Exames Parasitológicos de Fezes

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EXAMES 
PARASITOLÓGICOS 
DE FEZES 
UNICE- ENSINO SUPERIOR
INSTITUTO DE ENSINO SUPERIOR DE FORTALEZA – IESF
GRADUAÇÃO EM FARMÁCIA
EXAMES 
PARASITOLÓGICOS 
DE FEZES 
ALUÍSIO MENEZES FONTENELE
DANIEL RODRIGUES DOS SANTOS
FRANCISCA BERNADETE BALBINO BRAGA
FRANCISCA ALEANE ARAÚJO
TAYSE SILVA MOTA
INTRODUÇÃO
Exames parasitológicos de fezes são procedimentos 
objetivando detectar organismos dentro de amostras 
de fezes. Estes procedimentos utilizam critérios 
morfológicos, em vez de coprocultura ou testes 
bioquímicos. 
O exame pode ser feito para detectar proglotes e de vermes 
adultos ou para determinar a consistência das fezes, a 
presença de sangue, leucócitos, proteína, muco ou de 
restos alimentares. 
 
ORIENTAÇÃO FARMACÊUTICA 
SOBRE EPF 
❖COLETA E PRESERVAÇÃO DA AMOSTRA: tipo de 
recipiente, volume, idade da amostra, drogas e compostos 
químicos que podem interferir no resultado do exame.
 
❖Recipiente: deve ser limpo e seco, com boca larga, com 
vedação hermética para impedir o derrame, permitindo a 
preservação da umidade. Deve ter capacidade de 
aproximadamente 150 ml para que possa receber uma 
amostra significativa. 
ORIENTAÇÃO FARMACÊUTICA 
SOBRE EPF 
RECIPIENTE: Deve estar livre de antissépticos, de 
agentes germicidas, de gotas de óleo e de urina, para 
evitar a destruição das formas vegetativas. Fezes 
excretadas no solo não devem ser usadas, pois larvas de 
vida livre e outros contaminantes provenientes do solo 
podem confundir o diagnóstico. Fezes obtidas de vasos 
sanitários também não podem ser aproveitadas, devido 
ao risco de contaminação.
 
As fezes devem ser colocadas diretamente no frasco, ou 
em urinol e transferidas diretamente para o recipiente.
ORIENTAÇÃO FARMACÊUTICA 
SOBRE EPF 
Uso do antibiótico Tetraciclina Uso de contraste com sulfato de bário 
para exames radiológicos
ORIENTAÇÃO FARMACÊUTICA 
SOBRE PARASITOLOGIA DE FEZES: 
LAXANTES
ORIENTAÇÃO FARMACÊUTICA SOBRE 
EPF 
LAXANTES
ESTABILIDADE E PRESERVAÇÃO 
DAS AMOSTRAS
❖ O tempo de colheita das amostras influi bastante na 
identificação dos parasitos. Os trofozoítas dos 
protozoários se degeneram rapidamente após terem 
sido eliminados. 
Amostras líquidas: 30 minutos após a evacuação.
Amostras pastosas: Examinar uma hora após a evacuação. 
Amostras sólidas: Até 24 horas após a evacuação.
❖ Para preservar a morfologia dos protozoários e 
prevenir um contínuo desenvolvimento de alguns ovos 
e larvas de helmintos, as amostras fecais que não 
forem enviadas imediatamente ao laboratório, 
deverão ser fixadas.
 
ESTABILIDADE E PRESERVAÇÃO 
DAS AMOSTRAS
REFRIGERAÇÃO: a preservação das amostras poderá 
ser temporariamente feita por refrigeração (3 a 5° C) em 
recipiente hermeticamente fechado, para evitar o 
dessecamento. Nessas temperaturas os ovos e as larvas 
dos helmintos se manterão viáveis por vários dias. 
FIXADORES: a preservação permanente poderá ser 
conseguida com a utilização de vários fixadores como: 
1. Solução de formaldeído 5% ou 10%; 
2. Mertiolato-iodo-formaldeído (MIF);
3. Acetato de sódio-ácido acético-formaldeído (SAF); 
4. Fixador de Schaudinn. 
 
