Prova Prática 3- BROMATO

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BROMATOLOGIA
Aula Prática 9- Caracterização de Proteínas
● Objetivo geral: Avaliar propriedades das proteínas
● Objetivo específico: Avaliar o processo de desnaturação de proteínas; avaliar a
presença de proteínas e/ou peptídeos pelo teste de Biureto.
● Fundamento:
○ Teste de Desnaturação: A desnaturação é um processo no qual moléculas
biológicas perdem suas funções, devido a alguma mudança no meio, seja em
altas temperaturas, variações de pH, entre outras. Ela acontece comumente
com proteínas. O processo de desnaturação proteica ocorre quando este
meio é alterado de forma que mude a estrutura tridimensional da proteína,
afetando sua atividade biológica. A desnaturação não afeta as ligações
peptídicas entre os aminoácidos, a estrutura primária é mantida.
○ Teste do Biureto: Sulfato de Cobre + NaOH + Tartarato de Sódio → O
Teste do Biureto é um teste geral para proteínas e peptídeos com mais de
dois aminoácidos. A reação do Biureto é o resultado da formação de um
complexo entre Cu2+ e as proteínas ou peptídeos com mais de dois
aminoácidos. As ligações peptídicas são ligações amida, e o par de elétrons
dos átomos de nitrogênio das amidas encontram-se disponíveis, podendo
servir de ligante para o átomo de cobre II. O sulfato de cobre II em meio
alcalino apresenta coloração azul clara, na presença de proteínas ou
peptídeos forma produto violeta caracterizando a formação do complexo de
coordenação entre o cobre e os átomos de nitrogênio das ligações peptídicas
adjacentes, agindo como um ligante bidentado.
● Procedimentos:
○ Preparo da vidraria: Examinar se a vidraria está limpa. Se não estiver limpa,
fazer a limpeza da mesma.
○ Preparo das soluções: Clara do ovo- misturar a clara do ovo em 150 mL de
solução aquosa de NaCl a 0,9%; Açúcar- misturar 10 g de aç[ucar em 100
mL de água; Whey protein- misturar 20 g de whey protein em 150 mL de
água; Mel- misturar 20 g de mel em 100 mL de água.
○ Teste de desnaturação:
■ Desnaturação 1: em um tubo de ensaio, adicione 2 mL de solução de
clara; aqueça aos poucos o tubo de ensaio na chama de um bico de
bunsen; observar o ocorrido;
■ Desnaturação 2: separe 3 vidros de relógio; adicione 2 mL da solução
de clara em cada vidro de relógio; adicione no primeiro vidro, 1 mL de
etanol, no segundo, 1 mL de ácido tricloroacético (TCA) e no terceiro,
1 mL de acetato de chumbo; observar o ocorrido. (1 mL clara do ovo
+ 5 gotas do solvente/reagente)
○ Teste do Biureto: separar 6 tubos de ensaio;
■ TUBO 1: 1 mL de água destilada;
■ TUBO 2: 1 mL de solução de clara de ovo;
■ TUBO 3: 1 mL de solução de açúcar;
■ TUBO 4: 1 mL de saliva diluída em água destilada;
■ TUBO 5: 1 mL de solução de aminoácidos (Whey protein);
■ TUBO 6: 1 mL de solução de mel.
■ Adicionar a cada tubo 1 mL de NaOH 2N;
■ Adicionar de 3 a 5 gotas de CuSO4 5% em cada tubo;
■ AGITAR os tubos e observar a cor.
RESULTADOS:
Desnaturação 1: desnaturação por aquecimento→ Calor é um agente desnaturante
Desnaturação 2:
- Vidro relógio 1 (etanol): ocorreu desnaturação → álcool e solventes orgânicos
causam a desnaturação da albumina na clara do ovo → rompe interações
intermoleculares que mantém as estruturas secundárias, terciárias e quaternárias da
proteína
- Vidro relógio 2 (ácido tricloroacético-TCA): bases provenientes de ácidos fortes,
como o TCA → reagem com as proteínas, formando complexos insolúveis que
precipitam na solução; ânions de reagentes alcaloides (ex.: tricloroacético)
combinam com partes positivas de proteínas (cátions) → complexos insolúveis
- Vidro relógio 3 (acetato de chumbo): adição de sais e metais pesados →
desnaturação e precipitação da proteína → combinação do cátion metálico com
cargas negativas da proteína (-COO-)
Teste do Biureto:
● Água destilada: negativo (PADRÃO)
● Clara de ovo: positivo (+++) → albumina
● Solução de açúcar: positivo → ?
