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MÉTODOS CROMATOGRÁFICOS, ELETROFORESE 
CAPILAR E MÉTODOS GRAVIMÉTRICOS 
 
 
 
 
 
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Sumário 
 
NOSSA HISTÓRIA .................................................................................................... 4 
1. MÉTODOS CROMATOGRÁFICOS ...................................................................... 5 
1.1. A cromatografia líquida (CL) .................................................................. 5 
1.1.1. Fatores que afetam a cromatografia líquida ............................................. 6 
1.1.2 Tipos de cromatografia líquida .................................................................. 8 
1.2 Cromatografia de adsorção .................................................................... 8 
1.3 Cromatografia de partição .................................................................... 10 
1.4. Cromatografia de troca iônica .............................................................. 11 
1.5. Cromatografia de exclusão por tamanho (SEC) .................................. 13 
1.6. Cromatografia de afinidade.................................................................. 14 
1.7 Sistema de cromatografia líquida e pré-tratamento de amostra – tipos 
detectores em cromatografia líquida ..................................................................... 15 
1.7.1 Equipamento de cromatografia líquida e pré-tratamento de amostra ..... 16 
2. ELÉTROFORESE CAPILAR ............................................................................... 17 
2.1 Capilares............................................................................................... 18 
2.2 Detectores ............................................................................................ 18 
2.3. Fluxo Eletroosmótico ........................................................................... 19 
2.4 Modos de Separação ............................................................................ 20 
2.4.1. Eletroforese Capilar em Solução Livre (ECSL) ...................................... 20 
2.4.2. Eletroforese Capilar em Gel (ECG) ........................................................ 20 
2.4.3. Eletrocromatografia Capilar Micelar (ECCM) ......................................... 21 
2.4.4. Eletroforese Capilar com Focalização Isoelétrica (ECFI) ....................... 22 
2.4.5. Isotacoforese Capilar (IC) ...................................................................... 22 
3. MÉTODOS GRAVIMETRICOS ........................................................................... 23 
3.1 Métodos de precipitação ....................................................................... 24 
3.1.1. Filtração ................................................................................................. 26 
3.1.2. Lavagem de precipitados ....................................................................... 26 
 
 
 
 
 
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3.1.3. Secagem e calcinação de precipitados .................................................. 27 
4. REFERÊNCIAS: .................................................................................................. 29 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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NOSSA HISTÓRIA 
 
 
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A nossa missão é oferecer qualidade em conhecimento e cultura de forma confiável 
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Dessa forma, conquistando o espaço de uma das instituições modelo no país na oferta de 
cursos, primando sempre pela inovação tecnológica, excelência no atendimento e valor do 
serviço oferecido. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1. MÉTODOS CROMATOGRÁFICOS 
 
As diferentes capacidades que as substâncias possuem em aderir as superfícies de 
diferentes materiais sólidos, por exemplo, papel e amido, podem ser usadas também para 
separar misturas. Este método é a base da cromatografia - palavra originada do grego 
chroma e grafein - e que significa, literalmente, “a escrita das cores". Essa técnica ocorre a 
partir da passagem de uma mistura em duas fases: uma estacionária (fixa) e outra móvel. 
A imensa variedade de combinações possíveis entre ambas faz que a cromatografia tenha 
uma série de técnicas diferenciadas. 
 
1.1. A cromatografia líquida (CL) 
 
O conceito de cromatografia liquida abrange uma diversidade de técnicas de 
separação. A cromatografia liquida em coluna clássica caracteriza-se pelo uso de colunas 
de vidro com diâmetros relativamente grandes, recheadas por uma substância definida por 
fase estacionária, finamente dividida, que tem por objetivo atrasar a passagem da 
substância que será identificada. A fase móvel é um líquido que vai passar - por meio da 
ação da gravidade e através da coluna - pela fase estacionária, e levará, por fim, até a 
substância que está sendo analisada. 
Essa técnica foi, de início, desenvolvida pelo botânico russo Mikhail Tswett, em 1903, 
que conduziu esse trabalho usando um aparelho que aplicava gravidade para passar uma 
fase móvel liquida e uma mistura de pigmentos vegetais através de uma coluna 
empacotada. Esse método é usado até hoje na purificação de substâncias químicas. 
Essa técnica pode ser realizada de várias maneiras, porém, os modernos 
laboratórios de análises usam um sistema de CL chamado cromatógrafo líquido que, em 
geral, inclui um suporte e uma fase estacionária contidos em uma coluna e, ainda, uma fase 
móvel líquida que é depositada na coluna por meio de uma bomba. Em aplicações de 
análise, um injetor aplica amostras na coluna, enquanto um detector monitora e mede os 
analitos à medida que saem dela. Um dispositivo de coleta também pode ser colocado após 
a coluna para prender os analitos que se separam. 
 
 
 
 
 
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Desde aproximadamente 1969, porém, o desenvolvimento da cromatografia líquida 
de alta eficiência (CLAE) permitiu que a CL atingisse vantagens em relação a outro tipo de 
cromatografia, chamada de fase gasosa (CG), devido às seguintes características: 
 
• grande poder de resolução; 
• velocidade de separação; 
• monitoração contínua do efluente da coluna; 
• análises repetitivas e reprodutivas com a mesma coluna, automação do 
procedimento analítico e do tratamento dos dados. 
 
1.1.1. Fatores que afetam a cromatografia líquida 
 
Assim como a cromatografia gasosa (CG), a liquida requer tanto uma diferença em 
retenção quanto uma boa eficiência para separar duas substâncias químicas. Embora as 
duas tenham muito em comum, há diferenças em relação aos requisitos de amostra e de 
analito, seus formatos e o papel da fase móvel em ambas. 
O primeiro requisito a ser cumprido antes de examinar uma substância química por 
cromatografia líquida (CL) é verificar se é possível colocá-la em um liquido que possa ser 
injetado na coluna. O uso de um líquido como fase móvel também permite que se realize a 
CL cm uma temperatura menor do que a que costuma ser usada em CG, o que torna a CL 
mais adequada para compostos termicamente instáveis. O segundo requisito é verificar se 
existe diferença de retenção entre os analitos a serem separados. Em CL, a retenção 
também podeser alterada mudando a fase móvel. Essa diferença se deve à maior 
densidade dos líquidos em relação aos gases, o que significa que a retenção de um soluto 
em CL dependerá da interação dos componentes da amostra tanto com a fase móvel 
quanto com a estacionaria. 
Em virtude do menor número de pratos encontrados em colunas CL, é preciso 
enfatizar a eficiência dessas colunas. 
Até a década de 1960, todas as colunas de CL tinham suportes grandes e de formato 
irregular que, embora úteis para separar algumas substâncias por CL, muitas vezes 
forneciam picos largados e separações pobres. Esse tipo de suporte tem várias 
nomenclaturas, e aqui vamos adotar "cromatografia líquida clássica". Na década de 1960, 
 
 
 
 
 
