Resumo Genética

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MODULO 1 – FERRAME
TAS DE GE
ÉTICA MOLECULAR: MA
IPULAÇÃO DO D
A 
 
1.1. Composição Química e Estrutura do D
A: 
Nas moléculas de DNA os componentes são: açúcar (desoxirribose), bases nitrogenadas (Purinas: adenina e guanina/ Pirimidinas: timina e citosina) e 
grupo fosfato. As bases nitrogenadas ligam-se ao carbono 1 do açúcar, por ligação covalente. Um açúcar mais uma base ligada a ele constituem um 
nucleosídeo. Um nucleosídeo com um grupamento fosfato ligado ao seu carbono 5` constitui um nucleotídeo, que é a unidade básica de repetição dos 
ácidos nucléicos. 
Para a formação da molécula de DNA é necessário que ocorra a ligação entre os nucleotídeos. Os nucleotídeos estão ligados covalentemente por ligações 
fosfodiéster formando entre si pontes de fosfato (figura). O grupo hidroxila do carbono-3 da pentose de um nucleotídeo se liga ao grupo fosfato ligado ao 
carbono-5 da pentose do nucleotídeo adjacente através de uma ligação fosfodiéster. Devido a esta formação a cadeia de DNA fica com uma direção 
determinada, isto é, em uma extremidade temos livre a hidroxila do carbono-5 da primeira pentose e na outra temos livre a hidroxila do carbono-3 da 
última pentose. Isto determina que o crescimento do DNA se faça na direção de 5' para 3' 
 
 
 
Visualização da ligação fosfodiéster entre os nucleotídeos de uma molécula de DNA. 
 
A molécula do DNA é formada pela união de duas cadeias helicoidais, enroladas ao longo de um mesmo eixo, formando uma dupla hélice. As duas fitas 
de DNA estão em direção opostas, ou seja, uma das fitas tem a direção exata da sua síntese (5' →3') enquanto que a outra está invertida (3'→5'). Com 
base na estrutura de dupla hélice do DNA e nas características de hidrofobicidade das moléculas, a estrutura do DNA fica da seguinte forma: 
• O grupo fosfato e o açúcar (parte hidrofílica) - estão localizados na parte externa da molécula. 
• As bases nitrogenadas (parte hidrofóbica) - estão localizadas na parte interna da molécula. 
 
O pareamento das bases de cada fita se dá de maneira padronizada, sempre uma purina com uma pirimidina, especificamente: adenina com timina e 
citosina com guanina. A proximidade destas bases possibilita a formação de pontes de hidrogênio, sendo que adenina forma duas pontes de hidrogênio 
com a timina e a citosina forma três pontes com a guanina. A dupla hélice é mantida unida por duas forças: 
• Por pontes de hidrogênio formadas pelas bases complementares 
• Por interações hidrofóbicas, que forçam as bases a se "esconderem" dentro da dupla hélice. 
 
1.2. Propriedades do D
A: 
1.2.1. Desnaturação do D
A: 
Em temperaturas elevadas, as estruturas tridimensionais tanto das proteínas quanto dos ácidos nucleicos são rompidas. Uma macromolécula em um 
estado rompido, no qual sua conformação praticamente aleatória, é dita DESNATURADA; o estado ordenado, que é supostamente o originalmente 
presente na natureza, é chamado de NATIVO. Uma transição do estado nativo para o desnaturado é chamada de DESNATURAÇÃO. Quando uma 
dupla hélice de DNA ou DNA nativo é aquecida, as focas das ligações dentro dos filamentos e entre eles são rompidas, e os dois filamentos podem se 
separar. Assim, o DNA desnaturado é unifilamentar. 
A desnaturação do DNA pode ser detectada através da observação do aumento da habilidade de uma solução de DNA em absorver a luz ultravioleta, 
no comprimento de onda de 260nm. Uma medida-padrão de tal absorção é a proporção logarítmica de luz transmitida e luz incidente chamada de 
ABSORBÂNCIA A; em 260nm, isto é escrito A
260
. As bases dos ácidos nucleicos absorvem fortemente luz 260nm, e a quantidade de luz absorvida 
por um determinado número de bases depende de sua proximidade uma da outra. Quando as bases ao altamente ordenadas (muito próximas umas das 
outras), como no DNA bifilamentar, A
260 
é menor que a para o estado menos ordenado no DNA unifilamentar. Em particular, se uma solução de DNA 
bifilamentar tem um valor de A
260 
= 1,00; uma solução de DNA unifilamentar na mesma concentração tem um valor de A
260 
= 1,37. Esta relação é 
geralmente descrita, dizendo que uma solução de DNA bifilamentar torna-se HIPERCRÔMICA quando aquecida. O valor correspondente para bases 
livres é 1,60, de modo que a absorbância também pode ser utilizada para medir a degradação dos ácidos nucleicos. 
Se uma solução de DNA é lentamente aquecida, e A
260 
é medida em várias temperaturas, é obtida uma curva de dissociação. Nesta curva é possível 
verificar diferentes estágios: (1) Antes que a subida comece, a molécula é totalmente bifilamentar; (2) Na região da subida, os pares de bases de vários 
segmentos da molécula são rompidos. Este número varia gradualmente; (3) Na parte inicial do platô superior, alguns pares de bases ainda permanecem 
unidos até que uma temperatura critica seja atingida, na qual o último par de bases se rompe e os dois filamentos se separam completamente. Durante 
a dissociação toas as ligações covalentes, incluindo as fosfodiéster, permanecem intactas. Apenas as pontes de hidrogênio e as interações de 
empilhamento são rompidas. Um parâmetro conveniente para caracterizar uma transição de dissociação é a temperatura na qual a subida de A
260 
é a 
metade completa. Esta temperatura é chamada de TEMPERATURA DE DISSOCIAÇÃO; designada como T
m
. 
Um grande número de informações é obtido observando como a T
m 
varia com a composição de bases e condições experimentais. Por exemplo, foi 
observado que a T
M 
aumenta com a porcentagem de G + C, que foi interpretada em termos do maior número de pontes de hidrogênio em um par G-C 
(três) do que um par A-T (duas). Isto é, é necessária uma temperatura mais alta (mais energia) para romper uma dupla C-G do que uma A-T, porque a 
estrutura da dupla hélice está estabilizada, pelo menos em parte, por pontes de hidrogênio. 
1.2.2. Renaturação do D
A: 
Uma solução de DNA desnaturado pode ser tratada de tal modo que o DNA nativo é reconstituído. Este processo é chamado de RENATURAÇÃO ou 
REELICOIDIZAÇÃO, e o DNA reconstituído é chamado de DNA RENATURADO. 
Após a desnaturação, a solução de DNA é composta de uma mistura de filamentos essencialmente unifilamentares. Para se renaturar, o fragmento deve 
encontrar seu parceiro complementar na solução. Se as concentrações do fragmento e de seu parceiro complementar na solução forem baixas, eles 
levaram muito mais tempo para se encontrar um com o outro do que se os fragmentos estiverem em altas concentrações. A renaturação pode ser 
acompanhada observando a absorbância da solução a 260nm, pois durante a renaturação as bases se organizam e a A
260 
irá diminuir como tempo. A 
velocidade de diminuição é a taxa de renaturação, que está relacionada à concentração de fragmentos individuais na solução (C
o
). Isto significa que o 
DNA resfriado sofre renaturação, mas a freqüência de reassociação depende não apenas do tempo (t) mas também da concentração inicial (Co) de uma 
dada seqüência (Cot). O valor de A
260 
na solução pode ser usado para avaliar a concentração geral de DNA. A cinética de renaturação oferece um 
instrumento poderoso para a análise da presença de seqüências repetidas em uma amostra. O resultado desta análise permite avaliar qualitativamente a 
solução de DNA, ou seja, a presença de várias seqüências de DNA: (1) seqüência de cópia única (levam mais tempo para renaturar); (2) levemente 
repetidas (1 a 10 cópias); (3) medianamente repetidas (10 a várias centenas de cópias); e (4) altamente repetitivas (várias centenas a vários milhões de 
cópias). 
 2 
1. 2.3.Hidrólise de Ácidos 
ucléicos: 
Uma variedade de enzimas chamadas de NUCLEASES hidrolisa os ácidos nucléicos. Elas em geral apresentam especificidade química e são 
classificadas como desoxirribonucleases (DNAse) ou ribonucleases (RNAses). Além disso, asnucleases que atuam apenas na ponta de um ácido 
nucléico, removendo um só nucleotídeo por vez, são chamadas de EXONUCLEASES, e também podem ser específicas para as pontas 3` ou 5`do 
filamento. A maioria das nucleases atua dentro do filamento e são denominadas de ENDONULCEASES; algumas delas são ainda mais específicas, 
pois cortam apenas entre determinadas bases. 
 
1.3. Tipos de D
A: 
• DNA cópia única – referem-se a seqüências de DNA que são encontradas apenas uma vez (ou possivelmente poucas vezes) no genoma. O DNA 
de cópia única compreende cerca de 45% do genoma, e inclui os genes que codificam proteínas. Entretanto, o DNA que codifica proteína 
representa apenas uma pequena proporção de todo o DNA de cópia única, a maior parte do qual é encontrado em íntrons ou em seqüências de 
DNA situadas entre os genes. 
• DNA repetitivo –55% do genoma consistem em DNA repetitivo, que são seqüências que aparecem de modo repetido no genoma. Existem duas 
classes principais de DNA repetitivo: 
o DNA repetitivo disperso (45% do genoma) – tendem a estar espalhadas individualmente por todo o genoma; elas não ocorrem em 
tandem. Uma característica marcante das seqüências LINE e SINE, é que algumas delas podem gerar cópias de si mesmas, as quais 
podem então ser inseridas em outras partes do genoma. Essa inserção pode, algumas vezes, interromper um gene codificante de uma 
proteína, causando um distúrbio genético. 
� Elementos intercalantes curtos ou SINEs – variam em tamanho de 90 a 500pb. Um dos tipos mais importantes de SINEs é 
denominado “repetição Alu”. Essas unidades repetitivas, que medem ~300pb, contém uma seqüência de DNA que pode ser 
cortada pela enzima de restrição Alu. 
� Elementos intercalantes longos ou LINEs – variam em tamanho em até 7.000pb. 
o DNA satélite (10% do genoma) – apresentam-se agrupadas em certos locais do cromossomo, onde ocorrem em tandem (isto é, o 
começo de uma repetição encontra-se imediatamente adjacente ao final da outra). O DNA minissatélite e microssatélite são de 
especial interesse para a genética humana porque variam em comprimento entre os indivíduos, o que os torna extremamente úteis 
para o mapeamento gênico. 
� DNA α-satélite – repetições em tandem de uma seqüência de 171pb ou mais, situadas próximo aos centrômeros. 
� DNA minissatélites – repetições em tandem de uma seqüência de 4 a 500pb. 
� DNA microssatélite – repetições em tandem de seqüências com 2-4pb de comprimento. 
 
