Líquido cefalorraquidiano LCR

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE UBERLÂNDIA 
FACULDADE DE MEDICINA VETERINÁRIA 
PATOLOGIA CLÍNICA VETERINÁRIA (GMV 024) 
 
 
 
 
 ANÁLISE DO LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO 
(LRC) 
(Fluido cerebroespinhal) 
 
Professor: Dr. Antonio Vicente Mundim 
 
 
 Uberlândia - MG 
 2014 
 
 
 
 1 
1. INTRODUÇÃO 
 O líquido cefalorraquidiano (LCR) encontra-se nos espaços subaracnóideos do cérebro e 
medula espinhal, assim como nos ventrículos cerebrais e canal central da medula espinhal. 
 Produzido primariamente pelo plexo corióide no sistema ventricular do cérebro (70%) e 
pequenas quantidades (30%) pelas células ependimais do sistema ventricular e dos espaços 
subaracnóideos cerebrais. Formado por ultrafiltração do plasma e por mecanismos de transporte 
ativo através da membrana, sendo relativamente acelular, contendo poucos linfócitos. 
 
Funções do líquido cefalorraquidiano: 
 * proteção do cérebro contra traumas, inclusive amortização de pancadas; 
 * ajuda na modulação das variações normais da pressão intracraniana; 
 * possui propriedades antibacterianas e possui anticorpos ajudando na defesa contra 
 infecções; 
 * atua no transporte de nutrientes, metabólitos, neuro-hormônios e neurotransmissores 
 
CIRCULAÇÃO DO LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO 
 
 Figura 1-A. Esquema da circulação do liquido cefalorraquidiano. 
 2 
 
 Figura 1-B. Esquema da circulação do liquido cefalorraquidiano. 
 
 Como o SNC está completamente encaixado dentro da caixa craniana, dificultando uma 
avaliação clínica satisfatória, e outros procedimentos de exploração como a biópsia pode ser 
traumática e ocasionar lesões irreversíveis, o exame radiológico fornece poucas informações, 
exames mais sofisticados como a tomografia computadorizada e ressonância magnética são caras e 
de difícil acesso. Fica como opção para o clínico veterinário como procedimento auxiliar no 
diagnóstico das enfermidades do SNC, a análise do líquido cefalorraquidiano (LCR), por ser um 
procedimento menos invasivo, pouco traumático e fornece informações seguras sobre as alterações 
no SNC, sendo de grande valor como apoio no diagnóstico diferencial das patologias do SNC. 
 
 
 3 
 
 Figura 3. Localização e aspecto das meninges no paciente normal e no paciente com 
meningite. 
 
 Leptomeninges: Pia mater e aracnoide. 
 Paquimeninge: Dura mater. 
 
2. COLHEITA DO LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO 
 Sua colheita não deve ser executada indiscriminadamente, ela requer experiência, 
conhecimento das estruturas anatômicas locais e/ou um treinamento em cadáveres, para evitar 
traumas à medula espinhal. Ela deve ser precedida de um exame clínico detalhado, acompanhado 
de uma minuciosa avaliação neurológica do paciente, bem como de uma anamnese bem feita. Ela é 
indicada quando suspeita-se de encefalites, meningites, mielites, toxoplasmose, neoplasias 
cerebrais, neoplasias medulares, hemorragias intracerebrais, hemorragias subaracnóideas, 
compressão da medula espinhal por abscessos epidurais. 
 Além disto, como o espaço dural é fechado e estéril, total assepsia é recomendada para 
evitar veiculação de agentes infecciosos e contaminação do líquido durante a operação. 
Sua colheita é contraindicada nos casos de fraturas, luxações e subluxações da medula 
espinhal, herniação do cérebro devido a lesões intracranianas, anomalias congênitas como a 
hidrocefalia. 
Dura mater 
Aracnoide 
Pia mater 
 4 
Evitar o contágio do colhedor com o liquor durante a operação, principalmente quando 
suspeita de doenças infecto-contagiosas. 
Os locais de predileção para a colheita nos animais domésticos são a cisterna magna, 
por abordagem suboccipital, ou na região lombar no espaço subaracnóideo. A punção nestas regiões 
é procedimento relativamente seguro. 
Para maior segurança, recomenda-se anestesia local ou geral, dependendo da índole do 
animal e do local de punção. 
Uma preparação cirúrgica adequada do local é recomendada e o uso de agulhas 
especiais com estilete (mandril) e tamanhos variando com o porte do animal. 
 
