Apostila_FG1_2014

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS 
FACULDADE DE FARMÁCIA 
FARMACOGNOSIA I
APOSTILA DE AULAS PRÁTICAS
 Prof. Dr. José Realino de Paula 
Profa. Dra. Maria Teresa Freitas Bara 
Goiânia - GO
Agosto / 2014
SUMÁRIO
	CONSIDERAÇÕES GERAIS 3
	PRINCIPAIS OPERAÇÕES E APARELHAGENS DOS LAB. DE FARMACOGNOSIA 4
	ANÁLISE MACRO E MICROSCÓPICA DE FOLHAS 5
	REAÇÕES DE HISTOQUÍMICA 8
	ANÁLISE MACRO E MICROSCÓPICA DE CASCAS 9
	ANÁLISE MACRO E MICROSCÓPICA DE FRUTOS 10
	MICROSCOPIA DE PÓS 11
	PESQUISA DE MATERIAL ESTRANHO 12
	MICROSSUBLIMAÇÃO 13
	DETERMINAÇÃO DE UMIDADE EM MATÉRIAS-PRIMAS VEGETAIS 14 
	DETERMINAÇÃO DE CINZAS TOTAIS E INSOLÚVEIS EM ÁCIDO 15
	CROMATOGRAFIA EM CAMADA DELGADA – PLANTAS MEDICINAIS 16
	IDENTIFICAÇÃO DE GOMAS 18
	DETERMINAÇÃO DO ÍNDICE DE INTUMESCÊNCIA 19
	PESQUISA DE HETEROSÍDEOS ANTRAQUINÔNICOS 20
	DOSEAMENTO DE COMPOSTOS ANTRACÊNICOS TOTAIS 21
	PESQUISA DE HETEROSÍDEOS FLAVONÓIDES 22 
	DOSEAMENTO DE FLAVONÓIDES TOTAIS 24
	PESQUISA DE HETEROSÍDEOS CIANOGENÉTICOS 25
	PESQUISA DE HETEROSÍDEOS DIGITÁLICOS 26
	PESQUISA DE SAPONINAS 27
	PESQUISA DE HETEROSÍDEOS CUMARÍNICOS 28
	PESQUISA DE TANINOS 29 
	DOSEAMENTO DE TANINOS 30
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CONSIDERAÇÔES GERAIS
RECOMENDAÇÕES SOBRE PRÁTICAS LABORATORIAIS
Visando um melhor andamento das atividades práticas e a busca de resultados mais precisos possível, as análises laboratoriais devem ser realizadas segundo critérios rigorosos. Os acadêmicos e demais usuários do laboratório deverão observar as seguintes normas gerais:
Observar e seguir rigorosamente o horário estabelecido para as atividades práticas;
O jaleco é de uso obrigatório para as atividades laboratoriais;
As aulas práticas serão executadas em grupos, sendo dois grupos por bancada;
Sobre as bancadas de trabalho somente se colocam os materiais de análise. Cadernos, bolsas e outros objetos deverão ser colocados nas prateleiras, acima das bancadas;
Enquanto um colega executa a análise, os demais devem permanecer atentos;
Laboratório é um local de silêncio, devendo os usuários conversarem apenas o estritamente necessário, referente ao assunto da aula;
Ao manusear um frasco de reagente, leia atentamente o rótulo;
As pipetas deverão ficar à direita do frasco em que forem usadas;
Não deixe soluções em bureta, esgote-as após o uso;
Os resultados de pesagens e doseamentos devem ser anotados em rascunho, para posteriores cálculos;
Execute os trabalhos com o máximo de cuidado e lembre-se: "a pressa é inimiga da perfeição";
Evite fazer trocas de material entre os grupos, solicite o necessário ao Professor ou servidor autorizado;
Atente para não deixar ligada a aparelhagem após o uso (fogareiro, chapa aquecedora, etc);
Não utilize produtos inflamáveis quando o fogareiro estiver aceso;
Não deixe o recipiente contendo a droga a ser analisada , as soluções e demais reagentes destampados;
No caso de acidentes com ácidos, álcalis, etc, lave a área afetada com bastante água e avise imediatamente ao Professor;
Não fume e não coma no laboratório. Trabalhe de pé;
Terminados os trabalhos, antes de descartar as soluções ácidas na tubulação (pia), neutralize-as com soda (NaOH). Solventes orgânicos serem desprezados à parte (galão apropriado). Depois disso, enxague a vidraria utilizada, deixando-a sobre o balcão da pia.
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Assunto: OPERAÇÕES E APARELHAGENS DOS LABORATÓRIOS DE FARMACOGNOSIA 
	OPERAÇÕES
	APARELHAGENS
	A. Análise morfológica
	Lupas
	B. Análise microscópica
	Micrótomos,navalhas, microscópios
	C. Estabilização e secagem da planta
	Estufas, estufas com circulação de ar
	D. Fragmentação da matéria prima
	Moinhos de bola, de navalha, de martelo,etc 
	E. Testes preliminares
	Estufas, muflas, balanças, dessecadores
	F. Extração de princípios ativos:
 1. maceração
 2. percolação Frio
 3. turbolização
 4. extração contínua 
 5.decocção
 6. infusão Quente
	
Percolador
Liquidificador
Aparelho de soxhlet
Chapa aquecedora, fogareiro
Chapa aquecedora, fogareiro
	G. Concentração de extratos vegetais
	Evaporadores rotatórios, spray dryers, chapas aquecedoras
	H. Análise de princípios ativos:
 1.cromatografia em coluna, em papel, em 
 camada delgada, CG, CLAE
 2.espectroscopia no U.V./ vis,
 3.reações químicas, PF, PE, polarimetria, etc
 4. biológicos 
	
colunas, cubas, placas, CG,CLAE
espectrofotômetro
polarímetro
	I. Determinação da estrutura química:
 1. peso molecular
 2. composição molecular
 3. grupamentos funcionais 
	
Espectrometria de massa, cristalografia de RX
Espectrometria de massa
Espectrometria no UV/vis, no IV, Ressonância magnética Nuclear de hidrogênio e Carbono 13
	J. Testes farmacológicos e toxicológicos
	
