Coleta e Preservação de Amostras

Prévia do material em texto

2017­5­28 AVA UNINOVE
https://ava.uninove.br/seu/AVA/topico/container_impressao.php 1/3
Coleta e Preservação de Amostras
EXPLICAR COMO É O MANUSEIO DE AMOSTRA NO EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
AUTOR(A): PROF. WALTER KINDRO ANDREOLI
AUTOR(A): PROF. WALTER KINDRO ANDREOLI
A colheita das amostras não necessita de ambiente, material e equipamentos estéreis. Pode-se considerar
isso uma vantagem, pois não haverá custo ou preocupação com amostras estéreis. As fezes estão repletas de
bactéria do microbiota normal intestinal, esse é o motivo por não ser estéril.
O próprio paciente pode colher as amostras quando as fezes são sólidas, desde que use certos critérios
aconselhados pelo profissional de saúde. Devem ser usados frascos limpos, secos e com boca larga. Nunca
deve ocorrer contaminação por água ou urina. Após a colheita, os frascos encaminhados ao laboratório
passarão por análise macroscópica e transferidos para frascos padrão de 250ml, que são rotulados com
nome, idade, local e data da colheita.
Normalmente, são coletadas 3 amostras em dias alternados em até 10 dias.
Deve ser verificada a consistência das fezes (sólida, pastosa ou líquida) e se há odor diferente, sangue,
muco, presença de vermes e partes de vermes.
As amostras de fezes sólidas podem ser preservadas em até 48 horas em temperatura de geladeira. As fezes
líquidas devem ser analisadas em menos de 30 minutos após a colheita. Isso é devido a possível presença de
trofozoítos, que sobrevivem poucas horas fora do hospedeiro.
O uso de fixadores permite a conservação do matérial por longos períodos (até 6 meses).
Coleta e Preservação de Amostras 01 / 02
2017­5­28 AVA UNINOVE
https://ava.uninove.br/seu/AVA/topico/container_impressao.php 2/3
Para fezes sólidas o principal fixador utilizado é a solução aquosa de formol 10 % que hoje em dia é muito
comum em kits Coprotest e Paratest.  O MIF é uma solução aquosa contendo mertiolate, iodo e formol
bastante usado para conservar e corar fezes ao mesmo tempo. A fixação das amostras com esses agentes
permite fazer a coloração com solução aquosa de lugol para marcar e identificar cistos e ovos.
Nas fezes diarreicas é comum a fixação com fixador Schaudinn ou solução de SAF (Acido acético, acetato de
sódio e formol). Esses fixadores conservam trofozoítos e permite fazer a coloração de hematoxilina-férrica.
ATIVIDADE FINAL
Pode-se afirmar que a  colheita de amostras de fezes  é uma etapa
crucial para obter boa análise. Existem muitos detalhes para realizar
um bom ensaio. A respeito deste procedimento, assinale abaixo a
alternativa correta:
A. Necessita-se de fezes formadas ou pastosas, porém não liquefeitas para a pesquisa de trofozoítos
B. Pode-se realizar estudo para detecção de parasitas em fezes mesmo que o paciente tenha utilizado
óleo mineral no dia anterior.
C. Deve-se atentar para o fato de que a ministração de antibióticos pode aumentar o número
de parasitos detectáveis.
D.  Devem-se colher fezes formadas em recipientes limpos, secos e  de boca larga e nunca pode haver
contaminação com água e urina
REFERÊNCIA
de Carli, G. A. Seleção de Métodos e Técnicas de Laboratório para o Diagnóstico das Parasitoses Humanas.
São Paulo. Atheneu. 2001.
Ferreira, A.W.; Ávila, S.L.M. Diagnóstico Laboratorial das Principais Doenças Infecciosas e Auto-Imunes. 2a.
ed. – Rio de Janeiro. Guanabara Koogan, 2001.
Rey, L. Bases da Parasitologia Médica. Rio de Janeiro. Guanabara Koogan, 2003
Coleta e Preservação de Amostras 02 / 02
2017­5­28 AVA UNINOVE
https://ava.uninove.br/seu/AVA/topico/container_impressao.php 3/3