urina, 
secreção mamilar e líquidos cavitários. 
1.1 Punção
 É um método simples, rápido e seguro que confere boa precisão diagnóstica. Pode ser realizado 
ambulatorialmente. Complicações como sangramento, hematomas, processos inflamatórios e pneumotórax, 
são raras. 
 Algumas etapas preliminares e cuidados específicos são necessários na realização do procedimento, 
como o preparo físico e psicológico do paciente, a antissepsia do local a ser puncionado e um pequeno 
curativo oclusivo após a punção. É indicado o uso de anestésico na punção de órgãos profundos.
Contraindicações para punção
• Presença de distúrbios de coagulação.
• Tosse (nos casos de punção de tireoide ou transtorácica).
• Cisto hidático (fígado).
• Tumor do corpo carotídeo (pelo risco de hemorragia). 
• Uso de anticoagulantes. 
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1 Técnicas de Coleta em Citopatologia Geral
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Caderno de Referência 2
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1.1.1 Punção aspirativa com agulha fi na (PAAF) 
 Introduzida em 1926 por Martin e Ellis nos Estados Unidos da América (EUA), só ganhou 
popularidade no início dos anos 1950, quando patologistas suecos passaram a usar agulhas de menor 
calibre. Atualmente utilizado em larga escala em vários países, consiste na obtenção de amostras de 
nódulos ou tumores de qualquer topografi a, seja de órgãos superfi ciais, como mama, tireoide, linfonodos 
e glândulas salivares principalmente, seja de órgãos profundos, como pulmão, fígado, pâncreas e 
retroperitônio. Nesses últimos, são guiados por métodos de imagem como ultrassonografi a ou tomografi a 
computadorizada.
 As agulhas empregadas na coleta dos espécimes são de pequeno calibre, entre 0,5 mm e 0,7 
mm. Entretanto, em caso de material espesso ou purulento, podem ser utilizadas agulhas de 0,8 mm. 
Comumente as agulhas para aplicação de insulina, de 0,45 mm, são utilizadas para puncionar nódulos 
mais superfi ciais. Outros equipamentos, como seringa plástica descartável de 10 ml ou 20 ml, luvas 
cirúrgicas, gaze estéril, solução de álcool iodado para antissepsia, lâminas de vidro para microscopia 
com extremidade fosca e fi xador integram o restante do material necessário para realizar o procedimento. 
Alguns autores recomendam o uso da pistola (porta-seringa), enquanto outros a dispensam.
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Figura 1 - Porta–seringa. 
Instrumento utilizado para 
apoiar o conjunto de seringa 
e agulha. 
 Para a realização da PAAF, devemos colocar o paciente em posição adequada, identifi car a lesão 
por palpação, fazer a antissepsia local, acoplar a agulha à seringa e fi xar a lesão entre o dedo indicador e 
o médio. Em seguida, proceder à punção de acordo com a técnica descrita na fi gura abaixo.
Figura 2 - Posicionamento do 
paciente para a realização da 
PAAF de nódulo da tireoide.
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Figura 3 - Técnica da PAAF.
a - Manter o êmbolo na posição zero, 
introduzir a agulha na lesão perpendi-
cularmente à superfície da pele; 
b - Promover forte pressão negativa 
no interior da seringa, deslocando 
o êmbolo para estabelecer vácuo, 
mantendo-o; 
c - Efetuar movimentos de “vai e vem” 
com a agulha na lesão, em diversas di-
reções e profundidades, mantendo a 
pressão negativa, até aparecer material 
no início da seringa; 
d - Soltar o êmbolo da seringa, desfa-
zendo a pressão negativa, ainda com a 
agulha na lesão; 
e - Retirar a agulha da lesão e compri-
mir o local com uma gaze; 
f - Retirar a agulha da seringa com o 
êmbolo na posição zero; 
g - Puxar o êmbolo da seringa, fazendo 
vácuo; 
h - Acoplar a agulha na seringa para em 
seguida, empurrando o êmbolo, depo-
sitar o material na lâmina e preparar o 
esfregaço, fixando-o em seguida.
1 Técnicas de Coleta em Citopatologia Geral
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 Materiais líquidos, puncionados de nódulos císticos, necessitam de centrifugação prévia a fim 
de utilizar o sobrenadante na confecção do esfregaço. Em tais casos, as amostras são encaminhadas ao 
laboratório em recipiente limpo ou na própria seringa (sem a agulha, fechada com a tampa desta e vedada 
com esparadrapo), mantendo-as em geladeira se não puderem ser encaminhadas imediatamente. Não é 
preciso fixação prévia do material nem o uso de anticoagulante.
 Nos espécimes predominantemente celulares dos nódulos sólidos, remover a agulha da seringa 
e puxar o êmbolo para trás, a fim de permitir a entrada de ar na seringa. Acoplar novamente a agulha e, 
com o orifício do bisel tocando levemente a superfície de uma lâmina, empurrar o êmbolo da seringa a 
fim de depositar uma gota do material, com 2 mm a 3 mm de diâmetro,diretamente sobre a lâmina para a 
preparação dos esfregaços. 
 A técnica de confecção dos esfregaços varia de acordo com o tipo de amostra obtida e com a 
familiaridade do profissional por determinado método. Em se tratando de material hemorrágico 
e semissólido, utilizar a extremidade de outra lâmina inclinada em 45º para estender o espécime 
delicadamente, em movimento único, rápido e uniforme, semelhante ao que é feito no esfregaço para 
hematologia. Para espécimes excessivamente fluidos, inclinar a lâmina para baixo e remover, com papel 
absorvente, o excesso de líquido que se deslocou por gravidade, utilizando a parte mais consistente que 
restou na lâmina para confeccionar o esfregaço. Quando a amostra for constituída por coloide ou outro 
tipo de substância semelhante, deve-se comprimi-la entre duas lâminas, puxando-as horizontalmente em 
direções opostas, suavemente. Quando o material for colhido no próprio laboratório, após confecção dos 
esfregaços (em torno de seis por punção), deve-se lavar a agulha e a seringa com 10 ml de solução salina, 
colocar o lavado em um tubo limpo devidamente identificado e centrifugá-lo a fim de obter esfregaços 
adicionais com o material sedimentado. 
a
b
c
d
e
f
g
h
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b c
d e
1.1.2 Punção por capilaridade
 Considerada uma variante da metodologia original, dispensa o uso da seringa na coleta dos es-
pécimes. Parte do princípio de que o mais importante na obtenção do material é o efeito do corte e o 
deslocamento do tecido com a ponta da agulha e não a pressão negativa causada pela sucção da seringa. 
Inicialmente utilizada em 1986 pelo francês Zajdela na coleta de material do tecido ocular, teve seu uso 
estendido para outros órgãos em virtude de ser um método menos traumático, de mais fácil aplicação e 
que confere excelente celularidade às amostras. Os materiais necessários para este procedimento são os 
mesmos empregados na PAAF.
a
Figura 4 - Confecção dos esfregaços.
a - O material a ser examinado deverá ser colocado no centro da lâmina. 
b - Utilizar outra lâmina na mão direita, inclinada em 45º, para fazer o esfregaço. 
c; d; e - Deslizar o material suavemente até a extremidade da lâmina de modo a obter um esfregaço homogêneo e fi no, no 
centro da lâmina.
Técnica
• Localizar e fi xar o nódulo.
• Fazer a assepsia do local a ser puncionado.
• Introduzir a agulha na lesão e efetuar movimentos rápidos e repetidos de “vai e vem”, em várias 
direções.
• Remover a agulha da lesão ao perceber a presença de material no bisel. 
• Acoplar a agulha com o material coletado a uma seringa descartável de 10 ml, com o êmbolo já 
deslocado, e eliminar pequenas quantidades da amostra em várias lâminas. Confeccionar os esfre-
gaços e fi xar de maneira idêntica à técnica anterior. 
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Figura 5 - Punção por capilaridade. 
1.2 Imprints
 Os materiais citológicos são obtidos a partir de amostras de biópsia, da superfície de corte de um 
órgão ou de lesões úmidas. A técnica consiste na remoção de células superficiais através do contato ou toque 
direto da lâmina sobre o material que se quer examinar. Esta técnica oferece informações diagnósticas 
complementares nos estudos das lesões da mama, de órgãos do aparelho digestivo, pele, medula óssea etc. 
 Os imprints são de grande valia no exame intraoperatório como método auxiliar da congelação, 
podendo, inclusive, substituí-la quando o material é escasso ou quando se pretende evitar as alterações 
artefatuais decorrentes do processo de congelamento do tecido. Também são utilizados em salas de 
necropsia para confirmação diagnóstica rápida de suspeitas levantadas na macroscopia.
