Crescimento microbiano

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Crescimento e 
controle microbiano
C A P Í T U L O
5
I Divisão celular bacteriana 144
II Crescimento populacional 149
III Mensurando o crescimento 
microbiano 154
IV Efeito da temperatura no 
crescimento microbiano 158
V Outros efeitos ambientais no 
crescimento microbiano 165
VI Controle do crescimento 
microbiano 171
microbiologiahoje
As primeiras células na Terra possuíam 
parede celular?
Há diversas formas diferentes de células no mundo bacteriano: 
bacilos, cocos, espiras e muito mais. Qual era a forma das 
primeiras células? A parede celular contendo peptideoglicano é a 
marca de células de bactérias, uma vez que define a morfologia 
da célula e impede a sua lise osmótica. Mas será que as primeiras 
células na Terra tinham paredes celulares?
A bactéria em forma de bastonete, Bacillus subtilis, tem sido 
utilizada como um modelo para o estudo da forma celular 
bacteriana, crescimento e morfogênese. As células de B. subtilis 
são relativamente grandes e de fácil visualização por microscopia 
de fluorescência (fotografias superiores, esquerda para a direita: 
marcação de DNA, proteína verde fluorescente e marcação 
de membrana). Além disso, a genética dessa bactéria é bem 
compreendida, permitindo aos pesquisadores a geração de vários 
mutantes.
Linhagens mutantes de B. subtilis que não possuem parede 
celular, denominadas formas L (do inglês, lack [ausente]), podem 
ser geradas e cultivadas em meios de cultura osmoticamente 
protegidos. Notavelmente, a conversão do tipo selvagem para a 
forma L requer apenas duas mutações
1
. Formas L não crescem 
pelo processo de fissão binária usual de bactérias em forma 
de bastonete, mas pela liberação de pequenas vesículas que 
aumentam lentamente e, por vezes, geram suas próprias vesículas 
(fotografia inferior). Tudo isso acontece independentemente 
das principais proteínas relacionadas à divisão celular e do 
citoesqueleto das células bacterianas, FtsZ e MreB.
As primeiras células da Terra quase certamente não se 
pareciam com as morfologicamente diversas bactérias e arqueias 
que conhecemos hoje, mas sim com as formas L de B. subtilis 
mostradas aqui. A ausência de parede celular teria permitido que 
as células iniciais se fundissem e facilmente trocassem genes. 
Com o surgimento de uma parede celular de peptideoglicano, uma 
barreira para maior troca genética teria sido estabelecida, mas a 
parede teria permitido às células explorar hábitats osmoticamente 
desprotegidos e evoluir diversas formas celulares, mais adequadas 
à exploração dos recursos nesses hábitats.
1
Errington, J. 2013. L-form bacteria, cell walls and the origins of life. Open Biology 
3:120143.
1 4 4 U N I D A D E 1 • A S B A S E S D A M I C R O B I O L O G I A
I ∙ Divisão celular bacteriana
Nos capítulos anteriores, discutimos a estrutura e função celulares (Capítulo 2) e os princípios da nutrição e meta-
bolismo microbianos (Capítulo 3). No Capítulo 4, aprendemos 
os importantes processos moleculares que codificam as estru-
turas e os processos metabólicos das células. Agora, iremos 
considerar como tudo isso se une para permitir a geração de 
novas células durante o crescimento microbiano.
O crescimento é o resultado da divisão celular e é o pro-
cesso final na vida de uma célula microbiana. O conhecimento 
do crescimento bacteriano nos deu uma nova visão sobre a di-
visão celular em organismos superiores e é útil para a criação 
de métodos de controle do crescimento microbiano.
5.1 Fissão binária
Em microbiologia, o crescimento é definido como um au-
mento no número de células. As células microbianas possuem 
tempo de vida limitado, e uma espécie é mantida apenas 
como resultado do crescimento contínuo de sua população. 
