FERTILIZANTES ORGNICOS USOS LEGISLAO E MTODOS DE ANLISE UFLA

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BOLETIM TÉCNICO
UNIVERSIDADE FEDERAL DE LAVRAS
DEPARTAMENTO DE CIÊNCIA DO SOLO
FERTILIZANTES ORGÂNICOS: USOS,
LEGISLAÇÃO E MÉTODOS DE ANÁLISE
Boletim Técnico - n.º 96 - p. 1-90 ano 2014
Lavras/MG
GOVERNO DO BRASIL
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MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO
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Comercial/ Financeiro: Damiana Joana Geraldo, Emanuelle Roberta Silva de Castro, Mariana Coelho
Alonso
Revisão de Texto: Maria Aparecida Possato
Referências Bibliográficas: Juliana Mara da Silva
Editoração Eletrônica: Renata de Lima Rezende, Patrícia Carvalho de Morais, Aline Fernandes Melo
(Bolsista)
Impressão: Gráfica/UFLA
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SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ................................................................................................................... 5
2 VANTAGENS E DESVANTAGENS DO USO DE ADUBOS ORGÂNICOS ........................ 6
3 COMPOSIÇÃO DOS PRINCIPAIS ADUBOS ORGÂNICOS ............................................. 8
4 A DECOMPOSIÇÃO DOS MATERIAIS ORGÂNICOS .................................................... 12
5 ADUBOS VERDES ............................................................................................................ 16
6 APLICAÇÃO DE ADUBOS ORGÂNICOS E A PRODUTIVIDADE DAS CULTURAS ...... 20
7 LEGISLAÇÃO DE FERTILIZANTES ORGÂNICOS......................................................... 28
7.1 Classificação dos fertilizantes orgânicos de acordo com as matérias-primas utilizadas na sua
produção ............................................................................................................................ 31
7.2 Garantias e especificações dos fertilizantes orgânicos........................................................ 31
8 ANÁLISE DE FERTILIZANTES ORGÂNICOS E ORGANOMINERAIS ........................... 33
8.1 Análise granulométrica ................................................................................................... 33
8.2 Umidade....................................................................................................................... 35
8.3 Determinação do pH ..................................................................................................... 35
8.4 Nitrogênio total ............................................................................................................. 36
8.5 Fósforo total ................................................................................................................. 39
8.6 Fósforo solúvel em água ................................................................................................ 41
8.7 Fósforo solúvel em citrato neutro de amônio mais fósforo solúvel em água ........................ 42
8.8 Potássio solúvel em água ................................................................................................ 45
8.9 Cálcio e Magnésio ......................................................................................................... 46
8.10 Enxofre....................................................................................................................... 50
8.11 Boro ........................................................................................................................... 54
8.12 Zinco, Cobre, Manganês, Ferro, Molibdênio, Cobalto e Níquel ...................................... 57
8.13 Cloro solúvel em água.................................................................................................. 66
8.14 Silício ......................................................................................................................... 68
8.15 Carbono orgânico ....................................................................................................... 71
8.16 Capacidade de Troca de Cátions (CTC) ....................................................................... 74
8.17 CTC/C ....................................................................................................................... 77
8.18 Relação C/N............................................................................................................... 77
8.19 Extrato Húmico Total (EHT), ácidos húmicos (AH’s) e ácidos fúlvicos (AF’s) .................. 77
9 CONSIDERAÇÕES FINAIS.............................................................................................. 82
10 REFERÊNCIAS ............................................................................................................... 83
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FERTILIZANTES ORGÂNICOS: USOS, LEGISLAÇÃO
E MÉTODOS DE ANÁLISE
Julian Junio de Jesus Lacerda1
Douglas Ramos Guelfi Silva2
1 INTRODUÇÃO
A matéria orgânica faz parte de diversos processos químicos, físicos e
biológicos relacionados com a qualidade do solo, está ligada à agregação do solo,
dinâmica da água, ciclagem e retenção de nutrientes, além de ser a fonte básica de
energia para a atividade biológica (ROSCOE; BODDEY; SALTON, 2006). Em
relação à reciclagem de nutrientes, os materiais orgânicos têm sido bastante utilizados
como fonte de nutrientes para cultivos agrícolas em complementação ou substituição
à adubação mineral.
A adição de materiais orgânicos melhora a qualidade do solo (LEITE et al.,
2003), pois aumenta a retenção de água, aumenta a capacidade de troca de cátions
e a disponibilidade de nutrientes para as plantas (SILVA et al., 2007). Além disso,
reduz o consumo de fertilizantes minerais e, consequentemente, o custo de produção
das culturas.
A adubação orgânica consiste, portanto, no aproveitamento de resíduos de
origem animal, vegetal, industrial e agroindustrial como fonte de nutrientes para as
plantas. No entanto, frequentemente esses resíduos têm sido aplicados ao solo de
maneira empírica, sem considerar as necessidades da planta que será adubada, o
tipo de solo que receberá o resíduo ou as variações na composição química dos
resíduos.
Outro ponto importante é que a conversão dos compostos orgânicos em
nutrientes na forma mineral disponível para as plantas depende de uma série de
fatores relacionados ao solo, ao material orgânico e aos microorganismos que
realizam a decomposição. Assim, objetivou-se neste trabalho i) revisar os principais
1 Eng. Agrônomo MSc. Doutorando em Ciência do Solo – Departamento de Ciência do Solo/DCS – Universidade
Federal de Lavras – julianlacerda@gmail.com
2 Professor do Departamento de Ciência do Solo da Universidade Federal de Lavras – Caixa Postal 3037 – CEP 37200-000 –
Lavras – MG – douglasguelfi@dcs.ufla.br
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aspectos relacionados ao papel da matéria orgânica do solo como fonte de nutrientes
para as plantas e as aplicações práticas do seu uso na nutrição das plantas; ii)
sintetizar a legislação brasileira sobre a utilização, produção e comercialização dos
fertilizantes orgânicos; e iii) descrever os métodos oficiais de análise de fertilizantes
orgânicos.
2 VANTAGENS E DESVANTAGENS DO USO DE ADUBOS
ORGÂNICOS
As vantagens da adubação orgânica são indiscutíveis, pois trazem benefícios
de ordem física, química e biológica para o solo. Na parte física a incorporação
de matéria orgânica melhora a estrutura do solo (VALADÃO et al., 2011),
proporciona maior aeração notadamente nos solos com problemas de
compactação e por isso melhora desenvolvimento das raízes das plantas; aumento
da capacidade de retenção de água,o que permite maior resistência das plantas
aos períodos de veranicos, principalmente em solos arenosos; estabilização da
temperatura do solo com a cobertura morta e restos culturais, o que melhora as
condições para o crescimento e manutenção da microbiota do solo; além disso, a
diminuição da luz pela cobertura do solo inibe o crescimento de ervas daninhas
(PENHA et al., 2012); maior proteção do solo contra o impacto das gotas de
chuva e ação direta dos ventos, o que minimiza o transporte das partículas
provocados pela erosão hídrica e eólica (BERTONI; LOMBARDI NETO, 2010).
Finalmente, maior estabilidade dos agregados do solo (MATOS et al., 2008) pela
produção de mucilagens pelos fungos e raízes das plantas, incluem-se a produção
de polissacarídeos hidratados contendo cadeias de galactose e ácidos
galacturônicos com blocos de diversos açucares, como glicose, galactose,
arabinose e fucose (MOREIRA; SIQUEIRA, 2006).
Na parte química, a adição de materiais orgânicos aumenta a capacidade de
troca catiônica (CTC) dos solos, isso é muito importante nos solos brasileiros que
geralmente apresentam CTC potencial baixa. Para se ter referência dessa contribuição,
Bayer e Mielniczuc (2008) afirmaram que a CTC da fração húmica da matéria
orgânica do solo está em torno de 400-800 cmolc kg-1, considerando a matéria
orgânica do solo como um todo. O aumento da CTC dos solos implica em maior
retenção de nutrientes e diminuição de sua lixiviação no solo, principalmente de
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potássio (K) que está após o hidrogênio, alumínio, cálcio, magnésio na sequência
de retenção de cátions no solo- série liotrópica. Aumenta o poder tampão do solo,
o que tem implicações práticas nas doses de corretivos necessários para neutralizar
a acidez do solo. Reduz a atividade de alumínio em solução pela complexação com
ácidos carboxílicos e fenólicos (PAVINATO; ROSOLEM, 2008). Aumenta a
disponibilidade de N, P e S (MORETI et al., 2007) por mineralização. Reduz a
precipitação de micronutrientes catiônicos, Cu, Fe, Zn e Mn como hidróxidos no
solo, pela formação de quelatos com ácidos orgânicos de baixo peso molecular
(oxálico, cítrico, málico, fumárico, butírico, maleico, lático, fórmico) (MELO et
al., 2008), o que resulta na liberação de forma contínua e gradativa dos
micronutrientes e permite maior absorção pelas plantas.
Na parte biológica, a adição de resíduos orgânicos favorece a proliferação e
atividade de microorganismos (bactérias, fungos e actinobactérias), responsáveis
por importantes processos no sistema, como a decomposição e mineralização da
matéria orgânica, amonificação, nitrificação, desnitrificação, produção de hormônios,
aleloquímicos, solubilizantes, quelantes e complexantes, fixação biológica de
nitrogênio atmosférico e micorrização.
Outra vantagem dos adubos orgânicos refere-se ao ponto de vista econômico,
onde as áreas de maior produtividade agrícola são aquelas que realizam o manejo
da matéria orgânica no sentido de aumentar o seu estoque no solo. Além disso, o
uso de materiais orgânicos, como fonte de nutrientes, permite reduzir a quantidade
de adubos minerais a serem adquiridos.
Como desvantagens podem ser citadas a baixa concentração de nutrientes
nos materiais orgânicos e por isso a necessidade de grandes quantidades do material
para fornecer as quantidades requeridas pelas plantas. Aliada a essa desvantagem,
ocorre limitação da produção que se concentra nos grandes centros produtores de
aves, suínos e bovinos em confinamento. Outro fator a se considerar é que o valor
econômico e o volume dos materiais não justificam seu transporte para longas
distâncias do local de produção. Em virtude da maior quantidade do material que
deve ser aplicado, há também maior gasto com mão de obra. E por fim, para que
ocorra a disponibilização dos nutrientes, é necessário um tempo para mineralização
das formas orgânicas, portanto os nutrientes são mais bem aproveitados por culturas
perenes ou nos locais onde são adicionados, há mais tempo, de forma contínua,
como no caso da produção de hortaliças.
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3 COMPOSIÇÃO DOS PRINCIPAIS ADUBOS ORGÂNICOS
Os estercos de animais, os resíduos de culturas e os adubos verdes constituem
as principais fontes de adubos orgânicos disponíveis, mas a utilização desses
resíduos depende do conhecimento de sua qualidade. Konzen e Alvarenga (2006)
relataram que a produção diária de esterco (fezes + urina) dos bovinos leiteiros é
aproximadamente 10% de seu peso corporal, o que representa, na maioria dos
casos, uma quantidade de 45 a 48 kg/vaca/dia. Os bovinos de corte confinados
produzem em torno de 30 a 35 kg/cabeça/dia. Para suínos, considerando a média
de produção de todas as categorias animais, a produção de dejetos é em torno de
150 a 170 litros/dia/matriz no plantel.
A composição dos resíduos orgânicos de origem animal varia em função da espécie,
idade e manejo, logo o ideal é que seja feita uma análise físico-química e microbiológica
do resíduo antes da utilização. Devem ser analisados pH, os teores de matéria seca,
macro e micronutrientes, sódio e metais pesados, além dos aspectos microbiológicos,
para averiguar a presença de microorganismos, causadores de doenças ao homem e
aos animais. Normalmente, há maior preocupação com as espécies de bactérias dos
gêneros Salmonella, Clostridium, Brucella, Streptococcus, Escherichia, Mycobacterium,
Yersinia, Listeria, Campylobacter, Bacillus, de protozoários do gênero Criptosporidium,
Eimeria e Toxoplasma, de vírus, tais como os causadores da peste suína africana,
doença vesicular dos suínos e a doença de Aujeszky, e, ainda, de vermes das espécies
Ascaris e Toxocara (BURTON; TURNER, 2003).
A análise físico-química e microbiológica é importante, porque pelos resultados
é possível determinar se o resíduo pode ou não ser utilizado como fonte de nutrientes
para as culturas. Se o resíduo pode ser aplicado em culturas alimentícias ou apenas
para gramados e produção de madeira, se os teores de elementos tóxicos
comprometem ou não os mecanismos fisiológicos da planta. Enfim pela análise do
resíduo, definem-se as doses que serão aplicadas e o valor econômico do material.
Em algumas situações, haja vista as dificuldades para a realização da
caracterização do resíduo, em função da pequena quantidade do material, variação
do local de produção, distância ou acessibilidade aos laboratórios, os órgãos
responsáveis pelas recomendações de corretivos e fertilizantes orientam utilizar os
valores médios obtidos pela pesquisa regional como referência da composição
química. No entanto, cabe ressaltar que as extrapolações assumem os riscos dos
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possíveis problemas advindos da utilização dos resíduos orgânicos sem a prévia
caracterização, como a disseminação de patógenos, salinização, toxidez por excesso
de micronutrientes, contaminação de lençol freático e outros.
A comissão de fertilidade do solo do estado de Minas Gerais apresenta os
valores médios de N, P2O5 e K2O na matéria seca de alguns resíduos e o teor de
umidade de cada material (Tabela 1) (RIBEIRO; GUIMARÃES; ALVAREZ
VENEGAS, 1999).
Tabela 1 – Umidade e teores de macronutrientes (N, P2O5 e K2O) em diversos adubos orgânicos.
Tabela 2 – Composição média dos estercos de suínos, bovinos e frangos.
Fonte: Konzen e Alvarenga (2006).
Adubo orgânico 
Umidade N P2O5 K2O 
% 
Esterco bovino 65,3 3,1 1,8 2,1 
Esterco equino 70,5 1,8 1,0 1,4 
Esterco ovino 65,4 2,8 1,7 2,0 
Esterco suíno 78,0 3,2 2,4 2,7 
Esterco galinha 55,3 4,0 4,7 2,0 
Torta de mamona - 5,4 1,9 1,5 
Composto de lixo urbano - 3,4 1,2 0,3 
Vinhaça de mosto de melaço - 0,8 0,2 6,0 
Vinhaça de mosto de misto - 0,5 0,2 3,1 
Vinhaça de mosto de caldo - 0,3 0,2 1,5 
Chorume - 4,0 4,0 2,5 
 