 O esfregaço é preparado pressionando-se o material direta e suavemente sobre uma lâmina limpa 
por duas ou três vezes, em vários locais, devendo ser imediatamente fixado para evitar o dessecamento. 
Para retirar o excesso de sangue e fluido do material, deve-se previamente secar a superfície de corte com 
uma toalha de papel ou gaze.
 Esta técnica possui algumas limitações, uma delas é a obtenção de amostras com escassa 
celularidade quando realizada em tumores de textura fibrosa, como os fibromas, fibrossarcomas e 
inflamações cicatriciais. Além disso, quando realizada em lesões ulceradas, a amostra pode conter restos 
celulares, bactérias e células inflamatórias, que poderão ocultar a etiologia da lesão ou mascarar processos 
tumorais. Nesses casos, se houver alguma área sólida, recomenda-se a utilização concomitante de outros 
métodos, como a citologia aspirativa ou o raspado superficial da lesão, para aumentar o número de células 
esfoliadas.
1. 3 Raspados
 Obtemos raspados de superfícies cutâneas ou mucosas, como pele, boca, uretra, canal anal etc., 
utilizando-se lâminas de bisturi, swabs, espátulas ou escovas apropriadas. É recomendável não lavar a lesão 
previamente nem usar medicações tópicas, para não prejudicar a qualidade das amostras. Rotineiramente, 
Pele
Agulha
Nódulo
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são feitas duas a três raspagens da lesão ou da área que se pretende examinar, de forma suave para evitar 
sangramentos. O material colhido deve ser uniforme e suavemente estendido sobre uma lâmina de vidro 
limpa, em uma fina camada, e imediatamente fixado em álcool a 95% ou com spray fixador. 
 Em caso de lesões vesiculares, estas devem ser rompidas com uma pequena incisão fazendo a 
raspagem de suas margens, pois o material existente na base, por ser mal preservado, dificulta o diagnóstico. 
Em lesões não ulceradas ou não vesiculares, aconselha-se aplicar previamente uma compressa de solução 
fisiológica por alguns minutos, a fim de propiciar maior descamação e melhor preservação celular. 
1.4 Escovados
 Através de aparelhos endoscópicos que possibilitam a visualização direta da lesão a ser estudada, 
os escovados permitem adquirir espécimes brônquicos, esofágicos, gástricos e intestinais, principalmente. 
Muitas vezes, este método é mais eficaz em detectar neoplasias malignas do que a biopsia brônquica, por 
exemplo. Nesse caso, aplica-se uma escova na superfície da lesão endobrônquica, através do broncoscópio 
de fibra óptica, espalhando o material colhido numa lâmina para a confecção dos esfregaços ou coloca-se 
em um meio líquido de coleta para a realização de cell block. 
 O procedimento pode ser feito ambulatorialmente sob sedação leve e com anestesia tópica. O 
paciente deve estar em jejum de pelo menos quatro a seis horas e com acesso venoso periférico. Uma 
pequena escova é introduzida juntamente com a sonda de um fibroscópio pela cavidade oral, nasal ou anal, 
dependendo da localização do tumor, e suavemente deslizada por cima da lesão para efetuar a raspagem. 
Posteriormente, a escova é retraída para o interior da sonda e retirada junto com esta. Recomenda-se 
efetuar o escovado antes de biopsiar a lesão, para evitar amostras hemorrágicas. O material escovado 
deve ser transferido rolando-se a escova sobre uma lâmina de vidro limpa, espalhando-o uniformemente e 
fixando-o imediatamente em álcool a 95% ou spray, visando preservar os detalhes da morfologia celular. 
Após a realização dos escovados aconselha-se fazer, ainda, um lavado da escova, agitando-a em solução 
salina a fim de se examinar também o sedimento centrifugado.
1.5 Lavados
 Consistem na instilação de solução salina tamponada na área da lesão, preferencialmente sob 
visão endoscópica direta, seguida da aspiração do material. Em geral, são realizados ambulatorialmente, 
mediante sedação leve. Os lavados são acondicionados em recipientes limposcom a indicação do local 
da coleta. Quando provenientes de diferentes localizações anatômicas, devem ser colocados em frascos 
distintos. Para evitar sua deterioração, o material deve ser enviado imediatamente ao laboratório para 
processamento ou ser devidamente preservado segundo o tipo de lavado.
1.5.1 Lavado brônquico
 Método alternativo e mais comum do que o aspirado, consiste em “lavar” a mucosa com a instilação 
de 3 ml a 10 ml de solução salina e, em seguida, aspirar o líquido que deverá ser centrifugado, utilizando-
se o concentrado para fazer esfregaços e cell blocks. Armazenar o material aspirado em geladeira até no 
máximo 24 horas após a coleta, sem usar anticoagulante ou fixador. Na impossibilidade de processamento 
laboratorial imediato, preservar o material adicionando quantidade idêntica de etanol a 50% (ou 70%) ou 
Carbowax (a 2% em álcool a 50%). 
1.5.2 Lavados broncoalveolares (LBA) 
 Permitem que as vias aéreas distais sejam “lavadas” com várias alíquotas de solução salina estéril. 
A primeira alíquota é mais representativa de material das vias aéreas mais largas e as seguintes representam 
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material do compartimento alveolar. Os lavados broncoalveolares devem ser refrigerados (entre 4º C a 8º 
C) por no máximo duas horas, evitando-se o congelamento.
 É um método particularmente útil para o diagnóstico das infecções oportunistas nos pacientes 
imunocomprometidos. O Pneumocystis carinii, historicamente, foi o patógeno pulmonar mais identificado 
por este método nos pacientes infectados pelo HIV. O LBA também é utilizado para o diagnóstico de 
malignidade com uma sensibilidade de 35% a 70%, principalmente nos tumores difusos ou multifocais.
1.5.3 - Lavados esofágicos 
 Comumente são realizados durante o exame de endoscopia digestiva alta. Após a coleta, colocar o 
material em etanol a 50% ou 70% ou em solução de Carbowax, na proporção de 1:1. Recomenda-se jejum 
de oito horas antes da obtenção dos espécimes. 
1.5.4 - Lavados gástricos
 São obtidos de áreas suspeitas da mucosa gástrica sob visão endoscópica direta. Os pacientes 
devem fazer jejum prévio de 12 horas. Para a preservação celular, adicionar igual volume de etanol 
a 95%, colocando os recipientes contendo o material embalado no gelo e os enviando de imediato ao 
processamento. 
1.5.5 Lavados peritoneais 
 Devem ser colocados em recipientes heparinizados (três unidades de heparina por mililitro da 
capacidade volumétrica do recipiente coletor) e refrigerados a 4º C até a confecção do esfregaço. Havendo 
demora no processamento, acrescentar etanol a 50% em partes iguais.
 Nos lavados hemorrágicos, alguns autores recomendam a adição de anticoagulantes como citrato 
de sódio a 3,8% (1 ml para cada 5 ml de líquido ) ou heparina (cinco a dez unidades para 10 ml de líquido).
1.6 Líquidos cavitários
 A análise citológica de material proveniente de líquidos pleurais, pericárdicos ou ascíticos é útil 
na investigação de neoplasias malignas, primárias ou metastáticas, e também no diagnóstico de patologias 
benignas, infecciosas ou não.
 A coleta não precisa ser realizada em ambiente hospitalar, mas em local limpo e reservado para 
pequenos procedimentos. Com o paciente adequadamente posicionado, fazer a antissepsia do local a ser 
puncionado e anestesiar os diversos planos até atingir a cavidade. Com uma seringa de 20 ml, retirar o 
líquido para exame, colocá-lo em recipiente limpo e enviá-lo ao laboratório tão logo seja possível ou 
mantê-lo na geladeira até a entrega. Volumes inferiores a 2 ml ou superiores a 500 ml são considerados 
inadequados para análise.
 Os espécimes são geralmente processados a fresco, sem a adição de anticoagulantes. Ocasional-
mente, nos líquidos hemorrágicos, recomenda-se o uso de citrato de sódio a 3,8% ou de heparina. Caso o 
processamento laboratorial só possa ser iniciado mais de 12 horas após a coleta, alguns autores sugerem 
adicionar etanol a 50% para melhor preservação do material.
 É de extrema importância a elaboração de cell blocks como técnica complementar no estudo dos 
fluidos, pois possibilita a obtenção de amostras adicionais permanentes que poderão ser utilizadas para 
realização de colorações especiais.