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foram adotados suportes menores e mais eficientes que deram origem à técnica moderna 
de cromatografia líquida de alta eficiência. A presença de um suporte mais eficaz nesse 
método produz picos mais estreitos que proporcionam separações melhores e limites 
inferiores de detecção. Entre as desvantagens da CLAE em relação à cromatografia liquida 
clássica, estão o custo mais alto e a necessidade de operadores mais qualificados. As 
colunas de CLAE também tendem a ter menos capacidade de amostra que o método 
clássico. Desde o princípio do desenvolvimento da CLAE, esforços têm sido feitos para criar 
suportes ainda mais eficientes para o método. Suportes menores geram uma transferência 
de massa mais rápida, o que, por sua vez, produz alturas de prato menores, números de 
pratos maiores e picos mais estreitos. Um fator que limita a extensão da redução de 
tamanho dos suportes é o aumento correspondente de pressão necessária para passar a 
fase móvel através da coluna. Sistemas mais modernos de CLAE pode funcionar sob 
pressões de até 5.000 a 6.000 psi. Sistemas especializados para operar sob pressões ainda 
mais elevadas foram desenvolvidos recentemente, para operar em um método conhecido 
como cromatografia líquida de ultra alta pressão. Muitos tipos de partícula e formatos de 
suporte para aplicação em CLAE têm surgido. Todas as separações de CL vistas aqui se 
baseiam em "croma tomografia de coluna”, na qual o suporte se mantém dentro de um 
sistema fechado como um tubo, mas é possível conduzir uma separação na qual se coloca 
a fase estacionária em uma superfície plana para executar a "cromatografia planar". 
Em CL, a retenção de solutos dependerá de interações envolvendo as fases móvel 
e estacionária. Os termos "fase móvel fraca" e "fase móvel forte" descrevem como os 
solutos são mantidos em uma coluna de CL na presença de um determinado líquido. Uma 
fase móvel forte é um solvente ou solução pura que logo se separa de um analito retido 
numa coluna. Essa situação surge quando o analito favorece a permanência na fase móvel 
em detrimento da fase estacionaria. Uma fase móvel fraca é um liquido que se separa 
devagar de um analito retido. Isso ocorre quando o analito é mais solúvel na fase 
estacionária do que no móvel, ou quando a fase móvel promove interações eficazes do 
soluto com a fase estacionária. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1.1.2 Tipos de cromatografia líquida 
 
Uma forma comum de agrupar as técnicas de CL é fazê-la de acordo com os 
mecanismos pelos quais elas separam os solutos. Isso resulta em cinco tipos principais de 
CL: 
• cromatografia de adsorção; 
• cromatografia de partição; 
• cromatografia de troca iônica; 
• cromatografia de exclusão por tamanho; 
• cromatografia de afinidade. 
 
1.2 Cromatografia de adsorção 
 
Princípios gerais: trata-se de uma técnica cromatográfica que separa os solutos 
com base em sua adsorção à superfície de um suporte. Em CL, esse método também é 
conhecido como cromatografia liquido-sólido (CLS), o equivalente em CG e cromatografia 
gás-sólido. A cromatografia de adsorção utiliza o mesmo material tanto na fase estacionária 
quanto no suporte. Na verdade, muitos dos suportes utilizados em cromatografia líquido-
sólido. 
O processo que leva à retenção na cromatografia de adsorção é descrito na equação 
a seguir, que envolve a ligação de um analito (A) à superfície de um suporte e à competição 
entre esse analito e n mols da fase móvel (M) pelos pontos de ligação. 
 
𝐴 + 𝑛 𝑀 − 𝑆𝑢𝑝𝑒𝑟𝑓í𝑐𝑖𝑒 ⇔ 𝐴 − 𝑆𝑢𝑝𝑒𝑟𝑓í𝑐𝑖𝑒 + 𝑛 𝑀 
 
Este modelo indica que a retenção de um analito em cromatografia de adsorção 
depende da força de ligação de A ao suporte e da área de superfície desse suporte. O 
índice de retenção também depende da quantidade de fase móvel que é deslocada da 
superfície por A, da força com que a fase móvel se liga ao suporte e da quantidade relativa 
dela que se desloca pelo analito. A força de uma fase móvel em cromatografia de adsorção 
se caracteriza por um termo conhecido como força eluotrópica (Ɛº) que mede a intensidade 
com que uma determinada mistura de solvente ou de líquido adsorve a superfície de um 
 
 
 
 
 
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determinado suporte. Alguns exemplos de força eluotrópica são vistos para suportes de 
sílica e alumina. 
 
Fases estacionária e móvel: a sílica (fórmula empírica SiO2) é o suporte mais 
popular em cromatografia de adsorção. Visto que é polar por natureza, ela reterá mais os 
compostos polares. Uma fase móvel forte para a sílica também será polar. A alumina 
(formula empírica, Al2O3) é outro material polar usado em cromatografia de adsorção. A 
força eluotrópica descreve a capacidade de uma fase móvel de se ligar a determinado 
suporte em cromatografia de adsorção. Para qualquer suporte, líquidos que têm maior força 
eluotrópica representarão fases móveis fortes. Essa situação torna-se mais complicada 
quando se utilizam misturas líquidas, porque a força eluotrópica muda de um modo não 
linear quando diferentes solventes são combinados. Esse efeito na qual mesmo a adição 
de uma pequena quantidade de um solvente polar como isopropanol a um solvente apolar 
como o hexano resulta em uma grande mudança na força eluotrópica sobre a sílica. 
Mudar para um líquido com menor força eluotrópica em cromatografia de adsorção 
produzirá uma fase móvel que se liga de modo mais fraco ao suporte. O resultado é um 
líquido que atua como uma fase móvel fraca, porque o analito será capaz de se ligar 
facilmente ao suporte na presença desse líquido, levando a uma alta retenção. Se, em vez 
disso, uma troca é feita em uma fase móvel com força eluotrópica maior, será mais difícil 
para os analitos adsorverem ao suporte e haverá menos retenção do analito. 
 
Aplicações: O custo um tanto baixo e a disponibilidade generalizada tornaram 
suportes como a alumina e a sílica se tornaram populares como ferramentas de preparação. 
A sílica e a alumina separam bem as substâncias químicas presentes em um solvente 
orgânico, que atuará como uma fase móvel fraca para esses suportes. A cromatografia de 
adsorção é especialmente útil na separação de isômeros geométricos e substâncias 
pertencentes a uma determinada classe de substâncias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1.3 Cromatografia de partição 
 