1.4. Replicação do D
A: 
Durante o processo de síntese do DNA (replicação do DNA), as duas fitas de DNA de cada cromossomo são desenroladas pela enzima helicase, e cada 
uma deles dirige a síntese de uma fita complementar a si. Disso resultam dois dúplices de DNA filhos, cada um dos quais é idêntico à molécula parental. 
Como cada dúplice filho contem uma fita da molécula parental e outra recém-sintetizada a partir dele, diz-se que o processo de replicação é semi-
conservativo. A enzima DNA polimerase catalisa a síntese de novas fitas de DNA usando os quatro desoxinucleotídeos trifosfatados (dATP, dCTP, 
dTTP, dGTP) como precursores de nucleotídeos. 
A replicação do DNA inicia em pontos específicos, que são denominados origens de replicação. Iniciando em uma dessas origens, o começo da 
replicação do DNA resulta em uma forquilha de replicação em que o duplex de DNA parental se bifurca em dois novos dúplices-filho. Como as duas fitas 
do duplex parental de DNA possuem polaridades opostas, mas agem individualmente como moldes para a síntese de uma fita-filha antiparalela 
complementar, as duas fitas-filhas também devem ter direções opostas (i.e., a direção do crescimento da cadeia tem de ser 5´→ 3´ para uma das fitas-
filhas, a fita líder; e 3’ → 5´ para a outra fita-filha, a fita de crescimento lento). 
As reações catalisadas pela DNA polimerase incluem a adição de substrato de dNMP, fornecido pelo dNTP precursor (os dois resíduos distais de fosfatos 
do dNTP (resíduos β e δ) são clivados e descartados), ao grupamento livre hidroxila 3´da cadeia de DNA crescente. Esse requisito introduz uma 
assimetria no processo de replicação do DNA: somente a fita líder possuirá o grupamento 3´-OH livre no ponto de bifurcação. Isso lhe permitirá uma 
adição continuada de nucleotídeos e um alongamento contínuo na mesma direção em que a forquilha de replicação se move. A síntese da fita 
descontínua, porém precisa ser realizado por meio de uma série progressiva de pequenos fragmentos (100 a 1.000 nucleotídeos de comprimento), 
denominados fragmento de Okazaki. Uma vez que só a fita-líder é sintetizada de forma contínua, diz-se que a síntese das fitas de DNA é 
semidescontínua. Cada fragmento da fita atrasada é sintetizado na direção 5´→ 3´, que é oposta à direção em que se move a forquilha de replicação> As 
extremidades dos fragmentos, que são sintetizados em sucessão, ligam-se covalentemente, sendo que a enzima DNA-ligase garante o crescimento da 
cadeia na mesma direção do movimento da forquilha de replicação. Nos cromossomos de mamíferos, a replicação do DNA é bidirecional, formando-se 
“bolhas de replicação” a partir dos múltiplos pontos de iniciação. A distância entre origens de replicação adjacentes é de cerca de 50 a 300kb. O início da 
replicação do DNA, na fase S do ciclo celular, dá-se em momentos diferentes nas diversas origens, mas, eventualmente, bolhas de replicação adjacentes 
podem fundir-se. 
 
Enzimologia da replicação do DNA 
 
� Início da Replicação (Primossoma): 
o Topoisomerase (DNA girase > desenrola o DNA) 
o Helicase (separa as fitas do DNA) 
o SSBP (ptn que se liga ao DNA fita simples e serve para estabilizá-lo) 
o RNA Primase (faz primer com ~30 nucleotídeos) 
� Alongamento - Replissoma (síntese no sentido 5’>3’): 
o PCNA (Proliferating Cell Nuclear Antigen) – liga-se as DNAs polimerases; 
o DNA polimerase 
- DNA polymerase α - síntese e iniciação da fita atrasada 
- DNA polimerase β - reparo do DNA 
- DNA polimerase δ - síntese da fita líder e atividade 3’> 5’ exonuclease 
- DNA polimerase ε - reparo do DNA e atividade 3’> 5’ exonuclease 
o Nucleotídios (dATP, dGTP, dCTP, dTTP) 
o Fita de crescimento contínuo no sentido (5’> 3’) 
o Fita de crescimento lento no sentido 3’> 5’ – Fragm. de Okazaki. 
� Término: 
o Nucleases reparadoras – retiram os seguimentos de primer; 
o DNA polimerase b - reparo no DNA e preenchimento de brechas 
o DNA ligase – une trechos de DNA; 
o Telomerase – síntese dos telômeros. 
 
1.5. Ferramentas da Genética Molecular Humana para Triagem de Mutações: 
Um dos principais objetivos da genética molecular humana moderna é caracterizar as variações polimorficas envolvidas com o desenvolvimento de 
doenças genéticas, para compreender o modo pelo qual estas mutações afetam a saúde e utilizar esta informação para melhorar o seu diagnóstico e 
 3 
tratamento. Os avanços na nossa compreensão da genética molecular levaram ao desenvolvimento de tecnologias, que possibilitam uma análise detalhada 
tanto dos estados normal e anormal dos genes quanto da expressão de milhares de genes nos estados normal e patológico. 
 
1.5.1. Hibridização em Southern Blot: 
Nesta aplicação, o DNA genômico é fragmentado utilizando-se enzimas de restrição e os fragmentos são separados por eletroforese em gel de agarose 
de alta resolução. Posteriormente os fragmentos de DNA são transferidos a uma membrana de nylon e hibridizados com sondas marcadas que contem 
seqüências complementares ao loco gênico a ser estudado. Os fragmentos hibridizados são identificados por autorradiografia ou outro sistema de 
detecção. As aplicações desta técnica são: (1) detecção direta de mutações pontuais patogênicas por mapeamento de restrição; (3) detecção de RFLP 
convencionais; (3) detecção de VNTR; (4) detecção de deleções/inserções gênicas por mapeamento de restrição. 
 
1.5.2. Eletroforese em Gel com Gradientede Desnaturação (DGGE): 
A triagem de mutações por DGGE (Denaturing Gradient Gel Electrophoresis) é um método no qual a dupla fita de DNA é submetida à eletroforese em 
gel de poliacrilamida em que utiliza um gradiente de agente desnaturante (uréia ou formamida) ou de temperatura. Nestas condições, ocorre a 
separação das moléculas de DNA de acordo com sua temperatura de desnaturação ou Tm, em segmentos denominados domínios. A dissociação das 
fitas de DNA em tais domínios resulta em diminuição da mobilidade eletroforética. A diferença de 1 par de bases entre as fitas de DNA (homoduplex) 
pode alterar a temperatura de desnaturação em 1 ºC ou mais. A falta de complementaridade de bases entre as fitas de DNA (heteroduplex) leva a 
significante desestabilização desses domínios, resultando em diferenças na Tm entre homo e heteroduplex acima de 6 ºC. Por esta razão, heteroduplex 
formadas entre fragmentos de alelos comuns e mutantes são geralmente utilizados para a triagem de mutações de ponto. Para detecção no DGGE, os 
produtos da PCR são marcados com substâncias radioativas. Atualmente, esse sistema foi substituído por coloração dos produtos com brometo de 
etídeo ou nitrato de prata. O tamanho do produto da PCR submetido ao DGGE é de aproximadamente 1000 pares de bases. Com o aumento do número 
de domínios, a mobilidade diminui, por isto, a fração de mutações detectadas diminui com o aumento do tamanho do fragmento. 
 
1.5.3. Polimorfismo de Conformação de Fita Simples (SSCP): 
O SSCP (Single-Strand Conformation Polymorphism) é um método de triagem de mutações que permite detectar alterações na mobilidade 
eletroforética de fitas simples de ácidos nucléicos em condições não-desnaturantes. As fitas simples de ácidos nucléicos formam estruturas secundárias 
em solução que dependem da composição/seqüência de bases e do tamanho da fita simples. Mudança em uma base na seqüência do ácido nucléico 
amplificado pela PCR pode ser detectada por SSCP. Os perfis de SSCP podem ser detectados por autorradiografia marcando-se os produtos da PCR 
com substâncias radiativas. Atualmente são utilizados os sistemas de detecção por coloração dos géis de eletroforese com nitrato de prata. 
As mutações detectadas por SSCP devem ser confirmadas por sequenciamento de DNA. A sensibilidade de detecção de mutações por SSCP é maior 
quando os tamanhos dos produtos da PCR são de 150 a 200 pb, e em condições ótimas, 80 a 90% de mutações são detectáveis. 
 
1.5.4. Polimorfismo de Tamanhos de fragmentos de Restrição (RFLP): 
O RFLP (Restriction Fragment Length Polymorphysm) é um método que utiliza enzimas de restrição para detecção de polimorfismos genéticos. As 
enzimas de restrição reconhecem sítios específicos na seqüência do DNA que é clivada somente quando o sítio está presente, gerando fragmentos de 
vários tamanhos que são separados e analisados por eletroforese. Quando as mutações ou polimorfismos não estão presentes em sítios de restrição, 
podem ser criados sítios artificiais utilizando-se oligonucleotídeos modificados na PCR. Esta estratégia é denominada mutagenese sitio-dirigida 
mediada pela PCR. Os fragmentos gerados no RFLP podem ser detectados por eletroforese e transferência de DNA como é o Southern blot. No caso 
da PCR-RFLP, os fragmentos são separados por eletroforese em gel de agarose ou acrilamida e detectados diretamente pela coloração com brometo de 
etídeo ou outro corante fluorescente como o SYBR Green ou ainda por coloração com nitrato de prata. A especificidade do método é de 100% quando 
a enzima de restrição apropriada é utilizada. Para o controle de qualidade, amostras de DNA contendo alelos mutantes e comuns devem ser incluídos 
na análise. 
 
