APOSTILA_QUÍMICA E BIOQUÍMICA DA MADEIRA_(UFRRJ)

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QUÍMICA E BIOQUÍMICA DA MADEIRA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Extrativos 2 
 
 
 
 
 
 
DEPARTAMENTO DE PRODUTOS FLORESTAIS 
 
João Vicente Latorraca de Figueiredo 
 Prof. Heber dos Santos Abreu 
Prof. Carlos Eduardo Camargo de Albuquerque 
UFRRJ - 2002 
 
Ficha Catalográfica 
 
Extrativos 3 
1 INTRODUÇÃO 
 Segundo MARRA (1992, p. 146), quimicamente a madeira pode ser dividida em dois grandes 
componentes, são eles: holocelulose e lignina. Outros dois menores, chamados de extrativos e cinzas são 
também considerados. A organização e quantidade desses componentes apresentam-se diferenciadas na 
madeira. A celulose que é constituída por três elementos, carbono, hidrogênio e oxigênio, contribui com 
a maior parte, representando cerca de 60 - 75% do total dos componentes, e, está organizada em cadeias 
lineares de  D-glicose (C6H12O6) que facilitam o transporte de água no sistema vascular da árvore. 
 A lignina que também apresenta a mesma composição elementar da celulose, representa cerca de 20 - 
30%, porém seus três constituintes (unidade básica - C6 C3) estão organizados em uma estrutura 
carbônica constituída por uma cadeia alifática e um anel benzênico. Os extrativos, aproximadamente 1 - 
10%, compreendem um grupo misto de substâncias simples e de polímeros complexos, que se 
encontram impregnados nas paredes e no lume das células, e por fim, os materiais inorgânicos, que 
representam menos de 1%. A figura 1 mostra a composição química da madeira segundo FENGEL & 
WEGENER (1984). 
 A quantidade de cada uma dessas substâncias variam, de acordo com HACHMI & CAMPBELL 
(1994, p. 44), de espécie para espécie. Segundo eles as polioses são polissacarídeos complexos na qual 
variam significativamente entre gimnospermas e angiospermas, correspondendo ao equivalente a 28 e 
34%, respectivamente. 
 O termo extrativos da madeira, de acordo com FENGEL & WEGENER (1984), abrange um vasto 
número de substâncias diferentes aos quais podem ser extraídas da madeira por meios de solventes 
orgânicos polares e não polares. Todavia carbohidratos solúveis em água e substâncias inorgânicas 
também pertencem as substâncias que podem ser extraídas da madeira. 
 
 
Extrativos 4 
 
FIGURA 1 - COMPOSIÇÃO QUÍMICA DA MADEIRA 
 
 
 
 
 
 
Extrativos 5 
 
Terminologia: 
 
Celulose: Homopolissacarídeo linear de elevada massa molecular, formada pela união de unidades de -
glicoses através de ligações -(14). Podendo apresentar de 1000 a 18000 unidades de glicose por 
moléculas de celulose. 
 
Hemicelulose: Trata-se de um conjunto de heteropolissacarídeo que apresenta além de glicose, outros 
monossacarídeos (hexoses e pentoses), como xilose, manose, arabinose, galactose e ácido glicurônico. 
Apresentando na sua estrutura ramificações, o que lhe atribui características diferentes da celulose. 
 
Lignina: Componente polimérico fenólico tridimensional de ligações cruzadas, com propriedade 
cimentadora da parede celular, característico de tecidos de plantas lenhosas, se apresentando com alto 
peso molecular e constituído pelas unidades básicas derivadas dos álcoois p-cumarílico, coniferílico e 
sinapílico. 
 
 
 
ESTRUTURAIS MOLECULARES DAS PRINCIPAIS SUBSTÂNCIAS LIGNOCELULÓSICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CELULOSE 
HEMICELULOSE 
LIGNINA 
 
Extrativos 6 
 
 
A parte solúvel em solventes orgânicos compreende uma pequena percentagem da madeira de espécies 
arbóreas de regiões temperadas, contudo ela pode ser muito maior em certas partes de uma árvore, por 
exemplo, galhos da base, cerne, raízes, e em áreas que sofreram injúrias. Relativamente, altas 
quantidades de extrativos são encontrados em certas espécies de madeiras tropicais e subtropicais. 
 Diversos experimentos induzem a produção artificial de altas quantidades de extrativos em pinos. No 
caso de tratamento com o herbicida "paraquat", ou similar antes da colheita, formam-se áreas com maior 
teor de resinas dentro do caule, especialmente nas gimnospermas. 
 O conteúdo e a composição dos extrativos variam entre as espécies de madeiras, como já 
mencionado. Contudo ocorrem também variações, dependendo do sítio geográfico e da estação 
climática. Por outro lado, a composição dos extrativos de certas madeiras, pode ser usada como 
marcador químico, para classificar madeiras que são difíceis de serem distinguidas anatomicamente. Os 
extrativos estão concentrados em canais resiníferos (coníferas) e em células de parênquima radial. 
Quantidades menores são também encontradas na lamela média, espaços intercelulares e paredes 
celulares de traqueídeos e fibras libriformes. TSOUMIS (1965), citado por FENGEL & WEGENER 
(1984), estudou a correlação entre os extrativos e a camada verrugosa dos traqueídeos de coníferas. 
 A composição dos extrativos é alterada durante a mudança das estações climáticas, ou seja, durante a 
formação dos anéis de crescimento. Particularmente substâncias não saturadas, como óleos e ácidos 
graxos são degradados. Este fator é importante para a produção de polpa. Neste contexto, certos 
extrativos, em madeira recém abatida, podem causar o amarelamento da polpa. Os extrativos podem 
também exercer influência na resistência da polpa, na colagem e acabamento da madeira, e no 
comportamento da mesma durante o processo de secagem. 
 
Extrativos 7 
 Várias espécies de madeiras contém substâncias nas quais são tóxicas ou inibidoras de ataques de 
fungos, bactérias e cupins. Outros tipos de extrativos dão coloração e odor à madeira. Apesar destas 
características, SANDERMANN (1966), citado por FENGEL & WEGENER (1984), descreve que a 
maioria dos extrativos não são substâncias essenciais à estrutura da madeira. Vários estudos sobre o 
assunto, ressalta a utilização dos extrativos da madeira em substituição as substâncias petroquímicas. 
 Parte dos extrativos é denominada resina, um termo que não caracteriza todas as substâncias 
químicas. A resina tem sido considerada como uma mistura de diferentes substâncias, onde a presença 
de terebentina inibem a cristalização. As seguintes classes de substâncias podem ser atribuídas aos 
componentes da resina: 
 Terpenos; 
 Lignans; 
 Estilbenos; 
 Flavonóides, e outras substâncias aromáticas. 
 Segundo BROWNING (1975) e SJÖSTRÖM (1993), citados por LIMA (1996), os extrativos são 
constituídos por grupos de substâncias tais como, taninos, gomas, amidos, gorduras, resinas e fitosteróis. 
Outros podem ser removidos com água fria ou quente, ou ainda com solventes orgânicos, tais como, 
etanol, tolueno, acetona ou diclorometano. Esses extrativos são responsáveis por determinadas 
características organolépticas, como a cor, o desenho, o cheiro, o gosto, a resistência natural ao ataque de 
organismos destruidores da madeira, etc. 
Terminologia: 
 
Extrativos- Extrativo é um termo técnico não convencional empregado pelos químicos de madeira 
estrangeiros para agrupar as substancias orgânicas de baixo peso molecular solúveis em solventes 
orgânicos neutros encontrados na madeira. As substâncias que compõe os extrativos apresentam larga 
diversidade estrutural e química, cujo papel da maioria é desconhecido. Outros termos também são 
adotados como substâncias estranhas já em desuso, ou micromoleculares naturais ou substâncias 
especiais, dependendo da área técnica de investigação. 
 
Extrativos 8 
 
Ocorrência dos extrativos: Os extrativos ocorrem naturalmente ou por indução causados por fatores 
bióticos e abióticos.Os extrativos que ocorrem naturalmente são biossintetizados em condições normais 
de crescimento. Os extrativos induzidos, seja qual for o fator indutor, são enquadrados como exudatos 
celulares e exudatos extracelulares. 
 
Exudatos celulares: São exudatos encontrados nas próprias células. 
 
Exudatos extracelulares: São exudatos que ocorrem fora do espaço celular, acumulando geralmente 
em bolsões entre anéis de crescimento ou em canais intercelulares cujo o produto teve origem do 
epitélio. 
 
 
CLASSIFICAÇÃO DOS EXUDATOS 
 
RESINA- Para melhor entendimento as resinas podem ser classificadas em Óleo resina e Resinas 
Naturais. 
 
ÓLEORESINA- Constituído essencialmente por uma solução de ácidos resínicos em terebintina, que 
exuda quando há ruptura nos canais resiníferos, apresentando-se com característica hidrofóbica, solúvel 
em solventes orgânicos neutros não polares, tais como: Éter etílico, hexano, éter de petróleo, etc. 
Constituídos essencialmente por terpenóides que sob destilação fornece os ácidos resínicos e 
terebintina, com ocorrência principalmente em coníferas do hemisfério norte. Alguns exemplos podem 
ser vistos abaixo. 
 
Pinus palustris (EUA) 
Pinus elliottii (EUA) 
Pinus pinaster (França, Itália, Portugal, Espanha, Grécia, etc.) 
Pinus halopensis (França, Itália, Portugal, Espanha, Grécia, etc.) 
Pinus caribeae var. Hondurensis (América Central) 
Pinus oocarpa (Améwrica Central) 
 
 
RESINAS NATURAIS- São resinas mais ou menos solúveis em solventes orgânicos neutros, em óleos 
vegetais e totalmente solúvel em água. Apresentam composição terpênica, algumas vezes incolor e as 
vezes de cor marrom clara, fundindo-se a 100 oC. Geralmente estas resinas são de ocorrência natural, 
também podendo ser originárias de injúrias (Auracária angustifolia). Outro exemplo é o óleo de 
copaíba rico em sesquiterpenos. Duas espécies são citadas abaixo de ocorrência na América do Sul. 
 