	k. Divulgação dos resultados
	
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Assunto: ANÁLISE MACRO E MICROSCÓPICA DE FOLHAS
CARACTERÍSTICAS MACROSCÓPICAS:
1. Aspecto geral:
 inteiras, amarrotadas, fragmentadas, pulverizadas.
2. Consistência:
 dura, mole, flexível, friável.
 F. Bras.: coriácea
 membranácea
 papirácea
 carnosa ou suculenta
3. Forma:
 Lâmina foliar: tipo de: ápice: emarginado, acuminado, agudo, obtuso, mucronado,truncado.
 base: atenuada, arredondada, reentrante, amplexicaule, 
 cuneata, decurrente, assimétrica, simétrica. 
 contorno foliar: lanceolada, oval,elíptica, orbicular, 
 cordiforme, falsiforme, reniforme, 
 romboidal, linear, oblonga, subulada, 
 orbicular-peltada, oboval, acicular.
 margem (borda): inteira (lisa), sinuada, crenada, denteada,
 serrilhada, mucronato-serrata, revoluta.
 nervação: uninérvia, peninérvia, palmatinérvia, curvinérvia, 
 paralelinérvia, mista.
 Pecíolo: ausente ou presente e:
 aspecto geral: achatado, torcido, curvo, reto.
 inserção: central, lateral.
 secção tranversal: circular, obtuso -triangular, obtuso- 
 quadrangular, côncavo-convexo, ovalado.
4. Superfície: Limbo: ao tato: lisa , áspera, sedosa.
 visão: glabra, pubescente, rugosa, ondulada, luzidia, verrucosa.
 Pecíolo: estriada, rugosa, verrucosa, pilosa.
5. Tamanho: 
6. Transparência: presença de pontos translúcidos.
7. Cor:
8. Odor:
9. Sabor: 
OBS: Exemplos de drogas constituídas de folhas: abacate, beladona, boldo, chapéu-de-couro, digitalis, estramônio, eucalipto, guaco, hamamélis, jaborandi, malva, maracujá, meimendro, sene, entre outras.
 CARACTERÍSTICAS MICROSCÓPICAS:
	A análise microscópica de matérias-primas vegetais permite fazer o julgamento sobre a droga em questão, verificando a sua identidade ou reconhecendo a presença de possíveis fraudes ou contaminações, em curto espaço de tempo e com preço reduzido.
	Para o estudo da anatomia e histologia vegetal é necessário a elaboração de cortes no material a ser estudado, que podem ser obtidos à mão livre ou com o auxílio de micrótomos. No preparo de cortes à mão livre é necessário o uso de suportes (rolha de cortiça ou isopor), no interior dos quais se incluem as peças a serem cortadas. Os cortes são obtidos por meio de giletes ou navalhas. Com o auxílio de um pincel, leva-se o corte para um recipiente contendo água e após a obtenção de diversos cortes, escolhem-se os melhores (mais finos). Efetua-se, então, o clareamento do material vegetal com o auxílio de solução de cloral hidratado a 60% ou com solução de hipoclorito de sódio. Após a completa descoloração, lava-se o material em água destilada. Os cortes podem ser observados sem ou com coloração por corantes adequados. Os cortes são montados sobre lâminas e lamínulas e são observados em aumento de até 40x.
OBS.: Análise microscópica de folhas:
	. cortes paradérmicos: epiderme e anexos, como tricomas e estômatos.
	. cortes transversais: tecidos : epidermes superior e inferior, parenquimático e 
 vascular, hipoderme.
 inclusões de oxalato de cálcio, carbonato de cálcio, grãos 
 de amido, gotículas de óleo, etc.
 . obs : o tecido parenquimático e vascular localizam-se na região do mesofilo, que por sua vez pode ser homogêneo ou heterogêneo, este último, pode ser parênquima paliçadico ou lacunoso, simétrico ou assimétrico.
	
 . onde executar estes cortes?
	. A observação destas características, associadas às características macroscópicas, são de extrema importância na identificação e diagnose de drogas vegetais. 
PRÁTICA:
Analisar algumas drogas constituídas de folhas, quanto às características macroscópicas. Anote o resultado no quadro em anexo. 
2) Executar cortes à mão livre em drogas constituídas por folhas, prepará-los adequadamente e observar ao microscópio. Desenhe as estruturas visualizadas e compare com uma droga padrão ou com dados de literatura especializada neste assunto.
Obs.: Será feito a coloração dos cortes com Azul de Alcian (azul de astra) / safranina
Dupla Coloração – azul de alcian (1%)/ safranina (1%) 9:1, realizada segundo o protocolo:
Fazer cortes à mão livre de materiais frescos e colocá-los em fixador FPA 70% (formaldeído, ácido propiônico e etanol 70%, 1:1:18 v/v).
Clarificar os cortes com hipoclorito de sódio 50%.
Lavar com água destilada (3 vezes,1 minuto cada).
Passar em ácido acético 5%.
Lavar com água destilada (1x).
Corar com azul de Alcian / safranina, 9:1(v/v), durante 10 segundos.
Lavar os cortes com água destilada (1 minuto).
Montar entre lâmina e lamínula em glicerina 50%.
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Assunto : REAÇÕES DE HISTOQUÍMICA 
	Nos vegetais clorofilados, a membrana vegetal é dupla (citoplasmática e celulósica). A membrana secundária (parede celulósica) surge em determinadas células, após atingirem seu crescimento máximo. Pode ser de natureza lignificada, suberificada, cutinizada, cerificada, hemicelulósica e silificada.
	As inclusões celulares orgânicas e inorgânicas também são importantes na diagnose das drogas vegetais: pesquisa-se amido, aleurona, inulina, gotículas de óleo, sílica, cristais de oxalato de cálcio, carbonato de cálcio,entre outros.
	Estas características podem ser evidenciadas laboratorialmente, em reações de histoquímicas, com o objetivo de identificação de drogas vegetais.
	 Principais reativos para reações de histoquímica :
1. Hematoxilina de Delafield
 cora celulose = roxo ou azul
2. Solução de cloreto férrico a 2%:
 evidencia taninos = verde, azul ou coloração negra
3. Sudan III :
 cora parede suberificada, cutícula, óleo fixo, óleo essencial, resinas (lipídios) = 
 amarelo - alaranjado ou vermelho-alaranjado 
 4. Solução de iodo (lugol):
 cora celulose ( H2SO4 ou H3PO4) = azul
 grãos de amido = azul
 aleurona = amarelo-claro 
5. Azul de metileno a 1%:
 evidencia células mucilaginosas = azul (intumescimento)
6. Reativo de Steinmetz:
 coloração diferencial: celulose = incolor lignina = amarelo-dourado 
 amido = azul cutina , suberina, material lipofílico = vermelho 
 tanino = azul,negra 
 7. Azul de Alcian (azul de astra) / safranina
 tecido não lignificado= azul tecido lignificado = vermelho
 8. Reativo de Etzold 
 tecido não lignificado= azul tecido lignificado = vermelho
PARTE PRÁTICA
Execute cortes histológicos de drogas vegetais. Core pela hematoxilina (3 min), 
 FeCl3, Sudam e lugol, lave com água e monte em lâmina / lamínula. Observe as 
 estruturas e esquematize-as. 
Assunto: ANÁLISE MACRO E MICROSCÓPICA DE CASCAS 
	Entende-se por casca todo o conjunto de tecidos externos ao câmbio, isto é, que ocorrem diretamente após o lenho (xilema) dos caules. 
	Denomina-se casca mondada àquela que durante o seu preparo sofre remoção de suas camadas mais externas. Na análise deste tipo de droga não encontraremossúber. 
Análise Macroscópica de Cascas 
	A avaliação macroscópica das drogas significa, em linhas gerais, observar os aspectos macroscópicos internos e externos que possam ser utilizados como pontos marcantes para identificação. 
	No caso de cascas avalia-se: 
Forma geral: planas, encurvadas, canaletadas, em canudos, canular dupla e simples. 
Superfície externa: fendas cicatrizes e marcas. 
Superfície interna: fina, grosseiramente estriadas, bastantes fibrosas, etc. 
Secção transversal: homogeneidade, cores. 
 Fratura: quebra-se a casca e avalia-se a separação entre as partes. Os principais tipos de fratura ( fratura fibrosa, granulosa, nítida, folheada e esquirolosa. 
Análise Microscópica de Cascas 
	A análise microscópica de drogas constituídas de casca é precedida pela execução de cortes, os quais podem ser orientados em três sentidos: corte transversal, corte longitudinal radial, corte longitudinal tangencial. 
	Uma casca completa, em secção transversal, apresenta as seguintes regiões: 
Periderma: constituído pelo súber, felógeno, feloderma ou parênquima cortical secundário. Observa-se número de camadas e forma das células. 
Parênquima cortical primário: observa-se número de camadas, forma das células, inclusões. 
Periciclo: geralmente ocorre como fibras de esclerênquima e células pétreas, ás vezes formando uma camada contínua. 
Floema primário e floema secundário: número de camadas, inclusões e raios medulares que cruzam essa região. 
PARTE Prática:
Realizar cortes transversais de cascas, previamente amolecidas em etilenodiamina a 10%, por 3 dias. Corar pela técnica da dupla coloração azul de alcian/safranina e pelo reagente de Steinmetz.
Assunto: ANÁLISE MACRO E MICROSCÓPICA DE FRUTOS 
	Considera-se como fruto o ovário fecundado e desenvolvido acompanhado ou não de outras partes florais a ele soldadas. 
Epiderme ( epicarpo 
Mesofilo ( mesocarpo 
Epiderme interna ( endocarpo 
Inserção das sementes ( placenta 
Caracterização Macroscópica :
a) Aspecto Externo 
b) Aspecto da Secção Transversal 
c) Classificação dos Frutos (Tipos de Frutos) 
Frutos simples: secos (deiscentes, indeiscentes), carnosos 
Frutos secos deiscentes unicarpelar : folículo, legume, lomento. 
Frutos secos deiscentes bicarpelares e policarpelares: cápsulas 
		Cápsula poricida 
		Cápsula pixidiária 
		Fenda logitudinal: Cápsula loculicida, septicida, septifraga, selíqua 
Frutos secos indeiscentes: Aquênio, Cariopse, Sâmara, Noz, Esquizocarpo 
Frutos simples carnosos
	Deiscentes: cápsulas carnosas. Ex. baga da moscadeira, Melão de São Caetano. 
	Indeiscentes: Baga, Drupa, Pomo. 
Frutos compostos 
	Agregados (Múltiplos): Bifolículos (Asclepia ), Polifolículo (Anis estrelado), 
Poliaquênio (Morango) 
	Infrutescência: Sorose, Sicônio
Caracterização Microscópica de Frutos 
a) Corte Paradérmico: observação facial do epicarpo. Contorno celular, sinuosidade e espessamento da parede celular, saliências, papilas, anexos epidérmicos (pêlos, estômatos), inclusões 
b) Corte Transversal:
Epicarpo: características de suas células. Espessamentos, pontuações, espaços intercelulares, conteúdos celulares e anexos epidérmicos. 
Mesocarpo: número de camadas celulares, forma, tamanho, espaços intercelulares, inclusões celulares (cristais, amido, pigmentos), grupos de fibras, células pétreas, canais secretores, glândulas endógenas, feixes vasculares. 
Endocarpo: tamanho das células, espessamento, conteúdo, número de camadas de células. 
PARTE PRÁTICA:
Observar cortes histológicos de frutos de Umbelífera (Esquizocarpo). Observar as diferenças entre o fruto de Erva doce (Pimpinella anisum L.) e Funcho (Foeniculum vulgare Miller)
 Corar com reagente de Steinmetz e dupla coloração – azul de alcian (1%)/ safranina (1%) 9:1. 
OBS.: Reagente de Steinmetz, (Costa, 2001) 
Cloral hidratado........................................40,00 g
Alumen de ferro........................................3,00 g
Sulfato de anilina......................................1,00 g
Iodo...........................................................0,45 g
Sudam III..................................................0,10 g
Etanol 96°GL...........................................30,00 ml
Água destilada.........................................30,00 ml
Glicerina..................................................25,00 ml
Assunto:MICROSCOPIA DE PÓS
Procedimento: colocar uma pequena quantidade de material pulverizado numa lâmina, adicione 1 gota de reagente de Steinmetz, cobrir com lamínula e observar ao microscópio. Identificar as estruturas visualizadas.
Exercício: 
Suspeita-se que uma partida de folhas secas e moídas de Digitalis purpurea esteja misturada com folhas da Digitalis lanata. Sabe-se que folhas frescas de D. purpurea possuem odor fraco, enquanto as folhas de D. lanata são inodoras. As características microscópicas das Digitalis, designadas por I e II são:
	
