boletim megavertebrados

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BOLETIM 
TÉCNICO 
ABRAVAS 
 
Publicação digital da Associação Brasileira de Veterinários de Animais Selvagens - Ano II - Fev/2018 - nº 19 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Profissional convidado: 
 
 
 
 
 
 
 
Foto da capa: 
 
Lauro Soares Neto 
 
Rinoceronte branco (Ceratotherium simum) 
 
 
Todos os direitos são reservados a Associação Brasileira de 
Veterinários de Animais Selvagens – ABRAVAS. É proibida a 
duplicação ou reprodução deste arquivo, no todo ou em parte, em 
quaisquer formas ou por quaisquer meios (eletrônico, mecânico, 
gravação, fotocópia, distribuição pela Internet ou outros), sem 
permissão, por escrito, da Associação. 
André Nicolai E. Silva 
Médico Veterinário formado pela Universidade de Franca em 2005 
Residência em Medicina de Animais Selvagens pela Fundação Parque 
Zoológico de São Paulo 2007 – 2009 
Médico Veterinário Chefe de Setor Técnico, responsável pelo Núcleo de 
Anestesiologia da Fundação Parque Zoológico de São Paulo 2009 – 
2013 
Capacitação Profissional em Medicina de Animais Selvagens - 
Zoológico Temaiken - Argentina 2011 
Pós graduado em Anestesiologia Veterinária – PAV 
 Colaborador do Departamento de Medicina Veterinária da Associação 
Paulista de Zoológicos e Aquários 
Doutor em Ciências pela Universidade de São Paulo - FZEA/USP 
Conselheiro Fiscal - Diretoria ABRAVAS - 2017-2019 
Professor Assistente de Clinica Médica de Animais Silvestres no Centro 
Universitário de Jaguariúna 
 
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CONTENÇÃO QUÍMICA E ANESTESIA DE MEGAVERTEBRADOS 
 
 
Resumo 
 O termo megavertebrados é usualmente utilizado para se referir a um grupo de animais 
diferenciados pelo tamanho de suas vértebras e seu grande porte. Como resultante a estas 
características corporais particulares, o manejo destes animais mostra-se desafiador na grande 
maioria das vezes. Dentre os diferentes pontos que compõem a rotina desses animais em 
cativeiro, a contenção química e ou anestesia apresentam-se como um desafio relevante. A 
exemplo do observado em grandes animais domésticos, pontos como decúbito, peso e tempo 
de anestesia podem influenciar de forma significativa no sucesso do procedimento. Diante 
desse contexto faz-se importante a completa compressão de cada um desses fatores para 
execução de tais procedimentos de uma forma mais segura. Frente a este cenário, o presente 
artigo tem como foco apresentar e discutir alguns dos pontos que compõem essa prática. 
 
Palavras-chave: Protocolo anestésico, Hipopótamo, Rinoceronte, Elefante, Girafa 
 
 
Introdução 
 O termo megavertebrados é usualmente utilizado para se referir a um grupo de animais 
diferenciado pelas suas grandes vértebras, seu grande porte e elevado peso corpóreo. Dentro 
da rotina de um zoológico, esse grupo é formado basicamente pelos hipopótamos, 
rinocerontes, elefantes e girafas. No entanto, vale destacar que essa denominação pode ser 
ampla e um pouco subjetiva fazendo com que alguns profissionais incluam neste grupo 
animais como camelos, búfalos e até mesmo grandes cetáceos como orcas e baleias. 
 Devido estas características corporais particulares, o manejo destes animais mostra-se 
desafiador na grande maioria das vezes. Dentre os diferentes pontos que podem compor a 
rotina de manejo destes animais em instituições cativas, a contenção química e a anestesia, 
quando necessárias, podem mostrar-se como um desafio. Isso se deve basicamente às 
estruturas atuais de nossas instituições zoológicas as quais se encontram pouco preparadas 
para realização de tais procedimentos, a falta de familiaridade por parte dos médicos 
veterinários com esta prática, a ausência de fármacos que para muitos ainda consiste no ponto 
de maior dificuldade e a carência de conhecimento quanto às características anatômicas e 
fisiológicas de cada uma dessas espécies. 
 Diante deste contexto, o presente artigo tem como foco discutir os principais pontos 
relacionados à contenção química e anestesia em hipopótamos, rinocerontes, elefantes e 
girafas. 
 