1.5.5. 
úmero Variável de Repetições em Tandem (V
TR): 
Os VNTRs, um enfoque similar ao usados para os RFLPs convencionais, visa explorar os minissatélites existentes no genoma. O DNA é digerido com 
uma enzima de restrição, e os fragmentos são submetidos a eletroforese. A diferença principal é que sondas especiais são usadas para se hibridizar 
apenas com uma determinada região de minissatélite. Enquanto que os RFLPs revelam polimorfismos devido a presença ou ausência de um sítio de 
restrição, os VNTRs revelam polimorfismos devido a números diferentes de repetições situadas entre dois sítios de restrição. O numero destas 
repetições pode variar consideravelmente nas populações: uma região de minissatélite pode ter apenas duas ou três repetições, ou até 20 ou mais. 
Do mesmo modo que as regiões de minissatélites podem variar de tamanho, os microssatélites também podem variar em comprimento como resultado 
de números diferentes de repetições. Cada repetição de microssatélite é substancialmente menor que uma repetição de minissatélite (2-4pb). Elas são 
chamadas de repetições de dinucleotídeos, trinucleotídeos e tetranucleotídeos, respectivamente. Uma repetição de microssatélite pode ocorrer em 
tandem até várias centenas de vezes, e este número varia consideravelmente entre as pessoas. Estes polimorfismos de repetição de minissatélites 
diferem dos VNTRs em termos de seus tamanhos, e também porque não são definidos por sítios de restrição que flanqueiam a região de repetição. A 
técnica de PCR é usada para isolá-las. 
 
1.5.6. PCR-HRM (melt de alta resolução): 
A análise de “melt de alta resolução (HRM)” é um aprimoramento das antigas análises de dissociação de DNA (ou “melting”). Este tipo de análise é 
usado para caracterização de amostras de DNA de acordo com seus comportamentos de dissociação durante sua transição de DNA dupla fita para 
DNA fita simples com o aumento da temperatura (Figura). 
 
 
Fundamentos de um gráfico de HRM típico. A curva de melt (verde) ultrapassa a 
transição entre alta fluorescência da fase inicial (pré-melt) através da fase de melt 
(melt phase) para níveis de baixa fluorescência até a basal da fase pós-melt. A 
fluorescência diminui à medida que o corante intercalante é liberado do DNA dupla-
fita enquanto este se dissocia em fitas simples. O ponto central da fase de melt, no 
qual a proporção de mudança de fluorescência é maior, define a temperatura de 
melting (TM) de um determinado fragmento de DNA em estudo. 
 
Antes de realizar uma análise de HRM, uma seqüência alvo deve ser amplificada por meio de PCR na presença de um corante intercalante a DNA 
dupla fita. O corante não interage com DNA fita simples mas se intercala ativamente ao sulco menor do DNA e fluoresce fortemente quando assim 
ligado.Essa mudança na fluorescência pode ser usada primeiramente para medir o aumento da concentração do DNA durante a fase de amplificação 
pré-HRM e depois sim, para medir a dissociação do DNA induzida por temperatura (HRM).Inicialmente a fluorescência é alta em uma análise de melt 
 4 
porque o DNA está na forma de dupla hélice, entretanto, essa começa a decair a medida que a temperatura é aumentada e o DNA se dissocia em fitas 
simples. O comportamento de melting observado é característico de cada amostra de DNA em particular. 
 O método de PCR-HRM pode ser usado para: detectar variações de base única tais como SNPs (single nucleotide polymorhphisms) ou descobrir 
mutações genéticas desconhecidas, identificar genes candidatos de pré-disposição, estudos de associação (comparando casos e controles, genótipo à 
fenótipo), determinação de prevalência de alelos dentro de uma população ou grupo, análises de metilação de DNA, entre outros. 
 
1.5.7. Arranjos de D
A por PCR em Tempo Real: 
As análises das atividades gênicas e a identificação de mutações e polimorfismos são realizadas de forma sistematizada usando o princípio da 
hibridização de DNA. As seqüências de genes que contem mutações conhecidas são fixadas na matriz de vidro (sondas de captura). Produtos da PCR 
são gerados utilizando-se iniciadores específicos marcados com fluoróforos. A seguir os produtos da PCR são hibridizados com as sondascapturadas 
na matriz de vidro e os arranjos de sinais fluorescentes são medidos utilizando-se um sistema ultra-rápido de detecção de fluorescência e a intensidade 
de cada ponto é determinada. A localização do ponto associado com a sua intensidade determina a seqüência e a quantidade de material presente na 
amostra. Estes dados são processados por programas sofisticados de computadores que possibilitarão a análise refinada dos resultados. A possibilidade 
de se colocar milhares de seqüências em uma única lâmina de arranjo possibilita a obtenção de informações do genoma inteiro em um único ensaio, 
identificando milhões mutações e polimorfismos simultaneamente. Comercialmente já estão disponíveis, em bioships, conjuntos de polimorfismos e 
ou mutações para fins de estudos farmacogenéticos do sistema citocromo P450 para cada grupo de fármacos potencialmente importantes, assim como 
para diagnóstico de alterações genéticas de utilidade terapêutica na clinica médica. 
 
1.5.8. Sequenciamento do D
A pelo método dideoxi ou enzimático: 
O método dideoxi para sequenciamento de DNA é baseado na síntese in vitro de uma fita de DNA complementar, realizado na presença dos 
dideoxinucleotídeos trifosfatos, derivados dos deoxinucleotídeos trifosfatos normais que não têm o grupo hidroxil 3’. 
O protocolo básico consiste em sintetizar in vitro moléculas de DNA a partir de uma mistura contendo: (1) moléculas de fitas simples do DNA a ser 
seqüenciado; (2) a enzima DNA polimerase; (3) um iniciador curto de DNA, que permite que a DNA polimerase inicie a sintese de DNA, e (4) os 
quatro deoxinucleotídeos trifosfatos (dATP, dTTP, dGTP, dCTP). Se um dideoxinucleotídeo (ddATP, ddTTP, ddGTP, ddCTP) também está presente 
na reação de sequenciamento, ele pode ser incorporado em uma cadeia crescente de DNA. Como esta cadeia agora não tem o grupo OH 3”, a adição 
do próximo nucleotídeo é bloqueada, e a cadeia de DNA termina neste ponto. O ddNTP compete com o excesso de dNTP presente no tubo de reação, 
de maneira que o ddNTP é incorporado de maneira aleatória , em uma fita de DNA crescente. Essa mistura irá produzir, eventualmente, um conjunto 
de DNAs de diferentes comprimentos, complementares ao DNA-molde que está sendo seqüenciado e terminando em cada um dos seus diferentes 
ddNTPs. O comprimento exato dos produtos de síntese de DNA pode ser utilizado para determinar a posição de cada um dos quatro tipos de 
nucleotídeos na cadeia crescente. 
Para determinar a seqüência completa de um fragmento de DNA, o DNA fita dupla é primeiramente separado em fita simples, e uma das fitas é 
utilizada como molde para o sequenciamento. Quatro ddNTPs são utilizados em quatro reações de síntese de DNA separadas com cópias da mesma 
fita simples de DNA molde. Cada reação produz um conjunto de cópias de DNA que terminaram em pontos diferentes na seqüência. Os produtos 
dessas quatro reações são separados por eletroforese em quatro canaletas paralelas de um gel de poliacrilamida. Os novos fragmentos sintetizados são 
detectados por um marcador (radioativo ou fluorescente) que foi incorporado no iniciador ou em um dos deoxinucleotídeos trifosfatos utilizados para 
estender a cadeia de DNA. Em cada canaleta, as bandas representam os fragmentos que foram terminados em um dado nucleotídeo, mas em diferentes 
posições no DNA. Fazendo a leitura das bandas em ordem, iniciando no final do gel e trabalhando através de todas as canaletas até o topo, a seqüência 
de DNA da nova fita sintetizada poderá ser determinada. A seqüência é idêntica à da fita 5’-3’da molécula de DNA fita dupla original. 
Sequenciamento Automático do D
A 
O sequenciamento automático utiliza o princípio básico do método de Sanger e seus ddNTPs terminais de reação. O maior avanço relacionado ao 
sequenciamento automático é a utilização do laser e programas de computadores específicos que permitem a detecção e identificação dos vários 
fragmentos de DNA que são produzidos. Além disso, cada ddNTP é marcado com uma molécula fluorescente, que quando excitada pelo laser, emite 
uma fluorescência em comprimentos de onda específico para cada uma das quatro bases. Dessa forma, não há a necessidade de fazer quatro reações 
independentes para cada fragmento de DNA a ser seqüenciado, uma vez que cada ddNTPs emite fluorescência com comprimento de onda específico, 
os quatro ddNTPs podem ser misturados na mesma reação e o sequenciador detecta o sinal que é analisado por programas específicos de 
bioinformática resultando na seqüência de DNA. 
 