Copaifera multifuga 
Copaifera longdorfii 
 
GOMA- Secreção viscosa naturalmente exudada ou sob incisão ou infecção geralmente incolor, não 
tóxica, sem odor, usualmente sem sabor, e quando seca ou exposta ao ar se torna endurecida 
apresentando-se como uma massa vítrea. Este material é rico em carboidratos. Um exemplo é a goma 
arábica extraída da pequena árvore da espécie Acacia senegal originária do Sudão, utilizada 2000 AC 
 
Extrativos 9 
para fabricação de tintas. Abaixo segue uma listas de gêneros e espécies mais freqüentes. 
 
Acacia, Astrogalus, Sterculia, Prunus, Aegle, Afzelia, Albizia, Aleurites, Anarcardium, Anogeissus, 
Banhinia, Berlinia, Buchanania, Brachychiton, Caesalpinia, Cedrela, Ceiba, Ceratonia, Chloroxylon, 
Citrus, Combretum, Cordyla, Elaeodendron, Feronia, Flindersia, Garuya, Grevillea, Hakea, Khaya, 
Lagerstroenia, Lannea, Mangifera, Mélia, Pithicolobium, Propis, Pseudocedrela, Puya, Sapota, 
Sclerocarya, Sloanea, Soymida, Spondias, Sterculia, Terrieta, Terminalia. 
 
KINO- Kino é uma palavra de origem Indiana, (Árvore de Kino) muito confundido com goma. Kino 
apresenta com consistência viscosa, similar ao mel de abelhas variando sua tonalidade até o vermelho. É 
rico em proantocianiidina (Tanino condensado) e solúvel em água, álcool e em solventes alcalinos. 
Geralmente o kino é produzido por injúrias. En nossa região o eucalipto é maior exemplo. Abaixo são 
listados alguns gêneros e espécies que produzem Kino. 
 
Butea frondosa, Pterocarpus marsupium, Eucalyptus spp, Acacia, adausonia, Angphora, Baloghia, 
Berlinia, Bombax, Brachystegia, Butea, Casuarina,Ceratopetalum, Coccloba, Croton, Derris, Dipteryx, 
Eugenia, Jatropha, Lonchocarpum, Macaranga, Machaerium, Mezoneurum, Milletia, Myrricia, 
Myristica, Parkia, Prosopis, Pterocarpus, Rhizophora, Shinopsis, Shizomeria, Sebania, Spermolepis, 
Xylia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Látex- Látex é uma suspensão coloidal ou emulsão insolúvel em água, de cor amarela, vermelha e 
incolor. Geralmente tipicamente branca (leite) produzida na estrutura interna secretoras conhecido 
como canais laticíferos.. A composição é essencialmente terpênica, sendo também encontrados 
proteínas, enzimas proteolíticas, óleo essencial, mucilagem entre outros componentes. O látex se 
apresenta nas formas de borracha, chicle, e gutta percha, que é obtida da incisão da casca de um grande 
número de espécies de angiospermas. Segue lista abaixo: 
 
 -Veio de Kino da madeira de Eucalyptus 
camaldulensis (acima) 
 
-Veio de Kino no floema de E. wandoo 
(abaixo) 
 
Extrativos 10 
 
Achros zapota, Dyera castulata, dão origem ao chicle 
Guta percha- Rico em isoprenos 
Heea brasiliensis- Látexm ( Boracha) 
 
Mana-Mana é obtido através da incisão da casca de algumas árvores (Fraxinus ornus) com 
características líquida que quando seco apresenta-se como uma massa mole e opaca. Mana são 
solúveis em água e largamente solúvel em álcool contendo grande quantidade de manitol. 
 
Âmbar- Resina fossilizada contendo terpenóides não voláteis progressivamente oxidados e 
polimerizados ao longo do tempo, ao ponto se resistirem ao ataque químico e microbiológico. Ocorrem 
em algumas regiões do mundo originário do período Cretáceo e Terciário (70 a 2 milhões de anos atrás) 
Na região do Báltico o âmbar surgiu das florestas de Araucária. Considerado muitas vezes como pedra 
semi-preciosa, apresenta variações de tonalidade dependendo de sua origem. 
 
Balsamo- São exudatos resinosos com fragrante aroma, sabor amargo, com mais de 60% de ac. 
Benzóico, cinâmico e seus ésteres correspondentes. Obtido através da incisão da casca. São 
semitransparentes, semi fluído e de cor amarela-marrom. 
 
 
Açúcar de maple- Do Acer saccharum e A. Nigrum, também conhecidos por Maple (|Hemisfério 
Norte) o açúcar é obtido pela perfuração na base do tronco da árvores, de maneira a atingir o alburno, 
tendo composição majoritária de sacarose, produto originário da transformação do amido, muito comum 
no alburno destas espécies. 
 
 CLASSIFICAÇÃO DOS EXTRATIVOS 
 Os extrativos, de acordo com cada autor, tem sido classificados em vários grupos, com base 
principalmente nas suas características estruturais, nas suas propriedades físicas, quanto a sua 
solubilidade, e ainda de acordo com a família ou gênero botânico. Uma classificação com base nas suas 
características estruturais é apresentada na figura 2. 
 
FIGURA 2 - CLASSIFICAÇÃO DOS EXTRATIVOS 
 
Extrativos 11 
 
Fonte: FENGEL & WEGENER (1984) 
 
2.1 TERPENOS E TERPENÓIDES 
 
 Os terpenos de acordo com LOBO (1976, p. 95), são substâncias que tem uma relação estrutural com 
a unidade molecular do isopropeno. Segundo FENGEL & WEGENER (1984, p. 184), os terpenos e seus 
derivados são grupos de substâncias na qual são encontrados tanto em plantas como em animais. Eles 
descrevem, que de acordo com CODELL (1974), mais de 4000 diferentes tipos de terpenos tem sido 
isolados e identificados. Segundo esses autores, oleoresinas e outras secreções de plantas contém 
terpenos, onde estes são classificados segundo sua cadeia carbônica. De acordo com o número de 
unidades de isoprenos (cinco moléculas de carbono - 5C), os terpenos subdivide-se nas seguintes classes 
(figura 3): monoterpenos (2 unidades de isopreno), sesquiterpenos (3 unidades de isopreno), diterpenos 
(4 unidades de isopreno), sesterterpenos (5 unidades de isopreno), triterpenos (6 unidades de isopreno). 
 
Extrativos 12 
 Os extrativos de coníferas contém todas as classes de terpenos, com exceção dos sesterterpenos, na 
qual é uma classe muito rara. Em folhosasestão mais presentes os terpenos com um número de unidades 
de isopreno mais elevados, principalmente os triterpernos e politerpenos encontrados no látex de 
espécies do gênero Hevea. 
 Os monoterpenos podem ser subdivididos em substâncias acíclicas, monocíclicas e bicíclicas. Todos 
os tipos podem ser encontrados em frações voláteis isolados de coníferas por destilação. O óleo volátil 
da madeira (terebentina) consiste de monoterpenos. Os mais importantes destes são o - e -pineno, na 
qual estão obviamente presentes nas coníferas, porém, o 3-careno, camfeno, mircenoo e -felandreno 
são também encontrados. Embora a composição da terebentina ser vista como uma característica 
química para as espécies, variações entre populações e entre árvores devem ser também consideradas. A 
variabilidade da composição é atribuída a fatores ambientais, tanto quanto a hereditariedade. Deste modo 
o -pineno de Pinus balfouriana varia entre 96,6 e 81% em diferentes regiões dos Estados Unidos da 
América do Norte. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Extrativos 13 
 
FIGURA 3 - ESTRUTURA BÁSICA DE VÁRIOS TERPENOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Mais raros são aqueles monoterpenos que consiste de 7 anéis na qual podem ser definidos como 
derivados de tropolenos, tais como ácido tújico, tujaplicina e tujaplicinol, encontradas apenas em 
espécies da família Cupressaceae. 
 O ácido citronel de Thujopsis dolabrata e Chamaecyparis taiwanensis é responsável pela resistência 
de suas madeiras ao ataque de térmitas. 
 Adicionalmente (óleos voláteis) são encontradas sesquiterpenos. Entre eles estão as substâncias de 
estrutura acíclicas farnesil e nerolidol, monocíclica germacreno, bicíclicas cadineno, cadinol mutoleno, e 
 
ISOPRENO 
 (unidade básica) 
MONOTERPENOS 
2 x 5C 
SESQUITERPENOS 
3 x 5C 
DITERPENOS 
4 x 5C 
TRITERPENOS 
6 x 5C 
 
Extrativos 14 
os mais complexos longifoleno, longipineno e longicicleno. Estas substâncias foram detectadas em 
espécies de Pinus e Spruce. Em pinus e pseudotsuga tem sido também encontrados sesquiterpenos, tais 
como, cariofileno e sibireno. Derivados de tropoleno conhecidos como noticatina e hidronoticatinol 
foram isolados dos extrativos das espécies do gênero Cupressus, Chamaecyparis e Juniperus. Um 
sesquiterpenóide, ocidenol, não comum de Thuja koaaiensis foi também identificado. A quantidade de 
sesquiterpenos corresponde 1 a 5% da porção dos monoterpenos de coníferas. 
 Oleoresina de coníferas contém uma relativamente alta percentagem de diterpenos e ácidos 
diterpenóidicos, assim como óleos, ácidos graxos e álcoois. Os diterpenos consiste de hidrocarbonetos 
(tumbergeno, pimaradieno), óxidos (manoilóxido), álcoois (abeinol, pimarinol, larixol), e aldeídos 
(levopimarol). Os ácidos resínicos são, em sua maioria, substâncias tricíclica, e estão presentes na 
maioria das coníferas das zonas temperadas do globo terrestre. A quantidade total gira em torno de 0,2 - 
0,8% (baseado no peso seco da madeira). Uma variação da fração de ácido resínico pode ser observada 
entre o cerne e alburno de determinadas espécies. 
 FENGEL & WEGENER (1984), cita que, EKMAN et al. (1978), traçaram a distribuição radial dos 
ácidos resínicos da espécie Picea abies. Eles encontraram um decréscimo na quantidade dos ácidos 
levopimárico, palústrico, abiético, e neoabiético, na direção alburno-cerne, e uma distribuição inversa 
para o ácido diidroabiético, enquanto que a concentração dos ácidos isopimárico, sandaracopimárico, e 
pimárico, permaneceram constantes. Um ligeiro acréscimo da porcentagem de ácidos resínicos e álcoois 
diterpenos, em direção da copa, foi observado. 
 Alguns dos mais raros diterpenos também foram isolados de certas coníferas. A maioria deles são o 
ácido imabertiânico de Pinus lambertiana, taxusina de Taxus baccata, ácido anticopálico de Pinus 
monticola, ácido estróbico de Pinus strobus (casca) e Pinus quadrifolia, e ácido mercusínico de Pinus 
merkusii. Existem também diterpenos com anéis fenólicos, tais como, ferruginol e o ácido podocárpico. 
 