 Avaliação pré-anestésica, Planejamento e Preparo do paciente 
 O planejamento é parte fundamental e indispensável na anestesia de megavertebrados. 
Essa execução deve ser detalhada e ao final deste processo deve-se ter em mãos uma lista de 
materiais necessários, onde e quando serão obtidos, detalhes do ambiente no qual será feito o 
procedimento, mudanças necessárias no local caso necessite, previsão de horário para início e 
término do procedimento, possíveis intercorrências, soluções para as mesmas e descrição da 
equipe de trabalho com nomes e funções a serem desempenhadas durante o procedimento. 
No que se refere especificamente à avaliação e preparo do ambiente, é indispensável 
que o anestesista e a equipe envolvida diretamente no procedimento visitem o local no qual se 
planeja realizar a anestesia. Durante essa inspeção a equipe deve-se atentar para o tamanho da 
área disponível, presença de quinas, piso ou substrato do local, pontos de fuga para os 
profissionais em casos de imprevistos, logística para o transporte e acomodação dos 
 
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equipamentos necessários, temperatura e umidade do local, luminosidade, disponibilidade de 
água e quais as adaptações serão necessárias. 
 Dentre esses pontos, a natureza do substrato disponível no local do procedimento 
merece atenção especial, pois estes pacientes, por apresentarem um elevado peso corporal 
(toneladas), possuem um risco potencial de lesões periféricas isquêmicas causadas pelo 
decúbito prolongado em piso inadequado. Assim como se observa em equinos domésticos, o 
decúbito prolongado de uma densa massa muscular sobre um piso duro, irregular ou 
inadequadamente acolchoado pode acarretar na compressão de vasos sanguíneos resultando 
em uma perfusão ineficiente. 
A postura do paciente durante o período de decúbito pode acarretar em neuropatias 
(nervo radial) dificultando o equilíbrio do paciente durante a recuperação anestésica e após a 
mesma. Preconiza-se que para todo procedimento de anestesia destes animais seja realizado o 
acolchoamento adequado do local e que durante o período de decúbito lateral o membro 
torácico que se encontre em contato com o piso seja projetado para frente, para a compressão 
sobre o nervo radial. 
 Como opção de acolchoamento sugere-se o uso, sob a forma de uma camada mínima 
de trinta centímetros acima do piso original de areia, distribuída igualmente pelo local. 
Podem-se usar placas de borracha de alta densidade e ou feno, porém este último quando 
usado de forma isolada pode ter efeito limitado. 
Colchões de espuma (de alta densidade), ar ou água também são indicados, no entanto 
não se encontram disponíveis no Brasil. 
Associado a este cuidado, o tempo de decúbito controlado e limitado (período máximo 
de 60 a 90 minutos) também se mostra como uma ferramenta na prevenção desse tipo de 
lesão. 
A exemplo dos procedimentos realizados com animais domésticos, a avaliação pré-
anestésica também consiste em uma etapa importante do protocolo de anestesia em um 
megavertebrado, não devendo ser negligenciada, mesmo em animais no qual a aproximação 
não se faz possível.Diante destas situações faz-se necessário uma adaptação desta etapa, por 
vezes limitada a uma coleta detalhada de dados sobre a espécie, sobre o paciente, sobre o 
ambiente no qual o procedimento será realizado e sobre o motivo pelo qual o animal será 
submetido a contenção química ou anestesia. 
 Assim como em outros pacientes, a coleta de dados que compõem a avaliação pré-
anestésica de um megavertebrado deve-se iniciar na observação detalhada do seu histórico, 
buscando informações que permitam entender o problema atual deste animal e a real 
necessidade da anestesia, principalmente se houver resultados de exames já realizados, fichas 
anestésicas anteriores com detalhes para contribuir na confecção do seu protocolo de 
abordagem atual. 
 Outro ponto importante desta etapa é avaliação do animal em seu recinto. Durante esse 
procedimento deve-se observar características e parâmetros como escore corporal, frequência 
e amplitude respiratória, movimentação pelo recinto, aparência das fezes, intensidade de 
apetite e índole individual. Deve-se ainda, questionar o tratador e ou técnico responsável pelo 
animal sobre possíveis alterações destes parâmetros. 
Em casos de fêmeas mantidas em grupos ou casais deve-se checar a possibilidade de 
prenhez. Tais informações podem parecer pouco significativas a princípio, mas diante à 
escassez de dados de alguns casos quando bem aproveitadas e corretamente interpretadas, são 
por vezes determinantes para confecção do protocolo e para o planejamento do procedimento. 
 A pesquisa prévia de dados referentes à anatomia e fisiologia da espécie a ser contida 
ou anestesiada é fundamental. Atualmente encontram-se disponíveis literaturas qualificadas 
sobre o tema, inclusive direcionadas à anestesia de cada uma dessas espécies (literatura 
sugerida após referências). É imprescindível que, antes do procedimento, seja de 
 
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conhecimento do anestesista e dos demais profissionais envolvidos a variação dos principais 
parâmetros fisiológicos a serem monitorados (Tabela 1). 
 