Konzen e Alvarenga (2006), também, apresentaram a composição química
média de estercos de suínos, bovinos e aves (Tabela 2).
Estercos pH MS (%) 
N P2O5 K2O 
kg m-3 ou toneladas 
Suínos (líquido integral) 7,2-7,8 1,3-2,51,6-2,5 1,2-2,0 1,0-1,4 
Suínos (líquido separado) 7,0-7,5 0,1-0,3 0,7-0,9 0,3-0,5 0,6-0,8 
Bovinos (chorume) 7,0-7,5 10-15 1,5-2,5 0,6-1,5 1,5-3,0 
Bovinos (fezes+urina) 6,8-7,5 12-15 4,5-6,0 2,1-2,6 2,8-4,5 
Bovinos (sólido) 7,0-7,5 45-70 15-25 8-12 8-15 
Aves (cama frango) 6,0-7,5 65-90 24-40 20-35 18-35 
 
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Para ilustrar as variações na composição química dos estercos em função
das espécies e/ou locais de produção, a Tabela 3 mostra a caracterização química
de estercos bovinos e caprinos realizada no município de Areia-PB (GOMES,
2011). Nota-se que, para esterco bovino, os valores de N, P e K são bem menores
que os valores médios apresentados por Konzen e Alvarenga (2006) e Ribeiro,
Guimarães e Alvarez Venegas (1999), o que conduziria a uma subestimativa da
necessidade de aplicação do esterco, se fossem tomados os valores médios desses
nutrientes para cálculo da dose a ser aplicada. Por outro lado, nota-se, também,
que a quantidade de sódio nesse esterco é bastante expressiva e que aplicação
contínua de grandes quantidades do material poderia sodificar o solo ao longo
do tempo. Ainda mais considerando que nesse caso específico o solo que recebeu
até 60 t ha-1 apresenta teor de argila de 7,5% e de areia 88%.
Esterco pH MO N P K Ca Mg Na C C/N 
 % 
bovino 9,40 29,7 1,17 0,04 0,7 1,0 0,3 3,6 17,3 14,7 
caprino 8,44 23,6 0,93 0,05 1,4 1,7 0,6 0,05 13,7 14,7 
 
Tabela 3 – Umidade e teores de macronutrientes (N, P2O5 e K2O) em diversos adubos orgânicos.
Para os resíduos agroindustriais e industriais, a composição varia em função
da qualidade e do grau de processamento. Por exemplo, a composição química
da vinhaça depende de alguns fatores como: qualidade da cana-de-açúcar, etapas
de fermentação, sistema de destilação utilizado, condições industriais e clima
(Tabela 4) (PRADA et al., 1998).
Outros resíduos agroindustriais utilizados como adubos orgânicos ou na
formulação de composto orgânico são os bagaços de cana, bagaços de cana
hidrolisados, resíduos de algodão, casca de café (Tabela 5), bagaços de uva, bagaços
de azeitona, subprodutos da indústria cervejeira, borra de café, resíduos de
matadouros e indústria de carnes e subprodutos da indústria de frutas e legumes.
Os resíduos urbanos, popularmente chamados de lixo e lodo de esgoto,
também, podem ser utilizados, mas exigem monitoramento constante de sua
composição. Estes materiais podem conter elementos tóxicos e maior risco da
presença de contaminantes microbiológicos, fato que permite assegurar que só
sejam utilizados na agricultura compostados, higienizados, resultantes da triagem e
posterior tratamento biológico (GONÇALVES, 2005).
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Tabela 4 – Características do vinhoto resultante de mostos de melaço, de caldo de cana e de mostos
mistos de caldo e melaço.
Tabela 5 – Composição química do bagaço de cana, resíduo de algodão e casca de café.
Fonte: Adaptado de Fernandes e Soares Júnior (1992).
Parâmetro Melaço Caldo Misto 
pH 4,2-5,0 3,7-4,6 4,4-4,6 
Temperatura (ºC) 80-100 80-100 80-100 
DBO (mg L-1 O2) 25000 6000-16500 19800 
DQO (mg L-1 O2) 65000 15000-33000 45000 
Sólidos totais (mg L-1) 81500 23700 52700 
Sólidos voláteis (mg L-1) 60000 20000 40000 
Sólidos fixos (mg L-1) 21500 3700 12700 
Nitrogênio (mg L-1 N) 450-1610 150-700 480-710 
Fósforo (mg L-1 P2O5) 100-290 10-210 9-200 
Potássio (mg L-1 K2O) 3740-7830 1200-2100 3340-4600 
Cálcio (mg L-1 CaO) 450-5180 130-1540 1330-4570 
Magnésio (mg L-1 MgO) 420-1520 200-490 580-700 
Sulfato (mg L-1 SO42-) 6400 600-760 3700-3730 
Carbono (mg L-1 C) 11200-22900 5700-13400 8700-12100 
Relação C/N 16-16,27 19,7-21,07 16,4-16,43 
Matéria Orgânica (mg L-1) 63400 19500 3800 
Sub. Redutoras (mg L-1) 9500 7900 8300 
 
Parâmetro Bagaço de cana Bagaço Hidrolisado Resíduo de algodão Casca de café 
Densidade (kg m-3) 134 220 77 165 
pH 3,7 4,1 7,0 5,1 
H2O (%) 34,9 63,5 10,8 10,3 
MO (%) 98,4 98,4 94,5 95,9 
N (%) 0,20 0,28 0,82 1,16 
C (%) 47,2 47,2 45,3 46,0 
C/N 236 168 55 39 
P (%) 0,11 0,06 0,12 0,08 
K (%) 0,04 0,06 2,32 1,11 
Ca (%) 0,06 0,08 0,37 0,46 
Mg (%) 0,02 0,01 0,17 0,12 
Zn (mg kg-3) 41,0 8,2 13,9 11,3 
Mn (mg kg-3) 16,2 11,6 23,2 92,1 
Cu (mg kg-3) 0,07 0,05 0,24 0,30 
Na (mg kg-3) 9,5 9,5 23,9 17,1 
 