Extrativos 15 
Ferruginol é uma substância extraída de cerne de Cryptomeria japonica, e é obviamente responsável 
pela necessidade de branqueamento da polpa produzida desta espécie. O ácido podocárpico é uma 
substância fungicida presentes em algumas espécies da família Podocarpaceae. 
 O sistema de anel tricíclico é obviamente mais estável, e tem sido observado em estudos de fósseis de 
espécies de madeiras. 
 Os triterpenos podem também serem encontrados nas coníferas. A maioria deles tem uma estrutura 
esterana e deve ser designado como esteróides. O esqualeno é o precursor para os triterpenos cíclicos, e 
podem ser encontrados em muito pouca quantidade nas madeiras de coníferas. Outro triterpeno 
encontrado em coníferas é o serratenediol, na qual consiste de 5 anéis. A principal substância do grupo 
dos esteróides em coníferas é o -sitosterol. Em menor quantidade estão a campesterol, sitostanol, 
cicloartenol, e citrostadienol. A maioria dos triterpenóis e esteróis são esterificado com ácidos graxos. 
Os esteróis estão principalmente concentrados em células de parênquima radial, enquanto oleoresina de 
canais resíniferos, contém uma porção insignificante dessas substâncias. 
 Alguns monoterpenos são constituintes de oleoresinas de espécies de madeiras tropicais. Um dos 
representantes mais proeminentes é a cânfora da espécie Cinnamomum camphora. 
 Os sesquiterpenos são raros em folhosas de zonas temperadas. Derivados de cadaleno e calameno 
foram isolados de várias espécies de ulmeros, além desses, mansonos também foram detectados nas 
mesmas espécies, que na qual são substâncias quinóide características em cerne de Mansonia altissima. 
Os sesquiterpenos foram encontradas em muitas espécies de folhosas tropicais. 
 Os diterpenos parecem amplamente distribuídos entre as coníferas, contudo vários diterpenóides tem 
sido encontrados em espécies de folhosas tropicais. 
 Os triterpenos estão presentes em grande variedade em muitas folhosas de zonas temperadas e 
tropicais. Em Betula spp, esqualeno e metil betulinato acetilado já foram isolados. Nos extrativos de 
 
Extrativos 16 
várias espécies do gênero Quercus, triterpenos como betulina, friedelina, taraxerol, -, -amirina, etc., 
tem sido identificados. Algumas dessas substâncias parecem ser específica para uma espécie, como é o 
caso do gilvanol para Quercus gilva. O número de triterpenos detectados em espécies tropicais é 
relativamente alto. A maioria deles são as amirinas do látex de espécies do gênero Hevea, ácido 
simaresinolica em Sumatra benzoin, e o ácido elemólico em resinas da espécie elemi. 
 Assim como nas coníferas, as folhosa também contém esteróides. Em espécies de Betula, Populus, 
Quercus, e Ulmus, principalmente esteróide -sitosterol foi encontrado. A composição da fração de 
esteróides de Quercus alba é 85% de -sitosterol, 7% de estigmasterol, 3% de campesterol e vestígio de 
diidro--sitosterol. Em Ulmus rubra 0,02% são de esteróides livres e 0,005% de esteróides 
esterificados. Os esteróides livres consiste 88% de -sitosterol, 7% de estigmasterol, 3% de campesterol, 
2% de citrostadienol e 1% de colesterol. Alguns dos esteróides presentes em madeiras são esterificados 
via ácidos graxos. 
 
2.2 SUBSTÂNCIAS ALIFÁTICAS 
 
 Dentre as substâncias alifáticas podem se destacar os ácidos graxos, álcoois alifáticos, ceras, e graxas. 
Graxas são definidas como ésteres de ácidos carboxílicos tal como os glicerídeos, enquanto que as ceras 
são ésteres de ácidos de origem de álcoois de extensas cadeias carbônicas. Estas duas classes de 
substâncias são extraídas da madeira comsolventes orgânicos apolares. O conteúdo de graxas gira em 
torno de 0,3 - 0,4%, enquanto que as ceras variam entre 0,08 - 0,09% (baseados no peso seco da 
madeira), como determinados nas espécies Picea abies e Oinus sylvestris. Ácidos carboxílicos e álcoois 
livres, também são encontrados em extrativos, contudo a maioria dos ácidos estão combinados entre si. 
A maioria dos glicerídeos (graxas) e triglicerídeos são dominantes quando comparados com mono e 
 
Extrativos 17 
diglicerídeos. A porcentagem de ácidos graxos livres é consideravelmente alta tanto no cerne como no 
alburno. Mais de 20 tipos diferentes de ácidos graxos já foram identificados em várias coníferas. Em 
geral eles são ácidos saturados, monoênico, diênico, e triênico com 16 - 22 átomos de carbono. 
 Os principais álcoois encontrados em Picea abies e Pinus sylvestri são 1-docosanol (álcool bênico) e 
1-tetracosanol (álcool lignocérico). Grandes quantidades de 1-pentacosanol e 1-octacosanol foram 
identificados em óleos de pinos do sul dos Estados Unidos. A maioria dos álcoois graxos são 
esterificado com o ácido ferúlico. SWAN (1968), citado por FENGEL & WEGENER (1984), observou 
uma variação sazonal da composição total dos ácidos graxos em espécies de abeto com a presença de 
ácidos com cadeias menores durante o início do verão, e um aumento de ácido linolênico durante o 
período do inverno. Porém EKMAN et al. (1979), não encontrou nenhuma variação dos ácidos graxos na 
mesma espécies durante diferentes estações do ano. 
 As angiospermas também contém graxas, ceras, ácidos graxos e álcoois similares aos das coníferas. A 
maioria dos ácidos graxos isolados de espécies do gênero Betula, Populus e Quercus estão na forma de 
triglicerídeos. O extrato etérico de Betula verrucosa apresenta 30 - 40% de triglicerídeos, principalmente 
do ácido linoleico e lignocérico. 
 A saponificação dos triglicerídeos de Quercus alba fornece 75% de linoleico, 10% de esteárico, e 
10% de ácido palmítico. Uma composição similar foi também encontrada em Tilia cordata (50% 
linólico, 15% oleico, 6% palmítico, 3% linoleico). O ácidos ciclo-propênico foi detectado em várias 
espécies de Tilia. A porção de ácidos graxos livres em espécies de Betula corresponde a 5-10% dos 
ácidos graxos combinados, a metade deles são ácidos linoleico, seguido de palmítico e lignocérico com 
uma quantidade de 7-17%. 
 Ácidos linoleico é também o principal ácido graxos de Betula verrucosa, Populus tremula e Populus 
tremuloides. Álcoois saturados ou não saturados normais, esteróis e álcoois poliprênico são álcoois 
 
Extrativos 18 
alifáticos. Em Quercus alba, os ésteres do ácido ferúlico e os álcoois tetracosílicos, são também 
substâncias majoritárias. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
COOH
COOH
COOH
COOH
COOH
COOH
COOH
ÁCIDO HEXADECANÓICO (PALMÍTICO0
ÁCIDO 14-METIL-HEXADECANÓICO
ÁCIDO OCTADECANÓICO (ESTEÁRICO)
ÁCIDO OCTACENÓICO (OLEÍCO)
ÁCIDO OCTADECADIENÓICO (LINOLEÍCO)
ÁCIDO OCTADECATRIENÓICO (LINOLÊNICO)
ÁCIDO EICOSATRIÊNICO 
 
2ROC O O
COR1
O
COR2
O
COOR 
OH
OH
TRIGLICERÍDEO
MONOGLICERÍDEO
 
OCO
(CH2)n (CH2)n
 
GRAXAS 
CERAS 
ÁCIDOS GRAXOS 
 
Extrativos 19 
 
 
 
 
 
 
2.3 SUBSTÂNCIAS AROMÁTICAS 
 
 Taninos, estilbenos, lignanas, flavonóides, e quinonas, compõe algumas das classes das substâncias 
aromáticas (fenois) encontradas na madeira. Os extrativos são freqüentemente constituídos de 
substâncias de baixo peso molecular, no entanto, eles apresentam também substâncias 
macromoleculares, como é o caso dos taninos (D’ALMEIDA, 1988 e PANSHIN & DE ZEEUW, apud 
LIMA, 1996, p. 32). Estes podem ser subdivididos em taninos hidrolizáveis e não hidrolizáveis ou 
condensáveis. Freqüentemente os taninos hidrolizáveis subdividem-se em galotaninos que produz, após 
hidrólise, o ácido gálico, e elagitaninos que produz após hidrólise, o ácido elágico. Ácidos elágicos e 
seus derivados, e glicosídeos de ambos, são substâncias de taninos extraídos de espécies de Eucalyptus. 
Os galotaninos foram encontrados em cerne e alburno de Quercus alba e Quercus rubra. 
 Comparados aos taninos condensáveis, os taninos hidrolizáveis ocorrem menos freqüentemente em 
madeiras. No entanto, com exceção de espécies do gênero Quercus, Castanea e Eucalyptus, taninos 
hidrolizáveis tem sido encontrados em espécies do gênero Terminalia, Phyllantus, e Caesalpinia, mas a 
maioria das angiospermas arbóreas, contém taninos não hidrolizáveis. 
 Os esqueletos básicos dos taninos condensáveis são as catequinas (flavan-3-ols) e leucoantocianidinas 
(flavan-3,4-diols). Estas substâncias pertencem ao grupos dos flavonóides. Muitos destes estão 
C22H45OH DEICOSANOL (ÁLCOOL BEÊNICO)
C20OH41OH EICOSANOL (ÁLCOOL ARAQUÍDICO)
C24OH49OH TETRACOSANOL
 
ÁLCOOIS 
 
Extrativos 20 
isoladamente presentes em extrativos de madeiras. 
Terminologia: 
 
Suberina: Material fenólico depositado em tecidos alternandos por camadas de ácidos graxos. A 
suberina ocorre associada às longas cadeias de ácidos graxos di ou multifuncionais , tipicamente com 
cadeia carbônica a partir de C-16 a C-28. Exemplo: ácidos -hidroxi ou ácido dicarboxílicos com 
cadeias com presença de (C=C, CHOH, epóxidos, etc.). É principalmente encontrado em tecidos da 
periderme de materiais não-madeireiros ( beterraba, batata doce, cascas de árvores, folhas) e em geral 
monocotiledôneas como bambu, palmas, cana-de-açúcar, etc., podendo alcançar um teor entre 40-50 %. 
Um exemplo de suberina pode ser vista na figura abaixo. 
 