 
 
 5 
MÓDULO 2 - EXPRESSÃO E REGULAÇÃO DA EXPRESSÃO GÊ
ICA: MA
IPULAÇÃO DE R
A E PROTEÍ
AS 
 
2.1. Estrutura e Tipos de R
A: 
O RNA é uma molécula unifilamentar formada por ribose, grupo fosfato e quatro tipos de bases nitrogenadas. Os diferentes tipos de moléculas de RNA, 
existentes no interior da célula, podem ser agrupados de acordo com a sua função: 
� RNA transportador (tRNA): molécula responsável por transportar aminoácidos, dispersos no citosol, para o ribossomo. Cada molécula de tRNA 
apresenta uma extremidade que se liga a diferentes tipos de aminoácidos e uma região com uma seqüência de três nucleotídeos, o anticódon, 
que pode parear com um dos códons do RNAm; 
� RNA ribossomal (rRNA): moléculas, que juntamente com proteínas ribossômicas, formam as sub-unidades ribossomais; 
� RNA mensageiro (mRNA): molécula responsável por levar a informação genética contida no DNA para ser traduzida em proteína; 
� RNA nuclear de pequeno tamanho (snRNA): atuam no processamento do mRNA; 
� Micro RNA (miRNA): VERIFICAR A SUA FU
ÇÂO 
 
2.2. Transcrição do R
A: 
2.2.1. Dogma Central: 
De modo geral, em todas as células, a expressão da informação genética é um sistema de uma via: o DNA especifica a síntese do RNA e o RNA 
especifica a síntese de polipeptídios que, subseqüentemente, formam as proteínas. Por sua universalidade, o fluxo DNA→RNA→PTN da informação 
genética é descrito como DOGMA CENTRAL DA BIOLOGIA MOLECULAR. O primeiro passo, a síntese de RNA, por meio de uma RNA-
polimerase dependente de DNA, é descrito como TRANSCRIÇÃO e ocorre no núcleo das células eucarióticas. O segundo passo, a síntese de 
polipeptídios, é descrito como TRADUÇÃO e ocorre nos ribossomos. 
Embora o DNA seja o material hereditário de todas as células atuais, é muito provável que, nos primórdios da evolução, o RNA tenha exercido tal 
função. As moléculas de RNA podem auto replicarem-se, como as do DNA. Porém, o grupo hidroxila, presente no carbono 2 da ribose, torna as 
ligações fosfodiéster açúcar-fosfato instáveis, enquanto que no DNA, este mesmo carbono só apresenta ligações com átomos de hidrogênio. Desse 
modo, o DNA é muito mais adequado do que o RNA como portador estável da informação genética. Entretanto, muitas classes virais possuem o 
RNA como molécula da hereditariedade, no lugar do DNA. Nestes casos, o RNA replica-se por meio de um DNA intermediário, usando uma 
transcriptase reversa (DNA polimerase dependente de RNA). Recentemente, tornou-se claro que as células de mamíferos contem seqüências de DNA 
cromossômicos não-viral que codificam transcriptases reversas celulares. Sabendo-se que algumas seqüências de RNA não-viral funcionam como 
molde para a síntese de DNA celular, o princípio do fluxo unidirecional da informação genética não é mais estritamente válido. 
2.2.2. Unidades de Transcrição: 
Somente uma pequena porção do DNA é transcrita (unidades de transcrição ou genes). Entretanto, a maior parte do DNA jamais é transcrita, em 
qualquer célula. Esta parte não transcrita é composta principalmente por pseudogenes, DNA repetitivo e seqüências regulatórias. 
Além de o genoma humano possuir uma pequena porção de unidades de transcrição, apenas uma pequena porção deste total é traduzida em ptn, isto 
porque: (1) grande parte dos RNA não é do tipo mensageiro (mRNA); (2) os transcritos primários sofrem reduçãoem seu tamanho, durante o seu 
processamento; e (3) apenas uma parte central do mRNA maduro é traduzida, isto porque as suas terminações não são traduzidas. 
2.2.3. Transcrição: 
A síntese de RNA é executada pela RNA polimerase, tendo o DNA como molde. O RNA é sintetizado como fita única, e a direção da transcrição é 
5´→ 3`. O alongamento da cadeia é feito pela adição de resíduos de AMP, GMP, UMP e CMP ao grupamento hidroxila 3´livre na extremidade 3´da 
cadeia crescente de RNA. Esses nucleotídeos resultam da eliminação de um resíduo de pirofosfato (PPi) do trinfosfato ribonucleosídeo (rNTP) 
precursor apropriado. Isso significa que o nucleotídeo localizado na ponta 5` (ribonucleotídeo iniciador) é diferente dos demais devido a presença do 
grupamento trifosfato 5`. 
Para a transcrição, somente uma das fitas do DNA é utilizada como molde para a síntese de RNA. Neste caso, a fita-molde é denominada de fita ante-
senso, enquanto que a outra (não-molde) é chamada de fita senso. Ao documentar seqüências gênicas, é costume apresentar apenas a fita senso. 
Geralmente, a orientação das seqüências em relação a uma seqüência gênica é ditada pela fita senso e pela direção da transcrição (p. ex., a 
extremidade 5´de um gene refere-se as seqüências localizadas na extremidade 5´de sua fita seno, e as seqüências a montante ou a jusante de um gene 
referem-se a seqüências que flanqueiam esse gene, respectivamente, pela extremidade 5´ e pela extremidade 3´de sua fita senso). 
Nas células eucarióticas, são necessárias três moléculas diferentes de RNA polimerase para sintetizar os vários tipos de RNA: 
� RNA polimerase I: atua somente na transcrição do rRNA 45S; 
� RNA polimerase II: atua na síntese de mRNA e da maioria dos genes de snRNA; 
� RNA polimerase III: atua na síntese de tRNA, 5S rRNA. 
2.2.4. Fatores de Transcrição: 
As RNAs polimerases não possuem autonomia para iniciar a transcrição. Para que este processo se realize é necessário que a combinação de 
elementos de curta seqüência (fatores cis-atuantes [tabela]), adjacentes ao gene, atue como sinais de reconhecimento para que os fatores de 
transcrição (fatores trans-atuantes) possam ligar-se ao DNA para guiar e ativar a RNA polimerase. Freqüentemente, este conjunto de seqüências 
curtas fica agrupado a montante da seqüência codificadora de um gene, constituindo coletivamente, o promotor. Depois que vários fatores comuns de 
transcrição se ligam a região promotora, uma RNA polimerase se une ao complexo dos fatores de transcrição e então é ativada para iniciar a síntese 
de RNA a partir de um único ponto. 
 
Tabela 2: Características dos Elementos Cis-atuantes 
Elementos Cis Comentários 
CG box Situado a -200pb a montante do gene. 
TATA box Situado a -25pb a montante do gene. Pouco freqüente, inclusive nos promotores de genes de manutenção. 
CAAT box Localizado a –80pb do início da transcrição. È o maior determinante da eficiência do promotor. 
Além do promotor, existem outros elementos cis que atuam potencializando a transcrição (acentuadores ou enhancers) ou inibindo-a (silencidores). Ambos são 
elementos regulatórios, porém estão situados bem distantes dos pontos de início da transcrição. 
 
2.2.5 Expressão Tecido-Específica: 
A expressão gênica tecido-específica envolve a ativação seletiva de genes específicos (denominados: genes com expressão tecido-específica). Além 
deste grupo, observa-se que um número razoável de genes que estão ativos em toda e qualquer célula. Tais genes são essenciais para a manutenção 
das atividades gerais da célula, e por isso são denominados de GENES DE MANUTENÇÃO. Parte dos genes para mRNA é TECIDO-ESPECÍFICO, 
enquanto que todos os genes de rRNA, tRNA e alguns de mRNA são genes de manutenção. 
A distinção entre as regiões do DNA de uma célula que estão transcrevendo e as que estão inativas reflete-se na estrutura da cromatina. A cromatina 
inativa apresenta uma conformação altamente condensada e frequentemente é relacionada às regiões do genoma que sofrem replicação tardia, durante 
 6 
a fase S do ciclo celular. O DNA ativo na transcrição, por sua vez, apresenta uma conformação mais aberta e costuma replicar-se logo no início da 
fase S. Ele se caracteriza por uma ligação relativamente fraca com as moléculas de histonas H1 e pela ampla acetilação dos quatro tipos de histonas 
que compõem o nucleossomo. Além disso, na cromatina ativa, as regiões promotoras não costumam apresentar metilações. 
 
2.3. Processamento do R
A: 
O transcrito de RNA da maioria dos genes eucarióticos sofre uma série de reações de processamento. Freqüentemente, isso envolve a remoção de 
segmentos internos indesejáveis e a reunião de segmentos remanescentes (encadeamento do RNA). No caso de transcritos resultantes da RNA polimerase 
II, um nucleotídeo especializado (trifosfato 7 metilguanosina) é ligado a extremidade 5`do transcrito primário (Capeamento), 
2.3.1. Encadeamento: (Obs: no mR
A, este evento só ocorre após a adição das extremidades 5`e 3`modificadas) 
As seqüências codificadores da maioria dos genes, tanto dos que codificam polipeptídeos quanto os que codificam outras moléculas de RNA, são 
divididas em seguimentos codificadores (os exons), que são separados por seqüências intercalantes não-codificadoras (os introns). A transcrição 
consiste na produção de uma seqüência de RNA complementar ao comprimento total do gene, abrangendo exons e introns. Freqüentemente, 
entretanto, o transcrito de RNA sofre o encadeamento do RNA, uma série de reações de processamento através das quais os introns são removidos e 
descartados enquanto que os exons são unidos ponta com ponta (encadeamento) para obter-se como produto um RNA mais maduro. 
O mecanismo de encadeamento do RNA é dependente da identidade das seqüências de nucleotídeos nos limites exon/intron (junção de 
encadeamento). Ele é particularmente sensível ao que tem sido denominado de regra GU-AG: os introns quase sempre começam com GU e terminam 
com AG. Embora os dinucleotídeos conservados GU e AG sejam de importância crucial para o encadeamento, eles não são suficientes para indicar a 
presença dos introns. Atualmente, sabe-se que as seqüências adjacentes aos dinucleotídeos GT e AG são consideravelmente conservadas. Além disso, 
há uma terceira seqüência conservada nos introns que é funcionalmente importante para o encadeamento. É o chamado sítio de ramificação, quase 
sempre localizado perto do final do intron, mais de 40 nucleotídeos entre o dinucleotídeo terminal AG. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RNA splicing involves endonucleolytic cleavage and 
removal of intronic RNA segments and splicing of exonic 
RNA segments 
 
O mecanismo de encadeamento segue nesta ordem: (1) clivagem na junção de cadeia 5`; (2) ataque nucleolítico G terminal do sítio doador de 
encadeamento, a fim de formar uma estrutura em forma de laço; (3) clivagem na junção 3`, com liberação do intron sob a forma de laço e o 
encadeamento dos exons. 
Essas reações também podem ser mediadas por complexos de RNA e de proteínas, o ENCADEOSSOMO, que consiste de cinco tipos de snRNA 
(U1,U2, U4, U5, U6) e de mais de 50 tipos de proteínas. Neste processo, cada molécula de snRNA liga-se a uma proteína específica, formando 
partículas de snRNP (ribonucleoproteinas de pequeno tamanho), e cuja especificidade da reação de encadeamento é estabelecida por 
complementaridade de bases entre o transcrito e as moléculas de snRNA. O terminal 5´do snRNA U1 tem uma seqüência que pareia com a seqüência 
consenso do sítio doador de encadeamento. Depois que snRNP U1 se ligou, o snRNA U2 reconhece o sítio de ramificação por complementaridade de 
bases e, logo após a interação entre os snRNP U1 e U2 aproxima as duas extremidades que serão unidas. Em seguida, uma partícula com múltiplos 
snRNP, contendo snRNAs U4, U5 e U6, associam-se com o complexo U1-U2.Mechanism of RNA splicing (GU-AG introns). 
 (A) Mechanism. The nucleophilic attack involves the 2′-hydroxyl group attached to the conserved A at the branch site and the G of the conserved GU at the start of the 
intron, and results in a new covalent bond linking these two nucleotides to give a branched structure (lariat). (B) Role of snRNPs. Small nuclear ribonucleoprotein 
particles (snRNPs) are part of the spliceosome. U1 snRNA has a terminal sequence complementary to the splice donor consensus and binds to it by R	A-R	A base 
pairing. After the U1 snRNP has bound, U2 snRNA recognizes the branch site by a similar base-pairing reaction. Interaction between the splice donor and splice 
acceptor junctions is stabilized by subsequent binding of a preformed multi-snRNP particle, containing U4, U5 and U6 snRNAs, with the U5 snRNP able to bind 
simultaneously to both splice donor and splice acceptor. 
 