Cães e Gatos 
Nestes animais a punção suboccipital na cisterna magna, na altura da articulação atlanto-
occipital é a mais recomendada. 
Após anestesia geral, para reduzir os riscos de o animal movimentar-se, este é colocado 
em decúbito lateral em uma mesa, sua cabeça flexionada ventralmente, formando um ângulo de 90º 
com a coluna vertebral. A punção deverá ser realizada exatamente no ponto de interseção entre a 
linha imaginária delineada transversalmente ao pescoço, tangenciando as bordas anteriores das asas 
do atlas e a que vai da crista do occipital até o limite dorsal do axis. 
Utilizar uma agulha espinhal com estilete (mandril) de 3,5 a 7,5 cm de comprimento e 
calibre 20. O estilete (mandril) impede o entupimento da agulha ao ultrapassar a pele e fascia, bem 
como evita a contaminação do espaço dural. 
Quando a agulha penetra na cisterna magna, sente-se a mesma ceder-se, quando então é 
retirado o estilete para o gotejamento do líquor. Se a pressão do LCR é excessiva, o fluxo será 
bastante rápido. Evitar aspiração com seringa, o volume retirado no cão varia de 1 a 2 mL, no gato 
não deve remover mais que 0,5 a 1,0 mL nos adultos e nos filhotes 10 a 20 gotas. Uma remoção 
excessiva pode causar hemorragia meningeal. 
A punção lombar é mais difícil, estando mais sujeita a hemorragias e traumatismos e se 
obtém menor volume de líquido. 
 
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Figura 4. Agulha especial com mandril para coleta do LCR 
 
Bovinos 
Ambos os procedimentos têm se mostrados satisfatórios, porém a abordagem lombar 
seja mais prática. 
Colheita na cisterna magna - realizada com o animal em decúbito lateral, podendo ser 
colhido também com o animal em estação, embora seja mais difícil. 
A cabeça do animal deve ser flexionada ventralmente em direção ao esterno e mantida 
nesta posição. A introdução da agulha será como no cão, devendo ser utilizada agulhas munidas de 
estilete (mandril) de 7,5 a 10 cm de comprimento e calibre 16. 
Colheita lombar - faz-se a localização por palpação da suave depressão entre a última 
vértebra lombar e a primeira sacral. Utilizar agulha com estilete (mandril), de 12,5 cm de 
comprimento e calibre 14 a 16. O local para a punção deve ser preparado cirurgicamente e 
anestesiado. Os animais indóceis devem ser sedados. 
Em alguns casos, o animal urina durante a punção, facilitando a saída da agulha devido 
o arqueamento dorsal. 
Normalmente são colhidos em torno de 5 mL de liquor, no entanto volumes de até 100 
mL possam ser colhidos. 
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Ovinos e Caprinos 
Ambas as abordagens podem ser executadas, embora a punção suboccipital seja a 
técnica mais eficaz. A espessura dos músculos regionais e a proeminência do osso occipital nos 
ovinos, podendo acarretar alguma dificuldade na coleta, causando hemorragias. 
A colheita na região lombar é análoga aos bovinos, entretanto para a obtenção de 
quantidades suficientes de líquido o animal deve ser contido em posição de cão sentado. 
A região deve ser preparada cirurgicamente, anestesiada, usar agulha de 9 cm de 
comprimento com estilete e calibre 16. 
Volume normalmente coletado para análise 2 mL 
 
Equinos 
A punção na cisterna magna constitui a melhor abordagem. O animal deve estar sob 
anestesia geral, em decúbito lateral. Sua cabeça em flexão ventral, formando um ângulo de 90º com 
o pescoço. A agulha deveser introduzida na interseção das linhas imaginárias entre as bordas 
anteriores das asas do atlas e a linha mediana do pescoço. A penetração da agulha no espaço 
subaracnóideo é detectada por uma súbita diminuição da resistência a agulha. Usar agulhas de 9 cm 
de comprimento, calibre 18 a 20. 
A colheita lombar pode ser tentada no mesmo local dos bovinos. A agulha recomendada 
para potros e pôneis é a de 9 cm de comprimento, calibre 18 ou 20, para cavalos adultos de 15 cm 
de comprimento e calibre 18. Em animais cujo porte seja muito avantajado pode ser necessário uma 
agulha com 20 a 23 cm de comprimento. 
Volume de líquido normalmente coletado para análise 3 a 5 mL 
 