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A literatura sobre a composição química dos diversos materiais orgânicos
reaproveitados como fonte de nutrientes é bastante extensa, no presente trabalho a
finalidade deste tópico é mostrar a variabilidade na composição e os cuidados que
devem ser tomados antes da aplicação desses materiais no solo.
4 A DECOMPOSIÇÃO DOS MATERIAIS ORGÂNICOS
A decomposição é a quebra do material orgânico particulado pela ação de
macro e microorganismos e de enzimas específicas que transformam polímeros
em monômeros. A taxa de decomposição dos resíduos determina o tempo de sua
permanência na superfície do solo, quanto mais rápida for a sua decomposição,
maior será a velocidade de liberação dos nutrientes.
A decomposição é regulada pelas condições físicas e químicas do ambiente,
pH, temperatura, salinidade, umidade, aeração e potencial redox; pela degrabilidade
do substrato dada por seus constituintes, celulose, hemicelulose, lignina, amido,
lipídios, glicogênio, quitinas, proteínas e nutrientes minerais; e pela natureza dos
macro e microorganismos decompositores, os últimos podem ser aeróbicos,
anaeróbica, alguns são capazes de degradar substratos mais recalcitrantes, outros
não.
Burns e Martin (1986 citados por MOREIRA; SIQUEIRA, 2006, p. 208),
descreveram as fases do processo de decomposição. Primeiro a fauna do solo
promove a fragmentação do resíduo orgânico, em seguida as substâncias mais
facilmente decompostas são atacadas por fungos e bactérias que produzem biomassa,
liberam NH3, H2S e ácidos orgânicos. Depois os subprodutos orgânicos e os tecidos
microbianos são atacados por uma variedade de microorganismos, que produzem
mais biomassa e promovem as perdas de C-CO2 e, finalmente, ocorre a
decomposição gradual dos componentes mais resistentes, como a lignina, por
actinobactérias e fungos especialistas.
O balanço líquido entre a mineralização e a imobilização de nutrientes, durante
a oxidação dos materias orgânicos no solo, é controlado pela qualidade do resíduo,
principalmente a proporção ente o carbono e outros nutrientes como N, P e S.
Stenvenson (1986) mostra que resíduos com C/N, C/P e C/S maior que 30, 300 e
400, respectivamente, são resíduos pobres, nos quais a imobilização prevalece
sobre a mineralização. Por outro lado, resíduos com C/N, C/P e C/S menor que 20,
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200 e 200, respectivamente, são resíduos ricos, onde a decomposição aumenta a
disponibilidade de nutrientes, porque a mineralização supera a imobilização. Nos
valores intermediários entre esses limites há um equilíbrio entre a mineralização e a
imobilização (Figura 1).
Figura 1 – Relação C/N nas diferentes fases da decomposição (HOLANDA, 2011).
Souto et al. (2005) estabeleceram a relação C/N de estercos de diferentes
espécies animais e mediu a decompoisição dos materiais ao longo de seis meses no
semi-árido da Paraíba. A relação C/N do esterco asinino foi de 47,2, do esterco
bovino 27,1, do esterco caprino 21,6 e do esterco ovino 24,2. O esterco asinino
apresentou maior resistência à decomposição do que os demais estercos e a maior
taxa de decomposição foi dos estercos bovino e caprino (Figura 2).
Souto et al. (2005), também, estudaram a velocidade de decomposição dos
estercos em diferentes profundidades. A velocidade de decomposição dos estercos
foi mais intensa a 10,0 cm de profundidade, comparada com a das amostras na
superfície, sendo favorecida pela umidade e temperatura do solo (Figura 3).
Para resíduos de origem vegetal, a decomposição depende, ainda, do volume
de produção de biomassa, do manejo da cultura de cobertura, da fertilidade e do
pH do solo, da qualidade e quantidade dos nutrientes orgânicos disponíveis e dapluviosidade (BOER et al., 2008). A susceptibilidade dos resíduos vegetais à
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decomposição, também, está associada às relações entre constituintes como C/N,
C/P, lignina/N, polifenóis/N e lignina + polifenóis/N (CARVALHO et al., 2008).
Figura 2 – Esterco residual (%) durante o período experimental.
Figura 3 – Decomposição dos estercos (%) dispostos na superfície e a 10,0 cm de profundidade,
durante o período experimental.
Decomposição dos estercos (%) dispostos na superfície e a 10,0 cm 
Uma alternativa para a redução da relação C/N dos resíduos e,
consequentemente, da imobilização de N, é a consorciação de gramíneas e
leguminosas, possibilitando a obtenção de uma relação C/N intermediária àquela
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das espécies em culturas solteiras (HEINRICHS et al., 2001). Medrado et al. (2011)
avaliaram a decomposição da matéria seca inicial e a liberação de nitrogênio das
diferentes coberturas de inverno para o subsequente cultivo do milho. O consórcio
aveia preta + azevém + ervilhaca + trevo vesiculoso, sem pastejo e sem adubação
nitrogenada N foi considerado o mais adequado para a utilização na sucessão com
a cultura do milho por apresentar rápida liberação inicial de N.
Rodrigues, Rodrigues e Brito (2007) avaliaram a decomposição e liberação de
nutrientes de resíduos culturais de plantas de cobertura em argissolo vermelho-
amarelo na região noroeste fluminense. O feijão-de-porco e o amendoim forrageiro
apresentaram maiores taxas de decomposição de matéria seca e liberação de N, P,
K, Ca e Mg do que sitrato, cudzu, braquiária adubada e não adubada. Para o feijão-
de-porco a taxa de decomposição foi de 1,3% ao dia, para o amendoim forrageiro
1,1% ao dia e as demais espécies em torno de 0,6% ao dia.
Carvalho et al. (2008) avaliaram a decomposição dos resíduos vegetais e o
rendimento de milho cultivado em sucessão às plantas de cobertura (Crotalária
juncea, Feijão-bravo do ceará, Girassol, Guandu, Milheto, Mucuna Cinza, Nabo
forrageiro e vegetação espontânea), no sistema plantio direto e com incorporação
de resíduos em Planaltina-DF. Os resíduos vegetais de guandu e de mucuna-cinza
apresentaram decomposição mais lenta em relação aos de feijão-bravo-do-ceará,
nabo-forrageiro e girassol. A incorporação ao solo acelerou a decomposição dos
resíduos vegetais e o milho cultivado após o feijão-bravo-do-ceará resultou em
rendimento mais elevado, em virtude da produção mais elevada de fitomassa e
decomposição mais rápida da planta de cobertura.
Em algumas situações é desejável que a decomposição dos resíduos vegetais
seja mais lenta, para que ocorra acúmulo do material orgânico sobre a superfície do
solo, é o caso do sistema de plantio direto, onde se busca a manutenção da cobertura
morta por maior período de tempo.
Kliemann, Braz e Silveira (2006) avaliaram as taxas de decomposição dos
resíduos das gramíneas sorgo, capim mombaça, milheto, braquiária, consórcio
milho e braquiária e das leguminosas estilosantes e guandu, como espécies de
cobertura, em sistema de plantio direto no município de Goiás-GO. As palhadas
mais frágeis em ordem decrescente foram: mombaça > sorgo > milheto > estilosantes
> guandu > braquiária solteira > braquiária consorciada. Aos 150 dias as perdas
relativas de massa das palhadas das gramíneas foram: sorgo (80%) > capim mombaça
16
(64%) > milheto (58%) > braquiária em cultivo solteiro (56%) braquiária em cultivo
consorciado (48%); e das leguminosas foram: estilosantes (72%) > guandu (65%).
Bernardes et al. (2010) compararam a decomposição da biomassa e liberação
de nutrientes dos capins braquiária e mombaça, em condições de cerrado em Santo
Antônio de Goiás-GO. As taxas de decomposição, para as duas gramíneas, foram
inferiores a 50%, aos 75 dias após o corte. Tanto na braquiária quanto no capim
mombaça, o K foi o nutriente que apresentou maior taxa de liberação. Os autores
explicaram que o K é um nutriente absorvido em quantidades relativamente altas
pelas plantas e não é constituinte estrutural de moléculas e tecidos, o que o torna
passível de ser extraído, com relativa facilidade, da cobertura morta, sem haver,
necessariamente, decomposição e mineralização biológicas. Giacomini et al. (2003),
também, observaram que a maior parte do K dos resíduos culturais das plantas de
cobertura (aveia-preta, ervilhaca comum e nabo forrageiro) foi liberada logo após o
manejo das espécies.
Alves et al. (2006) estudaram a dinâmica de decomposição de resíduos vegetais
de diferentes espécies da Caatinga e avaliaram a atividade microbiana na região
semi-árida da Paraíba. A maior produção de CO2 foi observada no período noturno,
para todas as espécies estudadas. Os autores atribuíram o resultado à menor
temperatura noturna que pode ter favorecido a maior atividade microbiana e,
consequentemente, maior respiração.
Enfim, os resultados experimentais confirmam que a decomposição dos
resíduos orgânicos é acelerada pela sua incorparação ao solo, que os resíduos das
espécies, tanto animais como vegetais, diferem em relação à decomposição,
influenciados principalmente por sua composição. E que a atuação dos
microorganismos decompositores está muito relacionada às condições ambientais
que podem favorecer ou reduzir a atividade microbiana e, consequentemente, as
taxas de decomposição dos resíduos.
5 ADUBOS VERDES
A adubação verde pode ser definida como a utilização de espécies vegetais
com a finalidade de reciclar nutrientes do solo e/ou fixar nitrogênio atmosférico
com o cultivo de leguminosas. A adubação verde é uma prática que recupera a
fertilidade do solo, pois recicla e mobiliza nutrientes, aumenta o teor de matéria
17
orgânica, a capacidade de troca de cátions, reduz os teores de alumínio trocável e é
eficaz no controle de erosão (BERTONI; LOMBARDI-NETO, 2010). As plantas
leguminosas são as mais utilizadas como adubos verdes, porque são capazes de
realizar a fixação biológica do nitrogênio atmosférico, em função da simbiose com
bactérias dos gênero Rhizobium, Sinorhizobium, Bradyrhizobium, Azorhizobium,
Mesorhizobium, Methylobacterium e outros (MOREIRA; SIQUEIRA, 2006). Além
disso, em razão de seu sistema radicular profundo, mobilizam nutrientes de diferentes
camadas do solo (AMBROSANO; TRIVELIN; MURAOKA, 1997).
Os efeitos dos adubos verdes sobre a fertidade do solo dependem da espécie
utilizada, do manejo realizado na biomassa, da época de plantio e de corte do
adubo verde, do tempo de permanência dos resíduos no solo, das condições locais
e da interação entre esse fatores (ALCÂNTARA et al., 2000).
Entre as espécies utilizadas como adubos verdes destacam-se a mucuna–
