Exame laboratorial de fezes

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DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE AMOSTRAS DE FEZES
Universidade Federal do Triângulo Mineiro
Disciplina de Estágio Supervisionado em Análises Clínicas
 Márcia Maria Ferreira Silva
Maio, 2018
O exame laboratorial de amostras de fezes pode ter as seguintes finalidades:
DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE AMOSTRAS DE FEZES
Estudo de funções digestivas
Dosagem de gordura fecal
Pesquisa de sangue oculto
Coprocultura
Pesquisa de parasitos – Exame parasitológico de fezes
Exame Parasitológico de Fezes:
Diagnosticar os parasitos intestinais do homem, através da pesquisa das diferentes formas parasitárias que são eliminadas nas fezes.
DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE AMOSTRAS DE FEZES
Exame Parasitológico de fezes
Protozoários
Ascaris Lumbricoidis
Tichuris Trichuria
Ancylostoma duodenale
Strongiloides Stercoralis
Enterobius vermicularis
Schistossoma mansoni
Taenia solium ou saginata
Giardia Lamblia
Isospora belli
Cryptosporidium parvum
Entamoeba Histolytica
Geohelmintos
Helmintos
Hemintos
 Pesquisa de larvas e ovos nas fezes ou região perianal (Enterobius Vermicularis)
Protozoários 
Cistos, Trofozoítos e oocistos
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Geo-helmintos 
- São os helmintos que necessitam, obrigatoriamente, para completar o seu ciclo evolutivo, de um estágio no solo.
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 Trofozoítos de protozoários: fezes diarréicas.
 Cistos de protozoários: fezes semi-formadas e formadas.
Oocistos de protozoários:	fezes	diarréicas,	semi-formadas	e formadas.
Ovos e larvas de helmintos: fezes diarréicas, semi-formadas e formadas.
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 Devem ser observados os critérios de coleta:
Trofozoítos de protozoários se degeneram mais rapidamente do que as
formas císticas - estudo de espécimes fecais deve ser realizado o mais
rápido possível.
Barato, fácil execução, grande aplicabilidade clínica.
Segundo a OMS, mais de 2 bilhões de pessoas estão infectadas com algum tipo de parasito.
Representam a sexta causa de morbidade no Brasil, totalizando um índice de 7,28% da morbidade hospitalar (DataSUS, 2014).
Exame Parasitológico de Fezes:
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Para melhorar a sensibilidade do exame parasitológico de fezes, é importante considerar que:
Algumas espécies de parasitos só são evidenciadas por técnicas específicas;
Um exame isolado, em que o resultado é negativo, não deve ser conclusivo;
A produção de cistos, ovos ou larvas não é uniforme ao longo do dia ou do ciclo do parasito;
O	material	deve	ser	examinado	o	mais	rapidamente possível.
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COLETA
Pesquisa de oxiúros Necessário método especial de coleta – região perianal
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 Cuidados na fase pré analítica é fundamental para a qualidade do exame.
 Deve-se coletar 30 g de fezes em recipiente limpo e seco.
Frasco próprio, boca larga, bem fechado e identificado.
A	iidentificação deve	conter:	o nome	do	paciente	e idade, data
 e, se possível, a hora da coleta.
É recomendável coletar	3	amostras	 em	dias alternados.
Evitar contaminação por urina.
	Baixas temperaturas: geladeira (5° a 10°C até 3 dias), para evitar a putrefação.
	Conservadores: 3 partes desse para 1 de fezes.
 Formol a 10%: conserva por mais de 1 mês os ovos ou larvas de helmintos e os cistos de protozoários.
 MIF (Mertiolato, Iodo e Formol)
 SAF (Acetato de sódio, Ácido acético e Formol)
 PVA (álcool polivinílico)
ARMAZENAMENTO
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ARMAZENAMENTO
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Amostras frescas: Formas vegetativas de protozoários.
Fezes coletadas a horas ou dias- Pesquisa de cistos de protozoários e ovos
 de vermes – colocar em líquido conservador ( formol + ácido acético)
Fezes líquidas (diarréicas) devem ser coletadas em soluções conservadoras
 para possibilitar a pesquisa de trofozoítos de protozoários.