Espécie I
	Raros pêlos tectores
	
	Mesófilo com 3 ou 4 camadas de células paliçádicas com parênquima lacunoso denso, com até 12 camadas de células
	
Espécie II
	Pêlos tectores e glandulares
	
	Mesófilo com fileira de células paliçádicas
	
	Tecido esponjoso com 3 a 4 fileiras de células arredondadas e cilíndricas
 Obs.: Digitalis purpurea : fonte de digitoxina
 Digitalis lanata.: fonte de digoxina
Com as informações acima:
correlacione as espécies I e II à Digitalis purpurea e a Digitalis lanata, justificando tal correlação por meio de suas características morfológicas.
Explique de que forma se identifica a mistura de pó de folhas de Digitalis purpurea e Digitalis lanata
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 Assunto: PESQUISA DE MATERIAL ESTRANHO
A pureza da droga pode ser modificada em função de contaminação ou fraude ou adulteração. A contaminação ocorre acidentalmente durante as etapas de coleta do vegetal, preparo, conservação ou armazenamento. A fraude ou adulteração tem caráter intencional. Há também a sofisticação, que conta da adição de princípio ativo sintético a uma droga natural.
Material estranho (sujidades) incluem:
	
a)Partes do organismo ou organismos dos quais a droga deriva, excetuando aqueles 
 incluídos na definição e descrição da droga, acima do limite de tolerância especificado na 
 monografia.
b) Quaisquer organismos, porções ou produtos de organismos além daqueles especificados 
 na definição e descrição da droga.
c) Impurezas de natureza mineral ou orgânica, não inerentes à droga.
Em outras palavras, as drogas vegetais devem estar isentas de mofos, insetos e outras contaminações. Estes contaminantes podem ser de diversas origens, a saber: 
* órgão diferente do mesmo vegetal (limite de tolerância é de 10-15 %), desde que não contenha substâncias tóxicas; 
* órgão de outro vegetal; 
* outros materiais orgânicos ( amido, açúcar, serragem);
* material inorgânico ( areia, pedra, terra, gesso, sílica);
* parasitas ( carunchos): tolera-se de 1 - 2%, desde que não influencie consideravelmente na qualidade da droga); 
* mofos ( 1 a 2 %, se inócuos);
* insetos e roedores.
Além disso, devem apresentar aspecto, odor e cor dentro de padrões normais.
Tomada para ensaio (Farm. Bras. IV):
____________________________________________________________
Raízes, rizomas, cascas, planta inteira e partes aéreas 500 g
Folhas, inflorescências, sementes e frutos 250 g
Matéria particulados ou fracionados (peso médio inferior a 0,5g ) 50 g
Pós 25 g
______________________________________________________________
PARTE PRÁTICA:Analisar diversos pós de drogas vegetais, com o auxílio de lupas e pesquisar a presença de material estranho. Anotar e discutir os resultados encontrados.
 Pesquisa de amido:
1. Microscopia:
	Monte entre lâmina e lamínula, grãos de diversas origens (batata, trigo, arroz, milho, mandioca) e observe ao microscópio a forma e outras características de identificação do amido examinado ( hilo, lamelas).
2 . Caracterização:
	Prepare uma solução de amido a 1% (0,5g de amido em 50ml de água); após esfriar, transfira 10ml da goma de amido para um tubo de ensaio e adicione duas gotas de solução de iodo (lugol). Observe a coloração desenvolvida.
Assunto: MICROSSUBLIMAÇÃO
	Microssublimação é um método usado para a verificação da presença de constituintes de drogas que têm a propriedade de se vaporizarem quando submetidos à ação do calor, condensando-se posteriormente, em seu estado sólido. A substância condensada pode ser identificada por meio de métodos físicos e químicos.
	