Tabela 1 – Intervalo de referência dos parâmetros fisiológicos básicos de hipopótamo, 
rinoceronte, elefante e girafa1-4 
Parâmetros Fisiológicos – Megavertebrados 
Parâmetros Fr. cardíaca Fr. Respiratória Temp. retal Saturação O2 
Hipopótamo 20 a 60bpm 4 a 20 mpm 35 a 38º C > 90 % 
Rinoceronte 
branco 
20 a 60 bpm 4 a 15 mpm 36 a 38,5° C > 90 % 
Elefante 
asiático 
25 a 30 bpm 4 a 6 mpm 36 a 37° C > 90 % 
 
Girafa 30 a 60 bpm 10 a 30 mpm 36 37,5° C > 90 % 
 
 O uso dessas informações na confecção do seu protocolo pode ser observado com a 
comparação de duas situações hipotéticas: um elefante jovem e hígido e um rinoceronte idoso 
com diarreia e anorexia. 
No primeiro caso a escolha do protocolo farmacológico e da fluidoterapia a ser 
utilizada exigem menor preocupação, diferentemente do segundo animal onde a idade remete 
a preocupação com doses e metabolismo, a condição clínica sugere desidratação que pode se 
apresentar no momento da anestesia como uma hipotensão associada a uma hipoperfusão 
prévia, com possível aumento dos níveis de lactato e resultante acidose metabólica. Essas 
informações podem fazer com que o anestesista evite ou reduza a dose de fármacos com 
potencial hipotensor e venha a utilizar uma taxa de infusão de fluidos maior além de estar 
preparado para reverter uma possível hipotensão transanestésica. 
 O acesso a estes animais pode ser bastante facilitado em instituições que trabalham 
com técnicas de condicionamento operante, permitindo, por vezes, a realização de exame 
físico e coleta de amostras biológicas previamente a anestesia. 
 O jejum contribui de forma relevante no controle de uma possível regurgitação e no 
retardo ou prevenção de um quadro de timpanismo. 
Diferentemente do que se preconiza para ruminantes e equídeos domésticos, o plano 
de jejum para estes animais opta pela manutenção de fibra (capim, leguminosas e feno) até 
momentos antes da anestesia, associado a um jejum de 24 a 48 horas da porção de 
concentrado, frutas e legumes (quando presentes na dieta). A escolha por este método de 
jejum baseia-se na afinidade do conteúdo fibroso ao líquido presente no estômago. Essa 
relação permite que a fibra atue de maneira similar a uma “esponja” impedindo ou reduzindo 
o risco de refluxo. No que se refere ao jejum hídrico, o autor sugere que mesmo não seja 
realizado, a exemplo de condutas atuais preconizadas para grandes animais domésticos, pois 
atualmente é de conhecimento que os benefícios relacionados ao mesmo são inferiores ao 
desconforto do paciente e ao risco de desidratação subclínica com uma possível hipovolemia 
oculta. Caso o profissional responsável opte pelo jejum, sugere-se que o mesmo não exceda o 
intervalo de 4 a 6 horas. 
 
 Contenção química e Anestesia de Hipopótamos-do-Nilo 
 A contenção química e ou anestesia de hipopótamos (Hippopotamus amphibius) 
apresenta-se cercada por mitos e medos, devido a grande taxa de insucesso de procedimentos 
realizados no passado. Para essa alta taxa de insucesso destaca-se a carência de 
conhecimentos relacionados à anatomia, fisiologia, comportamento e anestesia. 
A exemplo dos demais representantes do grupo dos megavertebrados, o sucesso na 
realização de uma simples contenção química ou uma complexa anestesia geral baseia-se em 
 