 
 
 
 
 
 
Taninos 
 
Taninos são polifenóis soluvéis em água com peso molecular entre 500 a 3000, de ocorrência ampla 
entre as espécies do reino vegetal. Os taninos em presença de sal ferrico transformam-se em cor azul, 
precipita alcalóides, proteínas, o que caracteriza sua propriedade tanificante, convertendo pele em couro. 
Os taninos são classificados em Hidroluzáveis, condensadso, florotaninos e estilbênicos. 
 
taninos hidrolizáveis: São substâncias constituídas por ácido gálico e elágicos (Galotaninos e 
Elagitaninos), formando ligações com uma unidade de glicose localizada no centro da molécula. O 
tratamento deste taninos em meio ácido produz através de hidrólise o ácidos. gálico e elágico. 
 
ORIGEM BIOSSINTÉTICA DESTES ÁCIDOS: Em todos os casos a via metabólica a via metabólica 
 
SUBERINA 
 
Extrativos 21 
do a´cido chiquímico é responsável pela formação dos taninos, porém com significativas diferênças com 
relação ao precursor de cada tanino que assumem estruturas moleculares diferenciadas. 
 
 
OH
OHHO
COOH
OH
OHHO
OH
OH
HOOC
O
CO
AC. GÁLICO
AC. DIGÁLICO
OH
OH
HO
CO
OH
OH
HO
CO
OO
O
O
O
O
CO
HO
OH
OH
CO
HO
OHOH
OH
OH
HO
CO
H+H+ OH
OH
HO
COOH
AC. GÁLICO
GALOTANINO
(PENTAGALOILG LICOSE)
 
 
Figura. Formação do tanino gálico 
 
Extrativos 22 
+ AÇÚCAR
H+
OH
OH
HO
CO
O
O
O
O
OCH2
CO
HO
OH
OH
CO
HO OH
OH
CO
HO
OHOH
HO
GALOELAGITANINO
AC. ELÁGICO
2
CO
OOC
O
OH
OH
OH
HO
+
CO
OOC
O
OH
OH
OH
HO
AC. ELÁGICO
OH
OH
HO
CO
OH
OH
HO
CO
OO
O
O
O
O
CO
HO
OH
OH
CO
HO
OHOH
OH
OH
HO
CO
H+H+ OH
OH
HO
COOH
AC. GÁLICO
ELAGITANINO
 
 
 
Figura. Formação do Galoelagitanino e de elagitanino 
 
 
Taninos condensados: Taninos condensados são classificados em taninos doa tipos 
proantocianidinicoscontendo unidades flavonoídicas dfo tipos flavan-3-ol e flavan-3,4=-diols, 
floroglucionol e estilbênicos. 
 
O
OH
O
OH
OH
2
3
4
5
6
7
8
9
10
1'
2'
3'
4'
5'
6'
FLAVAN-3-OL
FLAVAN-3,4-DIOL
O
OH
O
OH
O
OH
OH
n
TANINO CONDENSADO
 
 
 
Extrativos 23 
Figura. Formação e estrutura dos taninos condensados 
 
OH
OHHO
O
OHHO
OH
OHHO
OH
OH
HO
HO OH
OH
OH
HO
FLOROGLUCINOL
FLOROTANINO
 
 
Figura. Exemplo de florotanino 
 
 
 
HO
HO
CH
HC
R1
R2
OH
TANINO ESTILBÊNICO
R1
R2
OH
HO
HO
CH
HC
R1 E R2=
 
 
Figura . Tanino estilbênico 
 
2.4 CARBOIDRATOS 
 Os carboidratos pertencem a uma outra classe de substâncias encontradas nos extrativos da madeira, e 
 
Extrativos 24 
eles podem estar agrupados em diferentes classes, dependendo da sua natureza estrutural, como por 
exemplo os monossacarídeos (glicose, manose, galactose, frutose, xilose, etc), dissacarídeos (sacarose), e 
os polissacarídeos (Amilose-Amido), sendo estes últimos uma categoria de substâncias de alto peso 
molecular. DIETRICHS (1964), citado por FENGEL & WEGENER (1984), encontrou em coníferas alta 
porcentagem de açúcares simples no floema e nos limites de floema com xilema, decrescendo 
rapidamente seu conteúdo em direção aos limites do cerne e alburno. Em cerne de Spruce somente um 
baixo conteúdo de manose foi detectado. Segundo FENGEL & WEGENER (1984), os principais 
açucares encontrados em folhosas são: glicoses, frutose e sacarose. 
 Vários métodos têm sido empregados para se determinar a presença de açucares na madeira. De 
acordo com BROWNING (1967, p. 608), a cromatografia de camada delgada constituí num eficiente 
método para separar os açucares. Este método foi empregado por BROEKER & SIMATUPANG (1973), 
citados por SIMATUPANG et al. (1994, p.37) para detectar açúcares inibidores da cura do cimento 
“Portland”. Segundo ele, essas substâncias reagem na presença do cimento, instabilizando a cura do 
mesmo. 
2.5 GLICOSIDEOS, ESTERÓIDES E SUBSTÂNCIAS NITROGENADAS 
 As outras substâncias encontradas em extrativos da madeira são os glicosídeos, esteróides, e as 
substâncias nitrogenadas. Nos glicosídeos se destacam a sapogenina e a saponina. Alguns esteróides são 
hormônios, tais como os fitosteróis. Enquanto as substâncias nitrogenadas estão incluídos os alcalóides, 
aminoácidos, e proteínas que detém alto peso molecular. Este último, segundo FENGEL & WEGENER 
(1984) foram encontrados em xilema e outros tecidos das espécies de Eucalyptus sp, Quercus robur, 
Betula alba, e Fagus sylvatica. 
 
 
 
Extrativos 25 
3- FORMAÇÃO E FUNÇÃO DOS EXTRATIVOS 
Todos os compostos formados na madeira originam-se da fotossíntese. Os extrativos são resultados de 
modificações sofridas pelos carboidratos no processo fisiológico da árvore. Os locais de formação e 
posterior deslocamento para um local definitivo na madeira dependem da função do extrativo. Se o 
extrativo consiste numa substância de reserva, seu teor atinge um valor máximo pouco antes de se iniciar 
a estação desfavorável e passa pelo seu mínimo ao final desta estação. 
 Os alimentos de reserva da planta se localiza nas células parenquimatosas, principalmente do raio, 
onde podem-se deslocar no sentido radial para atender as necessidades de células com deficiência em 
nutrientes e em energia. 
 Os terpenos e os ácidos resinosos possuem função de proteção e são produzidos pelas células 
epiteliais parenquimatosas, que circundam o canal de resina nas madeiras de coníferas. Canais de resinas 
são extremamente comuns em espécies de Pinus, principalmente em Pinus elliottii. 
 As células epiteliais produzem a resina e por extrusão esta resina é lançada no canal de resina 
contribuindo para se gerar uma pressão osmótica que causa o fluxo da mesma. As resinas se 
encaminham para as partes feridas das árvores com a finalidade de criar uma barreira à penetração dos 
agentes estranhos, principalmente microrganismos. 
 Os monoterpenos causam na resina uma diminuição da viscosidade para que ela flua até a ferida, e 
quando a alcança, e entram em contato com o ar, os monoterpenos se volatilizam. Sobre a ferida fica 
então uma resina viscosa rica em ácidos resinosos (diterpenos), que é chamada oleoresina ou 
simplesmente resina. 
 Quando ocorre a transformação do alburno para cerne na madeira de conífera, as células perdem a 
vitalidade e o teor de umidade do cerne passa a cair. Para evitar um ressecamento e trincamento desta 
região, a árvore passa encher este cerne de ácidos resinosos que passam a ocupar os vazios deixados. Nas 
 
Extrativos 26 
folhosas, ocorre um fenômeno semelhante que é obstrução de vasos por intrusão de tiloses formadas 
pelas células parenquimatosas adjacentes. Neste caso, porém, as substâncias não são ácidos resinosos, 
mas sim gorduras e óleos. 
 A função dos ácidos resinosos, no caso, é mais de proteção física. Entretanto, os cernes de muitas 
árvores, mostram excepcional resistência ao ataque de microrganismos devido a presença de extrativos 
do tipo polifenóis. A remoção dos polifenóis da madeira para análise é difícil, recomendando-se extração 
com acetona para se obter relativo sucesso. Na maioria das espécies se formam e localizam na casca, e 
podem migrar para o interior da madeira. 
 Algumas espécies como quebracho e o carvalho chegam a ter 2 a 20% de taninos na madeira, o que 
auxilia na defesa contra ataque de insetos e fungos. Outras espécies como a acácia negra possui elevado 
teor de tanino (aproximadamente 20%) na casca. 
 Alguns extrativos são altamente importante no metabolismo da árvore enquanto outros, que 
compõem uma grande parte, não apresentam nenhuma função aparente. 
 