Princípios gerais: essa é uma técnica cromatográfica na qual os solutos são 
separados com base em sua partição, entre uma fase móvel líquida e uma estacionária 
revestida em um suporte sólido. De modo geral, o suporte utilizado é de sílica, mas pode 
ser de outros materiais. 
A maioria das colunas mais modernas para esse tipo de croma tomografia utiliza 
fases estacionárias quimicamente ligadas ao supor te. Há duas categorias principais de 
cromatografia de partição a cromatografia de fase normal (NPLC) e a cromatografia de fase 
reversa (RPLC). A principal diferença entre ambas é a polaridade de suas fases 
estacionárias. A primeira e fase estacionária polar e, de modo geral, contém grupos 
capazes de formar ligações de hidrogênio ou de sofrer interações de dipolo. Como possui 
uma fase estacionária polar, ela retémcompostos polares mais fortemente. Já a de fase 
reversa usa uma fase estacionária apolar e oposta ou tem polaridade "revertida" em relação 
à fase estacionária utilizada em cromatografia de fase normal. Algumas fases estacionárias 
muito aplicadas em RPLC. Essas fases, em geral, contêm grupos alcanos saturados como 
as cadeias de C8, ou C18, que formam uma camada apolar sobre o suporte. A RPLC é, hoje, 
o tipo mais popular de cromatografia líquida. A principal razão disso é que a fase móvel 
fraca em RPLC é um solvente polar, assim como a água. A retenção de solutos na 
cromatografia de partição pode ser descrita pelo equilíbrio de solubilidade da equação a 
seguir: 
𝐴𝑓𝑎𝑠𝑒 𝑚ó𝑣𝑒𝑙 𝐴𝑒𝑠𝑡𝑎𝑐𝑖𝑜𝑛á𝑟𝑖𝑎↔
𝐾𝐷 
𝐾𝐷 = 
[𝐴] 𝑓𝑎𝑠𝑒 𝑒𝑠𝑡𝑎𝑐𝑖𝑜𝑛á𝑟𝑖𝑎
𝐴 𝑓𝑎𝑠𝑒 𝑚𝑜𝑣é𝑙
 
 
A constante de distribuição para o analito na fase móvel e na estacionária da coluna 
pode ser diretamente relacionada ao índice de retenção do soluto (k). como mostrado a 
seguir: 
𝐾 = 𝐾𝐷(𝑉𝑆 𝑉𝑀⁄ ) 
 
Na equação acima, 𝑉𝑆, é o volume da fase estacionária na coluna, e 𝑉𝑀. o volume de 
morto da coluna. Essa equação mostra que índice de retenção aumenta em cromatografia 
 
 
 
 
 
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de partição quando sobe a tendência desse soluto de entrar na fase estacionária (𝐾𝐷) ou 
aumenta o volume relativo de fase estacionária em relação à fase móvel na coluna (𝑉𝑆 𝑉𝑀⁄ , 
a razão de fase). 
 
Fases estacionárias e fases móveis: com frequência, a sílica serve como suporte 
para colunas NPLC - cromatografia fase normal - ou RPLC cromatografia fase reversa. Para 
colocar fases quimicamente ligadas sobre esse suporte, grupos silanóis na superfície da 
sílica são antes tratados com um composto organo-silício contendo a fase estacionária 
desejada como uma cadeia lateral. 
 
Aplicações: a cromatografia de partição é hoje o tipo mais comum de cromatografia 
liquida utilizado em laboratórios analíticos. A NPLC tem aplicações similares às listadas 
antes para a cromatografia de adsorção com sílica ou com alumina. Essas aplicações, em 
geral, envolvem o uso de NPLC para separar os analitos em solventes orgânicos e em 
substâncias químicas que contêm grupos funcionais polares. Já a RPLC é o tipo mais 
popular de cromatografia de partição clou líquida; primeiro, por que separa as substâncias 
de acordo com o nível de polaridade que possuem; segundo, porque o fato de possuir uma 
base móvel fraca (água) permite que amostras aquosas sejam injetadas em uma coluna de 
fase reversa. Esse aspecto a torna adequada para analisar amostras clínicas, ambientais 
e biológicas. A RPLC também é bastante utilizada pela indústria farmacêutica para separar 
e analisar drogas em fase de desenvolvimento em quais níveis um medicamento (e seus 
metabólitos) para o vírus da Aids são medidos depois que esse agente é ministrado a seres 
humanos e animais. 
 
1.4. Cromatografia de troca iônica 
 
Princípios gerais: a cromatografia de troca iônica é uma técnica na qual os solutos 
são separados por sua adsorção a um suporte contendo cargas fixas na superfície. A troca 
iônica é uma técnica bastante utilizada em setores da indústria para remoção ou 
substituição de íons com produtos. Um purificador de água doméstico é um exemplo 
comum do uso de troca iônica. Esse processo também é usado cm cromatografia para 
 
 
 
 
 
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separar compostos carregados, incluindo íons inorgânicos e orgânicos, aminoácidos, 
proteínas e ácidos nucleicos. 
 
Fases estacionárias e móveis: há dois tipos gerais de fase estacionária utilizados 
em cromatografia de troca iônica. O primeiro é um "trocador de cátions”, que tem um grupo 
com carga negativa e serve para separar íons positivos. O segundo é um "trocador de 
ânions”, que tem um grupo com carga positiva e serve para separar íons negativos. Os dois 
são usados nas cromatografias de trocas catiônica e aniônica. Na troca catiônica, a fase 
estacionária é a base conjugada de um ácido forte (por exemplo, ácido sulfônico) ou a base 
conjugada de um ácido fraco (um grupo carboxilato). Na troca aniônica, o ácido conjugado 
de uma base forte (como uma amina quaternária) ou de uma base fraca (como uma amina 
terciária) é usado como fase estacionária. 
Os "géis" baseados em carboidrato constituem outro tipo comum de suporte para a 
cromatografia de troca iônica. Esses materiais são preparados tomando-se um carboidrato 
que ocorre naturalmente e modificando-o quimicamente para colocar grupos funcionais 
iônicos em sua estrutura. Tais suportes são especial mente úteis na separação de 
compostos biológicos que podem ter uma ligação muito forte e indesejável com resinas de 
polímero orgânico, como o poliestireno. A agarose é um gel de carboidrato utilizado como 
suporte em cromatografia de troca iônica. 
 
Aplicações: com frequência, a troca iônica é empregada na remoção de certos tipos 
de íon de amostras e soluções. Por exemplo, resinas de troca iônica são muito utilizadas 
em sistemas de purificação de água para a produção de água deioniza da. Neste caso, 
suportes de troca catiônica são usados para substituir os cátions na água por H+ e suportes 
de troca aniônica para substituir ânions por OH-, que se combinam para formar a água. 
Outra aplicação da cromatografia de troca iônica é na separação e na análise direta 
de amostras. No entanto, no caso de suportes tradicionais de troca iônica, muitas vezes é 
necessário utilizar uma concentração relativamente elevada de íons concorrentes para se 
parar os analitos da coluna. Isso pode dificultar a detecção da separação de analitos 
quando esta é monitorada por um dispositivo como o detector de condutividade. Uma 
maneira de contornar o problema é usar um tipo especial de cromatografia de troca iônica 
conhecido como cromatografia iônica (CI). Nesse método, o sinal de fundo de íons 
 
 
 
 
 
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concorrentes é reduzido, utilizando-se um baixo número de locais carregados para a fase 
estacionária, o que exige uma concentração menor de íons concorrentes para a separação 
dos íons da amostra. 
 