preta (Stizolobium aterrimum), a crotalária juncea (Crotalaria juncea) e o feijão-
de-porco (Canavalia ensiformis), por serem plantas rústicas, apresentarem
eficiente desenvolvimento vegetativo e serem adaptadas a condições de baixa
fertilidade e elevadas temperaturas (PEREIRA; BURLE; RESCK, 1992). Meda
(2003) classificou algumas leguminosas tropicais de uso mais comum na adubação
verde em relação à sua tolerância ao alumínio. Foram definidas como muito
tolerantes: mucunas - preta, anã e cinza, caupi (Vigna unguiculata) e labelabe;
tolerantes: guandu (cvs IAC-Fava Larga e IAPAR 43- Aratã), soja (cv IAC-9 e
IAC-13); moderadamente tolerantes: algumas crotalárias (C. mucronata, C.
spectabilis, C. ochroleuca), feijão-de-porco (Canavalia ensiformis), e soja cv
Biloxi; e como sensíveis: C. breviflora e C. juncea.
Os adubos verdes adicionam ao solo diversas substâncias orgânicas, como
exudatos de raízes, biomassa radicular e foliar, ácidos orgânicos, aminoácidos e
fitormônios. Quando a adubação verde é feita com leguminosas, pode trazer, ainda,
outras vantagens como: fornecimento de N, controle de ervas daninhas e melhor
aproveitamento de nutrientes, que são mobilizados de horizontes mais profundos
para a superfície.
A forma mais comum de utilização de leguminosas como adubos verdesé
em pré-cultivo, no qual o adubo verde precede a cultura principal, que se beneficia
posteriormente com a mineralização do nitrogênio. Porém, em condições tropicais,
onde as altas temperaturas e a umidade elevada aceleram o processo de
18
mineralização dos resíduos podem ocorrer perdas significativas de nitrogênio
caso a planta sucessora não tenha sua demanda sincronizada com a mineralização
do adubo verde (CALEGARI, 2000). No entanto, existem outras formas de
utilização dos adubos verdes, por exemplo, os adubos verdes podem ser plantados
na primavera/verão (outubro a janeiro), mas desta forma há a desvantagem da
ocupação das áreas agrícolas durante o período mais propício para o cultivo de
plantas de interesse econômico. Os adubos verdes, também, podem ser cultivados
no outono/inverno (fevereiro a abril), as vantagens são a proteção do solo nessa
época em que geralmente os solos não são cultivados e a diminuição da população
de plantas invasoras no terreno. Por outro lado, a produção de fitomassa é reduzida
em virtude das condições climáticas adversas desse período do ano. Outra forma
é o plantio de adubos verdes consorciados com as culturas anuais ou perenes, no
entanto, quando há reduzida disponibilidade de água, pode ocorrrer quedas na
produção, principalmente das culturas anuais (ESPINDOLA; GUERRA;
ALMEIDA, 2005).
Delarmelinda et al. (2010) estudaram o efeito da incorporação de diferentes
adubos verdes Calopogonium mucunoides, Crotalaria juncea, C. spectabilis,
Cajanus cajan, Macrotyloma, Mucuna pruriens, Pueraria phaseoloides nas
características químicas de um Cambissolo háplico eutrófico no município de Ji-
Paraná-RO. A utilização das leguminosas como adubação verde proporcionou
aumento nos teores de matéria orgânica, soma de bases e percentagem de saturação
por bases em relação ao tratamento testemunha. As espécies que mais se destacaram
foram a Pueraria phaseoloides, C. juncea e C. spectabilis. Perin et al. (2004)
avaliaram os efeitos dos cultivos isolado e consorciado dos adubos verdes de
verão crotalária (Crotalaria juncea) e milheto (Pennisetum americanum) na
produção de fitomassa, nos teores e acúmulo de nutrientes. A crotalária, quando
cultivada isolada, acumulou 305 kg ha-1 de nitrogênio, consorciada com o milheto
218 kg ha-1 de N, enquanto o milheto isolado acumulou 96 kg ha-1 em sua fitomassa.
Os autores destacam a melhoria no balanço de N por meio da introdução da
leguminosa como adubação verde particularmente em solos tropicais, por serem
pobres neste nutriente.
Alguns autores não têm verificado respostas das culturas à adubação verde
(CASTRO et al., 2004, 2005; FARIA; SOARES; LEÃO, 2004; PAULO et al.,
2006). Outros autores têm verificado que as diferenças são significativamente
19
diferentes após vários anos de cultivo e ainda outros afirmam que a adubação verde
contribui para aumento da produtividade das culturas (DUARTE JÚNIOR;
COELHO, 2008).
Castro et al. (2004, 2005) concluíram que a produtividade da berinjela, em
sistema plantio direto na palhada de crotalária ou de milheto, não se diferencia
daquela na palhada da vegetação espontânea. Faria, Soares e Leão (2004), também,
não observaram efeito consistente da adubação verde sobre a produtividade e
qualidade de uva, para duas leguminosas em Petrolina-PE. Os autores cultivaram
dois ciclos das leguminosas crotalária (Crotalaria juncea) e feijão de porco (Canavalia
ensiformis), antes da primeira colheita da uva. Os adubos verdes foram submetidos
a dois manejos (subtratamentos): a) ceifados e deixados na superfície do terreno e
b) ceifados e incorporados ao solo.
Paulo et al. (2006) estudaram a produção e o crescimento do cafeeiro Mundo
Novo (Coffea arabica L.) enxertado sobre o Apoatã IAC 2258 (Coffea canephora
Pierre ex Froehner) submetido à adubação verde com as leguminosas: crotalária
espectábilis (Crotalaria spectabilis Roth.), crotalária júncea (Crotalaria juncea
L.), guandu (Cajanus cajan L. Millsp.), mucuna anã (Stizolobium deeringeanum
Bort.) e soja IAC 9 (Glycine max L. Merril) em Adamentina-SP. O uso, durante sete
anos consecutivos dos adubos verdes crotalária espectábilis, crotalária júncea,
mucuna anã ou da soja não diminuiu, nem aumentou significativamente a produção
e o desenvolvimento do cafeeiro. Mas o cultivo do guandu diminuiu a produção do
cafeeiro.
Faria, Costa e Faria (2007) avaliaram o efeito de adubos verdes sobre a
produtividade do melão (Cucumis melo) irrigado em Petrolina-PE. Foram
utilizadados como adubos verdes: milho (Zea mays), mucuna-preta (Mucuna
aterrima), milho + caupi (Vigna unguiculata); e adubos verdes diferentes em cada
ano: dois cultivos sucessivos de crotalária (Crotalaria juncea) no primeiro ano,
milheto (Pennisetum glaucum) + caupi no segundo ano e crotalária + caupi no
terceiro ano. Não houve diferença na produtividade do meloeiro cultivado após o
milho ou após a mucuna-preta isolados no primeiro e no segundo ano. Mas no
terceiro ano o tratamento com adubos verdes diferentes a cada ano apresentou
produtividade significativamente maior que os demais.
Duarte Júnior e Coelho (2008) avaliaram adubos verdes e seus efeitos no
rendimento da cana-de-açúcar em sistema de plantio direto (SPD) em Campos dos
20
Goytacazes-RJ. Segundo os autores, o SPD com utilização dos adubos verdes
(crotalária juncea, mucuna preta e feijão de porco) contribuiu significativamente
para a maior produtividade de cana-de-açúcar, 135863 kg ha-1, sendo 37% superior
ao plantio convencional com a vegetação espontânea.
De modo geral, os trabalhos de pesquisa mostram que os adubos verdes
melhoram as características do solo, por aumentar a CTC, a saturação de bases e a
disponibilidade de nutrientes, principalmente de nitrogênio quando do uso de
leguminosas. No entanto, em termos de resposta à produtividade há variações nos
resultados quanto à real contribuição dos adubos verdes.
6 APLICAÇÃO DE ADUBOS ORGÂNICOS E A
PRODUTIVIDADE DAS CULTURAS
Para se determinar a quantidade de resíduo necessária para a adubação, é
preciso antes ter realizado a análise do solo e do material orgânico a ser aplicado
como fonte de nutrientes, seja sólido ou líquido. Posteriormente, de acordo com a
necessidade da cultura que deseja adubar, pode-se calcular a quantidade de resíduo
que supre o requerimento nutricional da cultura. Frequentemente é necessário realizar
a suplementação da adubação orgânica com adubos minerais para se obter as
quantidades de nutrientes exigidas pelas culturas. Para definição da dose, o resultado
da análise do fertilizante orgânico deve informar o teor de nutrientes, no caso de
materiais em estado líquido, como a vinhaça, chorume e dejetos ou o teor de
nutrientes e a umidade quando os resíduos forem sólidos.
Outro fator a se considerar é que nos fertilizantes orgânicos os nutrientes
estão na forma orgânica, por exemplo, o nitrogênio está na forma de proteínas,
peptídeos, quitina, ácidos nucleicos, bases nitrogenadas e ureia. O fósforo está na
forma de ésteres fosfatos e fostatos de inositol (fitatos). Logo, para serem absorvidos
pelas plantas precisam ser convertidos em formas inorgânicas, isto é mineralizados.
O índice de conversão é dependente da composição química do resíduo e de
fatores ambientais que interferem na atividade dos microorganismos, geralmente
varia de 30 a 100% (SILVA, 2008). Ribeiro, Guimarães e Alvarez Venegas (1999)
apresentam uma aproximação da taxa de conversão de nutrientes da forma orgânica
para a forma mineral ao longo dos anos que pode ser utilizada como referência
(Tabela 6).
21
De posse dessas informações, pelo raciocínio lógico determina-se a quantidade
do fertilizante orgânico a ser aplicada, ou de modo simplicado pelo uso de equações.
Para adubos orgânicos sólidos pode-se utilizar a seguinte equação (FURTINI NETO
et al., 2001, modificada por SILVA, 2008):
X= [A/(B/100 x C/100 x D/100)] x E, em que:
X= Quantidade do fertilizanteorgânico sólido aplicado ou a aplicar (kg ha-1; g
planta-1);
A=Quantidade do nutriente exigida pela cultura (kg ha-1);
B= Teor de matéria seca do fertilizante (%)
C= Teor do nutriente na matéria seca (%)
D= Índice de conversão (%)
E= Fator de correção para o tipo de cultura, sendo um para culturas perenes e dois
para culturas anuais.
Exemplo prático:
Em uma fazenda de produção de café, existe uma disponibilidade de 50 toneladas
de esterco de curral para serem aplicadas em uma área de 10 hectares. Esse esterco
contém na matéria seca: 1,5% de N, 1% de P2O5 e 1% de K2O. Os índices de
conversão para N, P2O5 e K2O, no 1º ano são, respectivamente, de 50, 60 e 100%;
no 2º ano são: 30, 20 e 0%, respectivamente, para N, P2O5 e K2O e, no 3º ano,
respectivamente, de 20, 20 e 0%. O teor de água desse esterco é de 20%. Quais as
quantidades de N, P2O5 e K2O adicionadas por hectare, em função do uso das 60
toneladas de esterco na área de 10 hectares, considerando os seguintes prazos
após a adição do resíduo ao solo: 1, 2 e 3 anos?
Tabela 6 – Índices de conversão da forma orgânica para a forma mineral em função do tempo após
aplicação do resíduo no solo.
Nutriente 
Tempo de conversão 
1º ano 2º ano 3º ano 
 % 
N 50 20 30 
P2O5 60 20 20 
K2O 100 0 0 
 