4-LOCALIZAÇÃO DOS EXTRATIVOS 
4.1 EXTRATIVOS DE CONÍFERAS 
4.1.1 Canais de resina 
 Muitas madeiras de gimnosperma contêm canais resiníferos, tanto na direção axial como radial. As 
resinas que são geradas pelas células epiteliais que delimitam os canais intercelulares (canais de resinas) 
são também conhecidas como oleoresinas. O oleoresina dos canais resiníferos do alburno estão 
freqüentemente sob alta pressão e podem ser exudadas rapidamente em pontos de injurias no tronco da 
árvore. O diâmetro dos canais resiníferos em espécies do gênero Abies, Larix e Picea é de 30-100 m, 
enquanto que canais mais largos são encontrados nas espécies do gênero Pinus (10-160 m), alcançando 
 
Extrativos 27 
300 m ocasionalmente. 
 Cerca de 50% de oleoresina de spruce consiste de ácidos resinosos, 20 - 30% são monoterpenos 
voláteis, e o restante, terpenóides e ésteres de ácidos graxos. O oleoresina de pinho contém maior 
porcentagem de ácidos resinosos (70 - 80%) que o oleoresina de spruce. 
 
4.1.2 Resina em células de parênquima 
 
 Mais de 95% das células de parênquima, em gimnospermas, estão associadas com o raio da madeira 
(parênquima radial). No alburno, essas células mantém suas funções vitais até que este seja transformado 
em cerne. A atividade respiratória das células vivas do parênquima implica em consumo de oxigênio e 
liberação de CO2. 
 A resina nas células de parênquima é composta principalmente de ésteres de ácidos graxos (gorduras 
e ceras) e esteróides. Quando a madeira é cozida para fabricação de polpa, estas substâncias permanece 
encapsulada dentro das células de parênquima, enquanto que o oleoresina se torna dispersa no licor. Isto 
é particularmente verdadeiro no caso das células do parênquima de abeto, que possuem pontuações 
diminutas e paredes celulares rígidas. Células de parênquima de pinho possuem pontuações maiores e 
liberam suas resinas mais prontamente.O conteúdo de resinas de polpas produzidas por processo sulfito 
ácido, de abeto, pode ser reduzido através dos fracionamento das fibras. A situação é diferente no caso 
de polpa de pinho nas quais o conteúdo de células de parênquima é mais baixo. 
 As células dos raio das madeiras de gimnospermas chegam a conter 20% de seu peso como 
extrativos. 
 
 
 
Extrativos 28 
4.1.3 Extrativos do cerne 
 Com a morte da maioria das células de parênquima, inicia-se a formação do cerne, e muitas 
mudanças químicas ocorrem. Como conseqüência, grandes quantidades de extrativos são geradas, as 
quais penetram através do cerne incluindo os traqueídeos. Nesse período a síntese de substâncias 
fenólicas específicas, com características fungicidas e o conteúdo de extrativos, pode elevar-se de 4 para 
12-14%, nas espécies do gênero Pinus. A maioria dos polifenóis estão localizados no cerne. 
 
4.2 EXTRATIVOS DE MADEIRAS DE FOLHOSAS 
 
 As resinas de madeiras de folhosas estão localizadas nas células de parênquima do raio que estão 
conectados com os vasos. Ela consiste de gorduras, ceras e esteróides. A acessibilidade das substâncias 
de impregnação depende das dimensões dos poros bem como da estabilidade mecânica das células do 
parênquima do raio. Variações consideráveis ocorrem entre espécies diferentes. Por exemplo, a 
acessibilidade da resina na bétula é mais baixa do que no álamo. O cerne das folhosas é rico em 
polifenóis e em extrativos gordurosos que formam as tiloses. 
 
5 RELAÇÃO ENTRE OS EXTRATIVOS E O COMPORTAMENTO DA MADEIRA 
 Vários estudos tem mostrado que a capacidade de cura do cimento na presença da madeira, é 
determinada pela composição química desse material vegetal. De acordo com SANDEMANN & 
SHMITZ (1966), citados por SIMATUPANG et al. (1978, p. 11), os extrativos da madeira são os 
principais responsáveis pela inibição da cura do cimento. Seus princípios ativos são as substâncias 
fenólicas e também os carbohidratos livres. 
 Segundo ainda SIMATUPANG et al. (1978, p. 11), espécies de folhosas tropicais apresentam 
 
Extrativos 29 
influência negativa mais pronunciada na cura do cimento. Os estudos de determinação da concentração 
máxima dessas substâncias inibidoras, mostram, que por exemplo no caso dos açucares, seu efeito é 
influenciado pela concentração baseada no peso do cimento. Uma concentração abaixo de 0,1% de 
glicose, melhora as propriedades da chapa, e uma concentração de 0,125% de amido, produz um alto 
efeito inibidor, comparável a uma concentração de 0,25% de glicose. Esses efeitos podem também ser 
observados com sacarose e xilose. 
 Uma madeira recém abatida, contém maior quantidade de amido do que aquela abatida já há algum 
tempo, o que a torna menos própria ao uso na manufatura de chapas com partículas excelsior 
(SANDERMANN & SCHMITS 1966, apud SIMATUPANG et al. 1978, p. 12). Deixando a madeira 
armazenada durante um determinado período, o conteúdo de amido, sacarose, glicose e frutose 
decrescem (SCHWARZ & SIMATUPANG 1977, apud SIMATUPANG et al. 1978, p. 12). Isto foi 
aplicado por LEE (1984), quando ele estocou toras de pinus por um período de seis a oito semanas para 
provocar uma redução do conteúdo dos açucares e também da umidade. 
 Outros açucares como manose, galactose e arabinose também estão presentes no composto madeira-
cimento. Na secagem das partículas, ocorre a migração desses açucares em direção a superfície, 
conforme FISCHER (1974), citado por MOSLEMI & AHN (1980, p. 77). Estes dois autores citam que a 
inibição da cura do cimento, ocorre face a formação cristalina dos açúcares, afetando desta maneira a 
possível interação entre a madeira e o cimento, e, a interação interna do próprio cimento, o que segundo 
WEATHERWAX & TARKOW (1964), citados também por MOSLEMI & AHN (1980, p. 77), resulta 
em chapas de qualidades inferiores. 
 WEATHERWAX & TARKOW (1964) mediu a influência de substâncias inibidoras da cura do 
cimento, as quais, segundo ele, são: hemiceluloses, açúcares simples, substâncias fenólicas, ácidos 
carboxílicos e gomas. 
 
Extrativos 30 
 De acordo com NICHOLAS (1973), a maioria das espécies de madeira nativas dos Estados Unidos 
usadas em ambientes marinhos apresentam suscetibilidade ao ataque de organismos marinhos 
destruidores da madeira. Segundo o mesmo autor, existem um pequeno número de espécies que 
apresentam características contrária, ou seja, apresentam resistência natural ao ataque das brocas 
marinhas. Entre elas estão espécies nativas da América do Sul e Central, Greenheart e Angelique, e a 
espécie Syncarpia laurifolia da Austrália. Apesar das espécies poderem resistirem longos períodos de 
tempo em alguns ancoradouros, em outros elas são atacadas. Um exemplo é espécie de Greenheart usada 
no ancoradouro de Liverpool (Inglaterra), onde ainda foram encontradas em boas condições após 80 
anos. Porém em Salem, também na Inglaterra ela foi atacada apenas em 4 anos, e em Java e na Índia 
após um período de 5 a 10 anos. 
 Segundo NICHOLAS (1973), existe uma correlação entre a o conteúdo de sílica da madeira e a 
resistência dela ao ataque de organismos marinhos. Madeiras com alto teor de sílica, salvo raras 
exceções, são mais resistentes do que aquelas com um menor teor. Blocos de pinos do sul dos Estados 
Unidos foram impregnados com sílica para se testar a resistência ao ataque de organismos destruidores. 
Estes foram atacados após dois anos, enquanto que, aqueles que não foram tratados, duraram apenas 3-6 
meses. De acordo com SILVA & HILLIS (1980), citados por BURGER & RICHTER (1991), a 
durabilidade natural das madeiras que contém sílica, deve ser atribuída muito mais a presença de 
alcalóides, que comumente apresentam-se simultaneamente. Esta afirmação é também descrita por 
NICHOLAS (1973), onde ele descreve que algumas madeiras resistentes não apresentam altos teores de 
sílica, e freqüentemente, sua resistência é atribuída ao teor de alcalóides presentes. 
 Usualmente, de acordo com BURGER & RICHTER (1991), a presença de substâncias especiais no 
lenho produz uma coloração mais acentuada, e é por isso que madeiras escuras são em geral mais 
duráveis. Essas substâncias aumentam a durabilidade da madeira, devido ao seu efeito tóxico que 
 
Extrativos 31 
freqüentemente apresenta sobre os organismos xilófagos. 
 MARQUES, MACEDO E ROCHA (1991), estudando a dinâmica populacional dos Scolytidae em 
povoamentos puros, utilizaram quatro tipos substâncias atrativas em armadilhas para coleta dos insetos 
da referida família. As substâncias eram: álcool etílico, extrativo da madeira mais álcool etílico, 
extrativo da madeira mais álcool-benzeno, extrativo da madeira solúveis em água quente. A espécie 
utilizada para obtenção dos extratos foi Pinus sp. A substância ou combinação que atraiu um maior 
número de insetos foi extrativo da madeira mais álcool etílico, enquanto que o extrato de madeira 
solúvel em água quente foi a que menos atraiu. Assim sendo, os autores concluíram que o álcool etílico 
foi de fundamental importância para coleta dos insetos, e que os extrativos solúveis em água quente 
inibiram a presença dos mesmos. 
 Papel absorvente produzido através do processo de polpação sulfito, podem, com o seu 
armazenamento, perder sua capacidade de absorver. De acordo com LIBBY et al. (1980), aparentemente 
esta perda de absorvencia se deve a uma migração, através de todo o papel, de alguns tipos de extrativos 
presentes somente nos tecidos do parênquima radial. De acordo com esses autores, com freqüência, 
durante a produção de pasta mecânica da espécie Pinus bansiana, recém abatida, ocorre excessiva 
formação de espuma, e quando isto acontece, o resultado é um papel de baixa qualidade. Porém, quando 
a madeirada referida espécie não é recém abatida, a espuma ocorre em menor quantidade. Não se 
conhece ao certo todos os fatores que originam esta mudança. A formação da espuma depende, em parte, 
da temperatura da água do moinho, e de sua ação sobre as substâncias extrativas, como os componentes 
da parede celular da madeira verde. Uma lignina solúvel é parcialmente responsável pela espuma. A 
resina em quantidades apreciáveis também pode ser isolada da espuma, e, em menor quantidade, estão 
presentes também outras substâncias, como os carboidratos. 
 MACLEAN & GARDNER, citados por LIBBY et al. (1980), demonstraram que substâncias 
 