1.5. Cromatografia de exclusão por tamanho (SEC) 
 
Princípios gerais: esta é uma técnica que separa substâncias de acordo com 
diferenças de tamanho. Baseia-se nas diferentes capacidades que os analitos têm de 
acessar a fase móvel no interior dos poros de um suporte. Enquanto os solutos se deslocam 
através dele, as moléculas pequenas podem entrar nos poros, ao contrário das grandes. O 
resultado é uma separação com base em tamanho ou massa molar. Todos os analitos 
separam-se em uma faixa de volume bastante estreita. Esse volume de retenção (𝑉𝑅) terá 
um valor entre o volume da fase móvel, que está fora de todos os poros do suporte 
(conhecido como "volume excluído", 𝑉𝐸), e o volume de morto real da coluna (𝑉𝑀) Como 
todos os solutos separam-se no volume morto ou antes dele, o indice de retenção k (que 
teria valores iguais a zero ou abaixo de zero) não é usado nessa técnica para descrever a 
separação do analito. Em vez disso, o tempo de retenção ou o volume dela são aplicados 
diretamente ou para calcular uma taxa conhecida como K, que é definida na equação a 
seguir: 
𝐾𝑂 = 
(𝑉𝑅 − 𝑉𝐸)
(𝑉𝑀 − 𝑉𝐸)
 
 
Fases estacionárias e móveis: o suporte ideal na SEC - cromatografia de exclusão 
por tamanho - é feito de um material poroso que não interage diretamente com o soluto 
injetado. Suportes a base de carboidratos, como o dextran e a agarose em sua forma não 
derivatizada, podem ser usados para com postos biológicos e amostras aquosas, assim 
como um mate rial conhecido como gel de poliacrilamida. Um aspecto importante de todos 
os suportes é que possuem uma estrutura porosa na qual o tamanho dos poros é que 
determinará o tamanho dos compostos que serão separados. 
 
Aplicações: por ser uma ferramenta de preparação, a SEC é muitas vezes utilizada 
com amostras biológicaspara remover solutos pequenos de agentes grandes como as 
 
 
 
 
 
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proteínas. Também serve para transferir analitos grandes de uma solução para outra ou 
remover sais de uma amostra. Em aplicações analíticas, com frequência se emprega a SEC 
na separação de biomoléculas e polímeros. 
 
1.6. Cromatografia de afinidade 
 
Princípios gerais: este método é baseado em interações biologicamente 
relacionadas, utilizando as interações seletivas reversíveis que caracterizam a maioria dos 
sistemas biológicos, como, por exemplo, a ligação de uma enzima com seu substrato, de 
um anticorpo com um antígeno ou de um hormônio com seu receptor. As interações 
biológicas são usa das em cromatografia de afinidade imobilizando-se uma molécula de um 
par que interage em um suporte sólido e colocando-a em uma coluna A molécula 
imobilizada é chamada de ligante de afinidade e representa a fase estacionária na coluna. 
A coluna contendo o ligante imobilizado pode. então, ser utilizada como um adsorvente 
seletivo para a molécula complementar Colunas de afinidade são muitas vezes utilizadas 
em um formato "on/off" de separação, no qual a amostra é aplicada à coluna na presença 
de um tampão de aplicação. 
Por causa da natureza forte e seletiva da maioria das interações biológicas, o ligante 
de afinidade vai se ligar ao analito de interesse durante essa etapa, enquanto permite que 
a maior parte dos outros componentes da amostra passe como um pico não retido. A 
retenção do analito (A) em uma coluna de afinidade pode ser descrita por uma reação de 
complexação na qual (A) se combina com o ligante de afinidade (L) para formar o complexo 
(A-L) em que 𝐾𝑎 é a constante de equilibrio de associação para a formação do complexo 
A-L. 
𝐴 + 𝐿 𝐴 − 𝐿 𝐾𝐴 = 
[ 𝐴 − 𝐿]
[𝐴][𝐿]↔ 
𝐾𝐴 
 
Se um complexo 1:1 se forma entre A e L, o fator de retenção para A na coluna de 
afinidade pode ser relacionado a KA, e a quantidade de ligante de afinidade pela equação 
a seguir. O termo m, na equação é o total de mols dos locais de ligantes ativos na coluna, 
e VM o volume de morto da coluna. Essa equação aponta que o índice de retenção na 
cromatografia de afinidade depende tanto da força da ligação entre o analito e o ligante (K) 
 
 
 
 
 
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quanto da concentração dos locais de ligação disponíveis para um analito no ligante de 
afinidade (mL/VM). 
K = KA (mL / VM) 
 
Aplicações: é utilizada como um método de purificação em grande escala para 
enzimas e proteínas. Esse tipo de aplicativo usa colunas que contêm agentes imobilizados 
capazes de se ligar seletivamente a substâncias desejadas e retê-las na presença de outros 
componentes da amostra. Também serve como um método para a preparação de 
amostras. 
 
1.7 Sistema de cromatografia líquida e pré-tratamento de amostra – tipos 
detectores em cromatografia líquida 
 
Há vários tipos de detectores disponíveis para CLAE. Eles incluem tanto dispositivos 
gerais quanto específicos que medem índices de refração, absorbância, fluorescência, 
condutividade e propriedades eletroquímicas de analitos de separação. A espectrometria 
de massa também é aplicável tanto à detecção geral quanto à seletiva em cromatografia 
líquida. 
 
a) Detectores gerais: um detector de absorbância serve para monitorar muitos tipos 
de analito em CLAE Detectores de absorbância para cromatografia liquida usam luz na 
faixa do ultravioleta ou visível e incluem uma célula especial de amostra conhecida como 
"célula de fluxo", destinada a permitir que a fase móvel e os analitos passem pelo detector 
de forma continua à medida em que saem da coluna o tipo mais simples de detector de 
absorbância para CLAE é um de comprimento de onda fixo. 
O detector por índice de refração (IR) é um dos mais universais disponíveis para 
CLAE. Ele mede a capacidade da fase móvel e dos analitos de refratar ou dobrar a luz O 
índice de refração muda de acordo com a variação na composição da fase móvel, como 
quando os analitos se separam de uma coluna. 
Um terceiro detector geral para CLAE é o detector evaporativo de espalhamento de 
luz que pode ser usado com qualquer soluto que seja menos volátil do que a fase móvel. 
 