À medida que as macromoléculas acumulam-se no citoplas-
ma de uma célula, elas são agrupadas em importantes estru-
turas, como parede celular, membrana citoplasmática, flage-
los, ribossomos, complexos enzimáticos e assim por diante, 
eventualmente levando à divisão celular. Em uma cultura em 
crescimento de uma bactéria em forma de bastonete, como 
Escherichia coli, as células alongam-se até aproximadamente 
duas vezes o seu tamanho original e, então, formam uma par-
tição que divide a célula em duas células-filhas (Figura 5.1). Esse 
processo é chamado de fissão binária (“binário” expressa o 
fato de duas células originarem-se a partir de uma). Essa parti-
ção é chamada de septo e resulta de uma invaginação da mem-
brana citoplasmática e da parede celular de direções opostas; 
a formação do septo continua até a individualização das duas 
células-filhas. Há algumas variações no padrão geral da fissão 
binária. Em algumas bactérias, como Bacillus subtilis, o septo 
forma-se sem a constrição da parede celular, ao passo que no 
brotamento de Caulobacter a constrição ocorre, mas nenhum 
septo é formado. Entretanto, em todos os casos, quando uma 
célula eventualmente separa-se para formar duas células, dize-
mos que ocorreu uma geração, e o tempo requerido para esse 
processo é chamado de tempo de geração (Figura 5.1 e ver 
Figura 5.10).
Durante uma geração, todos os constituintes celulares au-
mentam proporcionalmente e as células estão em um cresci-
mento balanceado. Cada célula-filha recebe um cromossomo e 
cópias suficientes de ribossomos e todos os outros complexos 
macromoleculares, monômeros e íons inorgânicos para exis-
tir como uma célula independente. A partição da molécula de 
DNA replicada entre as duas células-filhas depende de o an-
coramento do DNA à membrana citoplasmática ser mantido 
durante a divisão, com a constrição levando à separação dos 
cromossomos, um para cada célula-filha (ver Figura 5.3).
O tempo de geração em uma dada espécie de bactéria é 
altamente variável, sendo dependente de fatores nutricionais 
e genéticos e da temperatura. Sob as melhores condições nu-
tricionais, o tempo de geração de uma cultura laboratorial de 
E. coli é de cerca de 20 minutos. Poucas bactérias podem cres-
cer mais rápido, com o detentor do recorde tendo 6 minutos 
de tempo de geração. Muitas bactérias crescem de forma mais 
lenta, com tempos de geração de horas ou dias sendo mais 
comuns. Na natureza, as células microbianas provavelmente 
crescem bem mais lentamente que suas velocidades máximas 
observadas em laboratório. Isso acontece uma vez que as con-
dições e os recursos necessários para seu crescimento ótimo 
em laboratório podem não estar presentes no hábitat natural 
e, diferente do crescimento de culturas puras, os microrganis-
mos na natureza vivem com outras espécies em comunidades 
microbianas e, assim, podem competir com seus vizinhos por 
recursos e espaço.
 • Resuma as etapas que levam à fissão binária em uma bactéria 
como Escherichia coli.
 • Defina o termo geração. Qual o significado do termo tempo de 
geração?
MINIQUESTIONÁRIO
5.2 Proteínas Fts e divisão celular
Uma série de proteínas presentes em todas as bactérias é es-
sencial para a divisão celular. Essas proteínas são chamadas de 
proteínas Fts, e uma proteína-chave, FtsZ, desempenha um 
papel crucial no processo de fissão binária. FtsZ é relacionada 
à tubulina, a importante proteína da divisão celular em euca-
riotos ( Seção 2.22), e é também encontrada na maioria das 
arqueias, mas não em todas. Outras proteínas Fts são encon-
tradas apenas em bactérias e não em arqueias, portanto a dis-
cussão aqui será restrita a bactérias. A bactéria gram-negativa 
Escherichia coli e a gram-positiva Bacillus subtilis têm sido as 
espécies-modelo bacterianas para o estudo dos eventos de di-
visão celular.
O divissomo
As proteínas Fts interagem na célula para formar um aparato 
de divisão chamado de divissomo. Em células bacilares, a for-
mação do divisomo inicia-se com a ligação de moléculas de 
FtsZ em um anel precisamente ao redor do centro da célula; 
Septo
U
m
a
 g
e
ra
ç
ã
o
Elongação 
celular
Formação 
do septo
Finalização do 
septo; formação 
de paredes; 
separação das 
células
Figura 5.1 Fissão bináriaem um procarioto bacilar. O número de 
células duplica-se a cada geração.