Extrativos 32 
orgânicas que formam complexos com ferro, podem participar da corrosão dos digestores durante o 
processo alcalino de obtenção de polpa. A corrosão gerado pelo cedro vermelho (Thuja plicata), quando 
tratado pelo processo Kraft, é causado por uma substância presente nos extrativos da madeira, conhecido 
como tujaplicina, que possui em sua molécula um anel de sete carbonos, porém no processo alcalino, 
essa substância é inativa. Não obstante, devido a sua volatilidade com o vapor, poderá causar corrosão 
durante a operação de enchimento do digestor, ou em qualquer prehidrólises onde se use vapor. Outro 
tipo de substância, é uma fração fenólica que é altamente estável em álcali, pode causar corrosão durante 
o processo de polpação. Os grupos fenólicos do catecol são muitos corrosivos para o aço, devido as 
condições usadas nos processos alcalinos de obtenção de polpas. A taxofolina, um derivado do catecol 
da espécie Pseudotsuga taxifolia, é uma substância que também pode causar corrosão. Existem certos 
aços, como o aço inoxidável 316, que são altamente resistentes a esses efeitos corrosivos. 
 A ação do ácido nítrico sobre a arabinogalactana, que está presente nos extrativos da espécie Larix 
occidentalis (8 - 18% sobre o peso seco da madeira), pode proporcionar altos rendimentos de ácido 
múcico, onde se esperava que esse extrativo pudesse ser um subproduto de alto valor comercial, mas 
isso não se realizou. Quando se trata uma madeira com alto teor de arabinogalactana, pelo processo 
alcalino, se consome uma quantidade indevida de álcali. O meio alcalino causa degradação dos 
polissacarídeos da madeira, com a formação de ácidos orgânicos que passam aos licores negros em 
forma de sais de sódio. 
 Fica evidente, através dos exemplos mencionados, que quando se for utilizar uma nova espécie de 
madeira (especialmente madeiras de alta densidade) na produção de polpa, um estudo das substâncias 
presentes nos extrativos, é de indispensável realização. Esses estudos são extremamente interessantes 
quando vai se explorar madeiras tropicais. Estas investigações revelaria se qualquer de suas substâncias 
(presentes nos extrativos) poderiam interferir nos processos de obtenção de polpa. 
 
Extrativos 33 
 
 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
 
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Lisboa. Área das Ciências Exatas e Tecnológicas. Lisboa, 1976. 201 p. 
 
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Extrativos 35 
 
 
 
 
 
 
 
MÉTODOS E REAÇÕES UTILIZADOS NOS LABORATÓRIOS 
DE QUÍMICA DA MADEIRA 
 
 
 
 
 
Extrativos 36 
ACETILAÇÃO 
 
 Inicialmente, dissolver 300mg de lignina em 5ml de piridina, em seguida, 
adicionar 5ml de anidrido acético, ou usar a proporção (1:1) durante 48 horas. 
Depois, a lignina deve ser recuperada, por precipita ção, da mistura reacional em éter 
etílico e lavada cuidadosamente com este mesmo solvente. Posteriomente, secar a 
frio em um dessecador de vidro, com KOH sob pressão reduzida durante três dias. 
 
 
CINZA NA MADEIRA 
 
 A cinza na madeira representa o resíduo proveniente da calcinação da madeira 
a 575  25ºC por 3 horas ou mais. Esta determinação não é, necessariamente, 
quantitativa e estima o teor de sais minerais da madeira. 
 
1. Recipiente de porcelana ou platina; 
 
2. Mufla com temperatura controlada para 575  25ºC. 
 
 
 
 
1. Retirar e preparar as amostras de acordo com a norma ABCP M1/68. 
 
2. Utilizar a fração que atravessa a peneira número 16 (malha 40 ASTM). 
 
3. Determinar a umidade conforme especifica a norma ABCP M2/68. 
 
 
1. Aquecer o cadinho com tampa a 575  25ºC até peso constante, esfriar em 
dessecador e pesar com precisão de 0,1mg. 
 
2. Pesar diretamente no cadinho o equivalente a 5 g a.s. da serragem. 
 
3. Incinerar, inicialmente, utilizando bico de Bunsen, ou colocando o cadinho na 
abertura da mufla até combustão completa (ausência de chama). 
 
4. Transferir o cadinho para o interior da mufla e calcinar durante 3 horas ou mais, 
se necessário, até se verificar a ausência total de partículas de carvão na amostra. 
5. Retirar da mufla, esfriar em dessecador até temperatura ambiente. Pesar com 
precisão de 0,1mg. 
 
6. Repetir a calcinação até peso constante. 
 
1. O teor de cinza expresso em porcentagem do peso da 
amostra seca em estufa, calcula-se pela seguinte fórmula: 
 
 
Aparelhagem 
Procedimento 
Resultados 
 
Extrativos 37 
Onde: 
 
C = Teor de cinza em percentagem 
 
Pc = Peso de cinza 
 
P = Peso da amostra seca em estufa 
 
 
DESACETILAÇÃODissolver 100mg de lignina em NaOH 0,5 N a 2 -5ºC e deixar em repouso por 
48 horas. A solução deve ser neutralizada em amberlite IR (120) (H +) e 
concentrada. 
 
 
 
DETERMINAÇÃO DE METOXILA (Método Seizel) 
 
 
 
1. Cristais de fenol 
2. Fósforo vermelho 
3. Ácido iodídrico d=1.7 
4. Amido e bicarbonato de sódio = 1:1 
5. Solução de acetato de sódio + ácido acético 
6. Bromo 
7. Acetato de sódio cristalino Iodeto de potássio 
8. Amido 
9. Solução de tiossulfato de sódio N/10 
10. CO2 ou N2 
 
 
1. Recipiente para a lignina 
 (cápsula gelatinosa ou um pequeno 
tubo de vidro com uma das extremidade fechada); 
2. Aparelho para determinação de metoxila; 
3. Pipeta de 5ml; 
4. Espátula; 
5. Pipeta de 10ml; 
6. Pissete; 
7. Vidro de relógio de 6cm de diâmetro; 
8. Bureta de 50ml (1/100ml). 
 
 
 
 No balão (K), como mostra a Figura 1 1 , adicionar uma porção reduzida de 
fósforo vermelho, utilizando apenas a ponta de uma espátula, alguns cristais de 
fenóis, 0.5ml de anidrido acético e logo depois 10ml de ácido iodídrico (d=1.7). O 
 % de C = ( Pc / P) x 100 
Produtos 
Aparelhagem 
Procedimento A 
 
Extrativos 38 
balão deve ser conectado ao resto do aparelho, já com o condensador refrigerado 
pela circulação de água. Também deve ser controlada a vazão de CO 2 ou N2 em, 
aproximadamente, 30 borbulhas por minuto. 
 Deixar refluxar o conteúdo deste balão por 30 minutos em banho de óleo, à 
temperatura de ebulição do sistema (140-150C), e depois deixar esfriar, utilizando 
a corrente de CO2 . 
 
 
 
 
Na parte W do aparelho adicionar uma solução de amido/bicarbonato de 
sódio. O recipiente de absorção V1 deve ser completado com 10ml de uma solução 
de acetato de sódio e ácido acético. Em V1 adicionar 12 gotas de bromo e promover 
a passagem de 1/3 partes do volume de V1 para V2 , de maneira que o recipiente V1 
mantenha o dobro do volume de V2 . Após isso, o aparelho estará apto para o 
trabalho. 
 Pesar 20-30mg de lignina (0,02mg) em um pequeno recipiente de vidro e 
colocar no interior do balão. 
 Aqueçer rapidamente o balão (140-150C), mantendo a água fria em 
circulação no condensador durante 45 minutos. Depois, retirar o produto e 
transportar quantitativamente (completamente) para um erlenmeyer. Em seguida, 
adicionar 2 porções prontas de acetato de sódio na ponta de uma espátula e algumas 
gotas de ácido fórmico até a solução se tornar totalmente transparente. Nesse 
momento, adicionar 1g de KI e deixar o recipiente tampado com um vidro de relógio 
por 5 minutos em ausência de luz. Após este procedimento, titular com tiossulfato 
de sódio N/10. O conteúdo reacional do balão poderá ser utilizado para 5 
determinações. 
 
A Figura 1 se encontra no anexo. 
 
 
 
 
 
 
 
ISOLAMENTO DE CELULOSE POR ÁCIDO NÍTRICO 
 
 
 
 
1. Manta de aquecimento; 
2. Chapa de aquecimento; 
3. Funil de vidro simples; 
4. Funil de placa perfurada; 
5. Becher; 
6. Kitassato. 
 
 
Procedimento B 
1 
Aparelhagem 
 
Extrativos 39 
 
 
1. Ácido nítrico absoluto. 
2. Álcool etílico (etanol) P.A. 
3. Solução de ácido acético 1%. 
4. Solução de NaOH a 4%. 
 
 
 
 
1. Refluxar 5g de madeira moída por 1 hora em uma solução alcoólica de ácido 
nítrico de densidade 1,4. 
 
2. Filtrar o material e cozer com água quente destilada durante 30 minutos. 
 
3. Extrair o resíduo por uma solução aquosa de NaOH (4%) durante 40 minutos. 
Este resíduo deve ser lavado com água destilada, depois com ácido acético e 
novamente com água. Posteriormente, deve ser leva do a estufa (105C) e seco até 
peso constante. 
 
4. Passar a celulose para um papel fino e pesar em balança analítica. 
 
ATENÇÃO: Preparar a solução em capela, na proporção de 100ml de etanol e 25ml 
de ácido nítrico. O etanol pode se r substituído pela água. 
 