Algumas drogas vegetais são portadoras de princípios sublimáveis, como:
. café, guaraná, cola, cacau ( metil xantinas : reação de murexida = coloração vermelha
. sene, ruibarbo, cáscara sagrada, áloe ( heterosídeos antraquinônicos : tratados por base = coloração vermelha.
. hidraste, beladona, papoula, etc ( alcalóides sólidos: reativos gerais -ex: Mayer, Dragendorff = precipitação.
. uva ursi( heterosídeos fenólicos : HCl / AgNO3 = ppt negro ; floroglucinol / (OH-) = coloração alaranjada.
PARTE PRÁTICA:
Procedimento: colocar uma lâmina sobre um tripé munido de tela de amianto. Sobre a lâmina, coloca-se um anel de vidro, cobre ou “tampinha de garrafa” e dentro deste, acrescente uma pequena quantidade da droga a ser analisada, em pó. Cubra este objeto com outra lâmina de vidro. Aquecer o material de forma moderada e aguardar a vaporização dos componentes da droga. Trocar as lâminas de 1 em 1 minuto, aproximadamente, até totalizar um conjunto de 6 lâminas. A presença de cristais sublimados é constatada pelo exame microscópico ou por meio de reações de microquímica.
Assunto: DETERMINAÇÃO DE ÁGUA (UMIDADE) EM DROGAS VEGETAIS
 
	A presença de quantidade excessiva de água em drogas vegetais propicia o desenvolvimento de microrganismos, insetos, hidrólise e atividade enzimática com consequente deterioração dos constituintes da droga. Sendo assim, torna-se necessário o estabelecimento de limites de umidade para drogas vegetais, em geral, na faixa de 8 a 14%.
TEOR DE UMIDADE EM ÓRGÃOS VEGETAIS:
	 Órgão vegetal
	Umidade no órgão fresco (%)
	Umidade permitida na droga (%)
	CASCA
	50 a 55
	8 a 14
	ERVA
	50 a 90
	12 a 15
	FOLHA
	60 a 98
	8 a 14
	FLOR
	60 a 95
	8 a 15
	FRUTO
	15 a 95
	8 a 15
	RAIZ
	50 a 85
	8 a 14
	RIZOMA
	50 a 85
	12 a 16
	SEMENTE
	10 a 15
	12 a 13
TEOR DE UMIDADE X CONSERVAÇÃO DAS DROGAS:
	Agentes deletérios às drogas vegetais
	% de umidade
	BACTÉRIAS
	40 a 45
	ENZIMAS
	20 a 25
	FUNGOS
	15 a 20
	Dos métodos empregados, o gravimétrico (dessecação) é tecnicamente mais simples e rápido. A droga deve ser reduzida a pó de no máximo 3mm de espessura.
* Procedimento:Transferir cerca de 2 a 5g, ou o especificado na monografia, exatamente pesados, de amostra para pesa-filtro tarado, previamente dessecado a 100-105( C / 30min. Dessecar a amostra em estufa a 100-105( C durante 5 horas antes da primeira pesagem. Resfrie em dessecador e pese. Continue a dessecação, pesando o material em intervalos de 1 hora. O ensaio é dado por concluido quando duas pesagens sucessivas não diferirem entre si por mais de 5mg. Calcular a porcentagem de água em relação à droga seca ao ar.
 % umidade = Pu – Ps / Pu x 100
Assunto: DETERMINAÇÃO DE CINZAS TOTAIS E INSOLÚVEIS EM ÁCIDO
1. Determinação do teor de cinzas :
	A determinação de cinzas totais destina-se a estabelecer a quantidade de substância residual não volátil no processo de incineração especificado. As cinzas totais incluem as derivadas de tecido vegetal (cinzas fisiológicas) e de materiais estranhos, especialmente areia e terra.
Procedimento:
Pese exatamente cerca de 3g - ou a quantidade especificada na monografia - da droga pulverizada, transferir para cadinho previamente calcinado, resfriado e pesado. Distribua a droga de maneira uniforme, incinere-a aumentando gradativamente a temperatura, não ultrapassando 450( C, até que o carvão seja eliminado. Resfrie em dessecador e pese. Calcular a porcentagem de cinzas em relação à droga seca ao ar.
2. Determinação de cinzas insolúveis em ácido:
	Cinzas insolúveis em ácido compreendem o resíduo obtido na fervura de cinzas totais, após filtragem, lavagem e incineração. O método destina-se à determinação de sílica e constituintes silicosos da droga.
Procedimento: 
Ferva o resíduo obtido na determinação de cinzas totais durante 5 minutos com 25ml de HCl SR em cadinho coberto com vidro de relógio. Lavar o vidro de relógio com 5ml de água quente, juntando-a ao cadinho. Recolher o resíduo insolúvel em ácido sobre papel de filtro isento de cinza, lavando com água quente até que o filtrado se torne neutro. Transfira o papel de filtro contendo o resíduo para o cadinho original, secar sobre chapa quente e incinerar a cerca de 500( C até peso constante. Calcular a porcentagem de cinzas insolúveis em ácido em relação à droga seca ao ar.
Assunto: CROMATOGRAFIA DE CAMADA DELGADA - PLANTAS MEDICINAIS
	A cromatografia de camada delgada (CCD) consiste na separação dos componentes de uma mistura através da migração diferencial sobre uma camada delgada de adsorvente retido sobre uma superfície plana. 
É uma técnica praticamente indispensável em qualquer laboratório que envolva análise de substâncias orgânicas e apresenta vantagens como: fácil execução, separações em curto espaço de tempo, versatilidade, grande reprodutibilidade e baixo custo.
 Existem no mercado grande número de adsorventes para fins cromatográficos; entre os mais utilizados em CCD estão a sílica, alumina, poliamida, celulose.
 A sílica (SiO2) é o mais usado, é altamente porosa e apresenta caráter fracamente ácido e em geral é empregada na separação de compostos lipofílicos como aldeídos, cetonas, fenóis, ácidos graxos, aminoácidos, alcalóides, terpenóides e esteróides, usando o mecanismo de adsorção. 
A escolha do solvente, eluente ou fase móvel é de fundamental importância na separação da mistura. Como regra geral: quanto mais polar a substância, maior a polaridade do eluente. A pureza dos solventes também é fator essencial a ser observado. 
Há uma tabela (série eluotrópica dos solventes), que os ordena segundo suas polaridades . 
Ex.:
	Fase Móvel 
	polaridade
	n-hexano 
	0,01
	ciclohexano
	0,04
	CCl4 
	0,18
	Tolueno 
	0,29
	Benzeno
	0,32
	CHCl3
	0,40
	 Diclorometano
	0,42
	Trietilamina 
	0,54
	Acetona
	0,56
	Acetato de etila
	0,58
	Acetato de metila
	0,60
	Acetonitrila
	0,65
	Propanol
	0,82
	Etanol
	0,88
	Metanol
	0,95
	Ácido acético
	-
	Água
	-
	As amostras (10 (l) as serem aplicadas (micropipetas) devem estar na forma de soluções, em solventes bastante voláteis, em geral, preparadas na concentração de 0,1-1%. Devem ser aplicadas numa distância de 1,5 a 2 cm do bordo inferior das placas e numa distância de cerca de 1cm entre cada gota. O desenvolvimento ascendente do cromatograma é o mais utilizado, sendo as placas colocadas na posição vertical e tão logo a FM atinja a parte superior das placas, estas são retiradas (não esquecer de marcar a distância percorrida pela FM), secas e reveladas ( métodosfísicos, químicos e biológicos) e finalmente , os resultados devem ser documentados ( desenho, cópia, fotografia). A escolha do revelador depende do natureza química tipo de princípio ativo presente. Na análise qualitativa, a determinação do Rf (fator de retenção) pode auxiliar na identificação de uma substância por comparação com padrões. Rf = d percorrida pela amostra / d percorrida pela FM.
Desenvolver as cromatoplacas em cuba saturada. Aplicar as soluções das amostras de forma circulares ou bandas de 1 cm de largura sobre a placa. Deixar evaporar o solvente, marcar a distância de 10 a 15 cm a partir do ponto de aplicação das amostras e introduzir a cromatoplaca na cuba, colocando-a na posição mais próxima da vertical. Os pontos de aplicação devem ficar acima do nível do eluente. Fechar a cuba e deixar desenvolver o cromatograma até que o eluente atinja o limite marcado. Remover a cromatoplaca, deixar secar e visualizar conforme monografia.
PARTE PRÁTICA:
ANÁLISE CROMATOGRÁFICA DAS PRINCIPAIS ASTERACEAS
 Esta análise visa a comparação cromatográfica de amostras de Arnica montana, Matricaria chamomilla e Calendula officinalis . 
 