● Saliva: positivo (+) → 1% de proteínas (ex.: amilase salivar, ptialina, lisozima,
imunoglobulinas,etc.)
● Whey protein: positivo (++++) → extraída do soro do leite, composta por
alfa-globulina e betaglobulina e contém todos os aminoácidos essenciais
● Mel: positivo (+) → proteínas em baixa quantidade (0,3 g de proteína em 100 g de
mel)
Aula Prática 10- Caracterização de Carboidratos
● Objetivo geral: Identificar a presença de carboidratos
● Objetivo específico: Avaliar a presença de carboidratos em diferentes soluções pelo
Teste de Molisch; Diferenciar soluções contendo açúcares redutores pelo Teste de
Benedict
● Fundamento:
○ Teste de Molisch: O teste de Molisch é um teste químico sensível para a
presença de carboidratos desenvolvido pelo botânico austríaco Hans Molish
(1856-1937). Este teste baseia-se na desidratação do carboidrato pelo
ácido sulfúrico ou pelo ácido clorídrico, dando origem a um aldeído, que
sofre condensação com duas moléculas de fenol (normalmente o
α-naftol, mas também podem ser outros fenóis, como resorcinol ou timol),
resultando em compostos com cor vermelha ou púrpura. As pentoses são
desidratadas a furfural, enquanto as hexoses são hidrolisadas a
5-hidroximetilfurfural. Uma reação positiva corresponde ao aparecimento de
um anel púrpura na interface.
○ MOLISCH: 5 carbonos ou mais (tetroses e trioses não podem ser
identificadas por esse teste), apresentará resultado positivo, que é indicado
pela formação de um anel púrpura em solução
○ Teste do Benedict: O teste de Benedict é uma modificação do teste de
Fehling desenvolvida pelo químico americano Stanley Rossiter Benedict e
usada para detectar a presença de açúcares redutores. Os açúcares que
apresentam a hidroxila livre no C-1 são bons agentes redutores. Por esse
motivo a extremidade que contém o -OH passa a ser chamada extremidade
redutora e o açúcar, de AÇÚCAR REDUTOR. A capacidade que esses
compostos apresentam de reduzir íons metálicos em soluções alcalinas é
um bom método de identificação desses compostos. O teste de Benedict é
muito mais sensível que o de Fehling, podendo detectar a presença de
carboidratos em menores concentrações e apresentando uma graduação de
cores do azul (negativo), passando pelo verde, amarelo, laranja e vermelho
(vermelho-tijolo) para as mais concentradas. —> O reativo de Benedict é
composto por hidróxido de sódio e sulfato de cobre.
○ O teste de Benedict é utilizado para indicar açúcares redutores. No
procedimento, ferve-se cada tubo por aproximadamente 1 minuto, deixando
esfriar logo após. No reagente de Benedict, os íons Cu2+ estão em solução
como um complexo alcalino de citrato. O reativo de Benedict é composto por
hidróxido de sódio e sulfato de cobre. Após o Cu2+ sofrer redução, o íon
resultante, Cu+, que é menos solúvel que o íon Cu2+ , precipita-se sob a
forma de Cu2O, formando um sólido alaranjado ou vermelho tijolo. A
redução dos íons cobre ocorre devido à reação com os açúcares redutores.
Dessa forma, se o açúcar for redutor (resultado positivo), ao final da reação,
a solução presente no tubo irá apresentar cor vermelho tijolo, já o resultado
negativo, demonstrando que o açucar não é redutor, é caracterizado pela cor
azul.
● Procedimento:
○ Preparo da vidraria: Examinar se a vidraria está limpa. Se não estiver limpa,
fazer a limpeza da mesma.
○ Preparo das soluções: sacarose (misturar 20 mg de açúcar de mesa e 1 mL
de água); Frutose (misturar 20 mg de mel em 1 mL de água); Whey protein
(misturar 20 mg de whey protein em 1 mL de água); amido (misturar 20 mg
de maisena em 1 mL de água); leite (misturar 20 mg de leite em pó em 1 mL
de água).