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conhecimentos que vão muito além da escolha de fármacos, ponto esse por muitas vezes ainda 
tratado como foco único ou principal. 
 O planejamento ambiental para realização de procedimentos com hipopótamos, deve 
dispender especial atenção à privação destes animais a área aquática do recinto antes, durante 
e após o procedimento. A privação ao ambiente aquático tem como alvo evitar que o animal 
possa entrar na água durante ou imediatamente após o procedimento correndo risco de 
afogamento, uma vez que o mesmo estará sob os efeitos de sedativos e ou anestésicos. De 
acordo com a experiência do autor é sugerido que o tanque seja esvaziado ou que o animal 
seja alojado em um local no qual se possa evitar o acesso a esta área. Vale destacar que ambas 
as possibilidades apresentam vantagens e desvantagens, a manutenção do animal em seu 
recinto com esvaziamento do tanque, tem como principal vantagem a reduzida manipulação 
do animal e consequentemente um menor grau de estresse durante a fase de preparação. 
Todavia as dificuldades durante o procedimento de contenção ou anestesia podem ser 
maiores, devido a possível dificuldade de administração dos dardos, a qualidade de substrato 
do recinto, o controle da incidência de sol e consequente temperatura e a complexidade em 
realizar-se as adaptações necessárias. Em contrapartida o alojamento prévio do animal em um 
local restrito, pode inicialmente sugerir um maior grau de estresse durante a etapa de 
preparação, no entanto isso pode ser contornado com a prática de manejos e treinamentos que 
façam o animal associar o local e o processo de restrição com algo positivo e recompensador. 
A escolha do protocolo farmacológico a ser utilizado na contenção de um hipopótamo 
vai muito além do uso exclusivo de etorfina e outros opioides potentes. Atualmente fármacos 
como butorfanol, diazepam, midazolam, detomidina, azaperone, cetamina e isofluorano, 
usados de forma isolada ou em associação, tem composto grande parte dos protocolos 
elaborados em nosso país (Anexo 1). 
 Na monitoração transanestésica aferem-se parâmetros como frequência cardíaca 
avaliada com auxílio de doppler vascular posicionadosobre a córnea, oxímetro de pulso ou 
através do uso estetoscópio eletrônico; frequência respiratória monitorada através da 
observação dos movimentos de gradil costal e saturação periférica de oxigênio. Outros 
parâmetros podem ser monitorados aumentando a segurança do procedimento como 
concentração de dióxido de carbono captado ao final da expiração por uma sonda nasal (30 a 
55 mmHg) e os valores de gases sanguíneos1,5(Tabela 2). 
Atenção especial deve ser direcionada à monitoração da temperatura corpórea, devido 
ao risco de hipertermia constantemente relatado1. A realização de banhos durante o período de 
anestesia pode apresentar-se como uma ferramenta importante de manipulação da temperatura 
corpórea. 
 
Tabela 2 – Valores de gases sanguíneos estabelecidos a partir de amostras venosas de 
hipopótamos-do-Nilo 
Gases sanguíneos– Hipopótamo-do-Nilo 
pH 7,4 
PO2 71 mmHg 
PCO2 61,5 mmHg 
 
 Outra particularidade relevante refere-se à dificuldade de acesso vascular nestes 
animais. Entre os possíveis acessos, a literatura destaca a artéria caudal ventral, as veias 
laterais caudais, cefálicas, digitais palmares, safenas, digitais plantares, auriculares e 
sublinguais. Na experiência do autor, os acessos caudais e auriculares consistem nas opções 
de maior facilidade para coleta de sangue em animais adultos. Apesar do grande número de 
acessos citados, a espessura da pele e a dificuldade em localizá-los, dificultam a canulação 
dos mesmos. Como opção, o autor sugere o uso da via retal como via de infusão de fluidos 
 
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durante o procedimento anestésico. Em casos de emergência no qual o paciente encontra-se 
sem acesso venoso, indica-se a administração de fármacos na base da língua ou na região de 
períneo, que, respectivamente apresentam intensa irrigação local e delgada espessura. 
 Nestes animais, a suplementação de oxigênio é feita com auxílio de uma sonda nasal e 
com um fluxo mínimo de oxigênio (100%) de 10 a 15 litros por minuto (Figura 1). 
 
 
 
 
 
 
 O período de recuperação em um procedimento de contenção química de um 
hipopótamo consiste em uma fase crítica e desafiadora. Isso se deve basicamente à 
dificuldade de acesso e monitoração do paciente nessa fase, pois a partir do momento em que 
o animal mostra sinais de recuperação há um risco relevante para o anestesista. Devido a isso 
é indicado a utilização de antagonistas (flumazenil, naloxona, ioimbina ou atipamezole) ao 
final do procedimento, para reduzir o período crítico para a equipe. No entanto, mesmo com a 
aplicação dos antagonistas, a monitoração do paciente à distância, através da observação do 
nível de consciência, movimento de gradil costal e da sua movimentação pelo recinto é 
fundamental e obrigatória. 
 