PROCEDIMENTO:
	Pesar diretamente em frascos Erlemeyers 1g das amostras de Arnica montana, Matricaria chamomilla e Calendula officinalis pulverizadas. Adicionar em cada um dos erlemeyers 10ml de metanol. Aquecer em chapa aquecedora por aproximadamente 5 minutos à 600C. Deixar esfriar e filtrar. Aplicar 30(l de cada uma dessas tinturas e 10(l de um mistura padrão de rutina, ácido clorogênico, hiperosídeo, isoquercitrina e ácido cafêico. Colocar a placa em cuba de vidro desenvolvendo-a com o seguinte sistema de solventes: Acetato de Etila/Ácido fórmico/Ácido Acético/Água (100:11:11:27 ). Revelar a placa com NP (difenilborato de aminoetanol - NST- 1% em etanol. Observar sob luz UV a 365 nm.	
 
R= galactose 		- hiperosídeo
R= glucose-rhamnose	- rutina
R= glucose		 - isoquercitrina
Ac.Clorogênico 
 
 
 Ácido Cafêico 	 Ácido Quínico
Resumo: CONTROLE DE QUALIDADE DE MATÉRIAS - PRIMAS VEGETAIS
�
Assunto: IDENTIFICAÇÃO DE GOMAS 
	As gomas são consideradas produtos patológicos resultantes da ação física sofrida pelo tecido vegetal (feridas, picadas de insetos, contusões). Podem ser extraídas por incisões realizadas na planta, de onde exsudam sob a forma de geléia, que rapidamente solidificam em contato com o ar. 
	As principais gomas de interesse farmacêutico são: goma arábica (exsudatos de Acacia senegal, A. seyal, A. arabica - Leguminosae), goma adragante ou alcatira (Astragalus gummifer, A. microcephalus - Leguminosae) goma caraia ou indiana ( Sterculia urens Rox - Sterculiaceae). 
PARTE PRÁTICA
Caracteres Organolépticos
Observar a cor e odor da goma 
Análise microscópica 
Colocar uma pequena quantidade de pó em uma lâmina adicionar uma gota de água ou lugol, cobrir com lamínula e observar ao microscópio. 
3. Solubilidade em água
	Observar o aspecto da goma ao ser misturada com água: líquida, viscosa ou gelatinosa. 
4. Pesquisa de Amido
	Preparo da dispersão de Goma a 1%: colocar 0,30 g de goma em pó em um gral de porcelana, triturar e adicionar gradativamente 30 ml de água destilada, triturando sempre até obter goma homogênea. 
	Transferir 5 ml da dispersão de goma para um tubo de ensaio e adicionar uma a duas gotas de lugol. Homogeneizar. 
Teste positivo: Coloração azul. 
5. Pesquisa de Lignina
	Transferir 5 ml da dispersão de goma para um tubo de ensaio. Adicionar 2 ml de HCl conc., aquecer em banho maria por 5 minutos. 
Teste positivo: coloração rósea. 
6. Reação com NaOH 
	Transferir 5 ml da dispersão de goma para um tubo ensaio. Adicionar 2 ml de NaOH a 15%. Aquecer em banho-maria por 5 minutos. 
Teste positivo: coloração amarelo-canário. 
7. Pesquisa de adulteração por taninos
	Transferir 5 ml da dispersão de goma para um tubo de ensaio. Adicionar 2 a 4 gotas de solução de FeCl3 a 9%. Não deve escurecer. 
Assunto: DETERMINAÇÃO DO ÍNDICE DE INTUMESCÊNCIA
Índice de intumescência é a medida do volume ocupado pelo inchamento de 1g da droga, pela adição de água ou outro agente intumescente, sob condições definidas.
Conduzir, simultaneamente, no mínimo três determinações.
Procedimento:
	
Pesar exatamente 1 g da droga vegetal pulverizada e colocar numa proveta de 25 mL (125 mm comprimento x 16 mm diâmetro interno) com tampa esmerilhada.
	Medir o volume ocupado pela planta seca (Vi)
 Adicionar 25 mL de água, ou outro agente definido e agitar a cada 10 min, por 1 hora. Deixar a mistura em repouso por 3 horas, à temperatura ambiente.
Medir o volume (mL) ocupado pelo material vegetal acrescido da mucilagem = Vf (ou qualquer material aderido). 
Calcular o valor médio obtido a partir das várias determinações realizadas (triplicata), utilizando a fórmula: 
 
 I I = V F – V I , onde V F = volume final da droga 
 V I = volume inicial 
Obs.: Para Fucus vesiculosus não deve ser inferior a 6 (European Pharmacopoea, S2001)�
Assunto: PESQUISA DE HETEROSÍDEOS ANTRAQUINÔNICOS
	A antraquinona, dicetona do antraceno, é o núcleo fundamental da estrutura química de muitas substâncias fenólicas, que se encontram nos diversos órgãos de uma grande variedade de plantas.
	De um modo geral, os heterosídeos antraquinônicos são solúveis em água. Entretanto, dependendo da forma em que se encontram, podem apresentar a seguinte solubilidade:
	SOLVENTE
	HETEROSÌDEO
	AGLICONA
	Água
	Solúvel
	Insolúvel
	Álcool diluido, á quente
	Solúvel
	Solúvel
	Amônia SR
	-
	Solúvel
 
	O reconhecimento desses heterosídeos pode ser feito através da reação de BORNTRAEGER, que consiste na formação de fenatos de amônia, de coloração rósea, após a extração das agliconas livres e das libertadas por hidrólise ácida. Nesta reação, a cor desenvolvida, no máximo dentro de 5 minutos, é devido as formas antraquinônicas (dicetona). A coloração se intensifica progressivamente, por oxidação das formas reduzidas – antrona e antranol – em antraquinona.
	