22
Fórmula: X (kg ha-1)= [A/(B/100 x C/100 x D/100)] x E
Quantidade de nutrientes fornecida no 1º Ano:
 1 N kg /10 ha  50000 kg ha  .180 1,5 50
 .     . 
100 100 100
 
N= 300 kg/10 ha ou 30 kg ha-1 de N
P2O5= 240 kg/10 ha ou 24 kg ha-1 de P2O5
K2O= 400 kg/10 ha ou 40 kg ha-1 de K2O
Quantidade de nutrientes fornecida no 2º Ano:
N= 180 kg/10 ha ou 18 kg ha-1 de N
P2O5= 80 kg/10 ha ou 8 kg ha-1 de P2O5
 1 2 5PO kg /10 ha  50000 kg ha  .180 1,0 60
 .     . 
100 100 100
 
 1 2K O kg /10 ha  50000 kg ha  .180 1,0 100
 .     . 
100 100 100
 
 1 N kg /10 ha  50000 kg ha  .180 1,5 30
 .     . 
100 100 100
 
 1 2 5PO kg /10 ha  50000 kg ha  .180 1,0 20
 .     . 
100 100 100
 
 1 2K O kg /10 ha  50000 kg ha  .180 1,0 0
 .     . 
100 100 100
 
23
P2O5= 80 kg/10 ha ou 8 kg ha-1 de P2O5
K2O= 0 kg/10 ha ou 0 kg ha-1 de K2O
Quantidade de nutrientes fornecida no 3º Ano:
 1 N kg /10 ha  50000 kg ha  .180 1,5 20
 .     . 
100 100 100
 
N= 120 kg/10 ha ou 12 kg ha-1 de N
 1 2 5PO kg /10 ha  50000 kg ha  .180 1,0 20
 .     . 
100 100 100
 
 1 2K O kg /10 ha  50000 kg ha  .180 1,0 0
 .     . 
100 100 100
 
K2O= 0 kg/10 ha ou 0 kg ha-1 de K2O
Considerando-se a exigência nutricional do cafeeiro de 100 kg/ha de N, 200
kg/ha de P2O5 e 100 kg/ha de K2O, quais seriam as quantidades necessárias de
sulfato de amônio (20% N), superfosfato simples (18% P2O5) e cloreto de potássio
(60% K2O) a serem adicionadas ao solo no 1º ano, após aplicação do esterco, no
sentido de atender a demanda em nutrientes do cafeeiro e complementar as
quantidades de N, P2O5 e K2O já fornecidas pelo adubo orgânico.
Nutriente 
(A) Quantidade 
fornecida pelo 
esterco (kg/ha) 
(B) Quantidade 
exigida pelo 
cafeeiro (kg/ha) 
(B-A) Quantidade a ser 
complementada (kg/ha) 
N 30 100 70 
P2O5 24 200 176 
K2O 40 100 60 
24
Para adubos orgânicos líquidos, como os dejetos, chorume e vinhaça pode-
se utilizar a equação a seguir (FURTINI NETO et al., 2001):
X= A/(BxC/100) x E, em que:
X= Quantidade do fertilizante orgânico líquido aplicado ou a aplicar (m3 ha-1; L
planta-1);
A=Quantidade do nutriente exigida pela cultura (kg ha-1; g planta-1);
B= Concentração do nutriente no fertilizante ( kg m-3; g L-1)
C= Índice de conversão (%)
E= Fator de correção para o tipo de cultura sendo um para culturas perenes e 0,25
para culturas anuais (considerando ciclo de 3 meses, 3/12=0,25).
Exemplo prático:
Considere que se deseja implantar a cultura do milho em uma área de 10 ha e
há disponibilidade de 2000 m3 de chorume na fazenda. A análise química do chorume
mostrou que o material contém 3 kg/m3 de N, 4 kg/m3 de P2O5 e 2 kg/m3 de K2O.
Os indíces de conversão de N, P2O5 e K2O são, respectivamente, de 50, 60 e 100.
Lembre-se que a cultura do milho absorve nutrientes por um período máximo de 90
dias durante seu ciclo de crescimento. Sendo assim, quantos quilos de N, P2O5 e
K2O serão fornecidos ao milho com a aplicação de todo o chorume disponível nos
10 ha?
100 kg sulfato de amônio → 20 kg N 
x=? 70 kg N 
x= 350 kg/ha de sulfato de amônio 
 
100 kg superfostato simples → 18 kg N 
x=? 176 kg N 
x= 978 kg/ha de superfostato simples 
 
100 kg cloreto de potássio → 60 kg N 
x=? 60 kg N 
x= 100 kg/ha de cloreto de potássio 
 
25
Fórmula: X= A/(BxC/100) x E
Quantidade de nutrientes fornecida pelo chorume:
 3 N kg /10 ha  2000 m  .0,25
3 x 50
   
100

N= 750 kg/10 ha ou 75 kg ha-1 de N
 3 2 5PO kg /10 ha  2000 m  .0,254x60
   
100

P2O5= 1200 kg/10 ha ou 120 kg ha-1 de P2O5
 3 2K O kg /10 ha  2000 m  .0,252x100
   
100

K2O= 1000 kg/10 ha ou 100 kg ha-1 de K2O
Malta et al. (2007) usaram o raciocínio descrito acima ao avaliar a
produtividade de lavouras cafeeiras (Coffea arabica L.), em conversão para o
sistema orgânico de produção, no município de Lavras, MG. Não foram
observadas diferenças significativas em relação à produtividade do primeiro ano
de conversão das lavouras cafeeiras submetidas ao sistema de produção orgânico
quando comparadas com a lavoura convencional. Entretanto, em relação à
produtividade do segundo ano de conversão, os autores verificaram diferenças
significativas e, em sua maioria, a produtividade das lavouras orgânicas foi inferior
à da lavoura convencional (Tabela 7).
Flores e Yuyama (2007) avaliaram a produção de palmito em plantas de
pupunheira submetidas a diferentes fontes de adubo (orgânica e mineral) e formas
de adubação em Manaus, Amazônica Central. Os autores testaram os seguintes
tratamentos: 1) testemunha (sem adubo); 2) esterco de galinha poedeira na cova
(25 t ha-1); 3) adubo mineral na cova 225 kg ha-1 de N, 90 kg ha-1 de P2O5, 180 kg ha-1
26
de K2O; 4) esterco de galinha em cobertura um mês depois do plantio (25 t ha-1); 5)
adubo mineral em cobertura um mês após do plantio, 225 kg ha-1 de N, 90 kg ha-1 de
P2O5, 180 kg ha-1 de K2O; 6) esterco de galinha 50% na cova (12,5 t ha-1) + Adubo
mineral 50% (112,5 kg de N, 45 kg de P2O5 e 90 kg ha-1 de K2O) em cobertura um
mês depois do plantio; 7) adubo mineral parcelado em três aplicações com três
meses de intervalo (na cova 75 kg de N, 90 kg de P2O5 e 60 kg ha-1 de K2O + 2
aplicações iguais de 75 kg ha-1 de N e 60 kg ha-1 de K2O). As doses dos tratamentos
foram repetidas no 2º e 3º anos, aplicadas em cobertura. O rendimento do palmito
(palmito, estipe tenro e ponta) não diferiu, significativamente, nos tratamentos que
receberam adubos orgânicos e/ou minerais, mas foi superior ao tratamento
testemunha.
Médias seguidas de mesma letra na coluna não diferem da testemunha, pelo teste de t, com proteção de
Bonferroni. Tratamentos: EB: Esterco Bovino; CF: Cama de Frango; FM: Farelo de mamona; CC: Casca de
Café; AV: Adubação Verde; MC: Moinha de Carvão; Sd K e Mg: Sulfato duplo de potássio e Magnésio; FR:
Farinha de rocha.
Tabela 7 – Produtividade média de café (sacas 60 kg ha-1 de café beneficiado) em função da aplicação
de diferentes tratamentos orgânicos comparados com a testemunha (Convencional).
Tratamentos 
Produtividade 
Ano 1 Ano 2 
EB + CC 36,12 a 15,71 b 
CF + CC 37,47 a 27,86 b 
FM + CC 48,28 a 20,69 b 
EB 29,89 a 8,11 b 
CF 32,81 a 34,82 a 
FM 43,04 a 21,97 b 
EB + CC + AV 40,43 a 15,46 b 
CF + CC + AV 38,58 a 25,29 b 
FM + CC + AV 43,49 a 26,69 b 
EB+AV 35,23 a 14,59 b 
CF + AV 34,94 a 27,72 b 
FM + AV 45,51 a 21,89 b 
EB + CC + MC + Sd K e Mg 35,56 a 17,03 b 
FM + CC + FR 39,67 a 24,37 b 
CC 31,33 a 14,38 b 
AV 31,14a 7,23 b 
Testemunha 35,24 a 45,86 a 
 