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esse anel será o plano de divisão da célula. Em uma célula de 
E. coli, cerca de 10 mil moléculas de FtsZ polimerizam-se para 
formar o anel, que atrai outras proteínas do divisomo, incluin-
do FtsA e ZipA (Figura 5.2). ZipA é uma âncora que conecta o 
anel FtsZ à membrana citoplasmática, promovendo sua estabi-
lização. FtsA, uma proteína relacionada à actina, uma impor-
tante proteína citoesquelética em eucariotos ( Seção 2.22), 
também auxilia na conexão do anel FtsZ à membrana cito-
plasmática e apresenta um papel adicional no recrutamento 
de outras proteínas do divisomo. O divisomo forma-se após 
três quartos do ciclo de divisão celular terem transcorrido. No 
entanto, antes da formação do divisomo, a célula já está em 
processo de elongação e o DNA encontra-se em replicação 
(ver Figura 5.3).
O divissomo também contém proteínas Fts necessárias à 
síntese de peptideoglicano, como FtsI (Figura 5.2). FtsI é uma 
das várias proteínas de ligação à penicilina presentes na célu-
la. As proteínas de ligação à penicilina recebem essa denomi-
nação pelo fato de sua atividade ser bloqueada pela penicilina 
(Seção 5.4). O divissomo coordena a síntese do novo material 
da membrana citoplasmática e da parede celular, denominado 
septo de divisão, no centro de uma célula bacilar, até que ela 
atinja o dobro de seu comprimento original. Após esse proces-
so, a célula elongada divide-se, originando duas células-filhas 
(Figura 5.1).
Replicação de DNA, proteínas Min e divisão celular
O DNA é replicado antes da formação do anel FtsZ (Figura 5.3), 
pois o anel é formado no espaço entre os nucleoides duplica-
dos; antes da segregação dos nucleoides, eles bloqueiam efeti-
vamente a formação do anel FtsZ. As proteínas MinC, MinD 
e MinE interagem para guiar FtsZ à porção central da célula. 
MinD forma uma estrutura em espiral na superf ície interna da 
membrana citoplasmática e auxilia o posicionamento de MinC 
na membrana citoplasmática. A espiral MinD oscila para a 
frente e para trás ao longo do eixo da célula em crescimento, 
e atua inibindo a divisão celular, uma vez que evita a formação 
do anel FtsZ (Figura 5.3). Simultaneamente, no entanto, MinE 
também oscila de um polo ao outro e, à medida que o faz, des-
loca MinC e MinD. Portanto, devido ao fato de MinC e MinD 
permanecerem por mais tempo nos polos que em quaisquer 
outras regiões da célula durante sua oscilação, geralmente o 
centro da célula exibe a menor concentração dessas proteínas. 
Como resultado, o centro celular torna-se o local mais permis-
sivo para a ligação de FtsZ e, portanto, o anel FtsZ forma-se 
nesse local. Por meio dessa série de eventos pouco usuais, as 
proteínas Min garantem a formação do divisomo somente no 
centro celular, e não nos polos da célula (Figura 5.3).
À medida que a elongação celular prossegue e a forma-
ção do septo é iniciada, as duas cópias dos cromossomos 
ATP
(b)
T. den Blaauwen & Nanne Nanninga, Univ. of Amsterdam
Anel FtsZ
Anel
FtsZ
ZipA
Membrana externa
Peptideoglicano
Membrana
citoplasmática
FtsA
GTP ADP +
Pi
GDP +
Pi
FtsI
FtsK
Membrana citoplasmática
Complexo
do divisomo
(a)
Figura 5.2 O anel FtsZ e a divisão celular. (a) Visão em corte de uma 
célula em forma de bacilo, apresentando o anel de moléculas de FtsZ ao redor 
do plano de divisão. A ampliação apresenta o arranjo das proteínas individuais 
do divisomo. ZipA corresponde a uma âncora para FtsZ; FtsI é uma proteína de 
biossíntese de peptideoglicano; FtsK auxilia na separação dos cromossomos; e 
FtsA é uma ATPase. (b) Surgimento e desaparecimento do anel FtsZ durante o 
ciclo celular de Escherichia coli. Microscopia: linha superior, contraste de fase; 
linha inferior, células coradas com um reagente específico para FtsZ. Eventos 
da divisão celular: primeira coluna, o anel FtsZ ainda não está formado; segun-
da coluna, aparecimento do anel FtsZ quando os nucleoides começam a ser 
segregados; terceira coluna, formação completa do anel FtsZ, à medida que a 
célula sofre elongação; quarta coluna, desaparecimento do anel FtsZ e divisão 
celular. Barra na fotografia superior à esquerda, 1 mm.