Quadro 2.1: Grupos e fases de introns 
Grupos de Introns 
Fases dos Introns 
( posição em que o intron interrompe os exons) 
Introns de encadeossomos 
- São introns tradicionais; 
- Possuem seqüências conservadas que servem para a indicar as suas extremidades 
(sítios de encadeamento 5´e 3`) e o sítio de ramificação. 
 
Introns de Grupos I e II 
- Possuem estruturas secundárias que permite catalisar a sua remoção; 
- Estão presentes nos transcritos de rRNA e tRNA; 
- Podem atuar como elementos móveis. 
 
 
 
Intron de Fase 0 : Interrompem a seqüência codificadora entre codons adjacentes. 
Intron de Fase 1: Interrompem um códon entre a primeira e a segunda base. 
Intron de Fase 2: Interrompem um códon entre a segunda e a terceira base. 
 7 
2.3.2. Capeamento do mR
A: 
Este evento que ocorre durante a transcrição, no qual adiciona-se um nucleosídeo metilado (7 metilguanosina) ao primeiro nucleotídeo 5´ transcrito. 
A enzima guaniltransferase é a responsável pela união entre esses dois nucleotídeos através de uma ligação fosfodiéster especial 5`-5`. Assim como 
os mRNAs, os snRNAs também são capeados, mas suas capas podem sofrer outras modificações. Supõe-se que as funções da capa sejam: (1) facilitar 
o encadeamento; (2) facilitar o transporte no núcleo para o citoplasma; (3) proteger o transcrito do ataque de exonucleases 5`→ 3`; (4) auxiliar no 
encaixe da subunidade 40S ribossômica ao mRNA. 
2.3.3. Poliadenilação do mR
A: 
Os genes transcritos pela RNA-polimerase II não apresentam sítios de termino de transcrição, sendo assim, a polimerase transcreve até perder 
afinidade pelo DNA. Posteriormente, uma endonuclease reconhece o sítio AAUAAA e corta a jusante deste ponto. Por fim, a enzima poli(A)-
polimerase adiciona cerca de 200 resíduos de adenilato (AMP), para formar uma cauda poli(A). Supõe-se que essa cauda tenha várias funções, tais 
como: (1) facilitar o transporte do mRNA para o citoplasma; (2) maior durabilidade a molécula; (3) facilitar a tradução, ao permitir uma 
intensificação do reconhecimento do mRNA pela maquinaria ribossômica. As exceções a esta regra são os mRNAs de histonas e snRNAs, que não 
sofrem adição de cauda poli(A). 
 
2.4. Tradução do mR
A: 
Para a tradução, somente o segmento central do mRNA determina a seqüência de aminoácidos do polipeptídio a ser transcrito. As seqüências adjacentes, 
isto é, a região não-traduzida 5`-P e não-traduzida 3´-OH auxiliam a ligar e estabilizar o mRNA nos ribossomos, onde ocorre a tradução do segmento 
central. 
2.4.1. Ribossomos: 
Os ribossomos são grandes complexos de RNA e proteínas compostos por duas subunidades. Nos eucariotos, os ribossomos citoplasmáticos contêm 
duas unidades: a subunidade maior de 60S (formada por cerca de 50 proteínas ribossômicas e rRNAs 28S, 5,8S e 5S), e a subunidade menor de 40S 
(formada por 30 proteínas ribossômicas e rRNA 18S). 
O gene do rRNA 45S é policistrônico, pois um único transcrito possui a informação genética para três tipos de rRNA. Após a transcrição o pré-rRNA 
sofre metilação nas regiões referentes aos rRNAs 18S, 5,8S e 28S. Estas marcações auxiliam na determinação das seqüências iniciais e terminais de 
cada rRNA. Após a adição desta marcação, os introns (Classe I ou II) catalisam a sua própria remoção. 
 
‘Processamento do pré-transcrito de rRNA. 
2.4.2. Tradução: 
O início da tradução é marcado pelo reconhecimento pela subunidade ribossômica 40S ao cap 5`, por intermédio de suas proteínas que se ligam 
especificamente a ela. Então a subunidade 40S percorre o mRNA até encontrar o códon de iniciação, que quase sempre é o AUG (os codons 
alternativos para a iniciação são: ACG, GUG e CUG). Geralmente, mas nem sempre o primeiro AUG encontrado será o codon de iniciação. Porém, o 
AUG só será eficientemente reconhecido como tal se estiver inserido na seqüência GCCP
urina
CCAUGG. Os determinantes mais importantes nesta 
seqüência são o G, logo após o códon AUG, e a purina (preferencialmente a adenina) no terceiro nucleotídeo anterior a ele. A seguir, sucessivos 
aminoácidos são incorporados à cadeia polipeptídica crescente por reações de condensação: o grupo amino do aminoácido, situado no sítio A, reage 
com o grupamento carboxílico do aminoácido presente no sítio P. A catálise dessa reação é feita enzima peptidil-transferase, situada na subunidade 
maior. 
A tradução ocorre no sentido 5`→ 3` e continua até o complexo ribossômico encontrar um dos três codons de parada (UAA, UAG, UGA). Por isso, o 
arcabouço do produto primário da tradução terá uma metionina com um grupamento amino livre em uma extremidade (a terminação N) e um 
aminoácido com um grupamento carboxila livre na outra extremidade (a C-termial). 
 
2.5. Controle da Expressão Gênica: 
O principal nível de controle da expressão gênica é o inicio da transcrição. Entretanto, vários mecanismos reguladores são necessários para manter os 
diferentes tipos de expressão gênicas nos níveis temporal (estágios de desenvolvimento, estágios de diferenciação, estágios do ciclo celular, expressão 
induzível) e espacial (padrão órgão/tecido). Embora simplista, é conveniente considerar-se três amplos níveis nos quais a regulação gênica pode operar: 
(1) Regulação da expressão gênica simultânea a transcrição – a regulação pode ocorrer por meio da região promotora central de um gene, em nível de 
recrutamento e processabilidade da RNA-polimerase relacionada; (2) Regulação da expressão gênica posterior a transcrição – esta categoria inclui 
mecanismos que operam em nível do processamento do RNA (encadeamento e adição das extremidades 5´e 3´), transporte do mRNA, tradução, 
estabilidade do mRNA, processamento e sinalização da ptn, estabilidade da ptn, etc; (3) Mecanismos epigenéticos de controle a longo alcance da 
expressão gênica. 
2.5.1. Controle da Expressão Gênica em 
ível de Transcrição: 
� Fatores de Transcrição trans-atuantes: 
Os fatores de transcrição são proteínas que reconhecem seqüências específicas na região de controle do gene (promotor), permitindo assim a 
chegada da RNA-polimerase. As proteínas que participam do processo de transcrição de todos os genes estruturais, e são chamadas de FATORES 
GERAIS DE TRANSCRIÇÃO (RNA-pol I – TFI; RNA-pol II – TFII; e RNA-pol III – TFIII). Outras chamadas de FATORES ESPECÍFICOS 
DE TRANSCRIÇÃO têm funções mais específicas, ativando apenas alguns genes em determinados estágios do desenvolvimento. 
Os fatores de transcrição reconhecem e liga-se a seqüências curtas de nucleotídeos, normalmente como resultado de uma complementaridade 
extensa entre a superfície da proteína e as características das hélices do DNA. Os fatores de transcrição apresentam duas características que são 
essenciais para o seu funcionamento adequado: (1) DOMÍNIO DE ATIVAÇÃO – estimula a transcrição através da interação com outros fatores 
de transcrição, bem como na formação do complexo transcricional; (2) DOMÍNIO DE LIGAÇÃO AO DNA – permite a ligaçãoespecífica do 
fator de transcrição aos seus genes-alvo. Os principais são: dedo de zinco, hélice-volta-hélice, hélice-giro-hélice e zíper de leucina. 
� Seqüências reguladoras cis-atuantes (silenciadores e reforçadores): 
O complexo formado pela polimerase e pelos fatores gerais de transcrição é conhecido como o aparato de transcrição basal; ele contém tudo o que 
é necessário para iniciar a transcrição. Os genes que são constitutivamente expressos em uma taxa mínima, determinada pela região promotora 
central a menos que a taxa de transcrição seja elevada ou desligada por elementos reguladores positivos (reforçadores) ou negativos 
(silenciadores) adicionais. Em geral, estes elementos estão situados a alguma distância da região promotora. 
Alguns genes que codificam polipeptídeos são genes de manutenção, mas ao contrário dos produtos dos genes transcritos pelas RNAs 
polimerases I e III, a grande porcentagem dos genes transcritos pela RNA pol II demonstra possuir modelos de expresso tecido-restrito ou tecido-
 8 
específico. Uma vez que o DNA de diferentes células nucleadas de um indivíduo é essencialmente idêntico, a identidade de uma célula é definida 
pelas proteínas produzidas por ela. Além dos fatores gerais de transcrição, portanto, os fatores de transcrição tecido-específicos ou tecido-restritos 
regulam a expressão de muitos genes que codificam polipeptídeos, pelo reconhecimento e pela ligação específica de elementos de seqüência cis-
atuantes. 
A especificidade de tecido e a especificidade do estágio de desenvolvimento são, freqüentemente, conferidas pelas seqüências reforçadoras e 
silenciadoras as quais são reconhecidas por fatores de transcrição tecido-específicos. Além de promover ativamente a transcrição tecido-
específica (reforçadores), alguns elementos cis-atuantes, denominados de silenciadores, conferem especificidade de tecido ou estágio de 
desenvolvimento pelo bloqueio da expressão em todos os tecidos, exceto no tecido desejado. 
� Regulação da transcrição em resposta a estímulos externos: 
Sinais ambientais, tais como as concentrações extracelulares de certos íons e pequenas moléculas nutrientes, temperatura, choque, etc., podem 
resultar na alteração dramática do padrão da expressão gênica nas células expostas a mudanças nesses parâmetros. Nestes casos, o controle da 
transcrição ocorre da seguinte forma: um fator de transcrição, previamente inativo, é ativado especificamente pela rota de sinalização e, depois, 
liga-se subseqüentemente, a seqüências reguladoras específicas, localizadas nos promotores dos genes-alvo, ativando, por meio disso, a 
transcrição desses genes. No caso da transcrição regulada por moléculas sinalizadoras ou seus intermediários, tais seqüências reguladoras são 
freqüentemente referidas como ELEMENTOS DE RESPOSTA. 
� Transcrição alternativa: 
Vários genes humanos possuem dois ou mais promotores alternativos, que podem resultar em diferentes isoformas, com diferentes propriedades. 
As isoformas podem proporcionar: (1) especificidade de tecido; (2) especificidade do estágio de desenvolvimento; e (3) localização subcelular 
diferente. 
 