Ascaris lumbricoides
É o exame macroscópico que orienta quanto à escolha da parte mais suspeita a ser submetida ao exame microscópico ou técnicas de concentração
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 O exame de fezes é realizado em duas etapas: análise macroscópica e 
análise microscópica
Exame macroscópico:
Permite verificar:
Consistência das fezes
Odor
Restos alimentares
Presença muco,	
vermes adultos ( Tênias, Áscaris, Oxiúros e Necátor)
Diluição de pequena quantidade de matéria fecal em solução fisiológica 
 ou lugol e em seguida análise microscópica
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2. Exame microscópico:
Realiza-se primeiro o exame direto, a fresco.
Método simples
Permite a visualização de trofozoitos, cistos e oocistos de protozoários e de 
ovos e larvas de helmintos. 
É recomendável, como rotina, o emprego de 03 procedimentos distintos:
exame direto a fresco, para observação dos movimentos do trofozoito,
 técnicas de concentração de parasitas 
um esfregaço de fezes com coloração permanente.
O exame pode ser quantitativo ou qualitativo.
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2. Exame microscópico:
Métodos quantitativos:
Os métodos quantitativos são aqueles nos quais se faz a contagem de ovos para avaliação da carga parasitária.
O mais empregado atualmente é o de Kato Katz. 
Métodos qualitativos
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2. Exame microscópico:
São os mais utilizados para a demonstração da presença das formas parasitárias.
 Freqüentemente o número das formas parasitárias é pequeno, sendo necessário processos de enriquecimento para concentrá-las.
MÉTODO DE KATO-KATZ
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Contagem dos ovos nas fezes
Método quantitativo
Avaliar a intensidade do parasitismo
 Solução de verde-malaquita- Conserva as fezes e clarifica o parasita
- Exame microscópico
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Técnicas de concentração de ovos e cistos
Visa ao achado rápido nas infecções, ainda que ligeiras, em que o exame direto é negativo.
Há técnicas diferentes para concentração de helmintos e cistos de protozoários.
DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE AMOSTRAS DE FEZES
DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE AMOSTRAS DE FEZES
Principais métodos de concentração:
Sedimentação espontânea: método de Hoffmann, Pons e Janer ou método de Lutz. Este método permite o encontro de ovos e larvas de helmintos e cistos de protozoários;
Sedimentação por centrifugação: Método de Blagg, conhecido por MIFC; Método de Ritchie, e o Coprotest. Usados para a pesquisa de cistos de protozoários e de ovos e larvas de helmintos.
Flutuação: Método de Willis. Indicado para pesquisa de ovos leves (ancilostomídeos). 
Centrífugo-flutuação: Método de Faust. Utilizado para pesquisa de cistos e oocistos de protozoários e de ovos leves.
Concentração de larvas de helmintos: Método de Baermann-Moraes e o método de Rugai usados para pesquisa de larvas de Strongyloides stercoralis.
HPJ: HOFFMAN, PONS E JANER
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 Método de sedimentação espontânea
Indicado principalmente para pesquisa de ovos de schistossoma mansoni 
e larvas de outros vermes.
HPJ- Técnica:
Diluir as fezes (2g) em água destilada (5 ml)
Acrescentar mais 20 ml de água
Filtrar a suspensão em gaze dobrada em quatro assentada sobre um funil para um 
cálice
Deixar sedimentar por 24 horas
Com o canudinho ou pipeta, depositar uma gota do sedimento sobre a lâmina e colocar 
lamínula
Observar com a objetiva de 40x.
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DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE AMOSTRAS DE FEZES
DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE AMOSTRAS DE FEZES
Método de Ritchie (sedimentação por centrifugação): permite o encontro de ovos e larvas de helmintos, cistos de protozoários.
Homogeneizar bem as fezes em formol 10%
Filtrar a suspensão em gaze cirúrgica dobradaem quatro em tubo cônico de 
centrifugação
Acrescentar 2ml de éter sulfúrico e agitar
vigorosamente
Centrifugar por 10 min a 3000rpm
Desprezar o sobrenadante
Acrescenta ao sedimento gotas de salina
Colocar em lâmina e examinar com a objetiva de 40x
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MÉTODO DE BAERMANN-MORAES
Funil
Gaze com as fezes
 Água (45 graus))
Tubo de borracha
Pinça
Método Baermann-Moraes
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Específico para isolamento e pesquisa de larvas de estrongiloides).
Concentração de larvas de helmintos por migração ativa, devido ao 
termotropismo e hidrotropismo positivos (água morna)
MÉTODO DE GRAHAN (FITA ADESIVA)
Pesquisa de ovos de Enterobius Vermicularis
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MÉTODOS DE COLORAÇÃO PARA PESQUISA DE PROTOZOÁRIOS
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- Coloração para coccídios intestinais: coloração de Ziehl-­‐ Neelsen e suas 
Modificações.