27
Sediyama et al. (2009) avaliaram o efeito da adubação orgânica associada à
adubação mineral na nutrição das plantas e produção de pimentão. O composto
orgânico produzido com palha de café, bagaço de cana-de-açúcar e dejeto líquido
de suínos foi eficiente na nutrição das plantas de pimentão e, consequentemente,
no aumento na produtividade de frutos. A máxima produtividade de frutos comerciais
foi estimada quando se associaram 84,43 t ha-1 de composto orgânico com 1500 kg
ha-1 da fórmula 4-14-8, aplicado nos sulcos de plantio.
Oliveira, Freitas Neto e Santos (2001) avaliaram a produtividade do inhame
Dioscorea cayennensis variedade Da Costa, em função de fonte e doses de matéria
orgânica, de adubação mineral (NPK) e de épocas de colheita em João Pessoa, PB.
O inhame colhido aos nove meses apresentou produtividade, significativamente,
maior quando adubado com esterco de galinha (20,87 t ha-1), quando comparado
com a adubação com esterco bovino (18,85 t ha-1).
Menezes et al. (2012) avaliaram os efeitos do biofertilizante bovino aplicado
ao solo na forma líquida na ausência e presença de cloreto de potássio (KCl),
sobre os teores foliares de macro e micronutrientes do maracujazeiro amarelo. O
biofertilizante bovino foi obtido a partir da fermentação metanogênica de uma
mistura de partes iguais de esterco fresco de bovino e água. Apenas as plantas
com aplicação de KCl estavam adequadamente supridas em K. O biofertilizante
isoladamente não foi suficiente para suprir as exigências nutricionais do
maracujazeiro amarelo.
Fernandes et al. (2009) avaliaram o crescimento vegetativo de plantas de
mamona submetidas à adubação orgânica e mineral, no município de Remígio, PB.
Os autores cultivaram a mamoneira sobre o solo em sua condição natural de
fertilidade,T1- Testemunha; T2-Composto de lixo I (12 kg/cova); T3-Composto
de lixo II (12 kg/cova de composto enriquecido com pó de rocha potássica, fosfática,
pó de telha, e cinza); T4- Adubação mineral (em fundação: 40 g de N; 177,77g de P;
26,66g de K; 22,857g de Zn; 82,05g de Mg; 22,598g de B; 16g de Cu; 14,28g de
Mn, por cova; 45 dias após o plantio, realizou-se uma adubação aplicando 40g de
N/cova); T5- Adubação orgânica com esterco de curral curtido. A mamoneira
respondeu melhor aos adubos orgânicos e dentre estes aos compostos de lixo.
Santos et al. (2009) avaliaram o efeito da fertilização com esterco bovino e
cama de galinha caipira sobre os componentes de produção do milho no município
de Lagoa Seca, PB. A maior produtividade do milho foi obtida com a aplicação de
28
4 t ha-1 de cama de galinha caipira. Silva, Bôas e Silva (2010) avaliaram a produção
de alface em ambiente protegido, utilizando diferentes compostos orgânicos como
fonte de nitrogênio, e seu efeito residual em dois ciclos sucessivos. O composto 1
foi produzido a partir de esterco + resíduos de unha de gato; o composto 2 a partir
de esterco + resíduos de cáscara sagrada; o composto 3 a partir de esterco + ipê
roxo; o composto 4 a partir de esterco + mistura de resíduos de unha de gato,
cáscara sagrada, ipê roxo e boldo, respectivamente. A proporção de cada
componente nas misturas foi calculada para que a relação C/N inicial de cada
composto atingisse 30:1. Os compostos aplicados supriram satisfatoriamente as
necessidades de nitrogênio da cultura no primeiro ciclo, dispensando o uso de
fertilizante mineral. A composição dos materiais aplicados influenciou
significativamente a produção de alface no primeiro ciclo e promoveu efeito residual
no segundo ciclo, porém em menores proporções.
A literatura apresenta resultados diversos em relação à resposta das culturas à
aplicação de fertilizantes orgânicos. Em algumas situações há redução das
produtividades, principalmente quando se faz a conversão do sistema convencional
para o sistema orgânico. Entre os resíduos que têm apresentado melhores respostas,
destacam-se os de origem animal e entre estes a cama de frango. Mas, na maioria
das vezes, a escolha do material a ser utilizado é definida pela sua disponibilidade
nas proximidades dos cultivos agrícolas.
7 LEGISLAÇÃO DE FERTILIZANTES ORGÂNICOS
Em 1980, a Lei nº 6894 de 16/12 incluiu as substâncias orgânicas fornecedoras
de nutrientes aos vegetais como fertilizantes (BRASIL, 1980). Em 1981, esta lei foi
alterada pela Lei 6934 de 13/07, a qual substituiu a definição de inoculantes, esclareceu
aspectos relacionados ao registro, inspeção e fiscalização e estabeleceu sanções
aplicáveis em caso de infração da Lei (BRASIL, 1981).
Somente em 2004, o Decreto nº 4954 de 14/01 aprovou o regulamento da Lei
nº 6894 de 16/12/80 (BRASIL, 2004a). Neste decreto, os fertilizantes orgânicos
são considerados como produtos de natureza fundamentalmente orgânica, obtidos
por processo físico, químico, físico-químico ou bioquímico, natural ou controlado,
a partir de matérias-primas de origem industrial, urbana ou rural, vegetal ou animal,
enriquecido ou não de nutrientes minerais.
29
O Decreto nº 4954 de 14/01/04 (BRASIL, 2004a) define, ainda, o que é um
fertilizante orgânico simples (produto natural de origem vegetal ou animal, contendo
um ou mais nutrientes de plantas); fertilizante orgânico misto (produto de natureza
orgânica, resultante da mistura de dois ou mais fertilizantes orgânicos simples,
contendo um ou mais nutrientes de plantas); fertilizante orgânico composto (produto
obtido por processo físico, químico, físico-químico ou bioquímico, natural ou
controlado, a partir de matéria-prima de origem industrial, urbana ou rural, animal
ou vegetal, isoladas ou misturadas, podendo ser enriquecido de nutrientes minerais,
princípio ativo ou agente capaz de melhorar suas características físicas, químicas
ou biológicas; e fertilizante organomineral (produto resultante da mistura física ou
combinação de fertilizantes minerais e orgânicos). Além disso, o decreto traz
definições sobre o registro do estabelecimento e do produto, sobre a classificação
dos estabelecimentos e produtos, sobre a assistência técnica, produção, embalagem,
rotulagem, propaganda, comércio, armazenamento, transporte, inspeção, fiscalização,
medidas cautelares, infrações, sanções e processos administrativos.
A qualidade dos fertilizantes orgânicos é tomada em relação aos valores
declarados ou garantidos pelo fabricante para os parâmetros: matéria orgânica,
carbono orgânico, relação carbono/nitrogênio, capacidade de troca catiônica,
capacidade de retenção de água, poder de neutralização, pH, ácidos húmicos,
aminoácidos, umidade, condutividade elétrica e outros componentes garantidos ou
declarados não previstos.
Posteriormente várias instruções normativas (IN) foram publicadas delo
Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, a fim de detalhar as leis e o
decreto anterior. A IN nº10 de 06/05/04 (BRASIL, 2004b) aprovou as disposições
sobre a classificação e os registros de estabelecimentos e produtos, as exigências e
critérios para embalagem, rotulagem, propaganda e para prestação de serviço, bem
como os procedimentos a serem adotados na inspeção e fiscalização da produção,
importação, exportação e comércio de fertilizantes, corretivos, inoculantes e
biofertilizantes, destinados à agricultura.
Em 2005, A IN nº 23 de 31/08 aprovou as definições e normas sobre as
especificações e as garantias, as tolerâncias, o registro, a embalagem e a rotulagem
dos fertilizantes orgânicos simples, mistos, compostos, organominerais e
biofertilizantes destinados à agricultura (BRASIL, 2005), mas foi posteriormente
revogada pela IN nº 25 de 23/07/09 (BRASIL, 2009), que está em vigor até a
presente data (28/02/13).
30
A IN nº 25 de 23/07/09 (BRASIL, 2009) estabelece os produtos ou matérias-
primas utilizadas como fertilizantes orgânicos.
Lodo de esgoto: matéria-prima proveniente do sistema de tratamento de esgotos
sanitários, possibilitando um produto de utilizaçãosegura na agricultura.
Vermicomposto: produto resultante da digestão, pelas minhocas, da matéria
orgânica proveniente de estercos, restos vegetais e outros resíduos orgânicos.
Composto de lixo: produto obtido pela separação da parte orgânica dos
resíduos sólidos domiciliares e sua compostagem, resultando em produto de
utilização segura na agricultura.
A utilização do lodo de esgoto, vermicomposto e composto de lixo devem
atender aos parâmetros estabelecidos no Anexo III da IN nº 25 de 23/07/09 e aos
limites máximos estabelecidos para contaminantes;
Fertilizante orgânico e organomineral foliar: produto de natureza
fundamentalmente orgânica que se destina à aplicação na parte aérea das plantas.
Fertilizante orgânico e organomineral para fertirrigação: produto de natureza
fundamentalmente orgânica que se destina à aplicação via sistemas de irrigação.
Fertilizante orgânico e organomineral para hidroponia: produto de natureza
fundamentalmente orgânica, que se destina à aplicação em sistemas de cultivo sem
solo ou hidropônico.
Fertilizante orgânico e organomineral para sementes: produto de natureza
fundamentalmente orgânica que se destina à aplicação via tegumento de sementes.
Fertilizante orgânico e organomineral em solução para pronto uso: produto
de natureza fundamentalmente orgânica, em solução verdadeira já diluída e em
condições de pronto uso por aspersão na parte aérea das plantas ou como solução
nutritiva para hidroponia ou cultivo em vaso.
Fertilizante orgânico e organomineral fluido: produto de natureza
fundamentalmente orgânica cuja natureza física é líquida quer seja solução ou
suspensão.
Fertilizante orgânico e organomineral em solução: produto de natureza
fundamentalmente orgânica fluido, sem partículas sólidas.
Fertilizante orgânico e organomineral em suspensão: produto de natureza
fundamentalmente orgânica, fluido, com partículas sólidas em suspensão, podendo
ser apresentado com fases distintas, no caso de suspensões heterogêneas, ou sem
fases, no estado líquido, no caso de suspensões homogêneas.
31
Fertilizante orgânico e organomineral complexado: produto de natureza
fundamentalmente orgânica que contém em sua composição cálcio, magnésio ou
micronutrientes ligados quimicamente a um ou mais agentes complexantes.
Fertilizante orgânico e organomineral quelatado: produto de natureza
fundamentalmente orgânica que contém em sua composição cálcio, magnésio ou
micronutrientes ligados quimicamente a um ou mais agentes quelantes.
O teor dos elementos químicos, nutriente (s), ou do seu óxido, ou de qualquer
outro componente do produto deverá ser nitidamente impresso no rótulo, ou na
etiqueta de identificação ou em documento relativo ao fertilizante.
7.1 Classificação dos fertilizantes orgânicos de acordo com as matérias-
primas utilizadas na sua produção
Classe “A”: fertilizante orgânico que, em sua produção, utiliza matéria-prima
de origem vegetal, animal ou de processamentos da agroindústria, onde não sejam
utilizados, no processo, metais pesados tóxicos, elementos ou compostos orgânicos
sintéticos, potencialmente tóxicos, resultando em produto de utilização segura na
agricultura.
Classe “B”: fertilizante orgânico que, em sua produção, utiliza matéria-prima
oriunda de processamento da atividade industrial ou da agroindústria, onde metais
pesados tóxicos, elementos ou compostos orgânicos sintéticos potencialmente
tóxicos são utilizados no processo, resultando em produto de utilização segura na
agricultura.
Classe “C”: fertilizante orgânico que, em sua produção, utiliza qualquer
quantidade de matéria-prima oriunda de lixo domiciliar, resultando em produto de
utilização segura na agricultura.
Classe “D”: fertilizante orgânico que, em sua produção, utiliza qualquer
quantidade de matéria-prima oriunda do tratamento de despejos sanitários, resultando
em produto de utilização segura na agricultura.
7.2 Garantias e especificações dos fertilizantes orgânicos
Para a comercialização, os fertilizantes orgânicos sólidos devem estar de acordo
com as especificações da Tabela 8.
32
Para os fertilizantes orgânicos que não atendam estas especificações
granulométricas, no rótulo ou etiqueta de identificação deverá constar a expressão:
“PRODUTO SEM ESPECIFICAÇÃO GRANULOMÉTRICA”.
Os fertilizantes orgânicos simples, mistos e compostos para aplicação no solo
deverão apresentar teor de no mínimo 3% de carbono orgânico, macronutrientes
primários, conforme declarado no processo de registro pelo fabricante ou importador.
Em relação aos macronutrientes secundários e micronutrientes, quando garantidos no
produto, deverão ser observadas as garantias mínimas expressas na Tabela 9.
Os fertilizantes organominerais deverão ter as seguintes especificações, garantias
e características:
Para os produtos sólidos para aplicação no solo:
• carbono orgânico : mínimo de 8%
• umidade máxima: 30%
• CTC mínimo: 80 mmolc kg-1
• N, P, K ou misturas (NP, NK, PK ou NPK): 10%
• Ca, Mg e S: 5%
• Micronutrientes: 4%
Para os produtos fluidos para aplicação no solo:
• carbono orgânico : mínimo de 3%
• N, P, K ou misturas (NP, NK, PK ou NPK): 3%
• Ca, Mg e S: 2%
• Micronutrientes: 1%
Tabela 8 – Especificações granulométricas para o produto sólido.
Natureza Física 
Especificação Granulométrica 
Peneira Passante Retido 
Granulado 4 mm (ABNT nº 5) 95% mínimo 5% máximo 
1 mm (ABNT nº 18) 5% máximo 95% mínimo 
Pó 2,0 mm (ABNT nº 10) 100% 0% 
0,84 mm (ABNT nº 20) 70% mínimo 30% máximo 
0,3 mm (ABNT nº 50) 50% mínimo 50% máximo 
Farelado 3,36 mm (ABNT nº 6) 95% mínimo 5% máximo 
0,5 mm (ABNT nº 35) 25% máximo 75% mínimo 
Farelado Grosso 4,8mm (ABNT nº 4) 100% 0% 
1,0 mm (ABNT nº 18) 20% máximo 80% mínimo 
 