Parede celular
MinCD
Complexo
do divissomo
Anel FtsZ
Nucleoide
80
60
40
20
0
Minutos
Membrana
citoplasmática
Nucleoide
MinE
MinE
Septo
Figura 5.3 Eventos da replicação de DNA e divisão celular. A proteína 
MinE direciona a formação do anel FtsZ e do complexo do divisomo no plano 
de divisão celular. É apresentado um esquema de células de Escherichia coli 
crescendo com um tempo de geração de 80 minutos. MinC e MinD são mais 
abundantes nos polos da célula.
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são separadas, encaminhando-se para cada uma das células-
-filhas (Figura 5.3). FtsK, uma proteína Fts, e várias outras 
proteínas auxiliam nesse processo. Simultaneamente à cons-
trição celular, o anel FtsZ começa a sofrer despolimerização, 
promovendo a invaginação dos componentes da parede para 
formar o septo e separar as duas células-filhas. A atividade 
enzimática de Ftsz também hidrolisa guanosina trifosfato 
(GTP, um componente rico em energia) para gerar a energia 
necessária à polimerização e despolimerização do anel FtsZ 
(Figuras 5.2 e 5.3).
Há um grande interesse prático no entendimento dos 
detalhes da divisão celular bacteriana, pois esse conheci-
mento poderia proporcionar o desenvolvimento de novos 
medicamentos que tenham como alvo etapas específicas do 
crescimento de bactérias patogênicas. Da mesma forma que 
a penicilina (um fármaco que tem como alvo a síntese da pa-
rede celular bacteriana), medicamentos que interfiram com 
a função de proteínas Fts específicas ou de outras proteínas 
bacterianas relacionadas à divisão celular poderiam apresentar 
ampla aplicação na medicina clínica.
Replicação do genoma em células 
de crescimento rápido
Conforme aprendemos no Capítulo 4, a natureza circular do 
cromossomo de Escherichia coli e da maioria dos procariotos 
gera uma oportunidade para acelerar a replicação do DNA. 
Isso se deve ao fato de a replicação de genomas circulares 
ser bidirecional a partir da origem de replicação. Durante a 
replicação bidirecional, a síntese ocorre tanto na forma con-
tínua quanto descontínua em cada fita-molde, permitindo 
que o DNA seja replicado tão rapidamente quanto possível 
( Figura 4.17). Estudos da replicação cromossômica em 
E. coli têm mostrado que 40 minutos é o tempo mínimo re-
querido para a replicação do genoma e que isso independe do 
tempo de geração (Figura 5.4). Entretanto, isso cria um enigma 
em culturas de E. coli que crescem rapidamente, um organis-
mo que pode se dividir a cada 20 minutos sob condições óti-
mas. Sob taxas de crescimento tão rápidas, como a replicação 
do genoma é coordenada com a da própria célula?
A solução para este problema é que células de E. coli 
crescendo sob tempos de duplicação menores que 40 minu-
tos apresentam múltiplas forquilhas de replicação de DNA. 
Ou seja, uma nova rodada de replicação do DNA começa an-
tes que a última rodada tenha sido completada (Figura 5.4), e, 
além disso, alguns genes estão presentes em mais de uma có-
pia. Isso assegura que sob tempos de geração mais curtos que 
o tempo requerido para a replicação do genoma (um processo 
que ocorre a uma velocidade máxima constante), cada célula-
-filha receba uma cópia completa do genoma no momento da 
formação do septo.
Cromossomo
Cromossomo
Forquilha única de replicação
Múltiplas forquilhas de replicação
Tempo (min)
0 20 40 60
Tempo (min)
0 20 40 60
Tempo de geração, 1 h; tempo de replicação, 40 min.(a)
Tempo de geração, 20 min; tempo de replicação, 40 min.(b)
Figura 5.4 Replicação do genoma em células de Escherichia coli 
crescendo em tempos de geração de 60 ou 20 minutos. Em células se du-
plicando a cada 20 minutos, múltiplas forquilhasde replicação são necessárias 
para assegurar que cada célula-filha receba uma cópia completa do genoma, 
que leva 40 minutos para replicar.