Ziehl neelsen modificado e azul de metileno
MÉTODOS DE COLORAÇÃO PARA PESQUISA DE PROTOZOÁRIOS
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CARACTERÍSTICAS DAS FORMAS PARASITÁRIAS ENCONTRADAS NO EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
Ascaris lumbricoides
Características das formas parasitárias encontradas no exame 
parasitológico de fezes
Adultas  Longas, robustas, cilíndricas, extremidades afiladas
Machos
	20 a 30cm
	cor leitosa
		vestíbulo bucal na extremidade anterior (3 fortes lábios com serrilha de dentículos)
	2 espículos (cópula)
	Extremidade posterior encurvada ≠ da fêmea
Fêmeas
	30 a 40cm
	Ovíparas – Mais de mil ovos-dia
	+ robustas
	cor leitosa
	Extremidade posterior retilínea
Ascaris lumbricoides
Ovos:
 20 a 30µm de largura;
Membrana mamilonada espessa;
Aspecto alongado com camada amarela-acastanhada.
A infecção se dá por ingestão de ovos viáveis. 
Ascaris lumbricoides
ANCILOSTOMÍDEOS
Ancylostoma duodenale:
Adultos cilindriformes com extremidade anterior curvada dorsalmente. Possuem ventosas que se fixam no ID.
 Dimorfismo sexual
 Macho: 8-11mm
Fêmeas: 10-18mm, extremidade posterior afilada com um pequeno processo espiniforme terminal
Ovos: 60x40µm- elipticos, de membrana fina e transparente, lisa com protoplasma dividido em 2 a 8 segmentos arredondados
Ovos eclodem no solo evoluindo para a forma infectante
 (larvas filarioides
Ovo de Ancilostomídeo
Strongyloides stercoralis
6 formas evolutivas:
Fêmea partenogenética Fêmea de vida livre Macho de vida livre Ovos
Larva filarióide-Infectante
Fêmea: única forma parasitária adulta
Larva rabditóide - Fezes frescas
Ovos visualizados pela técnica de Baerman-Moraes
Ovos: elípticos, parede fina e transparente, praticamente idênticos aos de
ancilostomídeos.
Origem:
Fêmea partenogenética 0,05mm Fêmea de vida livre 0,07mm.
Strongyloides stercoralis
LARVAS:
Larvas rabditóides:
Cutícula fina e hialina.
Cauda pontiaguda
Larvas filariódeis:
Cutícula fina e hialina.
Porção anterior afilada e posterior afina-se gradualmente terminando em duas pontas (cauda entalhada)  ≠ das larvas filarióides de ancilostomídeos, que é pontiaguda.
Forma infectante do parasito
Larvas de Strongyloides stercoralis
Ovos:
50-55µm de comprimento
Forma elíptica c/ poros salientes e transparentes nas extremidades (opérculos)
Casca c/ 3 camadas distinas: lipídica externa, quitinosa intermediária e vitelínica intetrna (resistência dos ovos no ambiente)
Trichuris trichiura
Ovo de Trichuris trichiura
Ovos de Trichuris trichiura e
Ovos de Ascaris lumbricoides
Enterobius vermicularis
Fêmea:
-1 cm de comprimento X 0,4mm de diâmetro
-Cauda pontiaguda e longa
Macho:
-5mm de comprimento x 0,2 mm de diâmetro
-Cauda recurvada em sentido ventral
Vermes amiúdes encontrados nas fezes
Fêmeas gravidas podem migrar para a região perianal 
Coleta pelo método de Grahan ou fita gomada
Enterobius vermicularis
Ovos de Enterobius vermicularis
Taenia sp e Hymenolopis
Taenia solium e Taenia saginata
Taenia solium:
Escólex globoso, com rostro e com dupla fileira de acúleos
Proglotes com ramificações uterinas pouco numerosas e do tipo dendrítico.
Taenia saginata:
Escólex quadrangular, sem rostro e sem acúleos
Proglotes com ramificações uterinas muito numerosas e do tipo dicotômico.