ESTABILIDADE E PRESERVAÇÃO DAS 
AMOSTRAS
SOLUÇÃO DE FORMALDEÍDO: são recomendadas duas 
concentrações: 5% para fixação de cistos de protozoários e 
10% para ovos e larvas de helmintos.
Vantagens:Mantém a morfologia dos organismos por longo 
período.
 
FIXADOR DE SCHAUDINN: essa solução é usado na 
preservação de fezes frescas ou amostras da superfície da 
mucosa intestinal.Preparação de esfregaços permanentes 
corados para a demonstração de protozoários intestinais.
Problema: presença do cloreto de mercúrio-II, substância 
tóxica, os frascos devem ser etiquetados como VENENO.
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
❖ EXAME DIRETO
 
1. Transferindo uma pequena porção de fezes, para a 
lâmina de microscopia. 
2. Colocar duas a três gotas de salina a 0,85% em uma 
lâmina de vidro se necessário.
3. Espalhar suavemente as fezes, fazendo um esfregaço, 
cobrir com lamínula e observar imediatamente ao 
microscópio.
❖ MÉTODO DE HOFFMAN, PONS e JANER 
(sedimentação espontânea) 
1. Colocar aproximadamente 2 g de fezes num copo 
descartável. e acrescentar 20 ml aproximadamente de água 
e homogeneizar as fezes totalmente com o auxílio de um 
bastão.
2. Filtrar para cálice de sedimentação, usando gaze 
dobrada 4 vezes e acrescentar mais água até que o nível 
líquido fique a aproximadamente 2 cm da borda do cálice. 
3. Deixar sedimentar, no mínimo, por 2 horas. Executar a 
leitura do sedimento entre lâmina e lamínula.
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
❖ MÉTODO DE HOFFMAN, PONS e JANER 
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
❖ MÉTODO DE RUGAI (hidro e termotropismo das 
larvas)
 
1. Retirar a tampa do recipiente que acondiciona as fezes 
e envolvê-lo em uma gaze dobrada em quatro, fazendo 
uma pequena "trouxa".
2. Colocar o material assim preparado, com a abertura 
voltada para baixo, num cálice de sedimentação, 
contendo água aquecida (42° a 45°C), em quantidade 
suficiente para entrar em contato com as fezes e deixar 
60 min em repouso.
3. Retirar cuidadosamente a trouxa, e colher o sedimento 
no fundo do cálice, com a ajuda de uma pipeta e 
examinar
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
❖ MÉTODO DE RUGAI (hidro e termotropismo das 
larvas)
❖ MÉTODO DE CULTURA EM PLACA DE ÁGAR 
 
1. Usar meio de ágar constituído de peptona de carne (10g/l), 
extrato de levedura (2g/l), peptona de caseína (5g/l), Infusão de 
carne (3g/l), cloreto de sódio (5g/l), ágar (1,5g/l), pH 7,3. 
2. Autoclavar o meio e distribuí-lo em placas de plástico de 9,0 
cm de diâmetro e 2,5 cm de profundidade. 
3. Embalar as placas de ágar em papel pardo, separadamente, e 
guardada-las em geladeira a 4 ° C. 
4. Aproximadamente 2g de fezes devem ser colocados na parte 
central das placas e, após serem fechadas, as tampas devem 
ser vedadas com fita adesiva para evitar contaminação. 
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
5. Manter as placas por 48 horas à temperatura ambiente. 
Em seguida, as tampas serão perfuradas com a ponta de 
uma pipeta Pasteur superaquecida e através do orifício, 
adicionados 5 ml de formol a 5%.
6. Todo o conteúdo líquido deverá ser aspirado das placas, 
transferido para tubo cônico plástico de 15 ml e 
centrifugado a 2000 rpm por 5 minutos.
7. Os sedimentos obtidos após a centrifugação, serão 
corados com solução de lugol e examinados ao 
microscópio óptico.
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
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MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
❖ MÉTODO DE HARADA e MORI 
 