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Figura 6 - Amostras de líquidos 
cavitários. 
a - Tubos de coleta. 
b - Tubo de ensaio. 
a
a
b
Figura 7 – Lâminas com mate-
rial já centrifugado, pronto para 
o processamento laboratorial.
1.7 Materiais obtidos espontaneamente
1.7.1 Escarro
 Foi um dos espécimes mais utilizados para o diagnóstico citológico das lesões do trato respiratório, 
devido à relativa facilidade para sua obtenção e por provocar pouco desconforto ao paciente. Com o 
advento da broncoscopia e da punção aspirativa por agulha fina (PAAF), seu uso tem declinado. 
 Seus componentes são constituídos por uma mistura de elementos celulares e não celulares. A 
adequacidade da amostra é estabelecida pela presença de células cilíndricas ciliadas e de numerosos 
macrófagos alveolares, indicativos de que o trato respiratório inferior foi representado.
 Amostras múltiplas, colhidas em dias consecutivos, aumentam a sensibilidade (de 42% com amostra 
única para 91% com cinco amostras), que também varia com a localização do tumor maligno, sendo de 46% 
a 77% para lesões centrais e de apenas 31% a 47% para as lesões periféricas. A especificidade do método 
é alta, variando de 96% a 99%. Através da citologia esfoliativa é possível diagnosticar tumores centrais 
da árvore brônquica e, menos frequentemente, tumores periféricos menores ou até mesmo detectar lesões 
precursoras do carcinoma escamoso. O escarro obtido após broncoscopia aumenta a acuidade diagnóstica.
 A coleta deve ser realizada de preferência pela manhã, quando o paciente o acordar, em jejum 
matinal, após rigorosa higiene bucal (escovação dos dentes e da língua), geralmente em três dias conse-
cutivos. No intuito de obter material de origem pulmonar, o paciente é orientado a tossir várias vezes, 
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1 Técnicas de Coleta em Citopatologia Geral
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eliminando a secreção diretamente em um recipiente de boca larga, seco e limpo. Caso haja dificuldade 
em conseguir escarro espontâneo, pode-se fazer nebulização simples ou inalação com indutores da tosse. 
O material deve ser levado imediatamente ao laboratório ou conservado na geladeira por no máximo 12 
horas. Os esfregaços devem ser preparados a partir de áreas que contêm fragmentos teciduais, sangue ou 
ambos, e devem ser imediatamente fixados em etanol a 95%. Quando a preparação imediata não é pos-
sível, deve-se fazer uma pré-fixação do escarro na diluição de 1:1 com etanol a 50% ou 70%, ou utilizar 
solução de polietilenoglicol a 2% (Carbowax) em etanol a 50%. Uma vez utilizado o polietilenoglicol, 
este deverá ser removido em banho de álcool, antes da coloração. 
1.7.2 Urina
 Com este espécime é possível detectar lesões pré-cancerosas e patologias da pelve renal, bexiga, 
ureter e uretra. Antes da coleta o paciente deve esvaziar a bexiga (a primeira urina da manhã não é 
adequada para o exame) e fazer uma hidratação bebendo um copo de água a cada 30 minutos, durante 
o perído de uma hora e meia a duas horas. Colher a próxima urina espontânea da manhã diretamente no 
recipiente coletor, de preferência no laboratório que irá processar o material, após asseio da genitália com 
água e sabão. Para promover a mobilização de urina no interior da bexiga e facilitar a descamação celular, 
alguns autores aconselham 15 minutos de exercícios físicos (correr, pular) antes da coleta.Volumes entre 
25 e 100 ml de urina espontânea ou cateterizada são suficientes e o processamento deve ser imediato ou 
realizado em até seis horas após a coleta. Durante esse período, manter a urina refrigerada ou preservada 
em etanol a 50% (em partes iguais) ou a 70% (na proporção de duas partes de urina para uma de álcool).
1.7.3 Secreção mamária
 Objetivando auxiliar o diagnóstico de infecções agudas, papiloma ductal, dilatação cística ductal 
e, mais raramente, o diagnóstico de neoplasias, a avaliação citológica de descargas papilares é geralmente 
utilizada em pacientes que não apresentam massas palpáveis nem anormalidades na mamografia e naquelas 
com secreção sanguinolenta. 
 Para coletar o material, comprimir delicadamente a área subareolar e o mamilo entre os dedos 
polegar e indicador. Sem pressionar, colocar a secreção diretamente na lâmina, próxima à extremidade 
fosca, estendendo o material com o auxílio de outra lâmina. Fixar imediatamente em álcool a 95% ou 
deixar secando ao ar.
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2 Processamento técnico e 
laboratorial dos espécimes 
citológicos: adequabilidade 
das amostras
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 A qualidade do diagnóstico citológico depende de vários fatores operacionais, sobretudo da ade-
quabilidade, tanto da coleta quanto dos esfregaços quanto do processamento laboratorial dos espécimes. 
Os materiais encaminhados ao laboratório são obtidos pelo médico assistente durante o exame clínico e 
geralmente chegam como esfregaços fixados ou a fresco. Após o registro de entrada do material, se já 
devidamente fixados, os esfregaços podem ser corados. Espécimes mucoides ou líquidos, normalmente 
a fresco, necessitam de etapas complementares antes da coloração: se líquidos, submetê-los à centrifu-
gação, confeccionar os esfregaços a partir do sedimento e fixar em seguida; se mucoides, precisam ser 
pré-tratados ou homogeneizados antes da centrifugação, fixando-os após secar ao ar.
 Alguns procedimentos específicos descritos abaixo são necessários para a obtenção de material 
citológico de qualidade, diretamente relacionados com a adequabilidade da amostra. 
2.1 Pré-fixação
 Técnica que garante a preservação de espécimes líquidos (do trato urinário, gastrointestinal ou res-
piratório, sobretudo escarro) por dias ou mesmo meses, se necessário, mantendo a morfologia celular até a 
confecção do esfregaço. Esta técnica possui algumas desvantagens, tais como: a coagulação de proteínas, 
a condensação da cromatina, menor adesão celular e limitação ao uso de certas técnicas de coloração. As 
soluções mais comumente utilizadas para este fim são: etanol a 50%, o fixador de Saccomano ou os pre-
parados comerciais específicos. 
 Dentre eles, o etanol a 50% é o melhor e deve ser adicionado à coleção líquida em partes iguais, 
misturando-se bem. Com exceção do escarro, concentrações maiores não são recomendadas, especialmen-
te em materiais ricos em proteínas, porque endurecem a amostra impossibilitando a confecção do esfrega-
ço. Para a preservação de escarro, excepcionalmente, utiliza-se o etanol a 70%. O fixador de Saccomano, 
inicialmente utilizado na pré-fixação de escarro, teve seu uso estendido para a preservação de líquidos 
durante a citocentrifugação, pois evita o colapso celular causado pelo ressecamento do material quando 
seco ao ar. É constituído de etanol a 50% com aproximadamente 2% de polietilenoglicol (Carbowax). O 
Carbowax é sólido à temperatura ambiente mas pode ser mantido em solução estoque se adicionarmos 
500 ml de etanol a 50% a 500 ml de Carbowax derretido. Para obter um litro de fixador de Saccomano, 
misturar 434 ml de água destilada, 526 ml de etanol a 95% e 40 ml de solução estoque. Recomenda-se 
adicionar quatro gotas do fixador aos fluidos corporais e duas gotas para amostras de urina. Uma vez que 
o fixador de Saccomano contém polietilenoglicol, este deve ser removido com um banho de álcool antes 
da coloração, para que o material se mantenha adequado à avaliação citológica.
 
2.2 Centrifugação
 O processamento de líquidos de qualquer espécie começa com a centrifugação, visando concentrar 
os elementos celulares no sedimento que se forma no fundo do tubo da centrífuga. A centrifugação pode 
ser feita com a centrífuga convencional ou com a citocentrífuga, dependendo do tipo de material, ambas 
com regulagem de tempo e velocidade de rotação (cronômetro e tacômetro, respectivamente). A quantida-
de do sedimento obtido após a centrifugação inicial decide a próxima etapa do processamento: sedimentos 
escassos ou invisíveis deverão ser citocentrifugados, enquanto que os de maior volume fornecem material 
propício para a confecção dos esfregaços ou dos cell blocks. 
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2.2.1 Centrifugação convencional
 Utiliza um aparelho constituído basicamente por um eixo central de grande velocidade, uma ca-
beça fixa e tubos coletores. 
