Relatório Carboidratos - Bioquimica LAB

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FACULDADES OSWALDO CRUZ
BIOQUÍMICA
CARBOIDRATOS 
Giovanna dos Santos RA: 4018063
Laura Maldonado RA: 4018079
Stefani Bolani RA: 4018144
1. Introdução
Os carboidratos são compostos formados por carbono, hidrogênio e oxigênio, e possuem vários grupos hidroxila e um grupo carbonila, encontrados na forma de aldeídos ou cetonas. São classificados em aldoses ou cetoses e também de acordo com o tamanho de suas cadeias em monossacarídeos, oligossacarídeos e polissacarídeos. Os monossacarídeos são os carboidratos mais simples e podem conter de três a sete átomos de carbono. Para esses carboidratos existe um outro tipo de classificação, de acordo com o número de átomos de carbono, por exemplo, se possuem 3 carbonos são chamados de trioses, se possuem 5 são chamados de pentoses. As pentoses e as hexoses são as mais importantes por formarem as riboses, desoxirriboses (açúcares do DNA e do RNA) e a glicose. Os oligossacarídeos são polissacarídeos de cadeias curtas, onde os dissacarídeos são os mais importantes. Os dissacarídeos são compostos por dois monossacarídeos ligados através de uma ligação glicosídica, que consiste na ligação entre o grupo hidroxila de um com o hidrogênio de outro, liberando água. Lactose, maltose e sacarose são exemplos de dissacarídeos. Já os polissacarídeos são cadeias de monossacarídeos, também unida por ligações glicosídicas. São classificados entre homopolissacarídeos e heteropolissacarídeos, onde o primeiro é constituído por uma cadeia de único monossacarídeo e o segundo é composto por uma repetição de dois ou mais monossacarídeos. Amido, glicogênio e celulose são exemplos de polissacarídeos. O amido é uma mistura de dois polissacarídeos, a amilose e a amilopectina, onde a amilose é uma cadeia linear de monômeros de glicose, enquanto a amilopectina é ramificada. A cadeia de amilose forma uma estrutura helicoidal não apresentar ramificações, como a amilopectina. Alguns carboidratos possuem a capacidade de participar de reações de oxirredução. Isso é possível devido ao fato de que os carbonos anoméricos de aldeídos (carbono 1) e das cetonas (carbono 2) são suscetíveis á oxidação, assim reduzem os agentes oxidantes, dando às cetoses e aldoses características redutoras. Para fazer a identificação desses carboidratos, são utilizados alguns reagentes como o de Molish, o Lugol, Seliwanoff e Benedict. O teste de Molish é um teste geral, que identifica a presença ou não de carboidratos através da desidratação de monossacarídeos através de ácido sulfúrico concentrado, que formam um aldeído (furfural ou hidroximetilfurfural), que por sua vez condensa com duas moléculas de α-naftol. Quando os carboidratos são poli ou dissacarídeos a reação é mais lenta. Ácidos nucleicos e glicoproteínas também podem ser positivos para este teste, porém trioses e tetroses não dão resultado positivo por não serem capazes de formar furfural. O teste com Lugol (iodo) é realizado para identificar primordialmente o amido, que aprisiona o iodo nas cadeias helicoidais de amilose, resultando em um complexo. A complexação com a amilopectina é menos intensa devido à ausência da estrutura helicoidal. O teste com Seliwanoff é feito para diferenciar aldoses de cetoses, levando em consideração as diferenças de velocidade da reação. No reagente contém resorcinol e HCl concentrado, capaz de desidratar os carboidratos. No entanto, as cetoses são desidratadas mais facilmente devido à sua forma, enquanto as aldoses teriam que rearranjar para poderem ser desidratadas. O teste de Benedict é utilizado para identificar características redutoras dos carboidratos. Alguns carboidratos possuem a capacidade de participar de reações de oxirredução. Isso é possível devido ao fato de que os carbonos anoméricos de aldeídos (carbono 1) e das cetonas (carbono 2) são suscetíveis á oxidação, assim reduzem os agentes oxidantes, dando às cetoses e aldoses características redutoras. Neste teste, os íons cúpricos são reduzidos a íons cuprosos quando os carbonos anoméricos dos monossacarídeos estão livres para serem oxidados.