2.5.2. Controle da Expressão Gênica em 
ível de Pós-Transcrição: 
� Controle da tradução em resposta a estímulos externos: 
Seqüências cis-atuantes presentes na região 5`UTR de alguns mRNAs contém um elemento de resposta (sítio) que é reconhecida por uma 
proteína de ligação a seqüência cis-atuante, potencializando assim a tradução. 
� Controle da tradução durante o desenvolvimento inicial: 
Após a fertilização de um oócito humano, nenhum mRNA é inicialmente produzido, até o estágio de 4 a 8 células, quando a transcrição zigótica 
é ativada. Antes desse período, as funções celulares são especificadas pelo mRNA materno, que foi previamente sintetizado durante a oogênese. 
Uma variedade de mRNAs é armazenada nos oócitos em uma forma inativa, caracterizada por apresentar caudas de poli(A). Tais mRNAs 
foram previamente submetidos a desadenilação, e ascaudas do poli(A) resultantes significam que eles não podem ser traduzidos. 
Subseqüentemente, na fertilização ou, mais tarde, no desenvolvimento, as espécies de mRNAs inativas armazenadas podem ser ativadas pela 
poliadenilação citoplasmática, que restaura o tamanho normal das caudas poli(A). A poliadenilação citoplasmática parece utilizar o mesmo tipo 
de atividade da poli(A)-polimerase. No entanto, além do sinal AAUAAA, o mRNA necessita possuir um elemento de poliadenilação 
citoplasmático a montante, rico em uracilas. 
� Encadeamento Alternativo: 
Uma fração representativa dos genes humanos sofre encadeamento alternativo, pelo quais deferentes combinações de exons são incluídas em 
transcritos a partir do mesmo gene, durante o processamento do RNA. O encadeamento alternativo resulta em uma diversidade considerável nas 
regiões não traduzidas, bem como isoformas (que são tecido-específicas). As diferentes isoformas podem fornecer uma variedade de 
possibilidades de propriedades funcionais alteradas, mas o conhecimento detalhado da significância funcional das diferentes isoformas ainda é 
escasso. 
� Poliadenilação Alternativa: 
Em muitos genes, dois ou mais sinais de poliadenilação foram encontrados na região 3`-UTR, e os transcritos alternativamente poliadenilados 
podem apresentar especificidade de tecido; em outros casos, sinais de poliadenilação alternativos podem ser produzidos após o encadeamento 
alternativo. 
� Edição do mR
A: 
Este é um mecanismo de processamento posterior a transcrição, que pode envolver a inserção ou a deleção ou substituição de nucleotídeos a 
mediada por enzimas. Os efeitos das edições são variados, podendo gerar: stop códon prematuro tecido-específico, mutações de sentido trocado 
entre outras. 
 
2.5.3. Mecanismos Epigenéticos de Controle da Expressão Gênica: 
� Metilação e Compactação do D
A: 
No DNA de vertebrados, a seqüência CpG é um sinal para metilação por uma DNA metil-transferase citosina-específica, que adiciona um 
grupo metil no carbono 5´da citosina. A 5´-metilcitosina resultante é quimicamente instável e está sujeita à desaminação, resultando em timina. 
Durante longos períodos de tempo evolucionário, o número de dinucleotídeos CpG no DNA de vertebrados tem diminuído gradativamente, 
devido a lenta, porem constante conversão de CpG em TpG (e CpA na fita complementar). Genes associados a ilhas CpG incluem todos os 
genes de manutenção e genes que são amplamente expressos de uma maneira tecido-específica. As ilhas CpG associadas com sítios de iniciação 
da transcrição de genes cuja expressão é restrita a certos tecidos não são 
metiladas, nesses tecidos, mas são metiladas nos tecidos onde os genes são expressos. No entanto, as ilhas CpG localizadas a jusante do sítio de 
iniciação da transcrição podem ser metiladas em tecidos onde o gene é expresso. 
Outro mecanismo, além da metilação, atua na repressão da expressão gênica. Este mecanismo é o grau de compactação da cromatina. As 
acetiltransferases específicas de histonas adicionam grupamento acetil aos resíduos de lisina próximos à região N-teminal de histonas. Os 
terminais N-acetilados formam, então, caudas que se projetam a partir do centro do nucleossomo. Imagina-se que, como as histonas acetiladas 
possuem uma afinidade reduzida pelo DNA, e possivelmente uma pela outra, a cromatina pode ser capaz de adotar uma estrutura mais aberta, 
que está mais apropriada para a expressão gênica. A desacetilação das histonas, no entanto, promove a repressão da expressão gênica, 
presumidamente devido ao fato da cromatina tornar-se mais condensada. Mudanças na estrutura da cromatina têm um papel importante no 
controle da expressão gênica. A cromatina existe sob duas formas, EUCROMATINA (pouco compactada) e HETEROCROMATINA 
(fortemente condensada). A eucromatina é transcricionalmente ativa, e replica-se cedo na fase S do ciclo celular.A heterocromatina é 
transcricionalmente inativa e replica-se tardiamente na fase S do ciclo celular. 
� Pré-programação genômica (Imprinting): 
A pré-programação baseia-se na inativação aleatória (independente da origem parental) ou não (dependente da origem parental) do alelo 
materno ou paterno de certos genes bialélicos. O mecanismo de pré-programação ainda não está totalmente elucidado, entretanto especula-se 
que alguns mecanismos moleculares sejam capazes de distinguir entre alelos patri- e matrilinearmente herdados. Este mecanismo deve ocorrer 
da seguinte maneira: a medida que os cromossomos passam através das linhagens germinativas do macho e da fêmea, eles devem adquirir 
alguma pré-programação para sinalizar uma diferença entre alelos paternos e maternos, no organismo em desenvolvimento. Um componente-
chave, ao menos na manutenção do status de pré-programação, é a metilação do DNA, alelo-específica. 
 9 
A pré-programação é uma propriedade de um número limitado de genes ou de uma pequena região cromossômica. Atualmente, são conhecidos 
no genoma humano mais de 30 genes pré-programados, sendo os dois principais: região de 1Mb em 11p15 que contém ao menos 7 genes; um 
grupamento de 2,5Mb na região 15q11-q13 também contém ao menos sete genes. 
A grande maioria dos genes pré-programados conhecidos é autossômica. No entanto, o gene XIST, que possui papel importante na inativação 
do cromossomo X, pode ser considerado um exemplo de um gene pré-programado ligado ao X, uma vez que a expressão do alelo 
matrilinearmente herdado é preferencialmente reprimida no trofoblasto. Nas demais células, esse mecanismo é aleatório. 
 
2.5.4. Regulação da Atividade das Proteínas: 
A regulação da atividade da proteína compreende principalmente 3 tipos de processos: (1) translocações de proteínas em diferentes compartimentos 
celulares; (2) as interações proteína-proteína; e (3) as modificações enzimáticas reversíveis ou irreversíveis. Estas funções aparentemente diferentes 
são intimamente relacionadas umas com as outras. 
A translocação subcelular de polipeptídeos recém-sintetizados ocorre por dois caminhos principais. Na via citosólica, toda a proteína traduzida no 
citoplasma (tradução livre de membrana). Subseqüentemente, o produto é enviado para uma organela ou fica no citoplasma. A captação por organelas 
mais provavelmente ocorre por receptores específicos de organelas que reconhecem seqüências peptídicas curtas (peptídeo sinal). As proteínas que 
ficam residindo no citoplasma ficam lá porque não contêm o peptídeo sinal. 
A segunda via é através do retículo endoplasmático. A decisão por este caminho é tomada durante a tradução. Uma proteína destinada a esta via 
geralmente contém uma seqüência de sinal hidrofobia com o seu N-terminal. Esta seqüência de sinal é reconhecida pela partícula de reconhecimento 
do peptídeo sinal (SRP), um complexo proteína-RNA, que por sua vez ancora o polissomo aos receptores SRP da membrana do retículo. Durante a 
continuidade da tradução (agora ligada a membrana), o polipeptídeo recém-sintetizado é translocado para a luz do retículo. As proteínas são ou 
completamente secretadas na luz do retículo ou se forem proteínas transmembranares, ficam ligadas à membrana do retículo. 
 