 
 Fixar imediatamente algumas lâminas em etanol a 95% e deixar outras secarem ao ar, corando-as 
pelo método de Papanicolaou ou pelo Diff-Quick, respectivamente. Coloração rápida pelo azul de toluidi-
na pode ser utilizada nas situações que necessitem de um diagnóstico citológico imediato, em esfregaços 
não fixados. Utilizar sedimentos remanescentes ou qualquer fragmento formado para fazer cell block. 
 Em se tratando de amostras hemorrágicas, podemos torná-las adequadas usando o método da 
Saponina, enzima capaz de lisar seletivamente as hemácias. No entanto, o sucesso do método depende 
da adequada duração de sua ação, pois poderá haver destruição de todas as células do espécime. Deve-se 
considerar, também, que este método propicia o crescimento rápido de fungos, podendo inviabilizar o 
exame da amostra. 
Técnica
Método da Saponina
• Centrifugar o espécime a 2000 rpm por dez minutos.
• Decantar o sobrenadante e adicionar 25 ml de BBS ao botão celular, misturando no agitador.
• Acrescentar solução de Hank até atingir o volume de 45 ml e misturar.
• Juntar 2 ml de saponina a 1%, misturando por inversão e deixar agir por um minuto.
• Adicionar 3 ml de gluconato de cálcio a 3% e misturar por inversão.
• Centrifugar a 2000 rpm por dez minutos e preparar os esfregaços diretamente ou por citocentrifu-
gação.
 Para preparar a solução de saponina a 1 %, dissolve-se 1 g de saponina e 0,2 g de sal ácido sódio 
p-hidroxibenzoico em 100 ml de água destilada, filtrando depois em papel de filtro de 8 micrômetros. 
A solução de gluconato de cálcio, usada para interromper a ação da saponina, é obtida misturando-se 
3 g de gluconato de cálcio e 0,02 g de sal ácido sódio p-hidroxibenzoico em 100 ml de água destilada, 
finalizando com filtração em membrana de filtro.
• Registrar o volume do líquido e suas características macroscópicas (cor, transparência, viscosidade, 
presença de grumos etc.). Caso apresente coágulo ou grumo, removê-lo para processamento em 
cell block. 
• Colocar 5 ml a 15 ml de líquido, a fresco, no tubo da centrífuga e tampar.
• Misturar o espécime agitando suavemente o tubo em movimentos circulares.
• Balancear a centrífuga colocando os tubos com igual quantidade de líquidos um em frente ao 
outro e centrifugar o material entre 1.500 rpm a 2.000 rpm por cinco a dez minutos.
• Desprezar o sobrenadante invertendo o tubo coletor em papel toalha ou retirá-lo com uma pipeta, 
evitando qualquer líquido residual no sedimento. 
• Alguns autores aconselham adicionar 10 ml de solução salina balanceada de Hank (BBS) ao 
sedimento e repetir a centrifugação.
• Colher o sedimento com uma alça de platina ou aspirar compipeta, colocá-lo sobre lâminas de 
vidro previamente identificadas e preparar os esfregaços.
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2.2.2 Citocentrifugação 
 Recomendada no processamento de líquor, aspirados de lesões císticas, lavados das agulhas 
utilizadas em PAAF e em outros espécimes líquidos de pequeno volume ou que produzam escasso 
sedimento na centrifugação convencional. A citocentrifugação tem a vantagem de processar rapidamente 
porções líquidas de apenas 0,5 ml ou menos, além de promover excelente recuperação celular e conferir 
maior rapidez e facilidade na interpretação citológica. Amostras com sedimento espesso devem ser 
cuidadosamente diluídas antes do processamento, a fim de produzir material em monocamada e evitar 
esfregaços inadequados com superposição celular. 
Técnica
• Centrifugar inicialmente o material pelo método convencional e decantar o sobrenadante. 
• Encaixar a lâmina e o papel de filtro no suporte da lâmina e colocar na centrífuga previamente 
balanceada.
• Pipetar uma gota ou 0,5 ml do sedimento e colocar no coletor, adicionando duas a três gotas do 
fixador de Saccomano.
• Centrifugar a 1.000 rpm (ou a 1.500 rpm, dependendo do fabricante) por cinco a seis minutos, 
removendo as unidades com lâmina e papel de filtro logo após.
• Levantar cuidadosamente o papel de filtro para separá-lo da lâmina, evitando contato com 
o sedimento. Antes de descartar o papel de filtro, ele deve ser inspecionado, pois algumas vezes 
apresenta sobrenadante aderido que pode ser processado a fim de fornecer informações adicionais.
• Fixar a lâmina imediatamente em álcool ou spray. É recomendável usar spray fixador, deixando-a 
secar por 10 a 15 minutos antes de mergulhar em álcool a 95%. 
 Para evitar a perda e facilitar a aderência celular em líquidos aquosos como amostras de urina e 
líquor, recomenda-se usar lâminas albuminizadas ou acrescentar duas a três gotas de albumina ao líquido 
antes da centrifugação. Outra opção é utilizar lâminas foscas ou pré-tratadas com o adesivo Poli-D-lisina.
Figura 8 - Citocentrífuga. 
Tubos acoplados com as lâminas. 
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2. 3 Cell blocks (ou blocos celulares)
 Técnica complementar no estudo dos fluidos, algumas vezes também aplicada a materiais pastosos, 
é um dos métodos mais antigos utilizados no preparo de materiais para exame microscópico. Permite 
reconhecer o padrão histológico das doenças através da visualização da arquitetura tecidual, além de 
fornecer amostras adicionais para colorações especiais, possibilitando a realização de múltiplos cortes do 
material. 
 Escarro, efusões, sedimento urinário e material do trato gastrointestinal são particularmente 
propícios para esta técnica, que também pode ser usada para materiais residuais ou para qualquer fragmento 
tecidual porventura obtido durante o procedimento citológico. Após a centrifugação do material, colocar 
o sedimento no líquido fixador por determinado período, dependendo do tipo de fixador empregado e da 
quantidade da amostra. Centrifugar por dois minutos, retirar o material e envolvê-lo em papel de filtro, 
seguindo as mesmas etapas de preparação das biopsias convencionais.
 O fixador mais utilizado na preparação dos cell blocks é a solução de Bouin (750 ml de ácido 
pícrico aquoso saturado a 1,2%, 250 ml de solução de formaldeído a 37-40% e 50 ml de ácido acético 
glacial). No entanto, também podem ser utilizadas a formalina tamponada a 10% (100 ml de solução de 
formaldeído a 37-40% e 900 ml de água corrente) ou a solução álcool-formaldeído-ácido acético (85 
ml de etanol absoluto, 10 ml de formaldeído e 5 ml de ácido acético). Os blocos celulares podem ser 
processados pelos métodos do ágar, sedimento fixado e plasma-trombina.
Figura 10 - Cell Block.
a - Após centrifugação e fixação do material, 
faz-se o corte.
b - As metades são separadas.
c; d - As metades são colocadas num cassete 
para processamento idêntico ao da biopsia.
Figura 9 - Lâmina no fixador. 
a
b
c
d
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2.3.1 Método do ágar
 Este método produz preparados de ótima qualidade originando um gel coeso do sedimento inteiro 
que permite o processamento como se fora tecido. É o método de escolha para sedimentos de lavados 
gástricos e esofágicos, mas também pode ser empregado em efusões e nos lavados do sistema respiratório. 
Utiliza como reagentes a formalina rosa a 10% (preparada com a adição de eosina ao formol a 10% até 
que fique rosa ou vermelho claro) e o ágar-formalina (mistura de 2 g de ágar em 50 ml de formalina rosa 
10%), que são misturados, levados à ebulição e, depois de frios, armazenados em geladeira.
Técnica
• Misturar quatro a cinco gotas de ágar-formalina em solução (aquecer em banho-maria a solução 
estocada na geladeira, à temperatura de 60º C) ao restante do sedimento do tubo.
• Colocar o tubo com a mistura na geladeira para solidificar o ágar por cerca de 30 min. Para agilizar 
o processo, recomenda-se colocar o tubo em becker com água gelada (previamente guardado na 
geladeira). 
• Depois de solidificado o bloco, deslocá-lo suavemente do fundo do tubo com a ajuda da alça de 
platina e colocar em papel de filtro cortando-o em tamanho apropriado ao processamento histológico.
• Colocar todo o material em um cassete histológico, fixar em formalina a 10% e enviar para o 
processamento histológico habitual.
2.3.2 Método do sedimento fixado
 Tem como reagente o formol a 10% que endurece o sedimento, permitindo que a amostra seja 
encaminhada ao processamento histológico de rotina. 