2. Objetivos
Os objetivos deste experimento foram identificar a presença ou não de carboidratos em solução, bem como analisar a presença de monossacarídos, dissacarídeos ou polissacarídeos, diferenciar aldoses de cetoses e analisar a presença de açucares redutores.
3. Procedimento
4. Materiais e Reagentes
Materiais 
Tubo de ensaio
Bico de Bunsen 
Tripé de ferro
Tela de amianto
Béquer 
Pipeta graduada
Papel indicador
Reagentes 
Água deionizada
Glicose 0,1M
Sacarose 0,1M
Amido 0,5%
Edulcorante 0,5%
Ácido sulfúrico concentrado
Frutose 0,1M
Lactose 0,1M
Hidróxido de sódio
 Porção de algodão 
Reagente de Molish
Lugol 
Reagente de Seliwanoff
Reagente de Benedict 
5. Resultados e Discussão
A primeira parte do experimento envolvia a identificação de hidratos de carbono, a primeira fase envolvia a reação com reagente de Molish, o teste de Molish é um teste químico sensível para a presença de carboidratos. Este teste baseia-se na desidratação do carboidrato pelo ácido sulfúrico ou pelo ácido clorídrico, dando origem a um aldeído, que sofre condensação com duas moléculas de fenol (normalmente o α-naftol, mas também podem ser outros fenóis, como resorcinol ou timol), resultando em compostos com cor vermelha ou púrpura.
Foram preparados 5 tubos de ensaio, contendo as seguintes soluções:
	Conteúdo do Tubo
	Resultado 
	H2O
	Lilás claro (quase imperceptível)
	Glicose
	Violeta escuro
	Sacarose
	Violeta escuro
	Amido 0,5%
	Lilás claro (quase imperceptível)
	Edulcorante 0,5%
	Lilás claro (quase imperceptível)
De acordo com os resultados obtidos após a reação de cada um dos compostos com duas gotas do reagente de Molish, mais a adição de H2SO4 concentrado, podemos concluir que as soluções que ficaram no tom mais escuro de violeta apresentaram a quebra da cadeia. Todos os carboidratos – monossacarídeos, dissacarídeos e polissacarídeos – devem levar a testes positivos. As pentoses são desidratadas a furfural, enquanto que as hexoses são hidrolisadas a 5-hidroximetilfurfural. Qualquer um destes aldeídos, quando presentes na solução teste, condensa-se com duas moléculas de naftol, formando um produto com coloração violeta. 
A segunda fase do experimento com o reagente de Molish é a reação com Iodo, onde usamos o reagente lugol, consiste numa reação especifica para identificação de polissacarídeos. O reagente lugol dá, com amido, um complexo de cor azul e com glicogênio de cor vermelha. Celulose, monossacarídeos e dissacarídeos não reagem com o iodo. 
Foram usados 5 tubos de ensaio, em cada um foi adicionado o composto e 4 gotas de Lugol. 
	Conteúdo do Tubo
	Resultado
	H2O
	Não reage
	Glicose
	Não reage
	Sacarose
	Não reage
	Amido 0,5% (aquecido brandamente)
	Azul de tom intenso
	Algodão + H2O 
	Não reagiu
Apenas o tubo que continha amido reagiu com o lugol, por se tratar de uma reação especifica para identificação de amido. O tubo que continha água e uma pequena fração de algodão (celulose), formam uma cadeia linear, entretanto a ligação glicosídica é beta 1-4, por isso a cadeia tem rigidez, não permite a formação de uma cadeia helicoidal, não reagindo com o lugol. 
A última fase do experimento para a identificação de hidratos de carbono consistia no uso da reação com Seliwanoff, este reagente permite a diferenciação entre aldoses e cetoses sob a ação desidratante do HCl, são transformados em derivados de furfural, que se condensa com resorcinol, e formam um composto vermelho. Quando o reagente de Seliwanoff entra em contato com uma cetose, este apresenta coloração intensa muito rapidamente. 