PARTE PRÁTICA
EXTRAÇÃO: Ferver 1g de droga portadora de heterosídeos antraquinônicos, grosseiramente pulverizada, com 30 ml de álcool a 75% v/v, durante 3 minutos. Filtrar o líquido obtido, ainda quente.
CARACTERIZAÇÃO: Transferir 10 ml do filtrado para béquer de 40 ml (I) e 10 ml para outro béquer (II). Acidifique o conteúdo do béquer I com 0,5 ml de HCl SR e ferva por 2 min. Faça o mesmo com o béquer II, porém não adicione ácido.
 Transferir os líquidos para tubos de ensaio e após resfriar, adicione a cada um, 10 ml de hexano. Agite levemente e então, separe 5 ml dos tubos de ensaio I e II. Em ambos, adicione 4 ml de amônia SR e deixe a reação em repouso, durante 5 min. A camada amoniacal tomará uma coloração rósea, conforme a quantidade de princípio ativo (agliconas libertadas das cadeias glicídicas).
 Anote os resultados e discuta-os.
Assunto: DOSEAMENTO DE COMPOSTOS ANTRACÊNICOS TOTAIS:  
	
Pese exatamente 0,200 g do pó de sene e coloque em balão de rolha esmerilhada de 250 mL. Acrescentar 30 mL de água destilada, homogeneíze e coloque em banho-maria fervente, aquecendo, sob refluxo, por 15 min. Após resfriar, filtre para um balão volumétrico de 50 ml, completando o volume com água destilada.
Transfira volumetricamente 25 mL do sobrenadante para um balão com rolha esmerilhada de 100 mL. Adicione 2 mL de HCl conc. Mergulhe o frasco num banho-Maria fervente, por 20 minutos, evitando a ação da luz direta durante o ensaio. Após esfriar,transfira o conteúdo, quantitativamente, para um funil de separação e esgote-o por agitação com 5 porções sucessivas de 20 ml de hexano.
Lave as soluções hexânicas reunidas com 25 ml de água. Transfira a solução hexânica para um balão volumétrico de 100 ml e complete o volume com hexano. Evapore 10 ml desta solução num béquer, cuidadosamente, e dissolva o resíduo com 10 ml de solução de NaOH 1N. 
Medir a absorvância da solução a 500 nm, utilizando como branco para ajuste do zero a sol. de NaOH.
Calcular a concentração de compostos antracênicos totais por meio da curva padrão:
Curva Padrão (1,8-dihidroxiantraquinona): 
Pesar 2 mg de 1,8-dihidroxiantraquinona e transferir para um balão volumétrico de 100 mL e completar o volume com hexano. Retirar alíquotas de 1 ml (0,02 mg) – 2 ml (0,04 mg) – 3 ml (0,06 mg) – 4 ml (0,08 mg) – 5 mL (0,1 mg) e transferir para um béquer. Evaporar o solvente em banho-Maria fervente e dissolva o resíduo com 10 ml de solução de NaOH 1N. Medir a absorvância da solução a 500 nm, utilizando como branco para ajuste do zero a sol. de NaOH. 
 Construir uma Curva de Calibração Abs x Concentração (mg/ml)
 
 % antraquinona = (Abs – b / A) x 100 x 50 x 10-3 x 100
 _________________ ___
 25 m
Assunto: PESQUISA DE HETEROSÍDEOS FLAVONÓIDES 
	Os flavonóides são compostos naturais que possuem como núcleo fundamental o BENZOPIRANO ou CROMANO.
	Os heterosídeos flavonóides têm agliconas derivadas dos seguintes núcleos: chalconas e diidrochalconas, flavonas e flavanonas, isoflavonas e isoflavanonas, flavonol, auronas e mais recentemente os neoflavonoides. 
	A pesquisa e identificação dos compostos flavonóides baseia-se em reações características do núcleo fundamental benzopirano e em reações características de hidroxilas fenólicas.
EXTRAÇÃO 
	Ferva, por 5 minutos, 7 g da droga em pó em 60 ml de etanol a 70%. Filtre por papel de filtro, previamente umedecido com etanol 70%. Reserve para as reações. 
CARACTERIZAÇÂO:
REAÇÕES RELACIONADAS COM O NÚCLEO FUNDAMENTAL 
1. Reação da Cianidina ou Reação de Shinoda 
Esta reação baseia-se na redução dos derivados flavônicos, de cor amarela, em antociânicos, vermelhos. As chalconas e isoflavonas não determinam o aparecimento de cor. 
	Transfira cerca de 3 ml do filtrado para um tubo de ensaio. Adicione cerca de 1 cm de fita de magnésio finamente cortada. Junte cerca de 1 ml de HCl conc. (com muito cuidado, se necessário resfrie com água). Observe a cor e anote . 
Reação Oxalo-Bórica 
Esta reação é exclusiva dos flavonóis. Os outros compostos (flavonas, flavanonas e isoflavonas) podem corar-se, mas não apresentam fluorescência. 
	Evapore em cápsula de porcelana 5 ml da solução extrativa. Junte ao resíduo semi-seco 3 ml de solução de ácido bórico a 3% e 1 ml de solução de ácido oxálico a 10%. Evapore até secura. Junte ao resíduo seco, 7 ml de éter etílico. Observe sob luz ultravioleta. (Fluorescência amarelado-esverdeada). 
	