Fundamento: Baseia-se no cultivo de larvas em papel de 
filtro. 
Indicação: Cultivo de larvas (Ancilostomídeos e 
Strongyloides stercoralis) existentes no material fecal. 
Materiais Necessários: - Amostra; - Tubo de ensaio (2,0 X 
20,0 cm); - Água destilada; - Papel de filtro; - Banho-maria a 
50°C; - Lâmina e lamínula; - Microscópio Óptico ou Lupa.
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
Procedimento Técnico:
1. Cortar papel de filtro em pedaços de 3cm de largura por 
15 cm de comprimento deixando as extremidades livres;
2. Distribuir, com auxílio de bastão de vidro ou espátula, 
aproximadamente 0,5g de amostra; 
 
3. Introduzir a tira de papel com a parte limpa para baixo, 
no tubo contendo água destilada suficiente para não 
alcançar a amostra;
4. Fechar o tubo e deixar em repouso a temperatura 
ambiente por 10 a 14 dias; 
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
5. Após este período, examinar a água do fundo do tubo 
para ver se existem larvas; 
6. Colocar o tubo em banho-maria a 50°C por 15 minutos 
para matar as larva s ou acrescentar gotas de lugol, 
retirando previamente o papel de filtro; 
7. Retirar as larvas e colocá -las entre lâmina e lamínula 
para identificação em aumento de 10 e 40X.
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
❖ MÉTODO DE WILLIS (flutuação) 
Fundamento: Concentração e flutuação de cistos de 
protozoários e ovos leves de helmintos em soluçãosaturada de cloreto de sódio ou açúcar . 
Indicação: Indicado na pesquisa de protozoários e ovos 
leves de helmintos (Ancilosto mídeos, Enterobius 
vermicularis, Trichuris trichiura). 
Materiais Necessários: - Amostra; - Água destilada; - 
Borrel; - Bastão de vidro; - Gaze cirúrgica dobrada em 
quatro partes; - Tubo de hemólise (120 x 12); - Solução 
saturada de Cloreto de sódio (1,2g/mL); - Lâminas para 
citologia e lamínulas 24x32mm; - Microscópio Óptico.
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
Procedimento Técnico:
 
1. Emulsionar em um Borrel, 5g de fezes em 
aproximadamente 10ml de água destilada. 
2. Completar o volume do Borrel com a solução para que a 
superfície líquida chegue até a borda do recipiente; 
3. Colocar uma lâmina de microscopia sobre a boca do 
recipiente de modo que sua face inferior seja banhada pelo 
líquido; 
4. Esperar por mais ou menos 5 minutos, suspender a 
lâmina bruscamente e invertê-la, cuidando para não 
derramar a película líquida que ficou aderida e onde estão 
concentrados os ovos e cistos; 
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
5. Acrescentar uma gota de lugol e cobrir com lamínula; 
6. Observar ao microscópio, focalizando inicialmente no 
aumento de 10 e depois 40X. 
7. Método simples e barato e de uso fácil no campo por 
dispensar o emprego da centrífuga.
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
❖ MÉTODO DE SHEATHER (flutuação com açúcar) 
 
O método de Sheather possui como princípio a flutuação 
em solução saturada de sacarose, isso aumenta a 
sensibilidade e diminui os artefatos fecais. A técnica é 
utilizada principalmente para a pesquisa de ovos leves 
como de Ancilostomídeos e para a pesquisa de oocistos. 
Material utilizado: Dois gramas de fezes; Solução de 
Sheather, na densidade de 1,2 g/mL; Solução fisiológica 
de NaCl à 0,9%; Gazes; Lâmina e lamínula de vidro; 
Bastão de vidro ou palitos descartáveis de madeira; Béquer 
(capacidade 100ml); Microscópio óptico; Tubos para 
centrífuga de 10mL; Pipeta automática 20µL; Centrífuga 
para tubos de 10mL.
 