○ Teste de Molisch: Separar 7 tubos e identificá-los;
■ TUBO 1: 1 mL de água destilada
■ TUBO 2: 1 mL de solução de glicose 50%
■ TUBO 3: 1 mL de solução de sacarose
■ TUBO 4: 1 mL da solução de frutose
■ TUBO 5: 1 mL da solução de aminoácidos (Whey protein)
■ TUBO 6: 1 mL de solução de amido
■ TUBO 7: 1 mL da solução de leite em pó
Adicionou-se 4 gotas de solução α-naftol a 10% em etanol e misture;
Inclinar o tubo e deixar escorrer pela parede 2 mL de ácido sulfúrico
concentrado de modo a formar uma camada sobre a solução aquosa sem
misturar; observar e anotaro resultado (ETAPA 1); agitar o tubo e deixar em
repouso por 2 min; diluir as soluções acrescentando 5 mL de água em
cada tubo; observar e anotar o resultado (ETAPA 2).
○ Teste de Benedict: separar 6 tubos de ensaio e identificá-los; acrescentar 5
mL do reagente de Benedict em cada tubo;
■ TUBO 1: 1 mL de água destilada
■ TUBO 2: 1 mL de solução de glicose 2%
■ TUBO 3: 1 mL de solução de sacarose 2%
■ TUBO 4: 1 mL da solução de frutose 2%
■ TUBO 5: 1 mL da solução de amido 2%
■ TUBO 6: 1 mL da solução de lactose 2%
○ Aquecer em banho-Maria fervente por 2 min e deixar esfriar; observar e
anotar o resultado
RESULTADOS:
→ Teste de Molisch: todos deram positivo
→ Teste de Benedict:
POSITIVOS:
- Glicose
- Frutose
- Lactose
NEGATIVOS:
- Sacarose
- Amido
Monossacarídeos: + → os monossacarídeos são diferentes dos dissacarídeos pois sempre
têm um grupo carbonila – um átomo de carbono unido a um átomo de oxigênio por uma
dupla ligação.
Sacarose: - → Quando se fala de alguns dissacarídeos, como maltose e lactose, possuem
grupos carbonila, e outros não, depende de como as unidades de monossacarídeo são
unidas entre si. Já na sacarose, uma molécula de glicose e uma frutose são unidas de
tal maneira que os seus grupos carbonila estão quebrados.
Amido: - → Já os polissacarídeos, como o amido, possuem muito poucos desses
grupos e, portanto, produzem pouca ou nenhuma reação.
Logo, é uma reação utilizada para identificar carboidratos redutores. Nas estruturas cíclicas
dos monossacarídeos os átomos de carbono anoméricos (C1 nas aldoses e C2 nas
cetoses) são susceptíveis de oxidação por vários agentes oxidantes contendo íons cúpricos
(Cu2+) devido a presença de grupos aldeidos ou cetonas livres ou potencialmente livres. Na
reação de Benedict os íons cúpricos são reduzidos pela carbonila dos carboidratos a
íons cuprosos formando óxido cuproso que tem cor vermelho tijolo. A partir desse
princípio, todo açúcar redutor apresentam um grupo carbonila (cadeia aberta) ou uma
hidroxila (cadeia ciclica) livre, isto é, uma hidroxila anomérica livre.
Aula Prática 12- Extração de corantes de plantas e caracterização por cromatografia
em papel
● Objetivo geral: Extrair corantes naturais de plantas e caracterizá-los por
cromatografia em papel
● Objetivo específico: Extrair o corante natural da beterraba, espinafre, cenoura e
manga; Caracterizar os diferentes corantes presentes na folha do espinafre; avaliar
os corantes naturais e sintéticos por cromatografia em papel.
● Fundamentos:
○ Corantes: Os corantes são aditivos alimentares que servem como
conservantes, proteção contra alterações oxidativas e para dar cor,
aroma e sabor aos alimentos. Eles têm a finalidade conferir, intensificar
e padronizar a cor dos alimentos, dando ao produto uma aparência de
natural. Com isso, através da adição de um corante pode aumentar o
interesse ao produto, por causa da aparência. As principais fontes de
obtenção de corantes naturais são as plantas, insetos, fungos e bactérias.