3. Reação com H2SO4 concentrado. 
	Esta reação se baseia na formação de sais de oxônio, e suas soluções apresentam fluorescência variável conforme a posição do íon oxônio na molécula. 
Adicione cerca de 3 ml de solução extrativa numa cápsula de porcelana. Evapore até semi-secura. Adicione 0,5 ml de H2SO4 concentrado e observe sob luz ultravioleta. Anote a fluorescência desenvolvida. 
REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO DE HIDROXILAS FENÓLICAS
1. Reação com os Hidróxidos Alcalinos
	Transfira 3 ml da solução extrativa para um tubo de ensaio. Adicione cerca de 1 ml de NaOH 20%. Agite o tubo. Observe a cor desenvolvida. Anote. 
	Em meio alcalino, alguns grupos de flavonóides apresentam cor amarela. A presença de chalconas pode dar cor vermelha-amarelada.
2. Reação com o Cloreto de Alumínio 
	Transfira cerca de 5 ml de solução extrativa para um béquer ou cápsula de porcelana. Concentre até mais ou menos a metade. Transfira esta solução concentrada para um pedaço de papel de filtro espalhando sobre toda a superfície do mesmo. A seguir, umedeça uma das regiões do papel com solução de cloreto de alumínio à 5% e observe a fluorescência sob luz ultravioleta. 
	Os compostos flavonóides, em presença do cloreto de alumínio, possuem fluorescência amarela intensa quando observadas sob luz UV. 
3. Reação com Cloreto Férrico 
	Transfira cerca de 3 ml da solução extrativa para um tubo de ensaio. Junte 2 gotas de cloreto férrico a 4,5%. Forma-se cor variável (verde, amarela, castanha, violeta); observe a cor e anote. 
Assunto: ANÁLISE QUANTITATIVA DOS FLAVONÓIDES DA CATUABA (Trichilia catingua A. Juss.)
Pesar 0,5g da amostra (pó da casca) e transferir para um balão esmerilhado de 250 mL. 
Adicionar 100 mL de uma mistura de metanol:ácido acético 0,02M (99:1), aquecer em banho-maria sob refluxo a 90-100ºC por 40 minutos e filtrar. Resfriar e ler a absorbância em 361 nm.O branco deve ser preparado com a mistura de metanol:ácido acético 0,02M. 
Construção da curva de calibração:
Pesar 5 mg de rutina e transferir para um balão volumétrico de 50 mL, completando-se o volume com metanol: ácido acético 0,02M. 
Pipetar alíquotas de 200, 400, 600, 800 e 1000 µl e transferir para tubos de ensaio. Homogeneizar e fazer a leitura a 361nm. Construir a curva de calibração padrão (Absorbância x Concentração).
	Calcular o teor de flavonóides pela equação
% flavonóides = x (mg) . 100 . 10-3. 102 
 __________________
 m (g)
 Em que: 100: fator de diluição da amostra
Assunto: PESQUISA DE HETEROSÍDEOS CIANOGENÉTICOS 
	Os heterosídeos cianogenéticos são constituídos de uma cianidrina em combinação com um aldeído ou com uma cetona (aglicona) e, por uma parte glicídica ligada por ligação acetálica (O-glicosídeos) nos substituintes do aldeido ou da cetona. 
	Um heterosídeo cianogenético quando hidrolisado (enzimaticamente) dá origem a um aldeído (mais frequentemnete benzaldeído) ou uma cetona, ao açúcar e ao HCN. 
O HCN é volátil e se perde quando o vegetal que o contem é submetido ao calor.
	A maior importância dos heterosídoes cianogenéticos é quanto à toxicologia, visto que plantas portadoras dos mesmos podem causar sérios acidentes quando ingeridas na forma natural (cruas). 
PARTE PRÁTICA
	Pesquisar a presença de HCN, através de reações químicas, nas plantas portadoras de heterosídeos cianogenéticos (folhas de mandioca e de sabugueiro) 
Pesquisa de HCN em Plantas Pela Técnica de Guignard 
	Triturar cerca de 10-15 g de vegetal fresco num gral com auxílio de um pistilo e transferir para um Erlenmeyer com boca esmerilhada. Adaptar o papel reativo de Guignard na boca do Erlenmeyer, prendendo-o com a tampa, de modo que a tira não encoste nas paredes internas do frasco e nem no material triturado. Dar um ligeiro aquecimento. Aguardar o resultado até o final da aula.
Papel reativo de Guignard: impregna-se tiras de papel de filtro com uma solução de ácido pícrico, seca-se. Embeber com uma solução de carbonato de sódio a 10%, secar. 
POSITIVO: o papel passará de amarelo para alaranjado e finalmente avermelhado. 
Assunto: PESQUISA DE HETEROSÍDEOS DIGITÁLICOS
	Os heterosídeos digitálicos ou cardiotônicos possuem na sua estrutura química o núcleo fundamental do ciclopentanoperhidrofenantreno, apresentando na posição C17 uma lactona em pentanel (cardenólidos) ou hexanel (bufadienólidos).
	Para a caracterização laboratorial destes princípios bioativos, empregam-se reações que evidenciam isoladamentepartes das moléculas dos heterosídeos, como por exemplo, reações de caracterização do núcleo esteróide (Liebermann-Burchard, Pesez); reações relacionadas com o anel lactônico pentacíclico (Kedde, Baljet, Raymond, Legall); reações relacionadas com os desoxiaçúcares (Keller-Kiliani, Xantidrol).
PARTE PRÁTICA
EXTRAÇÃO:
Ferver durante 4 min., 2,5 g da droga em pó (Digitalis) com 25 ml de álcool a 50% e 10 ml de solução de acetato de chumbo a 10%. Resfrie, filtrarcomplete o volume para 25 ml e filtre a solução hidroalcoólica. Adicione ao filtrado, 15 ml de clorofórmio (de 2 vezes), com agitação após a adição do solvente orgânico. Separe a fase clorofórmica.
CARACTERIZAÇÃO:
A-REAÇÃO DE LIEBERMANN-BURCHARD: esta reação se deve a desidratação ou desidrogenação do núcleo esteróide.
Procedimento: Transfira 3 ml da solução clorofórmica para um tubo de ensaio e evapore até secura. Junte ao resíduo 1 ml de clorofórmio, 5 gotas de anidrido acético PA e 1 gota de ácido sulfúrico conecntrado PA ( reativo de Liebermann-Burchard - 50:1, anidrido acético R:H2SO4 P.A). Homogeneíze e deixe em repouso por 5 min. Observe a coloração desenvolvida : “positiva” : castanho ( dedaleira; verde ( cila e estrofanto .
B-REAÇÃO DE PESEZ:
Procedimento: Transfira 3 ml da solução clorofórmica para uma cápsula de porcelana e evapore até secura em chapa aquecedora. Adicione ao resíduo, após esfriar, 3 a 6 gotas de H3PO4 P.A. Misture com o auxílio de um bastão e observe sob luz UV: “positiva” : fluorescência verde-amarelada.
C-REAÇÃO DE KELLER-KILIANI: esta reação é específica para desoxiaçúcares presentes na extremidade da parte glicídica..
Procedimento: Transfira 5 ml da solução clorofórmica para um tubo de ensaio e evapore em banho Maria, até secura. Dissolva o resíduo em 3 ml do seguinte reagente, recém-preparado: 3 ml de ácido acético glacial e 0,1 ml de FeCL2 9%. Homogeneíze e verta esta solução, lentamente, para um tubo de ensaio contendo 2 ml de H2SO4 P.A . Observe a coloração desenvolvida: “positiva”: anel castanho-avermelhado na fase de contato; a camada acética vai adquirindo uma coloração esverdeada.
D- REAÇÂO DE KEDDE: esta reação é específica para as agliconas (anel lactônico)
Procedimento: Evapore à secura, num tubo de ensaio, em banho-Maria, 6 ml da solução clorofórmica. Junte ao resíduo 2 ml de álcool 50%, 2 ml de água dest, 2 ml do reagente ácido 3,5- dinitrobenzóico a 1%, recém-preparado em etanol 96% e 2 ml de KOH 1:10. Após 5 min, observe a coloração desenvolvida: reação positiva: coloração castanho-avermelhada a vermelho-violeta.