� Modificações Pós-Traducionais e a Regulação da Estabilidade da Proteína: 
A meia-vida de uma proteína parece uma conseqüência de algumas seqüências estabilizadoras e características gerais da estrutura secundária. Os 
aminoácidos Met, Ser, Ter, Ala, Gli, Val e, mais provavelmente também Cis e Pro têm efeito estabilizador sobre a proteína quando localizados na 
extremidade N. Todos os outros aminoácidos tornam a proteína vulnerável a uma protease que rapidamente a degrada. A maquinaria proteolítica 
responsável pela degradação seletiva de proteínas é dependente de ubiquitina. A ubiquitina é uma pequena proteína de 76 aminoácidos que se liga 
a outras proteínas. Quando a maquinaria proteolítica dependente de ubiquitina reconhece um aminoácido desestabilizante no N-terminal de uma 
proteína, uma molécula de ubiquitina é ligada covalentemente ao terminal N ou a uma lisina próxima. Subseqüentemente, uma série de 
ubiquitinas adicionais é acrescentada, produzindo uma proteína ramificada multiubiquinada. Uma protease específica reconhece tais ubiquitinas e 
as degrada enquanto recicla os polipeptídeos de ubiquitina. Como já mencionado, a degradação de proteínas dependente de ubiquitina é 
especificada pelo primeiro aminoácido no terminal N de cada proteína. Embora em todos os genes de proteínas eucarióticas o primeiro códon 
(AUG) codifique uma metionina, muitas poucas espécies de proteínas prontas têm metionina em seu N-terminal. Geralmente, o N-terminal é co-
traducionalmente modificado por atividades de aparo e adição de terminal não muito bem compreendido. Curiosamente, as proteínas que são 
endereçadas ao retículo em geral têm o N-terminal não modificado, tornando-as altamente instáveis no citosol mas não no retículo. Isto pode ser 
importante em permitir que a célula seja capaz de degradar especificamente proteínas que entram na via citosólica por acidente. 
 
2.6. Ferramentas para Manipulação de R
A e Proteínas: 
A estrutura, a expressão e a função dos genes humanos podem ser estudadas por uma variedade de métodos. A prioridade inicial na definição da estrutura 
do gene é obter uma seqüência completa de cDNA e identificar os sítios de iniciação e terminação de tradução e os sítios de poliadenilação. A estrutura 
exon/intron pode então ser determinada pela comparação da seqüência de cDNA com as seqüências de clones de DNA genômico relacionados. 
Subseqüentemente, podem ser feitas tentativas para uma caracterização genética completa, em nível genômico, por meio do sequenciamento das regiões 
promotoras, das seqüências flanqueadoras 5’ e 3’ e das seqüências de introns. 
 
2.6.1. Métodos para obtenção de clones de genes para estudar a sua estrutura, expressão e função: 
� Clonagem de cD
A enriquecido – o DNA genômico de todas as células humanas nucleadas consiste basicamente da mesma coleção de 
seqüências, porém, a representatividade das várias populações de mRNA variam entre as células. Por exemplo, mRNA de α-globina e β-globina 
são abundantes entre as moléculas de mRNA de eritrócitos e, conseqüentemente, seqüências de cDNA de globina são abundantes em bibliotecas 
de cDNA de eritrócitos. Métodos baseados em PCR também foram desenvolvidos para amplificar seletivamente cDNAs correspondendo aos 
subconjuntos de genes transcricionalmente ativos. 
� Clonagem direcionada à proteína – a seqüência de aminoácidos da um polipeptídeo pode ser determinada para permitir a síntese de 
oligonucleotídeos específicos para um gene os quais podem ser usados como sondas de hibridização para isolar um cDNA correspondente ou 
um clone de DNA genômico. 
 
2.6.2. Métodos para estudar a estrutura do gene: 
2.6.2.1. Mapeamento de sítios de transcrição 
� Ensaio de proteção à nuclease S1 – neste ensaio, um fragmento de restrição da extremidade 5´ de um gene clonado é suspeito de conter o 
sítio de iniciação de transcrição. Ele é marcado nas extremidades 5´, desnaturado e misturado com o RNA total de células nas quais 
acredita-se estar sendo expresso o gene relevante. O mRNA cognato pode hibridizar com a fita de DNA anti-senso, formando um 
heterodúplex RNA-DNA. Tratamento subseqüente com nuclease S1 (enzima que degrada acido nucléico de fita simples) resulta na 
clivagem progressiva da extremidade livre 3´ da seqüência de DNA até o ponto em que o DNA está hibridizado à extremidade 5´ do 
mRNA. Fracionamento por tamanho, em uma eletroforese em gel desnaturante, pode identificar a diferença de tamanho entre o DNA 
original e o DNA hibridizado após o tratamento com nuclease S1. 
� Ensaio de extensão de primer – neste caso, o fragmento de restrição suspeito de conter o sítio de iniciaçãode transcrição é escolhido 
deliberadamente para ser pequeno. A hibridização com um mRNA cognato irá deixar um mRNA com uma extremidade 5´ livre. O DNA 
pode servir como um primer para a transcriptase reversa (RT) estender a sua extremidade 3´ até que a extremidade 5´do mRNA seja 
alcançada. O aumento de tamanho após o tratamento com a transcriptase reversa (+RT) comparado com antes do tratamento (-RT) mapeia o 
sítio de início da transcrição. Um mapeamento mais preciso é possível, em ambos os métodos, pelo seqüenciamento do DNA após o 
tratamento com S1 ou RT. 
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Figura: (A) ensaio de proteção a nuclease S1. (B) ensaio de extensão de primer 
 
2.6.2.2. Mapeamento dos limites exon/intron 
A presença de introns pode ser usualmente inferida por meio de mapeamento comparativo de clones genômicos e de cDNAs relacionados. 
Uma vez que toda a seqüência de cDNA é estabelecida, primers para o seqüenciamento podem ser definidos a partir dos vários segmentos de 
cDNA e usados para o seqüenciamento de DNA por PCR com clones de cosmídeos desnaturados como moldes de DNA. As sequencias 
obtidas devem cruzar a região limítrofe exon/intron. 
 
2.6.3. Métodos aplicados ao estudo da expressão gênica: 
Uma vez eu um clone genômico ou de cDNA torna-se disponível, pode ser marcado e usado como sonda para detectar a expressão daquele gene ao 
nível de RNA. Há diferentes métodos a disposição para se estudar a expressão de RNA, tais como: 
� Hibridização pela técnica de 
orthern blot - esse é um método de baixa resolução, mas que permite detectar padrões de expressão por meio da 
hibridização de uma sonda gênica ou de cDNA, com extratos de RNA total ou RNA poli(A)+ preparados a partir de diferentes tecidos ou de 
linhagens de células. O fato de o RNA ser fracionado por tamanho em um gel possibilita estimar o tamanho de transcritos. A presença de 
múltiplas bandas de hibridização em uma canaleta pode indicar a presença de isoformas de diferentes tamanhos. 
� Hibridização in situ em tecidos – neste procedimento, os tecidos são congelados ou embebidos em parafina e cortados usando-se um micrótomo, 
para obter cortes muitos finos, os quais são montados em uma lâmina de microscópio. A hibridização de uma sonda específica para um gene, no 
tecido presente em lâmina, pode oferecer imagens detalhadas de expressões representativas da distribuição de RNA no tecido de origem. 
� Hibridização de D
A em microarranjo – para investigar a expressão de genes de interesse, dispostos nos microarranjos, o RNA é extraído das 
células-alvo selecionadas, convertido em cDNA (pela enzima transcriptase reversa), marcado com substância fluorescente e hibridizado ao 
microarranjo. O cDNA marcado é, naturalmente, uma população bastante heterogênea, correspondente ao RNA transcrito de todos os genes 
expressos nas células-alvo. Um gene que é intensamente expresso nas células-alvo será, portanto, bem representado na sonda de cDNA total; por 
sua vez, um gene que é pouco expresso será escassamente representado no cDNA marcado. Quando o cDNA marcado é hibridizado ao 
microarranjo, a intensidade do sinal que permanece ligado aos clones individuais de cDNA, ou aos oligonucleotídeos individuais, indica o quanto 
a respectiva seqüência é bem representada no cDNA marcado, sendo portanto, uma medida de expressão gênica. 
O estudo da expressão gênica também pode ser conduzido em nível de expressão de proteínas. As principais abordagens são: 
� Imunobloting (ou Western blotting) – esse método foi projetado para analisar a expressão bruta de proteínas usando extratos celulares 
fracionados, de acordo como o tamanho das moléculas. Geralmente isso é obtido por meio de um SDS-PAGE unidimensional, uma forma de 
eletroforese em gel de poliacrilamida na qual a mistura de proteínas extraídas é dissolvida em uma solução de SDS (um detergente aniônico que 
interrompe quase todas as interações não covalentes em proteínas nativas). Mercaptoetanol também é adicionado para reduzir as pontes de 
enxofre. Após a eletroforese, as proteínas fracionadas podem ser visualizadas por meio de coloração com um corante apropriado. Géis 
bidimensionais também podem ser utilizados: a primeira dimensão envolve o ponto isoelétrico, que é a separação, de acordo com a carga, em um 
gradiente de pH. A segunda dimensão envolve o fracionamento por tamanho por meio do SDS-PAGE. Nesse caso, as proteínas fracionadas são 
transferidas (blotted) para uma membrana de nitrocelulose e expostas a um anticorpo específico. 
� Imunocitoquímica - essa técnica visa estudar os padrões gerais de expressão em nível de proteínas, dentro de um tecido ou outra estrutura 
multicelular. Essa técnica é considerada como o equivalente protéico dos métodos de hibridização in situ, em tecidos para rastrear a expressão de 
RNA. Assim como este caso, os tecidos são geralmente congelados ou embebidos em parafina, e então cortados em secções muito finas antes de 
serem montados em lamínula. O anticorpo apropriado é utilizado para ligar-se à proteína no corte do tecido, podendo produzir dados de expressão 
disponíveis para comparação com a coloração histológica de cortes de tecidos vizinhos. 
� Microscopia de imunofluorescência – esse método é usado na investigação da localização subcelular de uma proteína de interesse. Para tanto, 
um corante fluorescente apropriado, é acoplado ao anticorpo desejado, permitindo que a proteína relevante seja localizada dentro da célula por 
meio de microscopia de imunofluorescência. 
 