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
❖ MÉTODO DE SHEATHER (flutuação com açúcar) 
 
A solução de sacarose foi fervida até ocorrer à clarificação, 
então o fenol foi adicionado. Em seguida colocada em 
temperatura ambiente até seu resfriamento para o uso.
Procedimento técnico:
1. A amostra fecal foi colocada em béquer com auxílio do 
bastão; 
2. Em seguida a amostra foi misturada com solução 
fisiológica, até ocorrer à fluidificação; 
3. Peneirou-se com o auxílio das gazes, para obter um 
material mais límpido; 
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
4. Os tubos plásticos de 10mL foram preenchidos até a 
metade com a suspensão filtrada; 
5. Adicionou-se uma quantidade igual da solução de 
Sheather; 
6. Realizou-se uma homogeneização do tubo por inversão;
7. O tubo foi levado para centrifugação durante 5 minutos a 
2500 RPM; Após centrifugação, a camada superficial do 
material foi retirada com o auxílio de uma pipeta automática 
de 20µL, foram montadas três lâminas para cada amostra; 
8. As lâminas foram examinadas com o auxílio do 
microscópio óptico nos aumentos de 200x e 400x
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
MÉTODO DE FAUST (flutuação com sulfato de zinco) 
 
1. Preparar uma suspensão, utilizando uma parte de 
fezes para 10 partes de água. 
2. Filtrar em gaze dobrada 4 vezes para um tubo de 
Wassermann (13 x 100mm). 
3. Centrifugar por 1 minuto a 2500 r.p.m.; decantar o 
sobrenadante, adicionar 2 a 3ml de água ao sedimento e 
misturar bem; acrescentar mais água, até atingir o volume 
inicial e misturar novamente. 
4. Repetir a operação de lavagem do sedimento (item 3), 
sempre completando o volume inicial, até que o 
sobrenadante fique claro. 
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
❖ MÉTODO DE FAUST (flutuação com sulfato de zinco) 
 
5. Decantar o líquido sobrenadante da última lavagem e 
misturar o sedimento com 2 a 3ml de solução de sulfato de 
zinco, com densidade de 1.180 (apr. 33g%); acrescentar 
mais solução de sulfato de zinco, até atingir o volume inicial 
e misturar.
 
6. Centrifugar por 1 minuto a 2500 r.p.m.
7. Retirar da película superficial da solução de sulfato de 
zinco, por meio de uma alça de platina, o material a ser 
examinado. Corar com lugol e examinar.
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
❖ MÉTODO DE FAUST (flutuação com sulfato de zinco) 
 
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
MÉTODO DE KATO-KATZ (quantitativo)
 
1. Colocar a tela sobre as fezes e pressioná-la com a espátula
2. Colocar a placa perfurada sobre uma lamínula e depositar no 
orifício da placa as fezes que passaram pelas malhas da tela. 
3. Comprimir as fezes no orifício da placa até que esteja 
completamente preenchido. Retirar a placa. 
4. Colocar a "lamínula" de celofane sobre o cilindro de fezes e 
inverter a preparação sobre uma superfície lisa, espalhando o 
material uniformemente entre lâmina e a lamínula de celofane.
MÉTODOS DE EXAMES 
PARASITOLÓGICOS
 5. Deixar a preparação em repouso durante 60 minutos, à 
temperatura ambiente. Contar todos os ovos e calcular o 
número por gr. de fezes x 24. 
 
 
Ovo de Ancylostomidae Ovo de Ancylostomidae 
(larvado)
Ovo de Trichuris trichiura Ovos de Ascaris lumbricoides
Ovo de Enterobius 
vermicularis
Ovo de Taenia sp. Ovo de Hymenolepis sp.
Larva rabditóide L1 ou L2 Larva filarióide L3 Larva filarióide L3 de 
Strrongyloides stercoralis
Giardia lamblia e Entamoeba 
histolytica/E dispar
DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO DE FEZES
PRANCHA: OVOS, LARVAS E CISTOS 
Ovo de Schistosoma 
mansoni
Fim!
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OBRIGADO!!