Técnica
• Adicionar formalina a 10% ao sedimento ou aos fragmentos teciduais formados após centrifugação 
e deixar descansar por, no mínimo, duas horas. Caso necessário, centrifugar novamente essa mistura 
por dez minutos antes de colocá-la em repouso, desprezando o sobrenadante.
• Remover cuidadosamente do interior do tubo o sedimento endurecido.
• Envolver a amostra em papel de filtro e colocar no cassete histológico, encaminhando para o pro-
cessamento histológico de rotina.
2.3.3 Método do plasma-trombina
 Aplicado a lavados brônquicos e pélvicos, fluidos serosos e espécimes aspirados, usa a ação 
coagulante do plasma e da trombina para obter amostras coesas de células dos sedimentos. Não é 
recomendada para espécimes gástricos por conta das enzimas contidas nesses materiais.
Técnica
• Adicionar de duas a três gotas de plasma ao sedimento remanescente (não fixado) do tubo da 
centrífuga, misturando bem. O plasma (obtido em banco de sangue) deve ser estocado no freezer, 
podendo ficar na geladeira enquanto estiver sendo usado.
• Em seguida, acrescentar duas a três gotas de solução de trombina (5.000 unidades de pó de trombina 
em 5 ml de solução salina isotônica) e misturar bem.
• Aguardar alguns segundos enquanto ocorre a coagulação da mistura (cerca de 30 a 60 segundos). 
• Depois de formado o coágulo, adicionar lentamente a formalina rosa a 10% e deixar descansar por, no 
mínimo, 30 minutos. Coágulos grandes devem ser cortados em pedaços menores antes de serem fixados.
• Com uma espátula, remover o coágulo do tubo, envolvê-lo com lenço de papel e colocá-lo no 
cassete e encaminhá-lo para o processamento histológico.
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2.4 Confecção dos esfregaços
 O cuidado no preparo dos esfregaços citológicos é primordial na obtenção de materiais adequados 
para uma interpretação citopatológica segura. Existem vários métodos de confeccionaresfregaços 
uniformes e finos, ideais para a análise microscópica. As lâminas devem ser previamente limpas e 
desengorduradas com gaze umedecida em álcool e devidamente identificadas na parte fosca. 
 Dependendo da familiaridade do profissional com a técnica escolhida e com o tipo de amostra em 
questão, deve-se optar por uma das modalidades abaixo na preparação dos esfregaços: 
2.4.1 Método do deslizamento (T. Löwhagen)
 Utilizado para qualquer tipo de espécime. Coloca-se uma gota do material próximo à extremidade 
fosca, deslizando-se levemente em direção à extremidade contrária com auxílio de outra lâmina.
2.4.2 Método do esmagamento 
 Indicado para espécimes mucoides como escarro, lavados gástricos etc. Uma pequena quantidade 
do material é colocada no meio da lâmina e, com a ajuda de outra lâmina, pressiona-se o material, 
deslizando-o sobre a superfície da primeira, em direções opostas.
2.4.3 Método de alça de platina (bacteriológica) 
 Aplicado para líquidos serosos. Após a centrifugação do material, decantar o sobrenadante e remover 
uma ou duas gotas da camada superior do sedimento. Em seguida, transferir para lâminas já rotuladas usando 
a alça de platina para espalhar o material longitudinalmente e entrecruzar em formato de “espinha de peixe”.
2.4.4 Método de pressão 
 Usado para urina e fluidos aspirados. Depois de centrifugar o espécime, colocar duas a três gotas 
do sedimento numa lâmina utilizando uma pipeta ou alça de platina e, pressionando uma segunda lâmina 
sobre a primeira, separá-las em movimento único e rápido.
 Os esfregaços com distorção celular (por excessiva compressão mecânica no momento da 
distribuição da amostra ou por dessecamento do material), distribuídos irregularmente em várias 
direções (circular, “vai e vem”, “ziguezague” etc.) ou apresentando áreas espessas, tornam o espécime 
insatisfatório para a avaliação.
2.5 Fixação das amostras
 Confecionados os esfregaços, a fixação tem finalidade de preservar as características citomorfoló-
gicas e reter certos elementos citoquímicos, aumentando a capacidade celular de absorver os corantes. 
Características do fixador ideal
• Penetrar rapidamente nas células.
• Minimizar a retração e a distorção celular, substituindo a água das células.
• Manter a morfologia celular.
• Inativar as enzimas autolíticas.
• Ter afinidades específicas para as diversas estruturas celulares.
• Tornar as membranas citoplasmáticas permeáveis aos corantes.
• Facilitar a aderência das células na lâmina de vidro.
• Ser compatível com o método de coloração pretendido.
• Ser bactericida.
• Ser reprodutível.
• Permitir registro celular permanente.
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 A fixação pode ser feita a seco ou através de substâncias fixadoras aplicadas imediatamente após 
a confecção do esfregaço. Assim, classificamos as técnicas de fixação em: úmida, de cobertura, mista ou 
a seco.
2.5.1 Fixação úmida 
 Recomendada para todo tipo de espécime citológico, consiste na imersão imediata do esfregaço 
ainda úmido na solução fixadora, aí permanecendo até o processamento laboratorial. As células não sofrem 
ressecamento e com isso evitam-se artefatos celulares, como o aumento da eosinofilia citoplasmática, do 
tamanho nuclear e o borramento da cromatina, que poderiam induzir a erros diagnósticos ou até mesmo 
tornar a amostra inadequada. 
 O fixador mais utilizado atualmente é o etanol a 95%, em virtude da sua eficiência, baixo custo 
e ausência de toxidade. Outra vantagem que ele oferece é a de poder ser reaproveitado, bastando filtrá-
lo adequadamente antes de um novo uso para minimizar a contaminação do material com resíduos 
celulares. Outros álcoois, como o isopropanol ou propanol a 80% e o metanol a 100%, também podem 
ser empregados como fixadores em citologia. A solução de álcool-éter em partes iguais, preconizada por 
Papanicolaou, quase não é mais utilizada nos dias de hoje, pois o éter é altamente volátil e inflamável. 
 O álcool desnatura as proteínas e os ácidos nucleicos das células, tornando-os insolúveis e 
estáveis. É também um agente desidratante que causa retração celular e define melhor o detalhe nuclear 
das preparações citológicas. O tempo de permanência da amostra no fixador varia entre 10 e 30 minutos, 
podendo nele continuar por, no máximo, uma ou duas semanas. Se for necessário um tempo mais 
prolongado, as lâminas devem ser estocadas no refrigerador, a fim de garantir melhor preservação celular 
e diminuir o risco de evaporação. O recipiente contendo o fixador, geralmente de plástico ou vidro, deve 
ter boca larga, vedação satisfatória (de rosca, de preferência) e tamanho suficiente para garantir que o 
esfregaço fique totalmente submerso na solução. Quando várias lâminas são colocadas no mesmo frasco, 
deve-se colocar um clipe de metal na extremidade fosca de cada uma delas para evitar a transferência de 
material de umas para as outras e prevenir a aderência entre elas.
Figura 11 - Fixação úmida em 
álcool a 95%.
 Se, por acaso, ocorrer defeito na fixação e o material ressecar, as células escamosas poderão ser 
recuperadas antes da coloração reidratando-as em solução de glicerina e água destilada em partes iguais 
por, no mínimo, uma hora. A seguir, mergulham-se as lâminas em dois banhos de álcool a 95% deixando-
-as fixar por dez minutos para, então, encaminhá-las à coloração.
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2.5.2 Fixação de cobertura 
 Utiliza agentes que, além de fixar as células, formam uma espécie de filme protetor sobre o 
esfregaço facilitando o transporte das amostras citológicas. Os esfregaços podem ser acondicionados 
em caixas de papelão ou de madeira e, por dispensar o uso de recipientes com soluções fixadoras 
líquidas, sujeitos a quebras e vazamentos, viabilizam o envio dos espécimes para laboratórios distantes e 
favorecem o emprego deste método para o escrutínio em massa. No entanto, fixadores de cobertura não 
são recomendados para esfregaços advindos de materiais líquidos. Também não se deve utilizar sprays 
fixadores em materiais hemorrágicos, sob pena de inviabilizar o exame da amostra. 