Assunto: PESQUISA DE HETEROSÍDEOS SAPONÍNICOS 
Heterosídeos saponínicos são substâncias que se dissolvem em água originando soluções afrógenas (espumante), por diminuição da tensão superficial do líquido. 
	Constituem um grupo heterogêneo, sendo classificado em heterosídeos saponínicos do tipo esteróide e do triterpenóide. São solúveis em solventes polares e insolúveis em solventes apolares. 
 	As principais plantas portadoras de saponinas são a quilaia, alcaçuz, ginseng, polígala, salsaparrilha, etc. 
PARTE PRÁTICA
Determinação do Índice de espuma (Afrosimétrico ou Espumígeno): determinado através da maior diluição em que 1g da droga em pó é capaz de formar 1 cm de espuma em determinadas condições. 
Procedimento:
Pesar exatamente 1g do material vegetal pulverizado e transferir para erlenmeyer contendo 50 mL de água fervente. Manter sob fervura moderada durante 30 min. Resfriar, filtrar para balão volumétrico de 100 mL. Repetir a extração do mesmo material utilizando porções sucessivas de 10 mL de água fervente até completar o volume de 100 mL. 
Distribuir o decocto obtido em 10 tubos de ensaio com tampa (16 cm diâmetro x 16 cm altura), em uma série sucessiva de 1, 2, 3 até 10 mL e ajustar o volume do líquido em cada tubo a 10 mL com água. 
Tampar os tubos e agitá-los com movimentos verticais por 15 segundos. Deixar em repouso por 15 min e medir a altura da espuma:
Se a altura da espuma de todos os tubos for inferior a 1 cm, o índice de espuma é menor do que 100.
Se, em qualquer um dos tubos, a altura da espuma medida for 1 cm, a diluição do material vegetal nesse tubo (a) é o índice de espuma observado.
Se a altura da espuma for maior do que 1 cm em todos os tubos, o índice de espuma é maior do que 1000. 
IE = 1000 / a ,
 Onde:
a = volume (mL) do decocto usado para preparação da diluição no tubo onde a espuma foi observada.
Assunto: PESQUISA DE HETEROSÍDEOS CUMARÍNICOS
Procedimento:
Extrair 2 g da amostra com 30 ml água (a quente). Filtrar. Adicione 1 ml de HCl 1 N (até pH 1). Transfira para funil de separação e extrair com 10 ml de éter, reduza o volume e goteje sobre papel de filtro. Acrescente 1 gota de NaOH 1N em uma das regiões onde foi aplicado o extrato etéreo e observe na luz UV: reação positiva: fluorescência verde. 
Assunto: PESQUISA DE TANINOS
	Taninos são substâncias fenólicas complexas, presentes em inúmeros vegetais. 
	De uma maneira geral, os taninos são adstringentes, solúveis em água, álcool e acetona (sol. coloidais) e insolúveis em solventes orgânicos apolares usuais. 
 Reagem com aminas, amidos e substâncias protêicas. 
PARTE PRÁTICA 
EXTRAÇÃO 
	Ferva durante 5 minutos, 2 g da droga em pó em 50 ml de água destilada, filtre ainda quente e complete o volume para 100 ml. 
REAÇÕES DE IDENTIFICAÇÃO 
	Tome 5 tubos de ensaio. Transfira para cada tubo 5 ml da solução extrativa. A cada tubo proceda de acordo com as seguintes reações: 
1. Reação com Gelatina 
Adicione ao primeiro tubo de ensaio, 4 a 5 gotas de sol. de gelatina a 2,5% em solução de cloreto de sódio 5%. Observe o desenvolvimento de precipitado. 
2. Reação com os Alcalóides 
Adicione no segundo tubo de ensaio, 4 a 5 gotas de solução de sulfato de quinina a 1%. Anote. 
3. Reação com Sais Metálicos 
Adicione ao terceiro tubo de ensaio 3 a 5 gotas de acetato de cobre 4%. Anote. 
Adicione ao quarto tubo 1 a 2 gotas de cloreto férrico a 2%. Anote. Dilua com 10 ml de água destilada. Anote a cor. 
4. Reação com Hidróxidos Alcalinos 
No quinto tubo adicione 4 a 5 gotas de solução de hidróxido de sódio ou potássio a 20%. Anote o resultado. 
( Faça paralelamente um controle, usando um padrão de ácido tânico 0,5% (2 ml em 6 tubos de ensaio, procedendo de modo idêntico ao anterior.) 
Obs.:FUNDAMENTOS 
	Os taninos reagem com os aminoácidos da gelatina (prolina por exemplo), pelo grupamento amina, formando precipitado. Também reagem com os alcalóides, pelo fato destes conterem o grupamento amina na molécula (mais especificamente o N). Os taninos reagem e precipitam com sais metálicos, como chumbo, cobre, zinco, cromo, e ferro. Com sais de ferro formam precipitados enegrecidos (formação de fenatos férricos e ferrosos). Mas os taninos não se precipitam pelos hidróxidos alcalinos por reagirem com grupos fenólicos e formarem fenatos solúveis. 
DOSEAMENTO DE TANINOS NA ESPINHEIRA SANTA (Maytenus ilicifolia ) - FOLHA
Obs.: Parte usada: folhas dessecadas devem conter no mínimo 2 % de taninos totais (Farm. Bras., IV, parte II, 6° fascículo, 2004) 
Pese, exatamente, 0,75 g da planta moída, transfira para um balão de fundo redondo de 250 mL, adicione 100 mL de H2O destilada. Aqueça em banho-maria, sob refluxo, por 30 minutos (à temperatura de 80-90ºC). Resfrie em água corrente e transfira para um balão volumétrico de 250 mL, complete o volume com H2O destilada. Deixe decantar o sedimento e filtre através de papel de filtro. Despreze os primeiros 20 mL do filtrado. O restante do filtrado constituirá a solução mãe (SM).
Taninos Totais: Transfira volumetricamente 5 mL da SM para balão volumétrico de 25 mL e complete o volume comágua. Misture 2mL desta solução com 2 mL do reagente de Folin-Denis e 16 ml de solução de carbonato de sódio a 20% (p/v), em béquer de 50 ml. Meça a absorvância da solução (A1) em 750 nm, exatamente 2 minutos após a adição do último reagente. Use água como branco
Fração não-tanante: adicione 0,15g de caseína a 10 mL da SM e agite mecanicamente por 60 min. Filtre e dilua 5 mL dessa solução para 25 mL com água. Misture 2 mL desta solução, 2 mL do reagente de Folin-Denis e 16 ml de solução de carbonato de sódio a 20%, em béquer de 50 ml. Meça a absorvância da solução (A2) em 750 nm, exatamente 2 minutos após da adição do último reagente. Use água como branco.
Solução de referência: Dissolva 50 mg de pirogalol em água e dilua a 100 mL. Transfira volumetricamente 5 mL para balão volumétrico de 100 mL e complete o volume com com água. Aguarda 30 minutos. Misture 2 mL desta solução, 2 mL do reagente de Folin-Denis e 16 ml de solução de carbonato de sódio a 20%, em béquer de 50 ml. Meça a absorvância da solução (A3) em 750 nm, exatamente 2 minutos após a adição do último reagente. Utilize água como branco.
Calcule o teor de taninos totais, fração tanante e fração não-tanante utilizando as expressões:
A 1% = A3 x 10 / c (1)
TT = FD x A1 / (m – p) x A1% (2)
NT = FD x A2 / (m – p ) x A1% (3)
 FT = TT - NT (4)
Em que:
A 1%= absorvância específica da solução de referência;
A3 = absorvância medida para a subst. Referência;
c = concentração em mg/ml; 
TT = taninos totais em % (p/p); 
p = peso da amostra (g);
FD= 12500; 
NT= fração não tanante em % (p/p);
A1= absorvância medida para taninos totais;
A2= absorvância medida para taninos não precipitáveis;
m = determinação de água;
FT=fração tanante em % (p/p).