33
8 ANÁLISE DE FERTILIZANTES ORGÂNICOS E
ORGANOMINERAIS
Os métodos abaixo descritos foram regulamentados pela Instrução Normativa
SDA Nº 28, de 27 de julho de 2007 (BRASIL, 2007). O anexo da referida IN inclui
métodos analíticos para fertilizantes minerais, orgânicos, organominerais e corretivos,
no entanto no presente boletim foram selecionados apenas os métodos mais utilizados
nas análises dos fertilizantes orgânicos e organominerais.
8.1 Análise granulométrica
Tem por objetivo verificar a especificação granulométrica de fertilizantes
apresentados na forma de granulados, farelados ou pós.
1. Equipamentos
a) Peneiras com aro de 20 cm de diâmetro, 5 cm de altura e aberturas de malha, de
acordo com a Tabela 10, limpas, secadas e pesadas com aproximação de 0,01g,
com fundo (também pesado) e tampa.
Tabela 9 – Garantias mínimas para os produtos com macronutrientes secundários e/ou micronutrientes
para aplicação no solo e para aplicação via foliar, fertirrigação e hidroponia.
NUTRIENTE 
TIPO DO FERTILIZANTE ORGÂNICO 
Teor Total Mínimo(%) Teor Solúvel em H2O (%) 
Aplicação no solo Via foliar, fertirrigação e hidroponia 
Sólido Fluido Sólido Fluido 
Cálcio (Ca) 1 0,5 0,5 0,3 
Magnésio (Mg) 1 0,5 0,5 0,3 
Enxofre (S) 1 0,5 0,5 0,3 
Boro (B) 0,03 0,01 0,02 0,01 
Cloro (Cl) 0,1 0,1 0,1 0,1 
Cobalto (Co) 0,005 0,005 0,005 0,005 
Cobre (Cu) 0,05 0,05 0,05 0,05 
Ferro (Fe) 0,2 0,1 0,1 0,02 
Manganês (Mn) 0,05 0,05 0,1 0,02 
Molibdênio (Mo) 0,005 0,005 0,02 0,005 
Níquel (Ni) 0,005 0,005 0,005 0,005 
Silício (Si) 1,0 0,5 0,5 0,05 
Zinco (Zn) 0,1 0,05 0,1 0,05 
 
34
b) Agitador mecânico de peneiras.
2. Procedimento:
Homogeneizar toda a amostra sólida e reduzi-la por quarteação (manual ou com
quarteador) a mais ou menos 250g; Retirar cerca de 30 g para a determinação do
pH ; colocar em uma cápsula de porcelana ou bandeja tarada, levar à estufa regulada
para a temperatura de 65°C por 16 horas ou até peso constante, verificado de hora
em hora após o transcurso das 16 horas; Retirar da estufa, esfriar em dessecador;
Homogeneizar e, por quarteação,dividir em duas partes iguais. Reservar uma delas
para a análise granulométrica e moer a outra, passando em peneira com abertura de
malha de 0,5 mm (ABNT n° 35).
Pesar integralmente a fração da amostra reservada para tal, com precisão de 0,01 g
e transferi-la sobre as peneiras, encaixadas uma sobre a outra, em ordem crescente
de abertura de malha, ficando a de malha maior acima, observando as aberturas de
malha, de acordo com cada caso:
Tabela 10 – Especificações da natureza física de fertilizantes orgânicos.
Natureza física do fertilizante Peneiras ABNT (no) 
Granulado, mistura de grânulos, mistura granulada 4,0 mm e 1,0 mm 5 e 18 
Farelado grosso 4,8 mm e 1,0 mm 4 e 18 
Farelado e farelado fino 3,36 mm e 0,5 mm 6 e 35 
Microgranulado 2,8 mm e 1,0 mm 7 e 18 
Pó 2,0; 0,84 e 0,30 mm 10, 20 e 50 
 
Tampar o conjunto, fixar as peneiras no agitador e agitar durante 5 minutos. Pesar
cada peneira e o fundo e calcular a fração neles retida; em seguida, calcular o
percentual do material passante em cada peneira pelas expressões:
 a 100 R1  % da amostra passante na1   peneira  100  
G
 
 a 100 R1 R2  % da amostra passante na 2  peneira  100  
G

 
 a 100 R1 R2 R3  % da amostra passante na 3  peneira  100  
G
 
 
35
G = massa da amostra, em gramas
R1 = massa da fração retida na 1a peneira especificada, em gramas
R2 = massa da fração retida na 2a peneira especificada, em gramas.
R3 = massa da fração retida na 3ª peneira especificada, em gramas.
8.2 Umidade
Colocar mais ou menos 250g da amostra sólida homogeneizada em uma cápsula
de porcelana ou bandeja tarada, pesar e anotar a massa (G1). Levar à estufa regulada
para a temperatura de 65°C, por 16 horas ou até peso constante, verificado de hora
em hora. Após o transcurso das 16 horas, retirar da estufa, esfriar em dessecador,
pesar e anotar a massa (G2).
Calcular o percentual de umidade da amostra a 65ºC utilizando os dados (G1 e
G2) referidos anteriormente no item A, de acordo com a expressão:
 
65ºC
100 G1 G2  
U ,  onde :
G1


G1 = massa da amostra “in natura”, em gramas;
G2 = massa da amostra secada a 65ºC, em gramas.
8.3 Determinação do pH
a) Princípio e aplicação
Consiste em suspender a amostra em solução de CaCl2 0,01 mol L-1 e proceder à
medida potenciométrica do pH. Aplica-se a qualquer fertilizante orgânico.
b) Materiais
Equipamento: Potenciômetro com eletrodo combinado, para a medida de pH.
Reagentes e soluções: Cloreto de cálcio hexahidratado, p.a., com 99% de pureza
– CaCl2.6H2O. Solução de cloreto de cálcio, CaCl2, 0,01 mol/L – Pesar 1,1064 g
do sal p.a. e dissolver em água. Transferir para balão de 500 mL e completar o
volume com água destilada.
c) Procedimento
Pesar 10 g da parte da amostra reservada para tal (amostra “in natura”), transferir
para béquer de 100 mL, adicionar 50 mL de solução de CaCl2 0,01mol/L, agitar e
36
aguardar 30 minutos, agitando de 10 em 10 minutos. Medir o pH da suspensão,
expressando o resultado com a indicação “pH em solução 0,01 mol L-1 de CaCl2”.
8.4 Nitrogênio total
As metodologias oficiais são Macrométodo da liga de Raney, Micrométodo
da liga de Raney e Método do ácido salicílico. Abaixo está descrito apenas o
Método do ácido salicílico.
Método do ácido salicílico
a) Princípio e aplicação: Este método fundamenta-se na amonificação de todas
as formas não amoniacais de nitrogênio, seguida da destilação alcalina da amônia,
que é recebida numa quantidade excedente de ácido bórico. O borato de amônio
formado é titulado com ácido sulfúrico padronizado. Aplicável aos fertilizantes,
inclusive com conteúdo de matéria orgânica. Não se aplica a produtos líquidos.
b) Materiais
Equipamento: Conjunto digestor-destilador tipo Kjeldahl.
Reagentes e soluções
• Acido sulfúrico (H2SO4) concentrado, p.a.
• Sulfato de cobre (CuSO4.5H2O), p.a.
• Sulfato de potássio (K2SO4) ou sulfato de sódio (Na2SO4) anidro, p.a.
• Ácido salicílico (C7H6O3), p.a.
• Solução de sulfeto de potássio ou tiossulfato de sódio - Dissolver em água 40g de
K2S ou 80g de Na2S2O3.5H2O e completar a 1 litro com água destilada.
• Solução de hidróxido de sódio a 450 g L-1. Dissolver 450 g de NaOH em água,
esfriar e diluir a 1 litro com água destilada. Conservar em recipiente plástico.
• Zinco em pó (pó fino, impalpável).
• Zinco granulado, 8 mesh, p.a.
• Indicador verde de bromocresol 1 g L-1. Pesar 0,25 g do indicador, triturar em
almofariz com 7-8 mL de NaOH 4 g L-1, transferir para um balão volumétrico de
250 mL e completar o volume com água destilada.
• Indicador vermelho de metila 1 g L-1: Dissolver 0,1g de vermelho de metila em
álcool etílico e transferir para um balão volumétrico de 100 mL. Completar o volume
com álcool etílico.
37
• Indicador alaranjado de metila 1 g L-1: Dissolver 0,1g do indicador em água destilada
e completar o volume a 100 mL.
• Mistura de indicadores: Misturar 1 volume da solução de vermelho de metila 1 g L-1
e 10 volumes da solução de verde de bromocresol 1 g L-1.
• Ácido bórico, H3BO3, 40 g L-1 com indicadores: Pesar 40g de H3BO3 p.a. dissolver
em água destilada morna. Esfriar e transferir para um balão volumétrico de 1.000 mL.
Acrescentar 20 mL da mistura de indicadores e completar o volume com água destilada.
• Solução de ácido sulfúrico aproximadamente 0,25 M – transferir 14 mL de ácido
sulfúrico concentrado p.a. para balão de 1.000 mL e completar o volume com água
destilada.
Padronização da solução H2SO4 0,25 M: Pesar exatamente 3,0000g de carbonato
de sódio, Na2CO3, padrão primário, secado a 280-290 ºC em forno elétrico por 2h
e esfriado em dessecador. Transferir para um balão volumétrico de 200 mL e
completar com água destilada. Homogeneizar e guardar em refrigerador. Tomar 50
mL da solução de carbonato de sódio e transferir para erlenmeyer de 250 mL.
Adicionar 50 mL de água destilada e 3 gotas do indicador alaranjado de metila.
Titular com a solução de H2SO4 a padronizar até começar a variar a cor do indicador
em relação a uma solução de referência (usar uma solução de 80 mL de água fervida
por dois minutos acrescidos de três gotas de alaranjado de metila). Interromper a
titulação e ferver por dois a três minutos, esfriar e prosseguir até variação definitiva
da cor do indicador para tom laranja-avermelhado. Efetuar três repetições e anotar
o volume médio gasto (V). Calcular a molaridade da solução pela expressão:
7,0756M
V

