Relatório 1 Carboidratos

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INDRODUÇÃO
	Os carboidratos são as biomoléculas mais abundantes na Terra, e quimicamente são representados como poli-hidroxialdeídos ou poli-hidroxicetonas, ou substâncias que geram esses compostos quando hidrolisadas. Estes grupos conferem aos carboidratos a capacidade de participar de várias reações como oxidação, redução, esterificação, isomerização e capacidade de formar ligações glicosídicas (BIOQUÍMICA PRÁTICA, 2013).
	 Muitos carboidratos têm a fórmula empírica (CH2O)n; alguns também contêm nitrogênio, fósforo ou enxofre (LEHNINGER, 2014). O tipo mais simples de carboidrato é constituído pelos monossacarídeos, chamados aldoses ou cetoses, segundo o grupo funcional que apresentam, aldeído ou cetona. De acordo com seu número de átomos de carbono, são designadas trioses, tetroses, pentoses hexoses ou heptoses (MARZZOCO e TORRES, 1999).
	Alguns carboidratos (açúcar e amido) são os principais elementos da dieta em muitas partes do mundo, e sua oxidação é a principal via de produção de energia na maioria das células não fotossintéticas (LEHNINGER, 2014). Nas indústrias alimentícias são usados carboidratos para a fabricação de alguns alimentos como queijos, iogurtes e bebidas alcoólicas (JUNIOR, 2007). Os carboidratos desempenham funções importantes como fonte de energia, fonte energética para o sistema nervoso central e no auxílio a preservação das reservas de proteína muscular (PINHEIRO, PORTO e MENEZES, 2005).
	Existem três classes principais de carboidratos: monossacarídeos, oligossacarídeos e polissacarídeos. Os monossacarídeos (ou açúcares simples), são constituídos por uma única unidade poli-hidroxicetona ou poli-hidroxialdeído, são sólidos cristalinos e incolores plenamente solúveis em água, mas insolúveis em solventes apolares. Os oligossacarídeos consistem em cadeias curtas de unidades de monossacarídeos, ou resíduos, unidas por ligações características chamadas de ligações glicosídicas, sendo os mais abundantes os dissacarídeos, que são formados por duas unidades de monossacarídeos, as quais são hidrolisadas facilmente pelo aquecimento com ácido diluído (JUNIOR, 2007). E por fim os polissacarídeos, que são polímeros de açúcares simples que contêm mais de 20 unidades de monossacarídeo (LEHNINGER, 2014).
	Em soluções aquosas, os monossacarídeos com mais de quatro átomos de carbono formam estruturas cíclicas, em lugar das estruturas lineares, o anel é formado pela reação do grupo carbonila com uma hidroxila, formando assim derivados chamados de hemiacetais ou hemicetais (MARZZOCO e TORRES, 1999).
	As funções dos carboidratos são bastante diversificadas, incluindo a sustentação (celulose, nos vegetais) e a reserva (glicogênio nos animais, amido nos vegetais), além de poderem eles estar ligados a lipídios e proteínas, formando os glicolipídios e glicoproteínas, componentes de membranas (MARZZOCO e TORRES, 1999).
	Os monossacarídeos podem ser oxidados por agentes oxidantes relativamente suaves, como o íon cúprico (Cu2+). O carbono do carbonil é oxidado a um grupo carboxil. A glicose e outros açúcares capazes de reduzir o íon cúprico são chamados de açúcares redutores (LEHNINGER, 2014). O amido apresenta uma extremidade chamada redutora, por ter o resíduo de glicose com o carbono 1 (do grupo aldeído, redutor) livre, as outras inúmeras unidades monoméricas são chamadas de não-redutoras, porque tem resíduos de glicose com o carbono 1 comprometido em ligações glicosídicas (MARZZOCO e TORRES, 1999).