Contenção química e Anestesia de Rinocerontes 
 Atualmente se conhecem cinco espécies de rinocerontes no mundo, três asiáticas e 
duas africanas. As asiáticas são popularmente conhecidas como rinoceronte indiano 
(Rhinoceros unicornis), o maior representante dentre as cinco espécies, rinoceronte de 
Sumatra (Dicerorhinus sumatrensis) e o rinoceronte Java (Rhinoceros sondaicus), e as 
africanas são o rinoceronte branco e o rinoceronte negro. No Brasil a população de 
rinocerontes cativos é representada atualmente pela espécie Ceratotherium simum ou 
rinoceronte branco. 
 Apesar do seu tamanho e aparente rusticidade, o rinoceronte branco apresenta notável 
sensibilidade aos fármacos sedativos e anestésicos. Alguns profissionais associam essa 
sensibilidade a uma possível fragilidade de barreira hematencefálica, no entanto, até o 
presente momento, não há comprovação científica que suporte essa afirmação. 
Figura 1. Suplementação de oxigênio por auxilio de sonda endotraqueal alojada na 
narina direita de um exemplar de hipopótamo-do-Nilo (Hippopotamus amphibius). 
Fundação Parque Zoológico de São Paulo – FPZSP. 
 
 
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 Assim como com os hipopótamos, a escolha do protocolo farmacológico para 
contenção química e ou anestesia de rinocerontes consiste em apenas um dos pontos que 
compõem o protocolo de contenção destes animais. Detalhes aparentemente menos 
importantes podem fazer a diferença para o sucesso do procedimento. Dentre os fármacos 
utilizados para confecção de protocolos sedativos e ou anestésicos para o manejo de 
rinocerontes cativos em nosso país destacam-se o butorfanol, a detomidina, o azaperone e a 
cetamina (Anexo 1). 
Quanto ao que se refere aos possíveis detalhes, exemplos práticos como a 
neutralização de quinas no local que será realizado o procedimento (cambiamento) ou 
técnicas para o deslocamento de animais sedados podem ser citados. 
 A neutralização de quinas pode evitar que o animal venha a decúbito em áreas aonde o 
acesso a sua região frontal possa ser dificultado. Rinocerontes em processo de sedação 
apóiam o corno nessas regiões em busca de equilíbrio, correndo o risco de lesão dessa 
estrutura ou mesmo de obstrução parcial de uma das narinas, uma vez que esta pode acabar 
pressionada contra parede após o decúbito. Para reduzir esse risco, indica-se a colocação de 
tabuas que neutralizem o ângulo de 90° formado pelo encontro das duas paredes (Figura 2). 
 
 
 
 
 
 
 
Para o deslocamento de animais sedados em estação, a combinação de uma venda sob 
olhos, com tampões auriculares e uma corda posicionada atrás da região do masseter com 
movimentos dorsoventrais de cauda e toques suaves na região dos tornozelos, permitem 
conduzir caminhando um rinoceronte branco sedado ao local necessário. Apesar da ausência 
de bases científicas a combinação destes procedimentos possui eficácia comprovada quando 
combinadas com protocolos de sedação adequados (Figura 3). 
 
Figura 2. Cambiamento preparado para anestesia de um rinoceronte branco 
(Ceratotherium simum). Observe a neutralização das “quinas” com tábuas e a 
colocação de placas de borracha sob o piso. Fundação Parque Zoológico de São 
Paulo – FPZSP. 
 
 
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Para monitoração transanestésica destes animais, além das frequências cardíaca e 
respiratória, saturação periférica de oxigênio e temperatura retal, a movimentação das orelhas 
apresenta-se como um marcador importante de superficialização, principalmente quando se 
trabalha com protocolos de sedação ou anestesia dissociativa. Quanto aos acessos venosos, as 
veias auriculares consistem na principal via de uso na experiência do autor. 
 No que se referem à suplementação de oxigênio e ao uso de antagonistas, os mesmos 
procedimentos descritos e preconizados para hipopótamos se aplicam a rinocerontes. 
 
Contenção química e Anestesia de Elefantes 
 O planejamento para contenção ou anestesia de um elefante deve-se iniciar na 
diferenciação de sua espécie, pois a natureza comportamental de elefantes asiáticos e 
africanos varia significativamente, influenciando na escolha de doses e fármacos. Alguns 
autores inclusive sugerem que a espécie asiática Elephas maximus esteja em processo de 
domesticação, enquanto as espécies africanas Loxodonta africana e Loxodonta cyclotis, 
apesar de presentes em zoológicos, não se encontram nesse mesmo processo. 
 Dentre os fármacos disponíveis em nosso país para confecção de protocolos de 
contenção química em elefantes cativos destacam-se a xilazina, detomidina, butorfanol e 
azaperone (Anexo 1). O uso de protocolos de anestesia dissociativaou geral são pouco 
utilizados no Brasil. Utilizam-se opções que permitam trabalhar com estes animais em estação 
(Figura 4). 
 
