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Apostila UNESP

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Universidade Estadual Paulista 
Instituto de Biociências 
Departamento de Botânica 
 
Caixa Postal 510 - 18618-000 - Botucatu, SP - Fone (014) 6802-6053 / 6802-6265 - Fax (014) 6821-3744 
 
CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS BIOLÓGICAS 
ÁREA DE BOTÂNICA 
Disciplina de Princípios e Métodos em Anatomia de Plantas 
 
 
 
 
TÉCNICAS DE PREPARAÇÃO DE MATERIAL VEGETAL 
PARA ESTUDO ANATÔMICO 
 
 
 
 
Profa. Dra. Denise Maria Trombert de Oliveira 
 
 
 
 
 
 
 
 
Botucatu - SP 
2002 
 
2 
OLIVEIRA, D.M.T. Técnicas de preparação de material vegetal para estudo anatômico. UNESP: Instituto de 
Biociências, 2001. 19p. (Apostila). 
 
 
1. COLETA DE MATERIAL VEGETAL 
Devem ser tomados alguns cuidados no momento da coleta, visando à obtenção de 
bons resultados no processamento do material. 
O cuidado mais importante é evitar o murchamento do material. Caso o local de 
coleta seja próximo do local de processamento, não haverá problemas, especialmente se a 
coleta for realizada logo no início da manhã. Se o local de coleta é distante ou é necessário 
coletar nos períodos mais quentes do dia, deve-se levar um saco plástico borrifado com água 
fresca e colocar o material nele logo após coletar. O saco plástico forma uma câmara úmida 
que favorece a conservação do material. Se a coleta for feita durante viagens, o ideal é levar o 
fixador e fixar o material no campo, imediatamente após coletá-lo. 
1.1. COLETA DE RAÍZES E OUTROS ÓRGÃOS SUBTERRÂNEOS: deve-se escavar em 
torno da planta e retirar a terra que envolve o material somente com água, de modo a não 
alterar sua estrutura. A PLANTA NUNCA DEVE SER ARRANCADA. 
1.2. COLETA DE ÁPICE CAULINAR: por ser uma região de tecidos muito delicados, está 
mais sujeita a danos por murchamento e transporte. O melhor é coletar pela manhã e 
colocar rapidamente no fixador adequado. Deve-se observar bem o ápice antes da coleta, 
para evitar coletar material que não esteja intacto. 
1.3. COLETA DE FOLHAS: as folhas carnosas e as coriáceas são mais resistentes que as 
folhas herbáceas e membranáceas. De qualquer modo, o melhor é coletar um pequeno 
ramo e não folhas isoladas, quando se precisa transportar o material. 
1.4. COLETA DE FLORES: Deve-se coletar sempre verificando se a flor está completa; é 
comum haver a queda de certas partes (especialmente anteras), tanto por senescência 
quanto por acidente. Como o ápice caulinar, é um material muito delicado e deve ser 
fixado imediatamente. Também deve ser verificado o horário da antese: existem flores 
que só se abrem em determinados horários do dia, devendo ser coletadas nesse período. 
Botões florais podem ser coletados em qualquer horário, com os devidos cuidados contra 
murchamento; devem ser feitas pequenas aberturas ou fendas, para permitir a penetração 
do fixador e evitar que o material flutue na solução fixadora. 
1.5. COLETA DE FRUTOS E SEMENTES: no caso de frutos maduros de pericarpo seco e 
sementes sem estruturas carnosas, a coleta pode ser feita em sacos plásticos ou de papel, 
com pequenos furos. Se forem frutos maduros de pericarpo carnoso, sementes com 
 
OLIVEIRA, D.M.T. Técnicas de preparação de material vegetal para estudo anatômico. UNESP: Instituto de 
Biociências, 2002. 22p. (Apostila). 
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porções carnosas, ou frutos e sementes imaturos, devem ser tomados os mesmos cuidados 
para a coleta de folhas. 
 