 Geralmente esses fixadores contêm polímeros de polietilenoglicol e álcool etílico e podem ser 
preparados no próprio laboratório ou adquiridos comercialmente sob a forma de spray. O Carbowax 
4000, um dos mais utilizados, permite que os esfregaços sejam armazenados por até uma semana sem 
causar distorções celulares. Para manipulá-lo no laboratório, amolecer 5 g de polietilenoglicol (Carbowax 
composto) em estufa a 56º C, adicionar 95 ml de etanol a 95%, agitando para facilitar a dissolução, e 
deixar descansar por várias horas à temperatura ambiente. Colocar em pequenos recipientes com conta-
gotas para uso oportuno. Eventualmente, utiliza-se fixadores de cabelos (laquê), pois estes contêm alta 
concentração alcoólica e um mínimo de lanolina ou óleo, embora a maioria dos autores não recomende 
essa prática. 
 O fixador deve ser aplicado sobre o esfregaço úmido, imediatamente após sua confecção, dei-
xando-se a lâmina secar por 10 a 15 minutos sobre uma superfície horizontal para só depois enviá-la ao 
laboratório. Quando se usa o Carbowax líquido, cinco a seis gotas sobre o esfregaço são suficientes. Com 
o fixador spray, manter uma distância de 25 a 30 cm entre a lâmina e o bico do tubo para garantir uma 
fixação ideal, dirigindo o jato de forma suave e contínua em direção ao esfregaço.
Figura 12 - Material des-
secado por defeito de fixa-
ção. 200x.
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 A permanência do fixador sobre o esfregaço é causa de inadequação da amostra. Assim sendo, antes 
de iniciar a coloração é fundamental remover opolietilenoglicol para permitir a penetração apropriada dos 
corantes, especialmente a hematoxilina e o EA. Com essa finalidade, as amostras são submetidas a dois 
banhos sucessivos, de cinco a dez minutos cada, em etanol a 95%. 
2.5.3 Fixação mista
 Associa a fixação úmida com subsequente exposição ao ar e é recomendada para o envio de es-
fregaços a laboratórios distantes. Após a confecção dos esfregaços, colocar imediatamente as lâminas em 
fixador líquido, de preferência o etanol a 95%, retirando-as depois de, pelo menos, 15 minutos. Deixar 
secar ao ar e em seguida acondicioná-las apropriadamente para o transporte até o laboratório. Recomenda-
-se utilizar o método de Ayre e Dakin (1946), que consiste em pingar uma a duas gotas de glicerina sobre 
os esfregaços retirados do álcool, cobrir com uma lâmina ou lamínula (de 24x60 mm) e envolver em papel 
manteiga para o transporte. Ao chegar no laboratório, o esfregaço deve ser novamente colocado em etanol 
a 95% antes da coloração.
2.5.4 Fixação a seco
 Também conhecida como fixação a fresco, geralmente é utilizada para colorações hematológicas, 
como Diff-Quick ou Panótico, e para Giemsa. Os esfregaços devem ser secos o mais rapidamente 
possível, à temperatura ambiente ou realizando-se movimentos ao ar para acelerar a secagem. Só colocar 
os esfregaços em recipientes para transporte depois de completamente secos.
2.5.5 Fixação de esfregaços hemorrágicos
 A fim de evitar que o excesso de sangue obscureça os elementos celulares e dificulte ou impeça a 
interpretação diagnóstica, pode-se lançar mão de uma das seguintes opções:
• Colocar a lâmina em etanol a 50 ou 70%, desidratando depois em etanol a 95%.
• Colocar a lâmina em etanol a 95% por cinco minutos, depois em solução de ureia (120 g de ureia 
em pó dissolvida em 1 litro de água destilada) por 20 a 30 minutos e, por fim, em etanol a 95%.
• Colocar a lâmina durante três a cindo minutos em uma solução de etanol a 95% (500 ml) com 
uma gota de ácido hidroclorídico e depois mergulhá-la em etanol a 95%.
Figura 13- A fixação deverá ser feita com o 
material ainda úmido, observando a distân-
cia entre a lâmina e o bico do spray.
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• • • • • • • • • • • • • • • • • • • 
• Colocar uma gota de ácido acético glacial em 100 ml de etanol a 95% e mergulhar a lâmina na 
mistura.
• Colocar os esfregaços hemorrágicos no fixador de Carnoy (60 ml de metanol a 95%, 30 ml de 
clorofórmio e 10 ml de ácido acético glacial) por três a cinco minutos, até que o sedimento se torne 
menos vermelho. Depois transferir as amostras para etanol a 95%. O fixador de Carnoy deve ser 
preparado no momento do uso e descartado logo após. Ao empregar esta técnica não se esquecer 
de reduzir o tempo de permanência na hematoxilina a fim de evitar que os núcleos se tornem 
hipercorados, pois geralmente a retração nuclear é mais intensa que a causada pelo etanol a 95%. 
• Pode-se utilizar o fixador de Carnoy modificado (solução com sete partes de etanol a 95% para 
meia parte de ácido acético glacial) seguido de etanol a 95%.
 Esfregaços hemorrágicos provenientes de espécimes líquidos, secos ao ar, podem ser reidratados 
mergulhando-os em solução salina por 30 minutos. Em seguida, fixar em etanol a 95% e corar pelo 
Papanicolaou. 
2.5.6 Fixação rápida das amostras obtidas por PAAF
 Os esfregaços devem ser mergulhados imediatamente em solução de álcool-formaldeído (160 ml 
de formol 10% em 720 ml de etanol absoluto), permanecendo submersos durante 30 segundos a um mi-
nuto. Em seguida, podem ser corados pelo método da Hematoxilina-Eosina (HE) rápido (citado adiante). 
Este fixador evita a perda de material durante o processamento e os aspectos citomorfológicos são simila-
res àqueles normalmente observados nos espécimes fixados em etanol. 
 2.6 Técnicas de coloração
 Atualmente existe uma variedade de técnicas de coloração que podem ser utilizadas em citologia, 
tanto para o processamento de rotina como para situações especiais como na imunocitoquímica. Para a 
rotina citológica, a coloração pelo método de Papanicolaou é universalmente recomendada.
Figura 14 - Espécime 
hemorrágico e com arte-
fatos de dessecamento. 
100x.
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2.6.1 Coloração de Papanicolaou 
 É constituída por um corante nuclear natural, a hematoxilina, e dois corantes citoplasmáticos: o 
orange G6 e o EA (composto por eosina, verde luz ou brilhante e pardo de Bismarck). Essas substâncias 
estão disponíveis comercialmente, mas também podem ser preparadas no laboratório. Com relação ao 
EA, de todas as fórmulas existentes no mercado, o EA-65 é preferível para os esfregaços não ginecoló-
gicos. Os corantes de Papanicolaou proporcionam excelente demonstração dos detalhes morfológicos do 
núcleo, promovem boa transparência citoplasmática e permitem a diferenciação dos tipos celulares. Uma 
ampla variedade de modificações da técnica original preconizada por Papanicolaou já foi publicada por 
diversos autores e muitos laboratórios fazem suas próprias adaptações. O mais importante, no entanto, é 
eleger o tempo de permanência do esfregaço na hematoxilina e no EA, além da padronização rigorosa das 
etapas do processo visando alcançar resultados reprodutíveis.
 O método de Papanicolaou pode ser aplicado de forma progressiva ou regressiva. A forma progres-
siva, como o próprio nome diz, cora o núcleo progressivamente até a intensidade desejada, eliminando a 
necessidade de descoloração posterior. É mais empregada em citopatologia não ginecológica, utilizando 
uma das seguintes hematoxilinas: Mayer, Delafieild´s, Gill-Baker-Mayer ou Gill. Uma vez que dispensa 
o banho de água, é usualmente recomendada para esfregaços que não aderem bem às lâminas. A forma 
regressiva geralmente utiliza a hematoxilina de Harris que cora intensamente o núcleo, removendo-se o 
excesso com ácido clorídrico diluído. 
 Alguns serviços utilizam a técnica de Papanicolaou modificada descrita a seguir, aliando baixo 
custo e maior rapidez na preparação das amostras.
Técnica
Água destilada
Hematoxilina
Água corrente
Carbonato de lítio
Água corrente
Etanol absoluto
Etanol absoluto
Orange
Etanol absoluto
Etanol absoluto
EA
Etanol absoluto
Etanol absoluto
Xilol
Lavar
1 min e 30s
Lavar
15s
Lavar
1 banho
1 banho
1 mergulho rápido
1 banho
1 banho
3 min
1 banho
1 banho
15 a 30 min
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Figura 15 – Aparência das 
células com a coloração de 
Papanicolaou. 200x.