Figura 3. Deslocamento em estação de um rinoceronte branco (Ceratotherium 
simum) sedado. Fundação Parque Zoológico de São Paulo – FPZSP. 
 
 
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Diferentemente dos hipopótamos e rinocerontes, os elefantes apresentam uma maior 
facilidade na obtenção de acessos venosos. Superfície medial das orelhas são os principais 
focos para coleta de material e canulação de vasos. 
 No que se refere à monitoração fisiológica transanestésica, além das frequências 
cardíaca e respiratória, temperatura retal e saturação periférica de oxigênio, parâmetros como 
pressão arterial média e eletrocardiografia podem ser utilizados e analisados de acordo com 
referências desenvolvidas para espécie (Elephas maximus). A pressão arterial média mínima, 
diferente do que se observa em equinos domésticos, gira em torno de 100 mmHg em 
elefantes3. Já na eletrocardiografia a principal particularidade é marcada pela presença gráfica 
da repolarização atrial6. 
 Em elefantes anestesiados a suplementação de oxigênio pela tromba merece especial 
atenção, pois 70% do fluxo de ar inalado provêm desta região. Além da suplementação, o 
posicionamento da tromba também pode influenciar na manutenção do fluxo de ar. Sendo 
assim é fortemente indicado que em procedimentos de anestesia a tromba seja mantida em 
posição reta e com a extremidade aberta. 
 A exemplo de outros representantes do grupo dos megavertebrados, a utilização de 
antagonistas ao final de procedimentos de contenção química ou anestesia também é indicada. 
 
Contenção química e Anestesia de Girafas 
 A contenção química e ou anestesia de girafas é tida por muitos profissionais como a 
mais difícil entre os megavertebrados. Essa dificuldade se deve principalmente à anatomia e 
as particularidades fisiológicas desses pacientes. 
 No que se refere ás particularidades anatômica, destacam-se a altura e a conformação 
cervical, características únicas, que resultam em um grande desafio para o anestesista e a 
equipe envolvida. 
Já quanto às particularidades fisiológicas, a ocorrência de um gradiente de pressão 
arterial é algo que chama atenção, sendo observado uma variação de valores de pressão 
arterial média de 200 a 400 mmHg, conforme a região na qual se afere. Em aferições 
Figura 4. Exemplar de elefante asiático (Elephas maximus) sedado em estação, para 
avalição de unha em membro torácico esquerdo e realização de radiografias. 
Fundação Parque Zoológico de São Paulo – FPZSP. 
 
 
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realizadas na altura do coração os valores giram em torno de 200 mmHg. Em regiões distais 
os mesmos mostram-se próximos a 400 mmHg4,7. 
 Diante deste cenário faz-se ainda mais importante um adequado planejamento para 
redução de riscos. Um dos pontos que merece atenção nessa etapa do protocolo é a avaliação 
e preparo do ambiente no qual será realizado o procedimento. Essa preparação deve 
preconizar medidas que possam minimizar ou evitar lesões oriundas de decúbito e possíveis 
traumas durante a fase de indução e recuperação. Para isso indica-se estender as 
possibilidades cabíveis de acolchoamento descritas para o piso, para as grades e muros 
quando presentes. Uma das possibilidades já vivenciada pelo autor é o uso de colchões de 
espuma (colchão convencional de uso humano) fixados em grades e paredes. 
 Para o procedimento de contenção química ou anestesia destes animais o ambiente 
adequado deve ser amplo, sem barreiras e com piso plano, permitindo que o paciente venha a 
decúbito durante a indução sem a possibilidade de lesões oriundas de traumas. 
 Dentre os fármacos utilizados para contenção química e ou anestesia de girafas cativas 
no Brasil estão o butorfanol, o azaperone, a xilazina, a detomidina, o étergliceril guaiacol e a 
cetamina (Anexo 1). 
 Durante os procedimentos de contenção ou anestesia, principalmente em casos nos 
quais os animais venham a decúbito, os cuidados com o pescoço consistem em uma das 
principais preocupações transanestésicas. Indica-se desde o início do procedimento a 
manutenção angulada do mesmo com auxílio de uma tábua, uma escada ou, de preferência, 
uma prancha acolchoada. Estes cuidados têm como foco evitar lesões por decúbito e possíveis 
regurgitações (Figura 5). 
 