Suínos 
A punção na cisterna magna é muito difícil devido à contenção. Apenas a abordagem 
lombar seja viável, com animal mantido em posição de cão sentado. Uma punção anterior à 
articulação lombossacral poderá facilmente lesar a medula espinhal, devido neste local ela 
preencher completamente o saco dural. Volume de líquido normalmente coletado para análise 2 mL 
 
 
3. ANÁLISE LABORATORIAL DO LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO 
A análise laboratorial do LCR deve ser feita no máximo até 30 minutos após a colheita, 
devido alguns de seus constituintes sofrer rápida degeneração como a glicose e os leucócitos. Caso 
não seja possível, ele deve ser refrigerado após adição de um anticoagulante como o EDTA, pois 
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ocorre probabilidade do liquor com alto teor protéico coagular-se. Se solicitado os níveis de glicose 
deve ser usado EDTA com fluoreto de sódio. A análise consiste no exame físico, citológico e 
bioquímico. 
 
3.1 - EXAME FÍSICO 
 
a) Cor - o líquido cefalorraquidiano normal é transparente e incolor, semelhante à água destilada. 
As alterações mais comumente observadas são: 
Cor vermelho-clara: indica contaminação com sangue durante a colheita (hemorragia iatrogênica). 
Após centrifugada ficará límpido e incolor. 
Cor vermelha acastanhada: indica presença de hemorragia anterior a punção, oriunda de uma 
paquimeningite hemorrágica crônica. 
Cor amarela (xantocromia): devido à presença de bilirrubina oriunda da lise de eritrócitos no 
espaço subaracnóideo ou hiperbilirrubinemia. As causas de xantocromia são: hemorragias 
subaracnóideas, bloqueio espinhal, neoplasias, inflamações agudas e icterícias severas. 
Em animais ictéricos a colibirrubina atravessa a barreira hematoencefálica normal, já a 
hemobilirrubina requer alteração dessa barreira para aparecer no liquor. 
 
b) Turvação: o liquor normal é totalmente transparente, tornando-se turvo pela presença de células. 
Esta turvação se torna evidente macroscopicamente quando existem mais de 500 células/mm
3
. 
Nas meningites agudas ele torna-se ligeiramente enevoado ou purulento. Nos casos de 
hemorragias iatrogênicas ele estará turvo. 
 
c) Coagulação: o liquor normal não coagula, pois não possui fibrinogênio, trombina ou outros 
fatores responsáveis para a ocorrência do processo. Na meningite supurada aguda, devido lesão na 
barreira hematoencefálica ocorre aumento das proteínas, fibrinogênio e uma severa coagulação, bem 
como nas hemorragias iatrogênicas. 
 
d) Densidade: parâmetro pouco usado, embora elevação da densidade indique aumento das 
proteínas, sólidos, íons totais, glicose e pleocitose. A densidade do líquido normal está entre 1003 a 
1006. 
 
 
 
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3.2 - EXAME CITOLÓGICO 
Este exame deve ser feito no máximo 30 minutos após a colheita, para evitar alterações 
celulares (leucólise). É a parte mais importante do exame do liquor. 
No exame citológico são determinadas a citometria e citologia, ou seja, a contagem 
global de células e a contagem diferencial ou específica respectivamente. 
 
a) Citometria ou contagem global de células 
É feita utilizando-se uma câmara de Neubauer ou a de Fuchs-Rosenthal. 
Normalmente o liquor é acelular, entretanto valores inferiores a 8 células/mm
3
 são 
encontrados em fluidos cerebroespinhais normais. Uma pleocitose ocorre nas lesões inflamatórias 
das meninges, cérebro ou medula espinhal. Nos processos supurados agudos ocorre acentuada 
pleocitose, enquanto que nas infecções virais, por fungos, neoplasias, processos degenerativos e 
tóxicos ocorrem uma ligeira a moderada pleocitose. 
 
b) Citologia ou contagem celular específica 
Se há aumento na contagem celular global, devemos efetuar uma contagem específica 
de células. Esta contagem é efetuada em esfregaços do liquor corados pelas técnicas normalmente 
utilizadas na hematologia. Se a amostra é de baixa celularidade (menos de 500 células/µL), 
devemos fazer uma centrifugação em baixa rotação (600 rpm) e em seguida confeccionar o 
esfregaço do sedimento. Em amostras com alta celularidade (mais de 500 células/µL), o esfregaço 
pode ser confeccionado com o liquor diretamente. 
No liquor normal, estarão presentes apenas pequenos linfócitos e raramente macrófagos. 
 Figura 5. Tipos celulares observados no liquor e seu significado clínico 
Citologia diferencial do liquor 
 