 
 
 
 
 
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b) Detectores seletivos: existem vários detectores específicos que podem ser 
usados em CLAE. Um bom exemplo disso é o detector de fluorescência que mede a 
capacidade que as substâncias químicas têm de absorver e emitir luz em um conjunto 
específico de comprimentos de onda. Visto que esses comprimentos são característicos de 
determinada substância, esse método pode sinalizar que existe um fundo baixo e mostrar-
se bastante especifico para o analito de interesse. A fluorescência se aplica à detecção 
seletiva de qualquer analito que absorva e emita luz em determinada excitação e 
comprimentos de onda de emissão. Ela também pode ser usada para detectar analitos que 
são primeiro, convertidos em um derivado fluorescente. Entre os compostos que podem ser 
detectados dessa forma, estão álcoois, aminas, aminoácidos e proteínas O detector de 
condutividade é um dispositivo que pode monitorar compostos iônicos em CLAE, medindo 
a capacidade que a fase móvel e seu conteúdo têm de conduzir uma corrente quando 
colocada em um campo elétrico. 
 
c) Cromatografia líquida acoplada à espectrografia de massa: esta técnica se 
assemelha à cromatografia gasosa acoplada espectrografia de massa (CG-EM), em que o 
uso combinado à de espectrometria de massa com CLAE torna possível tanto quantificar 
quanto identificar substâncias químicas com base na massa de seus íons moleculares ou 
fragmentados. 
 
1.7.1 Equipamento de cromatografia líquida e pré-tratamento de amostra 
 
Uma válvula de injeção costuma ser utilizada em CLAE para introduzir uma amostra 
no sistema. Uma válvula usada para isso, na qual uma seringa aplica a amostra por uma 
abertura e para dentro de um pequeno loop de amostra O excesso dela passa por esse 
loop e sai pelo outro lado, caindo em um recipiente de resíduos. Quando se injeta a amostra, 
a posição da válvula é trocada de modo que seus três canais de fluxo interno se movam e 
se conecte a uma diferente serie de entradas e saídas. Essa troca coloca o circuito de 
amostra no caminho da fase móvel e transfere a amostra para a coluna. A válvula é depois 
devolvida à posição original da próxima amostra é injetada. Esse processo pode ser 
realizado manual ou automaticamente. 
 
 
 
 
 
 
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2. ELÉTROFORESE CAPILAR 
 
Aplicações: A eletroforese capilar (EC) é uma técnica de várias amostras incluindo 
hidrocarboneto aromáticos, vitaminas hidratadas e aminoácidos solúveis em gordura, íons 
inorgânicos, ácidos orgânicos, catecolaminas, substâncias quirais, proteínas, peptídeos, 
etc. Uma função que difere entre EC e outras tecnologias está em seus recursos exclusivos 
de separação de macromoléculas carregadas para biotecnologia e em pesquisa biológica. 
Por exemplo, o Projeto Genoma Humanos, o objetivo recentemente alcançado é obtenha 
a sequência completa de DNA humano, para este é necessário distinguir entre diferentes 
polinucleotídeos, massa molar, cerca de 200 a 500 daltons (Dalton = u.m.a.) uma diferença 
de nucleotídeo. 
 
Instrumentação: o funcionamento de um equipamento de eletroforese capilar - EC, 
envolve a aplicação de alta voltagem, tipicamente 5 a 30 kV em um capilar de diâmetro 
reduzido gerando correntes na faixa de 10 a 100 mA. O uso do capilar apresenta várias 
vantagens, particularmente com respeito ao aquecimento Joule. 
A alta resistência do capilar permite a aplicação de um alto campo elétrico, pois gera 
pouco calor, além disso, o formato do capilar pode dissipar efetivamente o calor gerado. O 
uso de campos elétricos elevados resulta em curto tempo de análise, alta eficiência e alta 
resolução. 
Na eletroforese capilar, o capilar é preenchido comuma solução tampão, e sua 
extremidade é imersa em um recipiente contendo a solução tampão, e uma corrente é 
gerada dentro do capilar onde um campo elétrico é aplicado. Os eletrodos são feitos de 
materiais inertes (como a platina) e também são imersos na solução para fechar o circuito. 
O capilar passa por um detector, geralmente um detector espectrofotométrico de absorção 
ultravioleta / visível. 
Uma pequena quantidade de amostra é introduzida em uma extremidade do capilar. 
A aplicação do campo elétrico faz com que o analito se mova em direção ao eletrodo. A 
separação em EC é baseada na presença de um fluxo eletricamente induzido denominado 
fluxo eletroosmótico (FEO). O fluxo eletroforético gera um fluxo de solução dentro do 
capilar, que faz com que o soluto se mova para o detector. Devido ao seu sinal de carga, 
este fluxo pode reduzir significativamente o tempo de análise ou os íons de força para 
 
 
 
 
 
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reverter sua tendência de migrar em direção ao eletrodo atraído por eles. Outros detalhes 
sobre o FEO serão discutidos em outro projeto posteriormente. 
 
2.1 Capilares 
 
O capilar pode ser de vidro (para 1 > 280 nm), PTFE (macio, transparente à luz 
ultravioleta, mas não pode ser usado sob alta pressão) ou sílica fundida, geralmente coberta 
com uma camada protetora na parte externa poliamida, por ser extremamente frágil e fácil 
de quebrar, pode melhorar a resistência mecânica. Uma pequena parte do revestimento é 
removida para formar uma janela para inspeção. Em seguida, alinhe a janela com o centro 
óptico do detector. 
O capilar tem geralmente 25 a 100 cm de comprimento e 15 a 100 µm de diâmetro 
interno. Em instrumentos disponíveis comercialmente, os capilares são mantidos em um 
dispositivo denominado caixa, que facilita a inserção do instrumento e protege a delicada 
janela de detecção. A superfície interna do capilar pode ser modificada quimicamente por 
ligações covalentes com diferentes substâncias. Esses revestimentos podem ser usados 
para muitos fins, como reduzir a adsorção da amostra ou alterar a carga iônica na parede 
capilar. 
O controle da temperatura ao redor do capilar é muito importante para garantir uma 
separação repetível. O controle geralmente é feito por ar ou refrigerante, que é forçado 
através do cassete, encontre o capilar. 
 
2.2 Detectores 
 
O detector mais utilizado em EC é a espectrofotometria de absorção UV / Vis, por 
ser quase universal, ou seja, pode ser utilizado para detectar diversos tipos de substâncias. 
A maioria dos instrumentos também possui detectores com matrizes de diodos 
disponíveis que fornecem espectros de UV / Vis para cada substância detectada. O 
acoplamento de EC e espectrômetro de massa é geralmente usado para fornecer 
informações estruturais sobre o analito. 
 
 
 
 
 
 
 
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2.3. Fluxo Eletroosmótico 
 
As paredes capilares de sílica contêm grupos silanol (SiOH), que ionizam (SiO- + H 
+) quando em contato com soluções tampão de pH alto. Essa dissociação produz uma 
superfície carregada negativamente. Em seguida, uma camada de contra-íons (cátions) é 
formada perto da parede capilar para manter a neutralidade. Isso forma uma camada dupla 
e cria uma diferença de potencial muito próxima à parede, fenômeno denominado potencial 
zeta. 
O potencial zeta é basicamente determinado pela carga superficial na parede capilar 
(a carga depende do pH). Quando a diferença de potencial (ddp) é aplicada, esses íons de 
metal e suas moléculas solúveis em água relacionadas migram para o cátodo. 
O movimento dos íons leva ao movimento dos íons o fluxo de material para o detector 
pode ser considerado como condutância elétrica. Uma vez que o potencial zeta é controlado 
pela ionização do grupo, a concentração de FEO é altamente dependente do valor de pH 
do eletrólito (Ácido) silanol na parede capilar. Abaixo de pH 4, a ionização dos grupos silanol 
é pequena e o FEO não é significante, enquanto acima de pH 9 os silanol fica ionizado, por 
isso FEO é alto. 
A magnitude do fluxo eletroosmótico pode ser expressa em termos de velocidade ou 
mobilidade segundo as equações: 
 
Em que: 
VFEO = velocidade do FEO; 
ε = constante dielétrica; 
ξ = potencial zeta; η = viscosidade; 
E = potencial aplicado; 
µFEO = mobilidade do FEO. 
 