 
 
 
 
 Os parâmetros fisiológicos normalmente monitorados durante a anestesia de girafas 
são frequências cardíaca e respiratória, saturação periférica de oxigênio, pressão arterial 
(geralmente na cauda) e temperatura retal. A exemplo dos demais representantes do grupo, 
variações de temperatura devem ser acompanhadas constantemente, uma vez que quadros de 
hipotermia ou hipertermia podem se fazer presentes. A suplementação de oxigênio por via 
nasal deve ser instituída em todos os procedimentos (Figura 6). 
Figura 5. Filhote de girafa (Giraffa camelopardalis) submetido à contenção 
química. 
 
 
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Desafios para Anestesia de Megavertebrados 
 Dentre os muitos desafios que compõem a anestesia de megavertebrados, a dificuldade 
em se prover assistência ventilatória adequada, a estrutura atual de algumas instituições 
cativas em nosso país e a carência de conhecimento sobre o tema destacam-se como pontos 
importantes na opinião do autor. 
 A falha em prover um suporte ventilatório adequado é algo preocupante e limitante 
frente à depressão respiratória causada por sedativos e anestésicos, associada à ocorrência de 
shunts pulmonares e consequente atelectasia. Apesar de ainda pouco se conhecer a respeito 
dessa associação de efeitos em megavertebrados, estudos conduzidos com animais domésticos 
de grande porte, como equinos, comprovam a ação deletéria que a ausência de um suporte 
ventilatório durante a anestesia pode trazer. 
 Partindo-se do princípio que fatores como peso, decúbito, depressão respiratória e 
tempo de anestesia são determinantes no caso dos equinos, pode-se projetar o quanto isso 
pode ser deletério para os megavertebrados. 
 No que se referem às condições atuais de alguns parques zoológicos, essas se 
encontram por algumas vezes inadequadas, exigindo um número significativo de mudanças e 
adaptações que permitam a execução de procedimentos com megafauna de forma segura para 
o animal e para equipe envolvida. 
 Quanto à carência de conhecimento, esta deve ser trabalhada de modo que a equipe 
possa desenvolver de maneira segura não só os procedimentos inerentes à anestesia, mas sim 
ao manejo destes animais por um todo. Para isso, o envolvimento da equipe, a realização de 
reuniões técnicas, intercâmbios e visitas técnicas, associadas a investimentos por parte dos 
gestores são fundamentais. 
 
Figura 6. Suplementação de oxigênio durante um procedimento de contenção 
química em um filhote de girafa (Giraffa camelopardalis), com auxílio de uma 
válvula de demanda. Fundação Parque Zoológico de São Paulo – FPZSP. 
 
 
Associação Brasileira de Veterinários de Animais Selvagens - ABRAVAS 
www.abravas.org.br 
Informações: secretaria@abravas.org.br / info@abravas.org.br / contato@abravas.org.br 
 
Referências 
 
1. Miller M, Fleming GJ, Citino SB, Hofmeyr M. Hippopotamidae. In: West G, 
Heard D, Caulkett N. Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia, 2 ed, 
Wiley Blackwell: USA,2014, p. 787-796. 
2. Radcliffe RW, Morkel P. Rhinoceroses. In: West G, Heard D, Caulkett N. Zoo Animal 
and Wildlife Immobilization and Anesthesia, 2 ed, Wiley Blackwell: USA, 2014, p. 
741-772. 
3. Horne WA, Loomis MR. Elephants. In: West G, Heard D, Caulkett N. Zoo Animal 
and Wildlife Immobilization and Anesthesia, 2 ed, Wiley Blackwell: USA, 2014, p. 
703-718. 
4. Citino SB, Bush M. Giraffidae. In: West G, Heard D, Caulkett N. Zoo Animal and 
Wildlife Immobilization and Anesthesia, 2 ed, Wiley Blackwell: USA, 2014, p. 809-
822. 
5. Morri PJ, Bicknese B, Janssen D, et al. Chemical restraint of juvenile east African 
river hippopotamus (Hippopotamus amphibious kiboko) at the San Diego Zoo. In: 
Zoological Restraint and Anesthesia (Heard D, ed.). Ithaca: International Veterinary 
Information Service, 2001. http://www.ivis.org 
6. Chai N, Pouchelon JL, Bouvard J, et al. Proposed simple method for 
electrocardiogram recording in free-ranging Asia elephants (Elephas maximus). 
Journal of Zoo and Wildlife Medicine, v. 47 (1): 6-10, 2016. 
7. Goetz RH, Warren JV, Gauer OH, et al. Circulation of the Giraffe. Circulation 
Research, volume VIII, September 1960. 
 