 Neutrófilos Menor quantidade que no sangue. Surgem na defesa antimicrobiana e 
fase aguda dos processos infecciosos. 
Aumentam na meningite bacteriana aguda, encefalites bacterianas, 
abscessos e hemorragias cerebrais (em virais o aumento é transitório). 
 Se degenerados indicam infecção supurada. 
 
Linfócitos Indicam reação imune humoral e representa um domínio relativo da 
defesa (cronicidade ou cura). 
Predominam nas infecções virais, por fungos, nos processos tóxicos, 
degenerativos e na listeriose. 
Aumentam em meningites virais e/ou crônicas. 
 
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 Plasmócitos 
(Linf. reacionais) 
Sugerem estímulo antigênico local. 
Aumentam na fase crônica de processos inflamatórios, infecciosos e na 
meningite bacteriana crônica (associado a macrófagos). 
 
 Macrófagos 
(monócitos) 
Fagocitose ativa de células como hemácias, ou de outras estruturas como 
a hemossiderina (siderófagos), bactérias, fungos, restos celulares, 
gotículas de gordura. 
Refletem uma reação de defesa inespecífica. 
Podem revelar cura de uma meningite purulenta. 
Aumentam nos processos irritativos leves ou hemorragias intracranianas. 
 
 Cél. Gigantes Trata-se de uma forma de macrófago, e estão associadas a processo 
irritativo, infeccioso, tumoral. 
 
 Eosinófilos Menor quantidade que no sangue. 
Sugerem infecção parasitária (cisticercose, toxoplasmose e 
equinococose), estado de hipersensibilidade. 
 
Basófilos Menor quantidade que no sangue. 
Processos agudos diversos, corpo estranho, reações alérgicas. 
 
Outras Células Meningeais, ependimais, plexo coróide e neoplásicas. 
Indicam: lesão ou descamação anormal, tumores. 
 
 
As células neoplásicas podem ser evidenciadas quando as meninges são afetadas por 
neoplasias ou devido a neoplasias no SNC comunicando com o espaço subaracnóideo. Geralmente a 
demonstração de células neoplásicas requer uma técnica de filtração em membrana. 
 
3.3 - EXAME BIOQUÍMICO 
 
3.3.1. DOSAGEM DE PROTEÍNAS 
O teor de proteínas no liquor dos animais é extremamente baixo, variando de 12 a 40 
mg/dL, consistindo quase que exclusivamente de albumina. A dosagem das proteínas é usada para 
detectar aumento da permeabilidade da barreira hematoencefálica. 
Como os níveis de proteínas no liquor normal são extremamente baixo, consistindo 
quase que exclusivamente de albumina, métodos especiais são necessários para sua determinação, 
inclusive com a diferenciação entre a albumina e globulinas. Sendo as globulinas a fração de maior 
interesse, por elevarem-se nos estados patológicos. 
 10 
O método mais simples para determinação qualitativa de globulinas no liquor é o teste 
de Pandy. Entretantoa prova de Nonne-Apelt é outro teste de triagem para avaliar as globulinas no 
liquor. A eletroforese é também importante na diferenciação. Aumento das globulinas é indicativo 
de inflamação. 
Causas de aumento das proteínas no liquor: 
 inflamações supuradas (meningites e encefalites), 
 abscessos cerebrais e medulares, 
 toxoplasmose, 
 encefalomalácias, hemorragias, 
 neoplasias e lesões vasculares. 
Nos casos de pneumonias, convulsões, uremia e hemorragias podem ocorrer aumento 
das globulinas no liquor. 
A determinação seriada do teor protéico no liquor pode ser de grande valor na avaliação 
do avanço do processo inflamatório, uma vez que quando o processo começa a ceder ocorre uma 
queda proporcional nos níveis protéicos. 
Queda nos teores de proteínas no liquor pode ocorrer no hiperparatireoidismo. 
A relação albumina/globulinas no liquor é de 8:1. Variações nesta relação estão 
relacionadas com alterações inflamatórias, neoplasias e hemorragias no SNC. 
 