 
 
LIGNINA DE BJÖRKMAN 
 
 
 
 
 
 
1. Moer a madeira. 
 
2. Homogeneizar as partículas para 40 mesh. 
 
3. Extrair com acetona ou outro solvente. 
 
4. Extrair com NaOH 1%. 
 
5. Secar até peso constante com anidrido fosfórico e clo reto de cálcio em um 
dessecador de vidro. 
 
6. Moer a seco no moinho de bolas por uma semana. 
 
 
7. Extrair com dioxano (800 ml/42ml de água) por 4 dias sob agitação magnética. 
Reagente 
Procedimento 
Procedimento 
 
Extrativos 40 
 
8. Filtrar a solução de dioxano em um funil de porcelana, utilizando papel de filtro, 
por duas vezes consecutivas. 
 
9. Evaporar a solução a 40C em 55 mbar. No início da operação, a pressão deve 
ser inferior a este valor. 
 
Antes de iniciar a filtração da solução de dioxano, deve -se embeber, 
previamente, o papel de filtro com o mesmo solvente. O balão para 
evaporação deve ser pesado vazio, após a evaporação, com o resíduo. A evaporação 
tem que ser total, e a amostra totalmente seca até não mais apresentar solvente. 
 
10. Após a evaporação da solução, ad icionar 100 ml de ácido acético/água 9:1 para 
dissolver a lignina. Esta solução deve ser misturada no próprio evaporador, sem 
qualquer aquecimento para evitar a formação de Ester. 
 
Preparar, pelo menos, 200ml de ácido acético. Usar 10ml para lim par os funis. 
 
11. Após dissolver o material por completo, filtrar, primeiramente, em um funil de 
vidro sinterizado de placa porosa número 5, e depois no funil número 4. 
 
12. Transferir a solução de ácido acético filtrada para um funil de separação. Gotej ar 
a solução em uma porção de 1600ml de água destilada, ou 10 X o volume da solução 
de ácido acético usada, sempre com agitação. 
 
13. Filtrar a solução aquosa em um funil de porcelana com um papel de filtro. 
 
14. Recolher este material filtrado em uma placa de petri, pesando-a em seguida. 
 
15. Este material deve permanecer durante 3 dias em um dessecador de vidro com 
KOH até peso constante. 
 
16. Após seco, dissolver em uma solução de 1,2 -dicloroetano + etanol (2:1), não 
mais do que 100ml. 
 
17. Gotejar em éter etílico por duas vezes, alternado com duas operações de 
centrifugação. A lavagem constitui a última etapa e deve ser com éter de petróleo. 
 
O éter etílico, antes de usado, deve ser tratado com sulfato férrico (solução 
saturada). 
 
 
 
18. Agitar uma solução com éter em um funil de decantação. 
 
19. Recolher a solução de sulfato ferroso, após agitação, transferir o éter para um 
grande balão contendo cloreto de cálcio, deixar por um dia em cloreto de cálcio e 
passar para outro balão com NaOH e deix ar em repouso por mais de um dia. 
 
Obs. 
Obs. 
Obs. 
 
Extrativos 41 
Se precisar fazer uma destilação fracionada do éter, para eliminar H 2O, não 
agite. A presença de peróxido pode tornar o ambiente extremamente 
explosivo. 
 
 
LIGNINA DIOXANO 
 
 
 
 
a. X g de madeira; 
b. 200ml (dioxano/H2O): 9/1 180ml de dioxano e 20ml de 
 H2O; 
c. Um balão de 1000 ml com três saídas; 
d. Um condensador de bolas; 
e. Funil de decantação de 200ml; 
f. 1,46mg HCl  ou 1,23ml de HCl. 
 
 
 
 
 
Adicionar, lentamente, em um balão de 1000ml com três saídas e contendo amostra 
de lignina, uma solução de dioxanoe H 2O 9:1 + HCl. A mistura reacional adquirida, 
deve ser aquecida por uma chapa de aquecimento a 90 -95ºC, em atmosfera de 
nitrogênio, por um período de 0,5 -48 horas. Em seguida, deixar esfriar a mistura 
reacional ainda em atmosfera de N 2 , depois de filtrada e lavada em um funil de 
Büchner com 12ml da mesma solução. O extrato (solução ácida) deve ser 
concentrado, em um evaporador rotatório, até o momento em que um material de 
natureza viscosa aparecer no balão. Precipitar este material em um grande volume de 
H2O destilada sob agitação permanente. O precipitado deve ser separado por 
centrifugação, decantação e, em seguida, lavado totalmente com H 2O, por três 
vezes, usando centrifugação. A amostra, em seguida, deverá ser seca em um 
dessecador com anidrido fosfórico sob vácuo. 
 
 
LIGNINA DE KLASON 
 
 
 
 
a. Placa de aquecimento com agitador mecânico; 
b. Vidro de relógio; 
c. Becher de 100ml e ou um erlemmeyer; 
d. Pipetas; 
e. Cadinho de porcelana; 
f. Estufa ou dessecador de vidro; 
g. Balança analítica. 
 
Obs. 
Material 
Procedimento 
Aparelhagem 
 
Extrativos 42 
 
 
 
a. Ácido Sulfúrico 
 
 
 
 
 
1. Após o fim da extração no extrator de soxhlet, retirar a madeira de dentro do 
cartucho de papel filtro e passar para um vidro de relógio, para então deixar secar ao 
ar. 
 
2. Transferir 300mg de amostra seca ao ar para um becher de 100ml, e adicionar, 
lentamente, com agitação, 3 ml de ácido sulfúrico a 72%. 
 
3. A amostra deve ser homogeneizada por agitação contínua durante 1 minuto. 
Conservar a mistura por 1 hora entre 25 e 30 C, agitando freqüentemente. Se 
necessário, usar banho de água para manter a temperatura entre esses limites. 
 
4. Transferir o material para um balão de 250ml e diluir a solução de ácido 
sulfúrico, adicionando 84ml de água destilada. 
 
5. Ferver por 4 horas, usando condensador de refluxo, ou mantendo o volume 
constante por adição ocasional de água quente ao frasco. Deixar em repouso para 
sedimentação da lignina. Retirar a solução por meio de pipeta. 
 
6. Lavar a lignina com 500ml de água destilada quente. Retirar a solução por meio 
de pipeta. 
 
7. Transferir a lignina para um cadinho de porcelana tarado, e secar em estufa a 
105ºC ou em dessecador de vidro com anidrido fosfórico até peso constante. 
 
8. Pesar o cadinho com a lignina. 
 
9. Proceder a análise por duas vezes. 
 
10. Deve ser realizado duas pesagens com var iação de 0,2mg. 
 
 
% lignina x 100
Peso seco (mg)
300 
 
 
LIGNINA DE WILLSTÄTTER OU DE ÁCIDO CLORÍDRICO 
 
 
 
 
Reagente 
Procedimento 
Procedimento 
 
Extrativos 43 
1. Tratar 1g de madeira moída (partículas superiores a 40 mesch) com 20ml de 
ácido clorídrico (40 - 42%), sob temperatura de 1 a 5ºC. 
 
2. A suspensão obtida deve ser agitada freqüentemente, durante 2 horas, à 
temperatura ambiente. Após esse processo, adicionar gelo picado (cerca de 6,5g). 
Em seguida, a solução deve permanecer em repouso, durante 1 8 horas, à temperatura 
ambiente. 
 
3. Logo após, adicionar 6,5ml de água destilada e centrifugar a mistura final. Lavar 
o precipitado formado com ácido clorídrico (1:1; 20ml), depois com água destilada e 
centrifugada. 
 
4. Aquecer a lignina (resíduo proveniente da centrifugação) em 20ml de água 
destilada, à temperatura de ebulição, com gradual adição de carbonato de sódio, até 
neutralização do PH da solução. 
 
5. O precipitado deve, então, ser removido por centrifugação e, novamente, tratado 
com 20ml de água destilada em ebulição, por 10 minutos e, então, centrifugado. Este 
último processo deve ser repetido 3 vezes. 
 
 
METILAÇÃO DE HIDROXILA FENÓLICA 
 
 Em um balão, em gelo, dissolver 2g de p-toluilsulfonil metilnitrosamida em 
30ml de éter etílico, em seguida adicionar 10 ml de uma solução de etanol (96%) e 
KOH a 4% (w\v), deixando em banho de gelo durante 5 minutos. Com o 
aparecimento de um precipitado amarelo, torna -se necessário adicionar mais etanol 
para dissolvê-lo. 
 Em seguida, destilar a mistura reacional em banho-maria a 40C para 
liberação de diazometano-éter. O destilado deve ser recolhido em um erlenmeyer 
contendo 1g de lignina, dissolvida em uma solução de dioxano -metanol (10:2 v/v) 
resfriado a 0C. Após 40 horas, à 4C, evaporar a solução e dissolver o resíduo em 
10ml de dioxano. A lignina deve ser precipitada em éter etílico e recuperada por 
centrifugação. 
 
 
 
 
 
Material reacional é explosivo e não deve ser agitado. O uso de ap arelho de vidro 
com juntas esmerilhadas deve ser evitado. 
 
 
METILAÇÃO TOTAL 
 
 Dissolver 200mg de lignina em 15ml de dioxano a 96%(v/v) concentração 
comercial, acrescentar 3g de soda moída em 2ml de sulfato de metila. Após 4 horas 
de agitação, à temperatura ambiente, neutralizar a mistura com HCl 1N. Precipitar, 
Obs. 
 
Extrativos 44 
então, a lignina inteiramente metilada em éter etílico e, depois, recolher por 
centrifugação. 
 
O sulfato de metila requer cuidados especiais, não devendo entrar em 
contato com a pele. 
 
 
 
OXIDAÇÃO DA LIGNINA COM NITROBENZENO 
 
 
 
Fibras: Colocar em uma micro bomba de 45ml de aço inóx o material pré -extraído 
(700mg), NaOH (10ml) 2 N e nitrobenzeno 1ml. Aquecer a mistura em 170ºC por 
duas horas e depois esfriar com água fria. Lavar a mistura reacional com água (2ml), 
para depois, o filtrado, mais o produto da lavagem, serem extraídos com éter 
(5x50ml). Acidificar o licor extraído a PH 3 com ácido sulfúrico 2 N e extrair 
novamente com éter (4x50ml). 
 Secar o segundo extrato etérico por 24 horas em sulfato de sódio anidro, em 
seguida evaporar, secar e armazenar em um dessecador de vidro com anidrido 
fosfórico. Dissolver o resíduo etérico em metanol (10ml), e usar o 3,4,5 -
trimetilbenzaldeído como referência interna, como padrão, para traçar a curva de 
calibração que antecede a aplicação da cromatografia de gás. 
 