 Na técnica de Papanicolaou, os banhos após os corantes são realizados no solvente de cada um 
deles. Assim, depois da hematoxilina, que é aquosa, as lâminas são lavadas em água e após o orange G e 
o EA, corantes alcoólicos, são lavadas em álcool. A água utilizada depois da hematoxilina tem a função 
de remover o corante que não foi ligado ao núcleo, ação complementada com a aplicação de ácido clorí-
drico (diferenciação). Como o citoplasma das células fica totalmente descorado, as lâminas passam pelo 
orange G e pelo EA a fim de corá-los, respectivamente, em laranja intenso e brilhante e em rosa, verde 
ou azul. A porção dos corantes que não se ligou ao citoplasma é removida pelos banhos de álcool que se 
seguem. Os últimos banhos em álcool absoluto eliminam totalmente a água dos esfregaços (desidratação), 
preparando-os para o clareamento com xilol, responsável por tornar as células transparentes. 
• Tipo de fixador usado. 
• Fórmula dos corantes.
• Duração dos banhos nos corantes. 
• Característicasda água corrente usada.
• Qualidade da preparação das amostras pelo clínico. 
• O pH do espécime.
Fatores que influenciam na reação de coloração
 Núcleos pálidos são vistos em espécimes dessecados, com restos de fixadores de cobertura, que 
passaram tempo excessivo no ácido clorídrico (ou na água) ou que não permaneceram o tempo suficiente 
na hematoxilina. Fixação em álcool com concentração superior a indicada, tempo prolongado nos coran-
tes ou uso de corantes muito concentrados ou novos podem deixar os núcleos fortemente corados dando 
uma falsa ideia de hipercromasia. Se a hematoxilina não é filtrada diariamente, depósitos do corante sobre 
o esfregaço podem dificultar a leitura. 
 Quando a bateria de coloração é checada diariamente fazendo-se as correções necessárias, muitos 
problemas podem ser minimizados. Aconselha-se trocar os corantes depois da coloração de aproximada-
mente duas mil lâminas ou após um período de seis a oito semanas. Os álcoois devem ser trocados quando 
mudarem de cor e o xilol ao tornar-se leitoso.
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2.6.2 Coloração pela hematoxilina-eosina (HE) 
 Geralmente utilizada na coloração de cell blocks e de esfregaços de amostras obtidas por PAAF, 
cora o citoplasma em rosa e o núcleo em azul, à semelhança do que se observa nos esfregaços histológi-
cos. Apesar de conter corantes comuns aos dois métodos, o citoplasma não fica tão transparente e o núcleo 
não é tão bem definido quanto na coloração de Papanicolaou.
Técnica
Lavar em água destilada
Hematoxilina de Harris
Lavar em água corrente
Ácido-álcool (1,5 ml de HCI concentrado 
em 650 ml de etanol a 70%)
Lavar em água corrente
Solução de Carbonato de Lítio
Lavar em água corrente
Etanol a 50%
Eosina
Água corrente
Etanol a 95%
Etanol a 95%
Etanol absoluto
Etanol absoluto
Xilol
Xilol
Xilol
Montagem
15 mergulhos
2 min
1 min
2 a 3 mergulhos
30s
1 min
15 mergulhos
15 mergulhos
20s
1 min
15 mergulhos
15 mergulhos
15 mergulhos
1 min
15 mergulhos
15 mergulhos
5 a 10 min
Figura 16 – Os núcleos tornam-se pálidos 
quando o tempo no banho de hematoxili-
na é insuficiente. 200x.
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2.6.3 Coloração rápida com Hematoxilina Eosina (HE)
 Especialmente destinada às preparações obtidas por PAAF, visa aferir a celularidade da amostra 
após a coleta ou fornecer diagnóstico imediato. Os esfregaços devem estar fixados em solução de álcool-
-formaldeído.
Técnica
Hematoxilina de Harris
Água corrente
Eosina
Água corrente
Etanol absoluto
Etanol absoluto-xilol
Xilol 
Montagem 
1 min e 40s
Lavar para remover excesso do corante
Banho rápido
Lavar para remover excesso do corante
Banho rápido
Banho rápido
Banho rápido
Figura 17 - Corte de cell 
block corado por HE.
2.6.4 Método de May-Grüenwald-Giemsa (MMG) 
 Corresponde a uma coloração hematológica aplicada aos esfregaços secos ao ar ou obtidos por 
PAAF e que cora o núcleo em azul e o citoplasma em rosa. Utiliza como reagentes as soluções de May 
Grüenwald (9,5 g) e Giemsa (11,35 g), dissolvidas em 25 ml de glicerina e maturadas por três a quatro 
dias. Após esse período diluir e misturar as duas soluções em 500 ml de metanol PA, deixando amadurecer 
por 10 a 30 dias.
Técnica
• Cobrir as lâminas com a solução de MMG por seis minutos.
• Sem escorrer a solução corante, adicionar água destilada por quatro minutos.
• Lavar em água corrente e deixar secar à temperatura ambiente ou em estufa a 40º C.
• Clarificar com dois banhos de xilol.
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2.6.5 Método de May-Grüenwald-Giemsa (MMG) modificado
 Os esfregaços corados por esta técnica devem ser encaminhados ao processamento fixados a seco. 
As soluções utilizadas estão disponíveis no mercado prontas para o uso, devendo ser diluídas em metanol 
(1/3 de metanol para 2/3 de May-Grüenwald) e em água destilada (4/5 de água para 1/5 de Giemsa). Os 
esfregaços devem ser mergulhados em cada solução por cinco minutos, lavados em água corrente e secos 
ao ar ou em estufa a 40º C. Opcionalmente pode-se clarificar com xilol antes da montagem das lâminas.
2.6.6 Coloração pelo azul de toluidina
 É uma coloração rápida, utilizada para diagnósticos imediatos e para constatar a adequabilidade 
da amostra com relação à celularidade, indicando ou não a repetição do procedimento naquele momento. 
Pode ser empregada para vários tipos de espécimes como os provenientes de líquidos serosos, lavados 
pélvicos, peritoneais ou brônquicos, amostras de PAAF, imprints (durante a biópsia por congelação), 
urina, aspirados de fundo-se-saco vaginais e espécimes ovarianos. As preparações são coradas a fresco. 
Todas as células se coram em azul púrpura, mas em tons definidos de coloração para o núcleo e o cito-
plasma, inclusive o nucléolo pode ser identificado com uma coloração mais intensa. O azul de toluidina é 
dissolvido em etanol a 95% (0,5 g em 20 ml) e misturado com 80 ml de água. 
Técnica
Processamento de líquidos 
• Centrifugar o espécime num tubo a 2.000 rpm por sete a dez minutos, decantar 
cuidadosamente o sobrenadante, retirando uma a duas gotas da camada superior (com alça 
de platina) para colocar na lâmina. Adicionar uma gota de azul de toluidina e misturar.
Material obtido por PAAF (ou outro não-líquido) 
• Colocar uma gota do espécime no centro da lâmina e pingar sobre ele uma gota de azul 
de toluidina, misturando-os com a alça de platina ou com a ponta da lamínula. Colocar 
a lamínula sobre o material e montar sem deslocá-la, a fim de evitar distorção celular e 
inadequacidade da amostra. Esperar alguns segundos e examinar ao microscópio. 
 As lâminas coradas com o azul de toluidina podem ser colocadas em câmara úmida (por exemplo, 
em placa de Petri com gaze umedecida, tampada) e guardadas em geladeira por até 24 horas. Depois de 
examinadas, devem ser fixadas em álcool a 95% e posteriormente coradas pelo Papanicolaou. 
2.6.7 Diff-Quick (DQ)
 Técnica de coloração rápida comumente utilizada para verificar a adequabilidade dos espécimes, 
sobretudo aqueles obtidos por PAAF, é realizada em esfregaços secos ao ar. Emprega soluções aquosas 
contendo eosina, azul de metileno e Azure A. Tem a vantagem de facilitar a interpretação da morfologia 
celular por enfatizar o tamanho, a forma e o arranjo celular auxiliando no reconhecimento de células 
neoplásicas. Permite a identificação de substâncias como mucina, melanina e hemossiderina e também a 
presença de micro-organismos. A coloração é permanente, permitindo o arquivamento das lâminas. Deve 
ser evitada em preparados de fluidos coletados com conservantes.
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• • • • • • • • • • • • • • • • • • • 
2.6.8 Panótico 
 Também é uma técnica rápida aplicada no estudo imediato de amostras obtidas por PAAF e que 
estabelece não só um diagnóstico de urgência, mas também avalia a celularidade do material. Os esfre-
gaços devem ser secos ao ar antes de serem submetidos à coloração. Apesar de utilizar três soluções de 
corantes (Instant Prov I, II e III), o tempo de processamento é de apenas 15 segundos. As lâminas poderão 
ser arquivadas permanentemente. 