Literatura sugerida 
 
1. Eltringham SK. The Hippos Natural History and Conservation, A&C Black 
Publishers, London, 2010. 
2. Pachaly JR, Monteiro Filho LPC. Artiodactyla – Hippopotamidae (Hipopótamos). In: 
Cubas ZS, Silva JCR, Catão-Dias JL. Tratado de Animais Selvagens Medicina 
Veterinária, 2 ed, São Paulo: Roca, 2014. 
3. Malta MCC, Luppi MM, Tinoco HP. Perissodactyla – Equidae e Rhinocerotidae 
(Zebras e Rinocerontes). In: Cubas ZS, Silva JCR, Catão-Dias JL. Tratado de Animais 
Selvagens Medicina Veterinária, 2 ed, São Paulo: Roca, 2014. 
4. Fowler ME, Mikota SK. Biology, Medicine and Surgery of Elephants, Blackwell 
Publishing Professional, Iowa, USA, 2006. 
5. Fowler ME. Elephant chemical restraint. In: Fowler ME. Restraint and handling of 
wild and domestic animal, 3 ed, p.321-342, Ames: Wiley-Blackwell, 2008. 
6. Fowler ME. Proboscidea (Elefantes). In: Cubas ZS, Silva JCR, Catão-Dias JL. Tratado 
de Animais Selvagens Medicina Veterinária, 2 ed, São Paulo: Roca, 2014. 
7. Pachaly JR, Lange RR. Artiodactyla – Giraffidae (Girafas). In: Cubas ZS, Silva JCR, 
Catão-Dias JL. Tratado de Animais Selvagens Medicina Veterinária, 2 ed, São Paulo: 
Roca, 2014. 
8. West G, Heard D, Caulkett N. Zoo Animal and Wildlife Immobilization and 
Anesthesia, 2 ed, Wiley Blackwell: USA, 2014. 
 
 
 
 
 
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Anexo 1. Protocolos de contenção química e anestesia já utilizados na rotina do autor. 
 
PROTOCOLOS MEGAVERTEBRADOS – EXPERIÊNCIA DO AUTOR 
HIPOPÓTAMO 
Protocolo Dose Observações 
Butorfanol (IM) + 
Detomidina (IM) + 
Azaperone (IM), seguido de 
Isofluorano (sonda nasal) 
(B) 100 mg + (D) 50 mg + 
(A) 80 mg, (Iso) 1 a 2% 
Protocolo de anestesia geral 
utilizado para realização de 
procedimento de endodontia 
Butorfanol + Detomidina + 
Azaperone 
(B) 100 mg + (D) 40 mg + 
(A) 80 mg 
Protocolo de sedação 
utilizado para exame, coleta 
de material e avaliação 
radiográfica de membro 
Detomidina (IM) + 
Azaperone (IM) seguido de 
Cetamina (IM profundo) 
(D) 50 mg + (A) 100 mg, 
(Ce) 200 mg, dividido 2 
aplicações 100 mg cada 
Protocolo de anestesia 
dissociativa, utilizado para 
realização exame físico, 
radiografias e ultrassom 
muscular (membro pélvico) 
Azaperone (IM) 80 a 120 mg Tranquilização 
RINOCERONTE 
Butorfanol (IM) + 
Azaperone (IM), seguido de 
Butorfanol (IV) e 
posteriormente 
Cetamina (IV) 
(B) 120 mg + (A) 160 mg, 
seguido (B) 15 mg IV e 
posteriormente (Ce) 100 mg 
Protocolo de anestesia 
dissociativa, utilizado para 
realização de exame físico e 
endoscopia de cavidade oral 
ELEFANTE 
Azaperone (IM) 80 a 100 mg Protocolo de tranquilização 
utilizado para aproximação 
de elefantes asiáticos 
Xilazina (IM) 0,2 a 0,55 mg/kg Protocolo de sedação para 
procedimentos em estação 
(não invasivos) 
Butorfanol (IM) + 
Azaperone (IM) 
(B) 50 mg + (A) 40 mg Protocolo de sedação, 
utilizado para deslocamento 
em estação 
GIRAFA 
Detomidina (IM) + 
Azaperone (IM) seguido de 
Butorfanol (IV) 
 (D) 30 µg/kg + 
(A) 0,25 mg/kg seguido 
(B) 10 mg totais 
Protocolo de sedação 
associado a infiltração local 
(lidocaína) para manejo 
região umbilical (filhote) 
Azaperone (IM) 0,25 mg/kg Protocolo de tranquilização 
para avaliação de paciente 
pediátrico 
Detomidina (IM) + 
Azaperone (IM) 
(D) 30 µg/kg + 
(A) 0,35 mg/kg 
Protocolo de sedação para 
avaliação radiográfica