2. FIXAÇÃO 
“The only reliable control upon „good‟ fixation 
is the normal structure of the living cell.” 
(I. W. Bailey, 1930) 
 
A fixação é etapa necessária na maioria dos trabalhos, especialmente quando o 
objeto de estudo encontra-se longe do laboratório. Essa etapa deve ser muito bem executada, 
pois um material mal fixado só será descoberto no final do processamento, ocasionando perda 
de material de consumo e de tempo. Para ajudar na penetração dos fixadores, este processo 
deve ser feito com passagem em bomba a vácuo. Dependendo do material, a substituição do 
fixador pelo etanol a 70% (solução de estocagem) também deve ser feita a vácuo. 
Existem vários fixadores, cada um indicado para um tipo de material e de estudo: 
 
2.1. FAA (JOHANSEN, 1940): é o fixador mais utilizado para material vegetal. É uma 
mistura de etanol 50% ou 70% com ácido acético glacial e formalina (concentração final 
de formol = 2%). O material vegetal deve ser cortado em pequenos pedaços (de 
preferência com menos de 1 cm). O material deve permanecer no fixador por um período 
que varia de 18 (no mínimo) a 48 horas (no máximo), sendo depois desidratado e 
conservado em etanol 70%. Caso o material seja estocado no FAA, pode ocorrer 
plasmólise das células fixadas. (Observação: segundo JENSEN (1962), a fixação com 
FAA pode ser feita no período mínimo de 4 horas e o material pode ser estocado nesta 
mistura indefinidamente. A experiência tem mostrado, contudo, que não é aconselhável 
este procedimento, prevalecendo a indicação anterior). 
Preparo do FAA: para 100ml do fixador: 
90ml de etanol a 50% (ou a 70%) 
5ml de ácido acético glacial 
5ml de formalina (formaldeído a 40%) 
 
 
OLIVEIRA, D.M.T. Técnicas de preparação de material vegetal para estudo anatômico. UNESP: Instituto de 
Biociências, 2002. 22p. (Apostila). 
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2.2. BOUIN (JOHANSEN, 1940): fixador tradicional para muitas técnicas zoológicas, é 
usado com eficiência para preservar materiais delicados, como ápices e peças florais. O 
material deve permanecer no fixador por 24 horas. Como o fixador é preparado em 
solução aquosa, antes do processo de desidratação deve-se proceder à lavagem do 
material em água destilada, que elimina resíduos do fixador. A desidratação pode 
começar com etanol a 50%; para materiais mais delicados, deve-se começar no etanol a 
20%, já que a desidratação mais gradativa minimiza a alteração dessas estruturas. Para 
conservar, desidratar até etanol a 70% e estocar). 
Preparo do BOUIN: para 100ml do fixador: 
75ml de solução aquosa saturada de ácido pícrico 
25ml de formalina (formaldeído a 40%) 
5ml de ácido acético glacial 
 
2.3. MISTURA DE KARNOVSKY (KARNOVSKY, 1965): mistura à base de glutaraldeído 
e paraformaldeído em tampão fosfato, indicada para fixar material delicado, que exija 
preservação do conteúdo celular. O material deve ser cortado em fragmentos muito 
pequenos (cerca de 5mm, por causa da lentidão de penetração dessa mistura) e fixado por 
aproximadamente 24 horas, sendo depois conservado em etanol a 70%. 
Preparo da Mistura de Karnovsky: para 500ml de fixador (manter 
em geladeira; melhor misturar as soluções no momento de utilizar, 
mas a mistura se mantém estável por aproximadamente uma 
semana): 
100ml de solução de paraformaldeído a 4% 
150ml de tampão fosfato 0,2M (pH=7,2) 
250ml de solução de glutaraldeído a 1% em tampão 
fosfato 0,1M (pH=7,2) 
 
2.4. FIXADOR PARA TANINOS (JOHANSEN, 1940): na página 193, Johansen recomenda 
aplicar aos fragmentos que se deseja fixar uma solução aquosa contendo 3 a 5% 
de formalina e 10% de sulfato ferroso, mantendo por 24 a 48 horas. Após esse 
período, lavar com água destilada, desidratar e incluir em parafina. Seccionar os blocos, 
 
OLIVEIRA, D.M.T. Técnicas de preparação de material vegetal para estudo anatômico. UNESP: Instituto de 
Biociências, 2002. 22p. (Apostila). 
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distender os cortes, remover a parafina e montar em meio resinoso (Permount, por 
exemplo). O ferro presente na solução tanto fixa quanto cora os taninos de marrom. O 
mesmo Johansen, contudo, na página 107, recomenda preparar o fixador misturando-se 
2g de sulfato ferroso + 10ml de formalina + 90ml de água destilada. Na 
prática, verifica-se que essas variações de proporção não

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