2.6.4. Métodos aplicados na investigação da função de genes: 
Após um gene codificador de um polipeptídeo ter sido caracterizado ao nível de nucleotídeos e uma seqüência polipeptídica esperada ter sido 
descoberta, investigações adicionais se concentram na expressão, na regulação da expressão e na função biológica do gene. Os métodos mais 
eficientes para a investigação da função de um gene humano baseiam-se na extrapolação de resultados obtidos em camundongos. O gene equivalente 
(ortólogo) é identificado em um camundongo e o direcionamento a um gene-alvo é usado para eliminar a sua expressão e ver se o seu silenciamento 
produz algum tipo de fenótipo mutante. Outro método muito eficiente é expressar uma seqüência de interesse, para produzir uma proteína e usar essa 
proteína de modo a identificar outras proteínas ou ácidos nucléicos aos quais ela possa se ligar. 
 11 
MÓDULO 3 – GE
ÉTICA DE DOE
ÇAS HUMA
AS 
 
As doenças hereditárias humanas são normalmente classificadas sob os títulos de: 
� Monogênicas – quando um caráter hereditário é determinado pela modificação em um único gene. 
� Cromossômicas – quando o distúrbio genético resulta da perda ou ganho de uma quantidade significativa de material cromossômico. 
� Poligênicas (multifatoriais) – quando a doença genética é decorrente dos efeitos combinados de vários genes, cada um fazendo uma pequena 
contribuição, associado com fatores ambientais de risco. Esta classe de doença genética é mais comumente observada. A maioria das malformações 
congênitas e de doenças comuns como câncer e diabetes são exemplos de doenças genéticas multifatoriais. 
 
3.1. Padrões de Herança Monogênica: 
3.1.1. 
omenclatura Básica: 
� Gene autossômico – é o que está situado em um cromossomo autossomo, ou seja, um dos cromossomos numerados de 1 a 22. 
� Gene Ligado ao X ou Ligado ao Y – refere-se ao gene situado no cromossomo X ou Y, respectivamente. 
� Locus (plural loci) – é a posição ou local em um cromossomo onde o gene está situado. 
� Alelos – são formas alternativas do mesmo gene. 
� Heterozigoto – refere-se a presença de dois alelos diferentes em um mesmo lócus. 
� Homozigoto – refere-se a presença de dois alelos idênticos em um mesmo lócus. 
� Genótipo – é a combinação dos alelos presentes em um ou mais loci. 
� Fenótipo – expressão observada de um genótipo. 
� Heterogeneidade – refere-se a diversidade.� Heterogeneidade de lócus – significa que uma condição pode ser causada por mutações e loci diferentes. 
� Heterogeneidade alélica – indica que um caráter genético pode ser causado por mutações diferentes no mesmo lócus. 
� Dominante – significa que uma única cópia de um gene anormal é o suficiente para o desenvolvimento do distúrbio genético. 
� Recessivo - indica que ambas as cópias do gene têm que estar alteradas para a expressão da doença. 
� Heredograma – construção esquemática de uma árvore familial com o propósito de facilitar o reconhecimento do padrão de transmissão do 
distúrbio genético. 
 
3.1.2. Herança Autossômica Dominante: 
Mas da metade dos distúrbios mendelianos é herdado como autossômico dominante. A incidência de alguns distúrbios autossômicos dominantes é 
alta, pelo menos em áreas geográficas específicas, como por exemplo: 1 em 500 para hipercolesterolemia familiar em populações descendentes de 
europeus e japoneses; 1 em 550 para a distrofia miotônica no noroeste de Quebec/Canadá; e de cerca de 1 em 2.500 a 3.000 para diversas condições, 
como a doença de Huntington, neurofibromatose e doença dos rins policísticos em populações de norte-americanas. 
Um fenótipo que é expresso tanto em homozigotos quanto em heterozigotos para um alelo mutante é reconhecido como dominante. Os distúrbios 
dominantes ocorrem se houver ou não um produto genético normal produzido pelo alelo normal remanescente. Em uma doença dominante pura, 
homozigotos e heterozigotos para o alelo mutante são, ambos, igualmente afetados. Entretanto, os distúrbios dominantes são mais graves em 
homozigotos do que em heterozigotos, situação na qual a doença é denominada incompletamente dominante (ou semi-dominante). 
O risco e a gravidade da doença dominantemente herdada na prole dependem de se um ou ambos os genitores está afetado e de se a característica é 
estritamente dominante ou incompletamente dominante. Estipulando-se “D” como o alelo mutante e “d” como o alelo normal, as uniões que 
produzem crianças com doença autossômica dominante podem ser entre dois heterozigotos (D/d) para a mutação ou, mais freqüentemente, entre um 
heterozigoto para a mutação (D/d) e um homozigoto para o alelo normal (d/d): 
 
União parental Prole Risco para a prole 
Afetado com não afetado 
D/d x d/d 
½ D/d 
½ d/d 
½ afetado 
½ não afetado 
Afetado com afetado 
D/d x D/d 
¼ D/D 
½ D/d 
½ d/d 
Se estritamente dominante: 
¾ afetados 
¼ não afetado 
 
Se incompletamente dominante: 
½ afetado semelhante aos genitores 
¼ mais gravemente afetado que os genitores 
½ não afetado 
 
Cada filho de uma união D/d com d/d possui uma probabilidade de 50% de receber o alelo “D” anormal do genitor e uma chance de 50% de receber 
o alelo normal”d”.Na população como um todo, a descendência de genitores D/d com d/d é de, aproximadamente, 50% D/d e 50% d/d. Obviamente, 
cada gestação é um evento independente, não governado pelo resultado de gestações anteriores. Portanto, dentro de uma família, a distribuição de 
filhos afetados e não afetados pode ser bem diferente da proporção teórica esperada de1:1, especialmente se a prole for pequena. 
 Na prática médica, os homozigotos para os fenótipos dominantes não são freqüentemente vistos porque as uniões que poderiam produzir uma 
descendência homozigota são raras. Novamente, estipulando o alelo mutante como “D” e o alelo normal “d”, as uniões que podem produzir um 
homozigoto D/D podem, teoricamente, ser D/d com D/d, DD com D/d ou D/D com D/D, ou o paciente, em situações excessivamente raras, ter 
recebido a mutação de um genitor geneticamente não afetado. Em termos práticos, somente a união entre dois heterozigotos precisa ser considerada 
porque os homozigotos D/D são raros e, geralmente, gravemente afetados para se reproduzirem. Na hipótese de união entre dois heterozigotos, ¾ 
dos afetados poderiam apresentar a mesma condição se esta for dominante pura, ou 1/3 dos afetados poderia ser homozigoto e mais gravemente 
afetado do que os heterozigotos D/d. De fato, não foi claramente provado que nenhum distúrbio dominante humano fosse dominante puro. Mesmo a 
doença de Huntington, que é um distúrbio mais freqüentemente invocado como dominante puro, porque a doença geralmente é semelhante em 
natureza e gravidade dos sintomas tanto em homozigotos quanto em heterozigotos, parece apresentar um curso de duração acelerado desde o início 
da doença até o óbito em indivíduos homozigotos, se comparados aos heterozigotos. 
 12 
Herança incompleta dominante – a acondroplasia é um distúrbio esquelético incompletamente dominante, que se manifesta como um nanismo de 
membros curtos e cabeça grande. Os casamentos entre dois indivíduos acondroplásicos não são incomuns. Freqüentemente, o exame clínico já é 
suficiente para identificar um filho homozigoto D/D do heterozigoto D/d; os indivíduos homozigotos para a acondroplasia são mais gravemente 
afetados do que os heterozigotos e comumente não sobrevivem ao período pós-natal. 
Mutação nova na herança autossômica dominante – a maioria das condições dominantes de importância clínica ocorre não somente por meio da 
transmissão de alelos mutantes, mas também por meio da herança de uma nova mutação, espontânea, em um gameta herdado de um genitor não 
afetado. Isso acontece porque os distúrbios dominantes podem ocorrer quando só um dos membros do par de alelos em um lócus é defeituoso, tenha 
ele sido herdado de um genitor heterozigoto ou surgido por meio de uma mutação espontânea no gameta transmitido por um genitor não-afetado. 
Características da herança autossômica dominante 
� O fenótipo geralmente aparece em todas as gerações, com cada uma das pessoas afetadas possuindo um genitor afetado. As exceções a essa regra 
são: casos originados por mutação nova ocorrida no gameta do genitor não afetado, e casos dos quais não é expresso (não penetrante) ou só é 
expresso de modo sutil em uma pessoa que herdou o alelo mutante; 
� Qualquer filho de um genitor afetado tem 50% e risco de herdar a o alelo mutante; 
� Membros fenotipicamente normais das famílias não transmitem o fenótipo afetado para seus filhos; 
� Homens e mulheres têm iguais probabilidades de transmitir o fenótipo para a prole. 
Distúrbios que apresentam herança autossômica dominante – acondroplasia, distrofia miotônica, doença adulta do rim policístico, doença de 
Huntington, hipercolesterolemia familiar, neurofibromatose (tipos 1 e 2), osteogênese imperfeita, retinoblastoma, Síndrome de Marfan. 
 
3.1.3. Herança Autossômica Recessiva: 
Um distúrbio que apresenta herança autossômica recessiva só se manifesta no estado homozigoto, sendo os indivíduos afetados portadores dos dois 
alelos mutantes. Com raras exceções, um destes alelos mutantes terá sido herdado de cada um dos genitores heterozigotos não afetados (portadores). 
Três tipos de combinações podem levar a uma prole homozigota afetada por uma doença autossômica recessiva. O alelo recessivo mutante é 
simbolizado como “r” e o seu alelo dominante como “R”. Embora qualquer combinação na qual cada genitor possua ao menos um alelo recessivo 
possa produzir descendência homozigota afetada, a combinação mais comum é aquela entre dois heterozigotos não afetados. 
 
União parental Prole Risco para a prole 
Portador com portador (R/r x R/r) ¼ R/R 
½ R/r 
¼ r/r 
¾ não afetados 
¼ afetado 
Portador com afetado (R/r x r/r) ½ R/r 
½ r/r 
½ afetado 
½ não afetado 
Afetado com afetado (r/r x r/r) Só r/r Todos afetados 
 
Quando dois genitores que são ambos portadores têm filhos, em média, ½ deles serão portadores, ¼ será homozigoto afetado e o ¼ restante será 
homozigoto normal. 
Características da herança autossômica recessiva 
� Homens e mulheres são igualmente afetados; 
� Em geral, apenas os membros de uma família são afetados; 
� A probabilidade