O potencial zeta é também dependente da força iônica da solução tampão. Um 
aumento da força iônica resulta na compressão da dupla camada e consequentemente uma 
redução do FEO. 
 
 
 
 
 
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Ao longo o comprimento do tubo capilar, portanto, produz uma taxa de fluxo uniforme 
sem pressão. Se cortarmos no capilar, descobriremos que o contorno do FEO é plano 
(plug), o que tem um efeito benéfico porque não causará diretamente o alargamento do 
pico porque as moléculas do soluto se moverão. Velocidade muito próxima. isto é 
comparado com o perfil parabólico de HPLC (fluxo laminar), o EC tem uma grande 
vantagem, pois possui as características do fluxo sensível à pressão. Solução de fluxo 
laminar ele se move mais lentamente próximo à parede da coluna e mais rápido no centro, 
resultando em uma velocidade de movimento diferente do soluto ao longo da coluna. 
Portanto, quanto mais tempo o soluto passa pelo leito, mais largo o perfil do pico se tornará. 
 
2.4 Modos de Separação 
 
Atualmente, eletroforese é um termo coletivo para uma série de técnicas de 
separação, envolvendo a aplicação de um campo elétrico em um capilar preenchido com 
uma solução tampão. 
 
2.4.1. Eletroforese Capilar em Solução Livre (ECSL) 
 
A separação de íons é a forma mais simples de EC e é chamada de eletroforese 
capilar em solução livre. Muitos compostos podem ser separados rápida e facilmente por 
esta técnica. A separação em ECSL é baseada na diferença na mobilidade eletroforética. 
A diferença na mobilidade eletroforética é devido às diferentes taxas de migração das 
espécies de íons na coluna. Tampão, contido no capilar. 
O mecanismo de separação é baseado na diferença na relação massa-carga dos 
solutos em um determinado pH. Na ECSL, as substâncias neutras não são separadas, mas 
cátions e ânions podem ser separados na mesma operação. 
 
2.4.2. Eletroforese Capilar em Gel (ECG) 
 
Devido a proporções de massa para carga semelhantes, às vezes é difícil separar 
moléculas grandes como o DNA por ECSL. Portanto, ECSL geralmente não é suficiente 
 
 
 
 
 
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para substância. Outra opção é preencher o capilar com gel, onde o principal mecanismo 
de separação é baseado na diferença de tamanho dos solutos que migram pelos poros do 
polímero. Essa técnica é chamada de eletroforese em gel capilar. 
Íons menores migram mais rápido, enquanto íons maiores retêm mais tempo. Além 
disso, o gel também pode ser usado como meio de convecção, minimizando assim a 
difusão do soluto. Também evita a adsorção de solutos na parede capilar e ajuda a eliminar 
a eletroosmose. No entanto, o gel deve ter certas características, como estabilidade térmica 
e uma faixa de tamanho de poro apropriada (dependendo da massa molar do soluto da 
amostra) para ser um meio de eletroforese adequado. Esta tecnologia está sujeita às 
seguintes limitações: As substâncias neutras não migram através do gel porque o FEO é 
inibido. 
 
2.4.3. Eletrocromatografia Capilar Micelar (ECCM) 
 
ECCM foi originalmente desenvolvido para a separação de compostos neutros, e 
não é possível usar ECSL sozinho para separação. As condições de separação envolvem 
o uso de eletrólitos contendo níveis relativamente altos de surfactantes, como dodecil 
sulfato de sódio (SDS). Acima de uma certa concentração chamada de concentração 
micelar crítica (CMC), as moléculas de surfactante começam a se agregar e formar micelas. 
A separação é baseada na partição molecular entre a fase micelar (pseudofase fixa) e o 
tampão aquoso. Micelles o SDS é carregado negativamentee migra para o FEO. 
Solventes orgânicos e reagentes biomiméticos também podem ser adicionados ao 
tampão para ajustar os fatores de retenção e seletividade, assim como na fase reversa do 
HPLC. ECCM é particularmente útil para resolver problemas solutos neutros insolúveis em 
água, como esteroides. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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2.4.4. Eletroforese Capilar com Focalização Isoelétrica (ECFI) 
 
Na focalização isoelétrica capilar, a separação é baseada no ponto isoelétrico (valor 
do pH, onde o número de moléculas que migram para o ânodo é igual ao número de 
moléculas que migram para o cátodo) da substância anfotérica. 
Essa tecnologia é baseada na formação de um gradiente de pH, que é obtido pelo 
uso de substâncias chamadas anfólitos, que geralmente são ácidos poliméricos sintéticos 
(por exemplo, poliaminoácidos, ácidos policarboxílicos ou ácidos polissulfônicos). 
A aplicação de um campo elétrico na mistura anfólita cria um gradiente de pH. Use 
um cátodo de alto pH (geralmente hidróxido de sódio e ânodo de pH) para manter o 
anfotérico no meio baixo, geralmente ácido fosfórico. As proteínas de ambos os sexos se 
comportarão da mesma forma e estarão concentradas em uma determinada posição 
determinada por seu ponto isoelétrico (PI). 
Nesse tipo de separação, etapas adicionais são necessárias porque os solutos não 
podem ser detectados no local, pois quando os solutos alcançam seu PI, eles param de se 
mover dentro do capilar e, portanto, não chegam à célula detectora. Esta etapa pode ser 
realizada de diferentes maneiras. Depois de focar, a área pode ser movida em direção ao 
detector no capilar por pressão, por exemplo, a pressão pode ser obtida aumentando um 
deles fim do capilar. 
Ou, depois de focar, a corrente do sistema é menor porque apenas os íons OH- e H+ 
contribuem para a condução. Quando o sal, como o cloreto adicionando sódio ao anólito 
(reservatório de ácido) ou católito, os íons cloreto irão dominar e aumentar a condutividade. 
De acordo com o princípio da neutralidade do elétron, os íons. O sódio pode trocar prótons 
no tubo, criando um gradiente desequilibrado. Isso faz com que os íons migrem em direção 
ao detector. 
 