3.3.2. GLICOSE 
A concentração de glicose no liquor (glicorraquia) depende: da glicemia, da 
permeabilidade seletiva da barreira hematoencefálica e da presença ou ausência de microorganismos 
glicolíticos, devendo, no entanto a dosagem ser efetuada simultaneamente no liquor e no sangue. 
Os níveis normais de glicose no liquor correspondem 60 a 80% da glicose sérica. Em 
animais sadios os níveis oscilam entre 40 a 80 mg/dL. 
Os métodos de avaliação da glicose no liquor são os mesmos utilizados na avaliação da 
glicose sérica. 
 
Causas de hipoglicorraquia: 
 Hipoglicorraquia associada à hipoglicemia ou como resultado de uma meningite piogênica aguda 
(atividade glicolítica dos microorganismos infecciosos). 
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 Hipoglicorraquia com ausência de hipoglicemia é indicativo de uma desordem meningeal 
generalizada, com impedimento do transporte através da barreira hematoencefálica, aumento do 
metabolismo do parenquima cerebral. 
 
Causas de hiperglicorraquia: a hiperglicorraquia é observada em qualquer enfermidade 
acompanhada de hiperglicemia como: 
 diabetes mellitus (talvez a causa mais comum) 
 encefalites 
 compressão cerebral por tumores e abscessos, 
 aumento da pressão intracraniana. 
 
3.3.3. UREIA E CREATININA 
A concentração normal de ureia no liquor é significativamente menor do que a sérica, 
alterações da sua concentração no liquor ocorrem em paralelo com as alterações séricas. Entretanto 
nos casos de uremia as concentrações de ureia no liquor aumentarão na mesma proporção do 
aumento sérico. 
A concentração normal de creatinina no liquor corresponde a 2/3 da concentração sérica. 
Elevação da creatinina no liquor ocorre concomitante com a elevação da creatinina sérica. Os 
métodos de avaliação são os mesmos da avaliação sérica. 
 
3.3.4. CLORETOS 
Geralmente os níveis de cloretos no liquor dos animais oscilam entre 650 a 850 mg/dL. 
Os métodos para sua determinação no liquor são análogos aos empregados na avaliação sérica. Os 
níveis de cloretos estão diminuídos (hipocloretorraquia) nos casos de meningites e vômitos 
prolongados. A dieta pode afetar a cloretorraquia. As variações dos níveis de cloretos no liquor têm 
pouco valor diagnóstico. 
 
3.3.5. POTÁSSIO 
Sua concentração no liquor é menor do que a sérica. Sugestões indicam que as 
alterações do potássio no líquido cefalorraquidiano podem ocorrer quando ele escapa do sangue ou 
plasma para o liquor. 
 
 
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3.3.6. CÁLCIO E MAGNÉSIO 
A concentração do cálcio no liquor é menor do que a sérica, já o magnésio apresenta 
uma maior concentração liquórica do que a sérica. Embora suas variações no liquóricas não tenham 
significado clínico. 
 
3.3.7. COLESTEROL 
Sua concentração no liquor é pequena, apenas traços. Valores aumentados ocorrem em 
associação com abscedação cerebral, tumores cerebrais, meningites e hemorragias envolvendo o 
SNC. 
 
3.3.8. ENZIMAS 
A atividade de várias enzimas no LCR tem sido acompanhada com a finalidade de 
avaliar se o SNC ou suas barreiras foram lesadas. Atenção especial tem sido direcionada a 
aspartatoaminotransferase (AST), lactato desidrogenase (LDH) incluindo suas isoenzimas padrões, 
creatina fosfoquinase (CPK), embora não sejam específicas para fechar um diagnóstico. 
Elevações da LDH2 e LDH3 são conhecidas como de algum valor na determinação da 
presença de lesões destrutivas no cérebro, meningites bacterianas, carcinoma metastático, 
hemorragia subaracnóidea e infarto cerebral. 
A atividade tanto da AST como da LDH no LCR no líquido cefalorraquidiano 
aumentam após infarto cerebral, com os valores máximos ocorrendo do 3º ao 5º dia e permanecendo 
durante dias a meses. 
Valores da AST no liquor maiores do que os do plasma são indicativos de cinomose, 
meningites purulentas, contusão e infarto cerebral e sugere um prognóstico desfavorável. 
Elevadas concentrações da CPK no liquor indicam doenças que afetam a mielina, 
cinomose, toxoplasmose, panleucopenia infecciosa felina (PLFe) e polencefalomalácia. 
 