Onde:
V = média dos volumes, em mL, da solução de H2SO4 gastos na titulação.
c) Procedimento
Extração
a) Pesar uma quantidade de amostra de 0,2 a 2,0 g, com precisão de 0,1 mg (G), e
transferir para um balão de Kjeldahl de 800 mL. Juntar 40 mL de ácido sulfúrico
concentrado em que foram dissolvidos 2 g de ácido salicílico, agitar para misturar
perfeitamente e deixar, ao menos, 30 minutos em repouso, agitando de vez em quando.
38
b) Acrescentar 5 g de Na2S2O3.5H2O ou 2 g de zinco em pó fino, agitar, esperar 5
minutos e aquecer moderadamente até cessar a espuma.
c) Interromper o aquecimento, juntar 1 g de sulfato de cobre (CuSO4.5H2O) e 15 g
de sulfato de potássio (K2SO4) ou 15 g de sulfato de sódio anidro (Na2S04) em pó,
e levar à ebulição até a solução tornar-se clara, continuando por mais 30 minutos,
no mínimo (2 h para amostras contendo material orgânico).
Determinação
a) Esfriar, juntar 200 mL de água, adicionar 25 mL de solução de tiossulfato ou
sulfeto e misturar.
b) Acrescentar 3-4 grânulos de zinco, inclinar o frasco de Kjeldahl e adicionar 140
mL de solução de NaOH a 450 g L-1.
c) Ligar imediatamente o frasco Kjeldahl ao conjunto de destilação, com a ponta do
condensador já mergulhada em um erlenmeyer de 500 mL contendo 50 mL da
solução de ácido bórico a 40 g L-1 com indicadores.
d) Misturar o conteúdo, imprimindo rotações ao frasco Kjeldahl e aquecer para
destilar, recebendo, no mínimo, 150 mL de destilado na solução de ácido bórico.
e)Retirar o erlenmeyer, lavar a ponta do condensador e titular com ácido
padronizado (V1).
f) Fazer uma prova em branco em idênticas condições (V2).
g) Calcular a porcentagem de nitrogênio, pela expressão:
 2,8014  V1 V2 M%N
G


V1 = volume (mL) de ácido sulfúrico gasto na titulação da amostra
V2 = volume (mL) de ácido sulfúrico gasto na titulação da prova em branco
M = molaridade exata da solução de ácido sulfúrico
G = massa da amostra, expressa em gramas.
d) Cuidados Especiais
• Proceder às adições de acido sulfúrico cuidadosamente, para evitar reação violenta.
• Vistoriar periodicamente o aparelho destilador visando evitar perdas de amônia e
eventuais vazamentos de soluções reagentes.
• Destilar uma amostra de referência periodicamente.
• Manusear todos os ácidos fortes com auxilio de EPI’s.
39
8.5 Fósforo total
Método gravimétrico do quimociac
a) Princípio e aplicação: Consiste na solubilização do fósforo da amostra por
extração fortemente ácida e posterior precipitação do íon ortofosfato como
fosfomolibdato de quinolina, o qual é filtrado, secado e pesado. *Método preferencial
para a realização de análises periciais.
b) Materiais
Equipamentos
• cadinho de vidro sinterizado de 30-50 mL, com placa porosa de porosidade
média a fina.
• frasco kitassato de 1.000 mL.
• bomba de vácuo.
• mufla
Reagentes
• Ácido nítrico, HNO3, p.a.
• Ácido clorídrico, HCl, p.a.
• Reagente “quimociac”: Dissolver 70g de molibdato de sódio, Na2MoO4.2H2O,
em 150 mL de água destilada. Dissolver 60g de ácido cítrico cristalizado,
C6H8O7.H2O, em uma mistura de 85 mL de ácido nítrico concentrado e 150 mL de
água destilada. Esfriar e adicionar aos poucos, com agitação, a solução de molibdato
à mistura de ácido cítrico e nítrico. Dissolver 5 mL de quinolina sintética, C9H7N,
em uma mistura de 35 mL de ácido nítrico e 100 mL de água destilada. Adicionar
esta solução, aos poucos, à solução de molibdato, ácido cítrico e nítrico;
homogeneizar e deixar em repouso durante 24 horas. Filtrar, juntar 280 mL de
acetona, completar a 1 litro com água destilada e homogeneizar. Guardar esta solução
em frasco de polietileno.
c) Procedimento
Extração
a) Pesar 1,0 g da amostra, com aproximação de 0,1 mg (G) e transferir para
béquer de 250 mL; adicionar 30 mL de ácido nítrico e 5 mL de ácido clorídrico
concentrados. Ferver até cessar o desprendimento de vapores castanhos (NO2) e
a solução clarear.
40
b) Adicionar 50 mL de água destilada e ferver por 5 minutos. Esfriar.
c) Transferir para balão volumétrico de 250 mL, completar o volume com água
destilada e homogeneizar.
d) Filtrar por meio de papel de filtro de porosidade média, seco.
e) Desprezar os primeiros 20 a 30 mL e separar um volume de filtrado límpido,
suficiente para a determinação.
Determinação
a) Pipetar uma alíquota (A) do extrato contendo de 10 a 25 mg de P2O5 (250/Gg 
A 
625/Gg, sendo G = peso da amostra em gramas e g = garantia %) e transferir para
béquer de 400 mL; ajustar o volume a 100 mL com água destilada e aquecer até o
início de fervura.
b) Adicionar 50 mL de reagente “quimociac” e ferver durante 1 minuto, dentro da
capela.
c) Esfriar a temperatura ambiente, agitando cuidadosamente, 3 a 4 vezes durante o
resfriamento.
d) Filtrar, sob a ação de vácuo, em cadinho de placa porosa, previamente secado a
250ºC e tarado; lavar com 5 porções de 25 mL de água destilada, tendo o cuidado
de adicionar cada porção após a anterior ter passado completamente.
e) Secar durante 30 minutos a 250ºC. Esfriar em dessecador e pesar como
(C9H7N)3H3[PO4.12 MoO3].
f) Calcular o percentual de P2O5 da amostra pela expressão:
2 5
801,75 m%P O
AG

Onde:
m = massa do precipitado, em grama.
G = massa inicial da amostra, em grama.
A = volume da alíquota tomada do extrato, em mL.
41
8.6 Fósforo solúvel em água
Método espectrofotométrico do ácido molibdovanadofosfórico
a) Princípio e aplicação
Fundamenta-se na extração com água do fósforo presente na amostra. Em seguida
procede-se à formação de um complexo colorido entre o fosfato e os reagentes
vanadato e molibdato de amônio, de cor amarela, cuja absorbância é medida a 400
nm. Não se aplica a escórias básicas.
b) Materiais
Equipamento: Espectrofotômetro uv-visível digital.
Reagentes e soluções
• Solução vanadomolíbdica: conforme descrito no método espectrofotométrico do
fósforo total.
• Solução padrão de 500 ppm(m/v) de P2O5: idem.
c) Procedimento
Extração
Proceder como descrito no método anterior, de determinação gravimétrica com o
“quimociac”, para o fósforo total. item-Extração
Determinação
Preparo da curva de calibração
a) Pipetar 2,0 - 2,5 - 3,0 - 3,5 e 4,0 mL da solução estoque de KH2PO4, que
contém 500 mg de P2O5 por litro, para balões volumétricos de 50 mL.
b) Adicionar a todos os balões:
• 20 mL de água destilada;
• 15 mL da solução vanadomolíbdica.
c) Agitar, completar o volume com água destilada e homogeneizar. Estas soluções
contêm, respectivamente, 20, 25, 30, 35 e 40 ppm (m/v) de P2O5.
d) Deixar em repouso por 10 minutos para completar o desenvolvimento da
cor e determinar a absorbância das soluções a 400 nm, empregando como
branco a solução que contém 20 ppm de P2O5 (zerar o aparelho com essa
solução).
e) A partir dos dados obtidos, calcular a equação de regressão.
42
Determinação na amostra
a) Transferir, para balão volumétrico de 50 mL, uma alíquota do extrato (A) que
contenha de 1,0 a 2,0 mg de P2O5 . Cálculo do volume da alíquota : 25/Gg A 50/
Gg, sendo G = peso em gramas e g = garantia em %.
b) Adicionar a todos os balões: 20 mL de água destilada e 15 mL da solução
vanadomolíbdica.
c) Completar o volume com água destilada e agitar.
d) Aguardar 10 minutos e determinar a absorbância das soluções, no
espectrofotômetro a 400 nm, empregando como prova em branco a solução que
contém 20 ppm de P2O5 (zerar o aparelho com essa solução).
e) Calcular a concentração em ppm de P2O5 na amostra de fertilizante pela curva de
calibração ou da equação de regressão.
f) Calcular a porcentagem de P2O5 solúvel em água na amostra pela expressão:
2 5
1,25C
%PO ,  onde :
AG

C = concentração em ppm (m/v) de P2O5 na alíquota analisada.
G = massa inicial da amostra, em grama.
A = volume da alíquota tomada do extrato, em mL.
d) Cuidados especiais
• Medir com precisão o volume das alíquotas.
• Sempre que perceber variação nas leituras dos padrões, refazer a curva de
calibração.
8.7 Fósforo solúvel em citrato neutro de amônio mais fósforo solúvel em
água
Método gravimétrico do quimociac
a) Princípio e aplicação: Fundamenta-se na extração do fósforo com água e
citrato neutro de amônio a 65°C, seguida de precipitação do fósforo extraído
como fosfomolibdato de quinolina, filtração, secagem e pesagem desse
precipitado. *Método preferencial para a realização de análises periciais.
43
b) Materiais
Equipamentos
• cadinho de vidro sinterizado de 30-50 mL, com placa porosa de porosidade
média a fina.
• frasco kitassato de 1.000 mL.
• bomba de vácuo.
• mufla
• estufa com agitador e controle de temperatura.
Reagentes e soluções
• Ácido nítrico, HNO3, (1+1), com água destilada.
• Reagente quimociac: conforme descrito para o método do fósforo total.
• Citrato neutro de amônio – CNA: dissolver 370g de ácido cítrico mono hidratado
cristalizado, C6H8O7.H2O, em 1500 mL de água destilada e adicionar 345 mL de
hidróxido de amônio, NH4OH, p.a., com 28 a 29% de NH3. Esfriar e medir o pH.
Ajustar o pH para 7,0 com hidróxido de amônio 1+9 ou com solução de ácido
cítrico a 100 g L-1. Determinar a densidade, que deve ser de 1,09 à temperatura de
20ºC, adicionando água, ou ácido cítrico, se necessário. Guardar a solução em
frasco hermeticamente fechado. Verificar, semanalmente, o pH acertando quando
necessário.
c) Procedimento
Extração
a) Transferir 1 g, com aproximação de 0,1 mg (G), da amostra para papel de filtro
de porosidade