2.4.5. Isotacoforese Capilar (IC) 
 
A principal diferença entre a isotacoforese e outras técnicas na CE é que ela é 
realizada em um sistema tampão descontínuo. A amostra está concentrada entre dois 
buffers diferentes. Os íons em um buffer têm a maior mobilidade no sistema, chamado de 
 
 
 
 
 
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primeira linha, e o outro íon tem a mobilidade mais baixa no sistema e é chamado de 
terminador. 
Na verdade, o reservatório tampão e o capilar do lado mais próximo do detector são 
preenchidos com pré-eletrólito, e o outro reservatório é preenchido com outro pare o 
eletrólito e injete a amostra entre eles. 
Quando um campo elétrico é aplicado, os componentes da amostra começam a se 
separar em várias regiões de acordo com sua mobilidade. Quando o estado de equilíbrio é 
alcançado, os componentes da amostra são divididos em áreas em contato uns com os 
outros porque não há eletrólito portador e todos eles se movem na mesma posição e 
rapidez. 
Nesta técnica, o eletroferograma obtido contém uma série de níveis (etapas), onde 
cada etapa representa uma área de analito. Ao contrário de outros modos EC, neste modo, 
a quantidade de amostra presente pode ser medida pela área do pico e a cromatografia, a 
quantificação da isotacoforese é baseada principalmente no comprimento da região, que é 
proporcional à quantidade de substância presente. 
 
3. MÉTODOS GRAVIMETRICOS 
 
A análise gravimétrica ou análise gravimétrica quantitativa refere-se ao processo de 
isolar e pesar elementos ou compostos definidos de elementos na forma mais pura 
possível. O elemento ou composto é separado de uma grande amostra da substância a ser 
analisada. A maior parte da determinação na análise gravimétrica refere-se aos elementos 
ou grupos a serem determinados são compostos estáveis e puros que podem ser facilmente 
convertidos em uma forma adequada para pesagem. Em seguida, você pode calcular 
facilmente o peso do elemento ou radical com base no entendimento da fórmula molecular 
do composto e a massa atômica relativa dos elementos constituintes. 
A separação de elementos ou compostos contendo elementos pode ser realizada de 
várias maneiras, as mais importantes das quais são: (a) método de precipitação; (b) método 
de volatilização ou evolução; (c) método de eletroanálise; (d) método de extração e 
cromatografia. 
 
 
 
 
 
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Convenientemente falando, nesta fase, apesar das deficiências, que geralmente 
demoram muito, a análise gravimétrica ainda está sendo usada. As vantagens 
proporcionadas pela análise gravimétrica são: 
a) Exato e preciso ao usar escalas analíticas modernas. 
b) É fácil controlar possíveis fontes de erros, porque filtrado pode ser produzido 
teste para confirmar que a precipitação está completa e a precipitação você 
pode verificar se há impurezas. 
c) Sua vantagem importante é se tornar um método absoluto, a saber envolve 
medição direta sem qualquer forma de calibração. 
d) Equipamentos relativamente baratos podem ser usados para determinar 
fornos de mufla e, em casos mais caros, cadinhos de platina. 
Duas aplicações gerais de análise gravimétrica são: 
a) Análise de padrões usados para verificação ou calibração tecnologia de 
ferramenta ou ambos. 
b) É necessária uma análise de alta precisão, embora a análise seja demorada 
o método gravimétrico limita esta aplicação a um pequeno número de 
determinações. 
 
3.1 Métodos de precipitação 
 
Esses métodos são provavelmente os métodos mais importantes em análise 
gravimétrica, existem poucas formas de componentes a serem determinados que 
precipitam da solução solúvel, não há perda óbvia após filtrar o sedimento peso. Os 
seguintes fatores determinam o sucesso da análise de precipitação. 
O precipitado deve ser tão insolúvel que não haja perda significativa durante a 
precipitação recolher por filtração. Na prática, isso geralmente significa a quantidade 
restante na solução não excede balança analítica comumente usada, ou seja, 0,1 mg. 
As propriedades físicas do precipitado devem permitir sua separação da solução por 
filtração, pode ser lavado até que não haja impurezas solúveis. A condição exige que o 
tamanho da partícula não passe pela mídia do filtro sem afetar o tamanho da partícula (pelo 
menos não para reduzir) o processo de lavagem. 
 
 
 
 
 
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O precipitado deve ser convertido em uma substância pura com uma composição 
química definida; esta conversão pode ser realizada por calcinação ou por operações 
químicas simples (como a evaporação em um solvente adequado). 
O fator 1 depende da completude da precipitação, conforme foi analisado no estudo 
do princípio do produto de solubilidade e sua influência, o princípio de solubilidade da 
precipitação, (I) sal com íons comuns, (II) sal sem íons (III) O ácido e o álcali e a (IV) 
temperatura. 
Ao longo do processo de pesquisa, presume-se que os compostos separados da 
solução sejam quimicamente puros. No entanto, nem sempre é esse o caso. A pureza do 
precipitado depende, em particular, das substâncias presentes na solução antes e depois 
da adição dos reagentes e das condições experimentais exatas da precipitação. Para 
entender a influência desses e de outros fatores, é necessário apresentar brevemente a 
natureza do coloide. 
Alguns problemas causados por sedimentos incluem condensação ou floculação de 
uma dispersão coloidal de sólidos finamente divididos para permitir a filtração e evitar a 
rotação no sedimento lavado. A precipitação é geralmente realizada em um copo de vidro 
refratário e, em seguida, a solução precipitante é adicionada lentamente (por exemplo, por 
meio de uma pipeta, bureta ou funil com torneira), e a soluçãoé agitada de forma eficaz 
com um diluente apropriado. A adição deve ser sempre projeção alcançada fazendo com 
que a solução de reagente flua pela parede do béquer ou do recipiente de precipitação. 
Geralmente, uma quantidade excessiva de reagente é suficiente; muito irá causar aumento 
da solubilidade ou contaminação dos precipitados. Depois que o sedimento assentar, você 
sempre deve adicionar algumas gotas do sedimento para verificar se há sedimento 
adicional. Geralmente, o precipitado não é filtrado imediatamente após ser formado. A 
maioria dos precipitados, exceto aqueles que são definitivamente coloidais (como o 
hidróxido de ferro (III)), precisam ser digeridos mais ou menos para completar a precipitação 
e fazer todas as partículas atingirem um tamanho que seja fácil de filtrar. Em alguns casos, 
a digestão pode ser realizada deixando o béquer em temperatura ambiente e permitindo 
que o precipitado entre em contato com o licor-mãe por 12 a 24 horas. Além disso, quando 
a temperatura aumenta, ocorre a digestão perto da temperatura de ebulição da solução. 
Para aquecimento, use uma placa de aquecimento Calor, banho-maria ou até mesmo fogo 
baixo para evitar a pulverização de líquidos. Em qualquer caso, o copo deve ser coberto 
 
 
 
 
 
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com um vidro de relógio convexo baixo. Quando a solubilidade do precipitado é 
considerável, ele pode ter que sair a solução atingiu a temperatura ambiente antes da 
filtragem. 
 