A clorofila é um corante natural de origem vegetal, extraído da folha das
plantas. Atualmente ele pode ser utilizado tanto como corante nos alimentos
quanto como antioxidante. Possui vários tipos de clorofila, e a cor também
varia entre elas, como azul-esverdeado (clorofila A) e
amarelo-esverdeado (Clorofila B). Os carotenoides (laranja) são
pigmentos também extraídos das plantas, normalmente localizam juntamente
com as clorofilas, no cloroplasto. Eles são encontrados em todos os
organismos fotossintetizantes. A maioria dos carotenoides utilizados na
indústria são obtidos de plantas e algas ou quimicamente. Atualmente,
obteve-se o interesse na extração de carotenoides por processos
biotecnológicos, por ser uma tecnologia que utiliza organismos vivos no seu
processamento. Eles podem ser amarelo, laranja ou vermelho. As
betalaínas são encontradas no vacúolo das plantas. É um pigmento de
coloração variada entre vermelho, amarelo, pink e laranja, sendo que a
beterraba é a principal fonte deste pigmento.
○ Xantofilas: amarelo
○ Cromatografia em papel: A cromatografia em papel é uma técnica simples de
análise de amostras em pequena quantidade. Essa técnica é bastante usada
na separação e identificação de compostos polares, como açúcares,
antibióticos hidrossolúveis, aminoácidos, íons metálicos e pigmentos.
O princípio desse método envolve a cromatografia de partição ou
cromatografia de adsorção. Cromatografia de partição pois as substâncias
são particionadas ou distribuídas entre as fases líquidas, sendo que as duas
fases são a água retida nos poros do papel de filtro e a outra fase é uma fase
móvel que passa através do papel.
Quando essa fase móvel se movimenta, a separação da mistura ocorre e os
compostos da mistura se separam com base nas diferenças de afinidade
com os solventes das fases estacionária e móvel, sob a ação capilar dos
poros no papel. Nessa hora, ocorreu a cromatografia de adsorção entre as
fases sólida e líquida, em que a superfície sólida do papel é a fase
estacionária e, a fase líquida é a fase móvel.
● Procedimento:
○ Preparo da vidraria: examinar se a vidraria está limpa. Se não estiver limpa,
fazer a limpeza da mesma.
○ Extração dos corantes: Descascar os alimentos (beterraba, manga e
cenoura); Acrescentar uma porção do alimento ralado (beterraba e cenoura),
picado (manga e espinafre) dentro de um almofariz; iniciar o processo de
maceração do material até obter uma massa homogênea; acrescentar 50
mL de álcool sobre o material e misturar; filtrar em papel filtro a solução para
remoção dos pedaços; reservar os corantes naturais obtidos.
○ Identificação dos corantes na folha de espinafre: verter em uma placa de
Petri um pouco do corante de espinafre extraído; inserir um pedaço de papel
cromatográfico sobre a placa de Petri com apenas um lado imerso; aguardar
cerca de 15 minutos; retirar o papel e aguardar a secagem; observar o
padrão de cores presentes e caracterizar os corantes.
○ Comparar a corrida cromatográfica dos corantes naturais versus
corantes artificiais: separar 3 tiras de papel cromatográfico (10 cm/3cm)-
caso queira, pode-se apenas dobrar o papel em três faces; identifiicar as tiras
de papel e fazer uma marcação de 1 cm de distância em relação à base do
papel, marcando o local para posicionar os corantes; TIRA 1: beterraba e
corante artificial vermelho- TIRA 2: manga e corante artificial amarelo; TIRA
3: espinafre e corante artificial verde; nas tiras, a uma distância de 1 cm da
base do papel, pingar algumas gotas do corante natural e do outro lado,
pingar uma gota do corante artificial, ambos por meio de um tubo capilar (no
caso do corante natural, entre as gotas, aguardar secar o álcool utilizados na
extração); após preparadas as tiras de papel para a corrida cromatográfica,
posicioná-las em pé, o mais retas possível, sobre diferentes solventes
(água, álcool 92,8%, acetona e ciclo-hexano), no interior de uma cuba
cromatográfica ou recipiente fechado; aguardar 15 minutos ou até que a
corrida tenha finalizado; retirar os papéis e aguardar a secagem;
observar e anotar os resultados.
RESULTADOS:
https://www.passeidireto.com/arquivo/119759564/cromatografia-em-papel
https://www.passeidireto.com/arquivo/119759564/cromatografia-em-papel
BETERRABA
ESPINAFRE