Ovos:
indistinguíveis
Ovos esféricos, com 
casca espessa e estrias 
radiais
Ovos Taenis sp
Hymenolepis nana
Verme adulto:
 3 a 5 cm
100 a 200 proglotes estreitas com genitália masculina e feminina
O escólex apresenta quatro ventosas e um rostro retrátil contendo de 20 a 30 acúleos
Ovos:
40 µm de diâmetro
carapaça e incolor
Membrana externa delgada envolvendo um espaço claro
Membrana interna envolve a oncosfera
Ovos de Hymenolepis nana
Ovo de Hymenolepis nana
Schistosoma mansoni
Schistosoma mansoni
150 µm x 60 µm
Formato oval
Espículo voltado para trás na parte mais larga.
Coloração amarelada
Ovo de Schistosoma mansoni
PROTOZOOSES
➜ Giardíase
Giardia lamblia
➜ Criptosporidiose
Cryptosporidium parvum
➜ Isosporíase
Isospora belli
➜ Amebíase
Entamoeba histolítica
TROFOZOÍTO
 Forma vegetativa
 Ativa
 Alimentação
 Reprodução
 Movimentação
CISTO
 Forma infectante
 Não se locomove
 Não	alimenta
 Resistente
Locomoção: pseudópodes Reprodução: divisão binária simples
PROTOZOOSES
Giardia lamblia
Trofozoíto:
	20µm X 10µm
	Formato de pêra
	Simetria bilateral
	Face dorsal é lisa e convexa e face ventral é côncava
	2 núcleos
	4 pares de flagelos
Cisto:
	12µm X 8µm
	Oval ou elipsóide
	2 ou 4 núcleos
Cistos de Giardia lamblia
Trofozoíto de Giardia lamblia
Entamoeba histolytica
Trofozoíto:
20 a 40 µm
Geralmente tem só 1 núcleo
Motilidade progressiva no exame a fresco
	Podem conter eritócidos ingeridos por fagocitose
Cistos:
8 a 20µm
Esféricos ou ovais
Até 4 núcleos
São a forma de resistência e disseminação da infecção.
Emitem pseudópodes grossos e digitiformes
Cisto de Entamoeba histolytica
APRESENTAÇÃO DOS RESULTADOS:
Idade:
Sexo:
Nome do paciente: Nome do médico: Data:
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
Consistência das fezes: dado não disponível (fezes no conservador) Método empregado: Ritchie
Resultado: não foram encontrados ovos ou larvas de helmintos, nem cistos ou trofozoítos de protozoários no material examinado.
Observação: coleta de três amostras em dias alternados.
APRESENTAÇÃO DOS RESULTADOS:
Idade:
Sexo:
Nome do paciente: Nome do médico: Data:
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
Consistência das fezes: pastosas Método empregado: HPJ
Resultado: Ovos de Ascaris lumbricoides Larvas de Strongyloides stercoralis Cistos de Giardia lamblia
DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE AMOSTRAS DE FEZES
RESUMO- DIAGNÓSTICO DE HELMINTOS E PROTOZOÁRIOS
INDICAÇÃO
MÉTODOS
ESTRUTURASOBSERVÁVEIS
Ascaridíase
HPJ,Ritchie
Ovos
Ancilostomíase
HPJ,Ritchie,Faust,Willis
Ovos
Tricuríase
HPJ,Ritchie,Faust,Willis
Ovos
Esquistossomose
HPJ,Ritchie,Kato-Katz
Ovos
Estrongioidíase
Baermann-Moraes,Rugai
Larvas
Enterobiose
Graham(fitaadesiva)
Ovos
Teníase
Tamização,Graham
Proglotes,Ovos
Giardíase
Fezes formadas:HPJ,Ritchie,Faust,WillisFezesdiarréicas:diretoa fresco
Cistos
Trofozoítos
Amebíase
Fezes formadas:HPJ,Ritchie,Faust,WillisFezesdiarréicas:diretoa fresco
Cistos
Trofozoítos
1. De Carli, G. A. Parasitologia clínica: seleção de métodos e técnicas de laboratório para o 
diagnóstico das parasitoses humanas. 2ª ed. São Paulo: Aheneu, 2007. 
2. NEVES, D. P. Parasitologia Humana. 9º e 10º ed - São Paulo: Atheneu, 1998 e 2000.
3. REY, L. Bases da Parasitologia médica. Rio de Janeiro –2º ed. -: Guanabara-Koogan, -1992.
4. Henry, Dignóstico clínico e tratamento por métodos laboratoriais. Editora Manole, 2012.
5. Lima, A.O. Métodos de laboratório aplicados à clínica. Editora Guanabara Koogan, 2001.
DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DE AMOSTRAS DE FEZESReferências Bibliográficas