	O teste de Molisch é um teste geral para identificação dos carboidratos, e ele é possível devido os monossacarídeos mais importantes serem moléculas muito ricas em grupamentos hidroxila. Os monossacarídeos podem ser facilmente desidratados por ação de ácidos fortes concentrados. O ácido rompe facilmente as ligações glicosídicas presentes em moléculas de polissacarídeos, quebrando-os e fornecendo seus monossacarídeos. Esses, por sua vez, são desidratados e podemos ter como produto: o furfural, quando o monossacarídeo desidratado for uma pentose, e o hidroximetilfurfural (HMF), quando for uma hexose. Devido essas substâncias serem incolores adiciona-se um composto fenólico ao meio (alfa-naftol, conhecido como reativo de Molisch). O fenol reage com os produtos, incolores e provoca o aparecimento de um anel de coloração lilás (BIOQUÍMICA PRÁTICA, 2013).
	Nas estruturas cíclicas dos monossacarídeos os átomos de carbono anoméricos (C1 nas aldoses e C2 nas cetoses) são susceptíveis de oxidação por vários agentes oxidantes contendo íons cúpricos (Cu2+) devido a presença de grupos aldeidos ou cetonas livres ou potencialmente livres. Na reação de Benedict os íons cúpricos são reduzidos pela carbonila dos carboidratos a íons cuprosos formando óxido cuproso que tem cor vermelho tijolo. Tal princípio é útil na análise de açúcares e, por muitos anos, foi utilizado na determinação dos níveis sanguíneos de glicose no sangue e na urina. Por esse motivo, a reação de Benedict pode ser usada para identificação de açúcares redutores (BIOQUÍMICA PRÁTICA, 2013).
	Para a identificação de polissacarídeos (como o amido) pode-se realizar o teste do Iodo, no qual o iodo metálico presente no lugol sofre reações de complexação com a cadeia de alfa-amilose do amido, formando um composto de cor azul intenso (BIOQUÍMICA PRÁTICA, 2013).
	Os objetivos da aula prática foram avaliar conteúdos estudados em sala de aula, testar a solubilidade dos carboidratos em diferentes solventes, identificar os carboidratos diante de outras macromoléculas pelo teste de Molisch, avaliar os açúcares redutores pelo método de Benedict e realizar o teste do Iodo para a identificação de polissacarídeos.
MATERIAL E MÉTODOS
2.1 MATERIAL
	Foram utilizados para a realização da aula prática:
	Tubos de ensaio, pipetas de 1 mL, pipetas de 2 mL, pipetas de 5 mL, pipetas de Pasteur, espátula, Banho-Maria.
	Água destilada, álcool etílico 96º GL, acetona P.A., solução de glicose 1%, solução de maltose 1 %, solução de sacarose 1%, solução de amido 1%, solução de albumina 1%, ácido sulfúrico P.A., solução de lugol (iodo), reagente de Molisch* e reagente de Benedict**.
	*O reagente de Molisch foi preparado dissolvendo 5g de α-naftol em 50 mL de álcool.
	**Para o preparo do reagente de Benedict foram preparadas a solução A e a solução B, A solução A foi preparada adicionando 173g de citrato de sódio (Na2C6H5O7.2H2O), 90 g de carbonato de sódio (Na2CO3) e 600 mL de água destilada quente (80 ºC), então foi dissolvido, filtrado e completado com água até 850 mL. A solução B foi composta por 17,3% de sulfato de cobre (CuSO4). Por fim, foi colocada a solução A em um balão volumétrico de 1 L e foi completado o volume com a solução B.
2.2 MÉTODOS
Teste de solubilidade:
	O teste de solubilidade foi realizado com 3 solventes diferentes e em duplicata. Para isso foram numerados 6 tubos de ensaio (1A, 1B, 2A, 2B, 3A e 3B), em seguida em todos os tubos de ensaio colocou-se 0,1 g (equivalente a ponta da espátula), nos dois primeiros tubos (1A e 1B) foram adicionados 2 mL de Água, nos tubos 2A e 2B foram adicionados 2 mL de álcool e nos tubos 3A e 3B foram adicionados 2 mL de acetona.