	Conteúdo do Tubo
	Resultado
	H2O
	Não reagiu
	Frutose
	Cetose (vermelho intenso)
	Glicose 
	Aldose (laranja claro)
	Sacarose
	Cetose (vermelho intenso)
Após serem adicionados no tubo de ensaio cada composto e o reagente, foram levados em banho maria eo tubo de ensaio que continha sacarose apresentou coloração intensa muito mais rapidamente. Pode-se concluir a partir deste experimento que frutose e sacarose são cetoses, sacarose é uma aldose. 
Experimento 2 
O segundo experimento era baseado na identicação de hidrato de carbono redutor. A primeira fase foi usado reagente de Benedict, o qual evidencia a presença de um hidrato redutor e é realizado em meio alcalino. 
	Conteúdo do Tubo
	Resultado
	H2O
	Sem coloração
	Glicose
	Laranja
	Frutose 
	Laranja
	Sacarose
	Azul 
	Amido
	Sem coloração 
	Lactose
	Laranja
	Edulcorante
	Sem coloração
Os tubos que continham glicose, frutose e lactose foram os que sofreram reação com o reagente de Benedict após aquecimento em banho maria durante 5min. O tubo 1 que continha água não reagiu. O tubo 2 com glicose reagiu pois ela é um monossacarídeo, apresenta o carbono 1 com potencial redutor. O tubo 3 com frutose é um monossacarídeo, apresenta o carbono 2 com potencial redutor e reage com o cobre. O tubo 4 com sacarose não reage, a sacarose é formada pela união de uma glicose e uma frutose, o carbono redutor da frutose ao se ligar com a glicose, perde seu poder redutor. O tubo 5 com amido não reage. O tubo 6 com lactose, que é formada pela união de uma galactose e uma glicose, reagiu pois o poder redutor é do carbono da glicose. O tubo 7 com edulcorante também não reage pois não apresenta carbono redutor. 
Experimento 3
O experimento 3 foi usado para fazer a hidrólise de carboidratos, a primeira fase foi a hidrólise de dissacarídeo. 
Nessa primeira fase, o tubo A foi usado sacarose, dividida em dois tubos onde no To (como foi nomeado), colocado 4mL de H2SO4, agitado e depois retirado 1mL da solução e alcalinizado o meio, acrescentou-se 1mL de Benedict e levado ao aquecimento, por fim, não ocorreu nada. Já no segundo tubo, nomeado T10, foi aquecido 10min em banho maria (que acelera o processo de quebra da cadeia), retirou-se 1mL dele, alcalinizado, adicionou-se 1mL de Benedict e levado ao aquecimento, por fim apresentou coloração marrom amarelado pois houve quebra completa da cadeia. 
Na segunda fase do experimento, foi feito a hidrólise de polissacarídeo. Em um erlenmayer foi adicionado 10mL de amido e 5 gotas de HCl. A mistura foi dividida em duas etapas. A primeira etapa foi colocar 2mL da solução em dois tubos de ensaio (1ml em cada tubo), nomeados de T0L e ToB. A segunda etapa foi levar o erlenmayer ao aquecimento por 10min, onde foi dividido em dois tubos de ensaio contendo 1mL cada, nomeados de T10L e T10B. Os tubos T0B e T10B foram alcalinizados.
Nos tubos T0B e T10B adicionou-se 0,5mL do reagente de Benedict e levados ao aquecimento. O T10B reduziu, pois ficou amarelo esverdeado. Nos outros dois tubos T0L e T10L colocou-se 3 gotas do reagente lugol, o T0L não quebrou a cadeia pois tem amido, a coloração do tubo foi azul. No tubo T10L a coloração foi amarela. 
6. Conclusão
7. Bibliografia
MARZZOCO, Anita., TORRES, Bayardo Baptista., Bioquímica Básica, 2ªed., Rio de Janeiro, 1999.
CISTERNAS, J.R.; VARGA, J. e MONTE, O. Fundamentos de Bioquímica Experimental. 2ª ed. São Paulo: Editora Atheneu, 2001.