3.1.1. Filtração 
 
Esta operação é para separar o precipitado do licor mãe, e o objetivo é obter 
quantitativamente um precipitado livre de solução e meio de filtração. Método usado para 
filtrar: (1) papel de filtro; (2) placa de vidro poroso feito de vidro resistente ao calor, como 
vidro Pyrex (cadinho de filtro de vidro sinterizado), sílica (cadinho de filtro de silício de vidro) 
ou porcelana (filtro de cerâmica cadinho). 
A escolha do meio filtrante dependerá da natureza do sedimento (o filtro é 
particularmente adequado para sedimentos gelatinosos), e também devido ao alto custo. 
As limitações de vários meios de filtro estão listadas nas seguintes considerações. 
 
3.1.2. Lavagem de precipitados 
 
A maioria dos precipitados são obtidos na presença de um ou mais compostos 
facilmente solúvel. Uma vez que esses compostos não são voláteis na temperatura em que 
o precipitado é finalmente seco em muitos casos, é necessário lavar o precipitado para 
remover as substâncias estranhas tão completamente quanto possível. O volume de líquido 
de lavagem necessário para remover os corpos estranhos deve ser o menor possível, pois 
é absolutamente insolúvel sem precipitação. Uma pequena quantidade de solução de 
lavagem filtrada deve ser usada para testes qualitativos para verificar a remoção de 
impurezas. Além disso, lavar com várias partes de líquido de lavagem e drenar 
completamente o líquido entre cada lavagem é mais eficaz do que lavar com uma ou duas 
partes de líquido ou adicionar líquido de lavagem quando ainda há solução no filtro. 
O líquido de lavagem ideal deve atender às seguintes condições, tanto quanto 
possível: 
1. Não há efeito do solvente no precipitado, mas é fácil de dissolver corpo 
estranho. 
 
 
 
 
 
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2. Não há efeito de dispersão no precipitado. 
3. Não forme produtos voláteis ou insolúveis com o precipitado. 
4. Volátil facilmente na temperatura de secagem da precipitação. 
5. Não contém substâncias que possam interferir na saúde humana. 
Determinação subsequente no filtrado. 
 
Na maioria dos casos, especialmente quando os sedimentos se assentam ou se 
assentam rapidamente é gelatinoso e pode ser lavado por decantação. Em todos os casos, 
testes devem ser realizados para verificar se ele foi limpo completo, para fazer isso, colete 
uma pequena porção do líquido de lavagem e, em seguida, estima-se que a maioria das 
impurezas foram removidas e testes qualitativos foram realizados apropriado. Ao filtrar sob 
sucção, coloque um pequeno tubo de ensaio em o funil que suporta o cadinho do filtro. 
 
3.1.3. Secagem e calcinação de precipitados 
 
Após o precipitado ser filtrado e lavado, ele deve ser pesado para ter uma 
composição constante. O método de tratamento depende da natureza. A natureza do 
precipitado e do meio de filtro; este tratamento inclui a secagem ou calcinação do 
precipitado. O termo usado depende da temperatura na qual o precipitado é aquecido. No 
entanto, se a temperatura definida não for inferior ou superior à temperatura definida, o 
precipitado será seco ou calcinado. Para nossos propósitos, se designarmos que a 
secagem seja realizada a menos de 250 ° C (a temperatura mais alta que é facilmente 
alcançada em uma estufa comum), o significado pode ser explicado de forma adequada. 
Secagem, controle elétrico e termostático), e calcinação a uma temperatura de 250 ° C a 
1200 ° C ou mais. 
O precipitado a secar deve ser recolhido em papel filtro ou cadinho filtrante de vidro 
sinterizado ou porcelana. O precipitado a ser calcinado deve ser coletado em papel de filtro, 
cadinho de filtro de porcelana ou cadinho de filtro de sílica. A calcinação é feita colocando 
o cadinho em um recipiente especial de ignição e aquecendo-o sob combustão adequada. 
Caso contrário, o cadinho (na verdade, qualquer tipo de cadinho) pode ser colocado em um 
forno Mufa aquecido eletricamente equipado com um pirômetro e dispositivo de controle de 
temperatura. 
 
 
 
 
 
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Deve-se levar em consideração a informação sobre a temperatura fornecida pela 
análise termogravimétrica, dentro da faixa de temperatura em que o precipitado pode ser 
aquecido para ter uma composição definida. 
Em alguns casos, a curva termogravimétrica é afetada pelas condições do 
experimento de precipitação, mesmo que a curva obtida não seja horizontal, pode ser 
ponderada adequadamente dentro de uma determinada faixa de temperatura. No entanto, 
o termograma ainda pode fornecer dados valiosos sobre a faixa de temperatura. Sob as 
condições de análise termogravimétrica, o precipitado tem uma composição constante; 
esses dados pelo menos fornecem orientação sobre a temperatura na qual o precipitado 
deve ser seco e aquecido para fins quantitativos, mas deve-se prestar a devida atenção às 
propriedades químicas gerais do modelo pesado. 
Embora o precipitado a ser calcinado geralmente seja coletado em um cadinho de 
filtro de cerâmica ou sílica, às vezes é utilizado papel de filtro, sendo necessário descrever 
o método a ser utilizado nesses casos. Técnica exata vai depender se o precipitado pode 
ser calcinado com segurança após contato com papel filtro. Deve-se lembrar que alguns 
precipitados, como o sulfato de bário, podem ser reduza ou modifique, entre em contato 
com papel de filtro ou seu papel de filtro demolir. 
 
 
 
 
 
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4. REFERÊNCIAS: 
 
BRUICE, P. Química Orgânica. Volume 1, 4. ed. São Paulo: Pearson Education do 
Brasil, 2006a. 
BRUICE, P. Química Orgânica. Volume 2, 4. ed. São Paulo: Pearson Education do 
Brasil, 2006b. 
BARBOSA, L. C. de A. Introdução à Química Orgânica. 2. ed. São Paulo: Pearson 
Education do Brasil, 2011. ATKINS, P. W.; JONES, L. Princípios de Química. 5. ed. Porto 
Alegre: Bookman, 2001. 
HEIGER, D. N., “High Performance Capillary Electrophoresis”, Hewlett Packard 
Company, Publication Number 12-5091-6199E, 1997. 
JORGENSON, J. W.; Lukacs K. D., “Zone Electrophoresis in Open-tubular Glass 
Cappilaries”, Anal. Chem., 1981. 
LI, S. F. Y., “Capillary Electrophoresis. Principles, Practice and Applications”. J 
Chrom Libr, 1992. 
MAIA, D. BIANCHI, J.C. Química Geral - Fundamentos. São Paulo: Pearson 
Education do Brasil, 2007. 
SETTLE, F., “Handbook of Instrumental Techniques for Analytical Chemistry”, 
Prentice-Hall International Inc., New Jersey, 1997. 
SKOOG, D. A.; Holler, F. J.; Nieman T.A., “Principes of Instrumental Analysis”,Saunders College Publishing, Philadelphia, 1998. 
TISELIUS, A., “The Moving-Boundary Method of Studying the Electrophoresis of 
Proteins”, Tese de Doutorado, University of Uppsala, Suécia, 1930.