	Em seguida os tubos de ensaio foram agitados e verificou-se a ocorrência de solubilização, logo foi anotado os resultados.
Reação de Molisch:
	O teste de Molisch foi realizado com 4 soluções diferentes e em duplicata. Inicialmente foram numerados 8 tubos de ensaio (4A, 4B, 5A, 5B, 6A, 6B, 7A e 7B), foi então adicionado 2 mL da solução de glicose nos tubos 4A e 4B, 2 mL da solução de amido nos tubos 5A e 5B, 2 mL da solução de albumina nos tubos 6A e 6B, e 2 mL da solução de sacarose nos tubos 7A e 7B. Em seguida, foram adicionados 10 gotas do reagente de Molisch em todos os tubos, e então foi cuidadosamente colocado em todos os tubos 2 mL de ácido sulfúrico concentrado (H2SO4) pelas paredes dos tubos, sendo que essa adição foi realizada em capela e com os tubos inclinados, além disso os tubos não foram agitados a fim de não misturar o ácido com a solução, evitando o aquecimentoexagerado. Finalmente, foi observado a coloração obtida nos tubos e foi anotado os resultados.
Reação de Benedict:
	Para realizar a identificação de açúcares redutores pela reação de Benedict foram utilizadas 4 soluções diferentes e em duplicata. Primeiramente foram numerados 8 tubos de ensaio (8A, 8B, 9A, 9B, 10A, 10B, 11A e 11B), foi então adicionado 1 mL da solução de glicose nos tubos 8A e 8B, 1 mL da solução de maltose nos tubos 9A e 9B, 1 mL da solução de sacarose nos tubos 10A e 10B, e 1 mL da solução de amido nos tubos 11A e 11B. Em seguida foram adicionados 2 mL do reagente de Benedict em todos os tubos de ensaio, e logo após, todos os tubos foram colocados em banho-maria quente, porém não fervente, por 5 minutos. Após decorrido o tempo, foram retirados os tubos do banho-maria, e deixados esfriar em temperatura ambiente, por fim, foi observado a mudança de coloração e anotado os resultados.
Teste do iodo:
	O teste do iodo foi realizado em duplicata e utilizando apenas a solução de amido para o teste. Inicialmente foram colocados 2 mL de solução de amido e 3 gotas de solução de lugol em cada um dos dois tubos de ensaio. Foi então aquecido os tubos, sem ferver em banho-maria por volta de 25 minutos, pois com 10 minutos não foi possível observar a diferença na coloração das soluções. A cor obtida foi observada e anotada, logo após os tubos foram deixados esfriar, e então foi observado e anotado a cor obtida após o resfriamento dos tubos.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
Teste de solubilidade:	
	Foram obtidos resultados positivos, pois a sacarose se mostrou solúvel em água, parcialmente solúvel em álcool e insolúvel em acetona. Estes resultados já eram esperados pois a solubilidade dos carboidratos depende da disponibilidade dos grupos de hidroxila do solvente para formar pontes de hidrogênio, além da polaridade do mesmo. Sendo assim a solubilidade da sacarose em álcool foi parcial pois o álcool utilizado foi o metanol que têm uma estrutura muito pequena em comparação a sacarose, possuindo uma hidroxila para realizar pontes de hidrogênio com várias hidroxilas que contêm à sacarose apesar de ser um solvente polar, diferente do resultado obtido quando o solvente foi a água, onde a sacarose se mostrou totalmente solúvel após a agitação, por ser um solvente polar e pelo açúcar ser a sacarose ( carboidratos pequenos como a sacarose apresentam maior interação com a água pela disponibilidade das hidroxilas frente ao tamanho de sua estrutura ).Por fim foi utilizado acetona como solvente da solução demonstrando a insolubilidade da sacarose nesse meio, pois as cetonas apresentam um caráter apolar além de não possuírem hidroxilas para com a sacarose realizar ligações do tipo pontes de hidrogênio.