 Figura 6. Valores normais das enzimas no líquido cefalorraquidiano de interesse clínico 
 
Enzima Cães Equinos Bovinos Felinos 
AST U/L 4,32 - 22,08 30,8  6,31 -------- 0,0 - 34,0 
ALT U/L 0,96 - 15,36 ---------- --------- ---------- 
FAL U/L ----------- 0 - 8 -------- ---------- 
CK 1 U/L 23,5 ± 0,19 0,0  8,0 ---------- 2,0 - 236,0 
LDH U/L ---------- 12,0 - 34,0 2,0 - 25,0 0,0 - 24,0 
 
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3.4. EXAME MICROBIOLÓGICO DO LIQUOR 
 
 Constitui-se primariamente de análise direta do esfregaço do sedimento do liquido 
submetidos a colorações especiais como Gram (bactérias piogênicas), Ziehl-Nielsen (bacilos ácido 
resistente), Tinta da China (Cryptococcus). 
 O liquor ainda pode ser utilizado para cultura e antibiograma, desde que colhido e 
acondicionado adequadamente. 
 Pode ainda realizar testes liquóricos para vírus (cinomose, PIF, herpes vírus), ricketsias 
(erliquiose), protozoários (toxoplasmose, babesiose) e fungos (blastomicose, criptococose, 
aspergilose, coccidioidomicose). 
 
Figura 7. Interpretação das alterações liquóricas não acompanhadas de pelocitose 
Alterações Enfermidades 
 
 proteína 
Protusão de disco intervetebral, 
Embolismo fibrocartilaginoso, 
Espondilomielopatia cervical, neoplsias, 
Mielopatia degenerativa do Pastor alemão, 
Cinomose, 
Mielopatia necrosante do Afghan, 
Leucoencefalomielopatia e degeneração neuroaxonal dos 
Rottweilers. 
 
 % de neutrófilos Protusão de disco intervertebral, 
Inflamação ou necrose por neoplasias, 
Encefalomielites com inflamação difusa. 
 
Presença de eosinófilos Migração parasitária, doença por protozoários como 
Neospora sp. e Toxoplasma sp. 
 
 
 da glicose 
Meningites bacterianas, 
Encefalomileite da cinomose, 
Neoplasias meningeais. 
 
 da glicose Diabetes mellitus. 
Fonte: Sarmento et al. (2000) 
 
 
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Figura 8 . Interpretação das alterações liquóricas acompanhadas de pleocitose 
Alterações Enfermidades 
  proteína Meningites, encefalites. 
 
 
 % de neutrófilos 
Vasculites necrosantes, 
Meningites esteróide-responsiva em cães, 
Meningite bacteriana, 
Peritonite infecciosa felina (PIF), 
Necrose do SNC por neoplasias ou 
encefalites virais na fase aguda, 
Espondilomielopatia cervical aguda 24 h após mielografia. 
 
 % de linfócitos Infecções virais com exceção da PIF, 
Meningoencefalomielite granulomatosa, 
Linfossarcomas, 
Terapias antibióticas e corticoterapia. 
 
 
Presença de eosinófilos 
Inflamaçãoaguda por parasitos, 
Hipersensibilidade 
Neoplasias. 
 
Células mistas Infecção crônica, 
Meningoencefalomielite granulomatosa, 
Meningiomas, 
Protusão de disco intervertebral, 
Meilomalácia, 
Infarto cerebral, infecções fúngicas, 
Toxoplasmose e babesiose. 
 
Fonte: Sarmento et al. (2000) 
 
 
4. BIBLIOGRAFIA CONSULTADA 
COLES, E.H. Patologia clínica veterinária. 3 ed., São Paulo: Manole Ltda., 1984. 566 p. 
 
DOXEY, D.L. Patologia clínica e métodos de diagnóstico. 2 ed., Rio de Janeiro: Interamericana, 
1985. 306 p. 
 
FELDMAN, B.F. Cerebrospinal fluid. In: KANEKO, J.J. (Ed.) Clinical biochemistry of domestic 
animals. 4 ed. San Diego: Academic Press Inc, 1989. p. 835-865. 
 15 
 
KANEKO, J. J.; HARVEY, J. W.; BRUSS, M. L. Clinical biochemistry of domestic animals, 6th 
ed. San Diego: Academic Press, 2008. 916 p. 
 