 
Este método também se aplica a amostra pura de lignina. Nitrobenzeno requer 
cuidados especiais, não devendo entrar em contato com a pele. 
 
 
PREPARAÇÃO DA MADEIRA LIVRE DE EXTRATIVOS 
 
 
 
 Este método tem por objetivo preparar a madeira livre de extrativos, quando 
previamente reduzida a serragem. Aplica -se também a outros materiais fibrosos. 
 
 
 Extrativos são os materiais solúveis em solventes neutros. Neste método 
empregam-se o álcool-benzeno, álcool e água quente sucessivamente. 
 
 
 
 
1. Aparelho de extração tipo Soxhlet; 
2. Erlenmeyer ou balão de 1000ml; 
3. Banho-maria; 
4. Equipamento para filtração: cadinho de vidro sinterizado 
 de porosidade média ou funil de Büchener, Kitassato e fonte 
 de vácuo. 
Obs. 
Objetivo e campo de aplicação 
Definição 
Aparelhagem 
 
Extrativos 45 
 
 
 
 
1. Solução de álcool-benzeno (1:2) 
 
2. Álcool etílico 95% 
 
Estes solventes podem ser substituidos por Acetona PA ou destilada. 
 
 
 
1. Retirar e preparar as amostras de acordo com a norma ABCP M1. 
 
 2. Utilizar a fração que atravessa a peneira número 16 internacional (malha 40 
ASTM) e a que fica retida na peneira número 24 internacional (malha 60 ASTM). 
 
 
 
 
 
1. A partir da amostra seca ao ar, transferir uma dada quantidadepara o tubo de 
extração, de maneira que a serragem não atinja a extremidade superior do sifão. 
A serragem poderá ser colocada: 
a. Em saco de algodão de malha fina, ou cartucho de papel de filtro. 
b. Diretamente no tubo de extração, colocando -se na parte superior um disco de 
malha fina, e no tubo de descarga do extrator, pequenas buchas de algodão. 
 
2. Extrair durante 4-6 horas com a solução de álcool -benzeno. 
 
3. Transferir a serragem ao cadinho filtrante, ou funil de Büchner, remover o 
excesso de solvente, por sucção, e lavar o tubo de extração e a serragem com álcool. 
4. Proceder a nova extração usando álcoo l etílico 95% durante 4 horas ou mais, até 
que o álcool sifonado seja incolor. Remover a serragem e espalhar em camada fina 
até que todo o álcool se evapore. 
 
5. Transferir o material para o erlenmeyer ou balão e extrair sucessivamente com 3 
porções de 1000ml de água destilada, aquecendo o frasco em cada extração 
durante 1 hora em banho-maria com água em ebulição. 
 
6. Filtrar, lavar com 500ml de água destilada quente e deixar o material secar 
completamente no ar. 
 
7. Misturar e armazenar em recipiente hermeticamente fecha do. Determinar a 
porcentagem de unidade de acordo com a norma ABCP M2/71. 
 
 
PREPARAÇÃO DE SOLUÇÕES PARA DETERMINAÇÃO DO TEOR DE METOXILA 
 
Reagentes 
Obs. 
Amostragem 
Procedimento 
 
Extrativos 46 
 
 
 
 
 5g de amido para 1 litro de água destilada. 
 
 Procedimento: Agitar a solução durante 5 minutos em aquecimento e depois 
filtrar em papel de filtro. 
 
 
 
 100g de bicarbonato de sódio para 1 litro de água destilada. 
 
 
 Juntar 500ml da solução de amido com 500ml de solução de bicarbonato de 
sódio. 
 
 
 10g de de acetato de sódio = 85ml de ácido acético. 
3, 
 
 
 
 
 
 
 
 
REDUÇÃO COM NaBH4 
 
 Dissolver 100mg de lignina em uma mistura de etanol (2ml) e (1ml) de NaOH 
0,1N sob condições especiais de atmosfera de nitrogênio. Adicionar 20mg de N aBH4 
e 2ml de H2O. Após 2 dias, a solução deve ser acidificada a: PH 4 com HCl 
diluido e, o produto da reação, deve ser precipitado em H 2O, centrifugado e depois 
recentrifugado por 2 vezes com água (2x12ml) e seco a frio. 
 
 
 
SAPONIFICAÇÃO DA LIGNINA 
 
 
 
 
Dissolver 20mg de lignina em NaOH 5% 
(0,5ml), à temperatura ambiente, em atmosfera de N 2 , e deixar em repouso durante 
Solução aquosa de amido 
Solução 
amido/bicarbonato de sódio 
Solução 
aquosa de bicarbonato de sódio 
Solução de acetato de sódio e 
ácido acético 
 
Extrativos 47 
24 horas. Precipitar a lignina por acidificação a PH 6 -7, depois centrifugar, lavar 
duas vezes com água e secar a frio. 
 
 
 
SOLUBILIDADE DA MADEIRA EM HIDRÓXIDO DE SÓDIO A 1% 
 
 
1. Este método, tem por objetivo a determinação da solubilidade em NaOH 1% da 
madeira reduzida a serragem. 
 
2. É usado, geralmente, para a determinação do grau de ataque da madeira por 
fungos e/ou outros agentes de deterioração. 
 
 
 
 
 
1. Balança analítica com precisão de 1mg; 
2. Estufa com temperatura mantida a 105ºC; 
3. Banho-maria com água em ebulição; 
4. Equipamento para filtração: cadinho de vidro sinterizado, 
 50ml de capacidade, porosidade média; pesa-filtro; 
 Kitassato com anel de borracha e fonte de vácuo; 
5. Becher de 250 mg, forma alta; 
6. Pipeta volumétrica de 100ml; 
7. Vidro de relógio; 
 
8. Bastão de vidro. 
 
 
 
1. Hidróxido de sódio 1% (0,25 N). Preparar e padronizar pelos métodos 
convencionais e ajustar a concentração para 1,0 (% = 0,1%). 
 
2. Ácido acético 10%. 
 
 
 
 
 
 
 
1. Retirar e preparar as amostras de acordo com a norma ABCP M1. 
 
2. A serragem utilizada será aquela que atravessar uma p eneira de nº 16 
internacional (malha 40 ASTM). 
 
3. Determinar a umidade de acordo com a norma ABCP M2 /71. 
Amostragem 
Objetivo e campo de 
aplicação 
 
Aparelhagem 
 
 
Extrativos 48 
. Serão necessárias pelo menos 4g para determinação em duplicata. 
 
 
 
1. A partir da amostra seca ao ar, pesar em um vidro de relógio co m aproximação 
de 1mg, uma quantidade equivalente a 2,0 g  0,1 g absolutamente seco. 
 
2. Transferir para um becher de 200ml e adicionar, com pipeta, 100ml de solução 
de NaOH; agitar com bastão. 
 
3. Colocar um becher em banho-maria e cobrir com vidro de relógio. 
 
4. Conservar em banho-maria exatamente por uma hora, agitando rapidamente o 
conteúdo do becher após 10, 15 e 25 minutos do início. 
 
5. Secar em estufa a 105ºC até peso constante. 
 
6. Transferir o cadinho para um pesa filtro previamente tarado, deixar esfriar em 
um dessecador e, em seguida, pesar. 
 
 
 
 
1. A porcentagem dos produtos solubilizados será dada por: 
 
Onde: 
 
E = Porcentagem de produto solubilizado 
Pi = Peso inicial da amostra a.s. em g 
Pf = Peso da amostra após o ensaio 
 
2. Calcular até 0,1% e relatar a classificação da serragem, se esta for diferente da 
indicada nesta norma. 
 
3. Os resultados em duplicação não devem variar mais de 5% do valor médio. Com 
cuidado é possível conservar a variação dentro de 2%. 
 
Este método está de acordo com TAPPI T 4 M -59. Métodos correlatos ASTM 
D 1109; (Canadá); APPITA P 5 M (Austrália). 
 
 
 
UMIDADE DA MADEIRA POR SECAGEM EM ESTUFA 
 
 Esta norma estabelece o método para a determinação da umidade, através de 
secagem em estufa a 105  3ºC, na madeira reduzida a serragem. 
 A presente norma não deve ser aplicada àquelas madeiras que contenham 
substâncias voláteis que não a água. 
 
Procedimento 
Resultados 
X% = ( Pi-Pf / Pf) X 100 
Obs. 
 
Extrativos 49 
 
 
 
1. Balança analítica com precisão de 0,1mg; 
2. Estufa com temperatura controlada a 105  3ºC; 
3. Pesa-filtro com tampa esmerilhada ou cápsula de 
 alumínio com tampa; 
4. Dessecador com desidratante e indicador de saturação. 
 Recomenda-se alumina ou sílica-gel. 
 
 
 
 As amostras devem ser obtidas segundo a norma ABCP M1. Fazer duas 
determinações em paralelo. 
 
 
 
 
1. Aquecer o pesa filtro com a tampa a 105  3ºC, esfriar em dessecador e pesar 
com precisão de 0,1mg. Repetir a operação até obter o peso constante. 
 
2. Pesar 1 a 2g da amostra diretamente no pesa filtro previamente tarad o, secar em 
estufa a 105  3ºC por 4 horas. Tampar, transferir para o dessecador e deixar esfriar 
até temperatura ambiente. Pesar com precisão de 0,1mg. Repetir estas operações até 
obter peso constante, aquecendo por períodos de 2 horas. 
 
4. O resultado é expresso em porcentagem, pela fórmula: 
 
 
Onde: 
 
U = Umidade expressa em porcentagem do peso 
 inicial da amostra. 
 
P = Peso inicial da amostra. 
 
Pas = Peso absolutamente seco da amostra. 
 
Os resultados em duplicação não devem diferir mais do que 0,2%. 
 
Se conveniente, expres sar esta determinação em termos de porcentagem absolut a 
mente seco (a.s.).