2.6.9 Coloração de Shorr 
 Apesar de considerada uma técnica simples, pois confere boa coloração diferencial entre as célu-
las epiteliais escamosas superficiais e profundas, está em desuso por conta da perda dos detalhes nucleares 
e da transparência citoplasmática, quando comparada com a técnica de Papanicolaou.
2.6.10 Colorações especiaisCorrespondem a métodos selecionados de coloração que permitem a visualização de determinadas 
substâncias ou estruturas, auxiliando no diagnóstico de certas condições patológicas. 
• Alcian Blue: utilizado para coloração de carboidratos. Auxilia na identificação de coloide, gli-
cogênio, mucina e cápsulas de fungos. Cora os núcleos em azul claro.
• PAS (Ácido Periódico de Schiff): também cora carboidratos e fungos, conferindo-lhes a cor 
magenta. Os núcleos coram-se em preto e o “fundo” do esfregaço em verde.
• Prata Metanamina (Método de Grocott): permite identificar fungos e Pneumocystis carinii os 
quais se coram em preto. Glicogênio e mucina são corados em rosa a cinza e o “fundo” em verde.
• Azul da Prússia (Método de Perls): demonstra depósitos de hemossiderina, corando-os em 
azul. O núcleo e outras estruturas se coram em vermelho.
• GRAM: permite a especificação da flora bacteriana em Gram positiva ou negativa. 
• Ziehl-Neelsen: serve para identificar bacilos álcool-ácido-resistentes (BAAR).
2.7 Montagem
 Tem a finalidade de proteger o material celular contra o dessecamento e a retração celulares, além 
de prevenir o desbotamento dos corantes nas células. Também possui a função adicional de proteger a 
amostra para o armazenamento adequado. Por aumentar o índice de refração do esfregaço, possibilita 
melhor visualização dos detalhes celulares. O material usado na montagem permite a ligação entre a 
lâmina e a lamínula e é representado por uma resina sintética dissolvida em um solvente, frequentemente 
o xilol. Os mais utilizados são o Bálsamo do Canadá e o Entellan, embora alguns laboratórios usem 
também o “verniz”. 
Técnica
• Depois de retirar a lâmina do xilol, colocar de uma a duas gotas do meio de montagem 
sobre a lamínula. 
• Colocar suavemente a lamínula sobre a lâmina exercendo uma leve pressão.
• Escorrer o excesso do meio de montagem e limpar com xilol.
• Afastar as bolhas que se formaram com bastão de vidro ou pinça.
• Deixar secar por alguns minutos antes de iniciar a leitura microscópica.
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 Alguns artefatos técnicos relacionados à montagem podem interferir na leitura do esfregaço e 
prejudicar a avaliação diagnóstica. O excesso de Bálsamo, por exemplo, diminui os detalhes celulares. 
Aconselha-se, nesse caso, mergulhar a lâmina no xilol, retirar a lamínula e remontá-la usando a quantidade 
adequada do meio de montagem. Quando o processo de montagem é muito lento podem aparecer pigmentos 
marrons (corn fl akes) sobre a superfície celular, obscurecendo o núcleo. Isso ocorre devido à evaporação 
do xilol e pelo aprisionamento do ar entre a lâmina e a lamínula. Para solucionar o problema, o esfregaço 
deverá ser mergulhado sucessivamente em xilol, álcool absoluto e álcool a 95%, lavado em água corrente 
e em seguida corado novamente com Orange e EA. 
Figura 18 - Artefatos de 
montagem (cornfl akes), 
400x. Os artefatos (setas) 
ocorrem quando a monta-
gem é demorada, surgindo 
pigmentos marrons.
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• • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • • 
 Com o passar do tempo o bálsamo pode tornar-se espesso, em virtude da evaporação do solvente, 
e interferir na adequabilidade da amostra, não devendo portanto ser utilizado nessas condições. O uso de 
lamínulas (ou lâminas) mofadas também difi culta a leitura do esfregaço. Para limpar o mofo, dissolver 
40 g de bicromato de potássio em um litro de água corrente até fi car homogêneo. Acrescentar 200 ml de 
ácido sulfúrico aos poucos, mantendo o recipiente em uma vasilha com água durante esse processo para 
minimizar o aquecimento que ocorre com a mistura. Deixar as lamínulas nessa solução por 48 horas, 
lavando-as depois com bastante água e sabão. Recomenda-se um banho de cinco minutos em álcool 
absoluto, colocando-as para secar em estufa posteriormente. 
2.8 Adequabilidade das amostras
 Para se obter preparações citológicas satisfatórias deve-se empregar a técnica apropriada para os 
diversos espécimes. Um exame insatisfatório não signifi ca que o resultado é negativo, mas tão somente 
que não foi possível estabelecer nenhum diagnóstico, seja de benignidade ou de malignidade. 
 Recomendações para os diversos tipos de amostras objetivando a adequabilidade do material: 
Aparelho respiratório 
 O processamento varia segundo o tipo de amostra.
• Escarro: colocar o material em uma placa de Petri e examinar sob fundo escuro (papel embaixo 
da placa) e com iluminação direta para selecionar amostras das áreas com sangue ou com 
partículas sólidas e escuras, acinzentadas ou opacas. Confeccionar os esfregaços pelo método do 
esmagamento, fi xar com spray ou álcool e corar pelo Papanicolaou. Separar esfregaços extras para 
colorações especiais.
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• • • • • • • • • • • • • • • • • • • 
• Lavados: enviar a fresco. Remover qualquer fragmento visível para processar em cell block. 
Centrifugar o líquido e fazer esfregaços com o sedimento pela técnica do esmagamento, fixando 
em álcool ou spray. Corar pelo Papanicolaou. Pode ser necessário citocentrifugá-lo. 
• Escovados: fazer esfregaços após a coleta e fixar em álcool ou spray. São corados pelo método 
de Papanicolaou. Durante a coleta, proceder às técnicas de coloração rápida em esfregaços fixados 
ao ar para avaliar a satisfatoriedade do material. Mergulhar a escova em suspensão salina, para 
retirar as células aderidas, centrifugar ou citocentrifugar esse material e preparar cell block .
 
Aparelho digestivo 
 As amostras são obtidas de lavados ou escovados e se faz imprints em fragmentos de biópsia. O 
processamento tem que ser imediato e é semelhante aos de outros lavados e escovados. Processar os cell 
blocks em ágar para evitar degeneração enzimática. A adição de fixadores ou preservativos aos espécimes 
e a presença de alimentos comprometem a adequabilidade do material. 
Aparelho urinário 
 Colher urina fresca ou cateterizada, processando-a rapidamente (até seis horas). A primeira 
da manhã não deve ser utilizada. Se houver demora no processamento, aconselha-se a pré-fixação do 
material. Pode-se optar por um dos métodos a seguir: 
• Homogenizar delicadamente e centrifugar. Em sedimentos abundantes, colocar duas a três gotas 
do material em lâminas albuminizadas e realizar esfregaços pelo método de pressão. Fixar em 
álcool ou spray. Se o sedimento é escasso, citocentrifugá-lo. 
• Centrifugar 50 ml de urina e recentrifugar no mesmo tubo. Acrescentar duas a três gotas de 
albumina ou Carbowax no sedimento, agitando-o no agitador. Aspirar com pipeta e colocar na 
lâmina, fazendo esfregaços por pressão. Deixar secar ao ar. Antes de corar, colocá-los em álcool 
a 95% por dez minutos. As amostras com fixadores ou anticoagulantes, congeladas e dessecadas 
são inadequadas para o processamento.
Líquor 
 Devem ser encaminhados a fresco, imediatamente. Centrifugar o material, decantar o sobrenadante 
e citocentrifugá-lo. Corar em Papanicolaou. Processá-lo separadamente para evitar contaminação cruzada. 
Os materiais podem ser contaminados com talco tornando-os insatisfatórios. Às vezes, os materiais são 
contaminados com o talco das luvas utilizadas no processamento de coleta, tornando-os insatisfatórios.
Líquidos císticos 
 Os materiais geralmente são de pequeno volume (1 ml ou menos) e devem ser enviados a fresco em 
recipientes apropriados ou na própria seringa. O processamento é realizado de imediato por centrifugação 
e, se necessário, citocentrifugar. Corar pelo Papanicolaou. 
Efusões 
 Geralmente são recebidas a fresco. Devem ser centrifugadas, removendo-se previamente coágulos 
ou grumos presentes na amostra para processá-los em cell block. Fazer esfregaços com o sedimento, 
separando dois deles para fixação em álcool a 95 %, corando-os em Papanicolaou