MEYER, D.J., COLES, E.H., RICH, L.J. Medicina de laboratório veterinária: interpretação e 
diagnóstico. São Paulo: Roca, 1995. 308 p. 
 
SARMENTO, L. V. C.; TUDURY, E. A.; ALBUQUERQUE, E. R.; et al.. Coleta, análise e 
interpretação do líquido céfalo-raquidiano de cães e gatos - revisão. Clínica Veterinária, n. 25, p. 
19- 26, 2000. 
 
WRIGHT, J.A. Evaluation of cerebrospinal fluid in the dog. Veterinary record. v. 103, n. 3, p. 48-
51, 1978. 
 
WRIGHT, J.A. Cerebrospinal fluid sampling in the dog. In Practice, v. 6, n. 1, p. 23-27, 1984. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ANEXOS 
 
TESTE DE PANDY 
 
Usado para determinação de globulinas no liquor. 
 
Reativo de Pandy: 
10 g de fenol puro 
150 mL de H2O DD 
 
 
Técnica: 
 Colocar 1 mL do reativo de Pandy em um tubo de ensaio, 
 Instilar uma gota do liquor no tubo.-, 
 Verificar a ocorrência de turvação ou opalescência. 
 
Interpretação: 
 Negativo  solução ficará límpida, 
 Traços  ocorrer leve turvação, 
 Positivo +  ocorrer moderada turvação, 
 Positivo ++  ocorrer intensa turvação, 
 Positivo +++  ocorrer intensa turvação com formação de flocos brancos. 
 O grau de turvação é proporcional à concentração de globulinas. 
 
 
 
FERREIRA NETO, J. M.; VIANA, E. S.; MAGALHÃES, L. M. Patologia Clínica 
Veterinária, Belo Horizonte: Editora Rabelo, 1982. 293 p. 
 0 
 Tabela 1. VALORES ANALÍTICOS DO FLUÍDO CÉREBRO ESPINHAL NOS ANIMAIS 
Elementos Unidade Equinos Bovinos Caninos Felinos Ovinos Caprinos 
Cálcio mg/dL 2,5 - 6,0 5,1 - 6,3 5,13 - 7,40 5,1 - 6,3 5,1 - 5,5 4,6 
Fósforo mg/dL 0,5 - 1,5 0,9 - 2,5 2,82 - 3,47 ------- 1,2 - 2,0 ------- 
Glicose mg/dL 30 - 70 37 - 51 48 - 57 18,2 - 130,9 52 - 85 70 
Proteínas totais mg/dL 40 - 170 23,4 - 66,3 18 - 44 0 - 30 29 - 42 12 
Albumina mg/dL 15 - 39 10 - 20 7,5 - 27,6 19 - 25 --------- ------- 
Globulina mg/dL 3,4 - 18,4 --------- 14,0 – 21,1 --------- -------- ------- 
Magnésio mg/dL 1,1 – 3,0 1,8 - 2,1 2,58 - 3,81 3,24 ± 0,05 2,2 – 2,8 2,3 
Cloretos mmol/L 95 - 123 111 - 123 109 - 126 111 - 123 128 - 148 116 - 130 
Potássio mmol/L 2,5 - 3,5 2,7 - 3,2 2,9 - 3,2 2,69 ± 0,09 3,0 - 3, 3 3,0 
Sódio mmol/L 140 - 150 132 - 142 151,6 - 155 158 145 - 157 131 
Uréia mg/dL 0,0 - 20 8 - 11 10 - 11 21,5 - 23,6 -------- ------- 
Densidade unid. 1004 - 1008 1005 - 1008 1003 - 1012 ------- ------- ------- 
Íons hidrogênio pH 7,13 - 7,36 7,22 - 7,26 7,13 - 7,36 7,22 - 7,26 7,3 - 7,4 ------- 
Pressão MmH2O 272 - 490 ------ 24 - 172 ------- -------- -------- 
Células totais WBC cels/µL 0 - 6 0 - 10 0 - 25 0 - 1 0 - 5 0 - 4 
Células totais RBC cels/µL 195 ± 512 5 - 1930 < 1500 < 30 -------- ------- 
Peq.mononucleares % ------- ------- 15 - 95 ------- ------- ------ 
Grand. mononucleares % ------- ------- 5 - 40 ------- ------- -------- 
Degeneradas % ------- ------ 0 - 40 ------- -------- -------- 
 Fonte: Kaneko et al. (2008)