	
Figura 1. Resultado obtido após a sacarose ser agitada com água, acetona e álcool, respectivamente.
Quando realizamos o teste Molisch, identificamos que as amostras da tabela 1 apresentaram um anel de cor violeta que reage somente em presença de pentoses e hexoses (glicoses e frutoses), e não altera sua coloração se utilizado alguma proteína como soluto. Sendo um resultado esperado pois o fenol reage com os produtos, incolores e provoca o aparecimento de um anel de coloração lilás, caso contrário não altera coloração como na albumina que é uma proteína e portanto não contêm pentoses nem hexoses para formação do furfural e do HMF, respectivamente.
Resultado da reação de Molisch para cada uma das amostras em duplicata.
	Amostras utilizadas
	Resultado
	Glicose
	+
	Albumina
	-
	Sacarose
	+
	Amido
	+
		Tabela 1
Figura 1.Representação gráfica da tabela 1
Coloca imagem aqui seu boiola
Na aplicação do teste de Benedict identificamos que de acordo com a tabela 2 somente a sacarose não alterou de cor permanecendo com a pigmentação azul claro, já o amido alterou para uma coloração azul- turvo e a glicose e a sacarose obtiveram uma tonalidade vermelho- tijolo. Todos resultados obtidos eram esperados pois o teste de Benedict tem por objetivo a identificação do caráter redutor ou não- redutor do carboidrato de acordo com a redução do Cu+2 devido ao poder redutor das carbonilas em solução alcalina, onde o íon cuproso Cu+2 produz Cu2O, composto vermelho tijolo. A glicose e a maltose regem por possuir uma hidroxila no carbono anômero livre, já o amido reagiu mas não obteve a coloração desejada pelo fato de apresenta uma parte redutora muito pequena em relação ao resto da cadeia e pôr fim à sacarose não reagiu mantendo-se azul claro por não apresentar uma hidroxila no carbono anômero livre , assim demonstrando-se um açúcar não-redutor, característica que poderia ser alterada caso a sacarose sofresse uma hidrólise prévia.
Tabela 2: Resultado do teste de Benedict para cada um dos tubos de ensaio em duplicata.
	Amostras conhecidas
	Resultado
	Glicose
	+
	Maltose
	+
	Sacarose
	-
	Amido
	+
 Representação ilustrativa da tabela dois, bota imagem ai meu rei
No teste do iodo também obtivemos o resultado esperado, pois a solução de lugol com o amido obteve uma coloração azul intensa visto que o lugol realiza reações de complexação com amilose e com a amilopectina obtendo colorações azul escuro e vermelho vinho respectivamente . O complexo amido- iodo apresenta esse azul intenso pela oclusão (aprisionamento das cadeias lineares de amilose). Como amilopectina não apresenta estrutura helicoidal, devido a presença de ramificações a interação com iodo será muito menor. 
 No momento de aquecimento do complexo amido-iodo a solução teve a coloração azul reduzida para azul –claro visto que o complexo é aberto e o iodo não reage mais completamente com a amilose. Como o aquecimento foi muito demorado poderia ter sido utilizado ácido sulfúrico para acelerar a abertura do complexo. Após a análise foi aguradado o resfriamento da solução e observado a retomada da coloração azul intensa, demonstrando o fechamento do complexo e reinteração plena da amilose com iodo.
	
	Foto do experimento 
Conclusão
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Os objetivos propostos foram atingidos visto que foi possível observar a solubilidade da sacarose em solventes polares e apolares, além da aplicação bem sucedida de testes como o de Molisch que tem por função identificação de carboidratos, do teste de Benedict que identificou com êxito o caráter redutor das amostras utilizadas e pôr fim teste do iodo que além de identificar a presença do amido pela coloração azul- intensa adquirida, foi capaz demonstrar a interação alternada do iodo com os componentes estruturais do amido (amilose e amilopectina)
	Assim podemos utilizar esses teste de forma rápida e eficiente das Indústrias Alimentícias para identificação e caracterização qualitativa de carboidratos.