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 • O que é o divisomo?
 • Como FtsZ encontra a porção central em uma célula bacilar?
 • Explique como o tempo de geração mínimo para a bactéria 
Escherichia coli pode ser menor que o tempo necessário para 
replicar seu cromossomo.
MINIQUESTIONÁRIO
5.3 MreB e morfologia celular
Da mesma forma que existem proteínas específicas que con-
duzem a divisão celular em procariotos, há proteínas espe-
cíficas que definem a forma da célula. Curiosamente, essas 
proteínas determinantes da forma exibem homologia signifi-
cativa com proteínas essenciais do citoesqueleto de células eu-
carióticas. Assim como os eucariotos, os procariotos também 
apresentam um citoesqueleto que é dinâmico e multifacetado.
Morfologia celular e MreB
O principal fator na determinação da morfologia em bactérias 
é uma proteína denominada MreB. MreB forma um citoes-
queleto simples em células de bactérias e em algumas poucas 
espécies de arqueias. MreB forma uma hélice de filamentos, 
localizada internamente à célula, imediatamente abaixo da 
membrana citoplasmática (Figura 5.5). Provavelmente, o cito-
esqueleto de MreB define a forma celular ao recrutar outras 
proteínas que coordenam o crescimento da parede celular em 
um padrão específico. A inativação do gene que codifica MreB 
em células de bactérias com morfologia bacilar torna as célu-
las cocoides. Além disso, a maioria das bactérias naturalmente 
em forma de coco são desprovidas do gene que codifica MreB, 
sendo, portanto, incapazes de produzir MreB. Isso sugere que a 
forma “padrão” de uma bactéria é mais semelhante a uma esfe-
ra. Variações no arranjo dos filamentos de MreB em células de 
bactérias não esféricas provavelmente são responsáveis pelas 
morfologias comuns de células procarióticas ( Figura 2.11).
Como MreB determina a forma celular? As estruturas 
helicoidais formadas pelo MreB (Figura 5.5a) não são estáti-
cas, entretanto, podem sofrer rotações dentro do citoplasma 
de uma célula em crescimento. Os peptideoglicanos recém-
-sintetizados (Seção 5.4) se associam com as hélices de MreB 
em pontos onde elas contatam a membrana citoplasmática 
(Figura 5.5a). Imagina-se que MreB direcione a síntese de 
uma nova parede celular para locais específicos ao longo do 
eixo de uma célula bacilar durante o crescimento. Isso per-
mite que a nova parede celular se forme em diversos pontos 
ao longo da célula, em vez de se formar a partir de um único 
ponto, no local exterior à FtsZ, como em bactérias esféri-
cas (ver Figura 5.3). Ao girar dentro do cilindro celular, ini-
ciando a síntese de parede celular no ponto onde contata a 
membrana citoplasmática, MreB direciona a síntese da nova 
parede, de maneira que uma célula em forma de bacilo só 
cresce ao longo de seu eixo mais comprido. 
Crescentina
Caulobacter crescentus, uma espécie de Proteobacteria em 
forma de vibrião ( Seção 7.12 e 14.21), sintetiza uma pro-
teína determinante da morfologia denominada crescentina, 
além da MreB. As cópias da proteína crescentina organizam-
-se em filamentos com cerca de 10 nm de largura, localizados 
na face côncava da célula curva. Acredita-se que o arranjo e a 
localização dos filamentos de crescentina sejam responsáveis 
pela morfologia curva característica da célula de C. crescentus 
(Figura 5.5c). Caulobacter é uma bactéria aquática que apre-
senta um ciclo de vida em que as células natatórias, denomina-
das expansivas, eventualmente formam uma haste, ligando-se 
às superf ícies. As células ligadas, então, sofrem divisão celular, 
formando novas células expansivas que são liberadas para co-
lonizar novos hábitats. As etapas do ciclo de vida são altamen-
te coordenadas em nível genético, e Caulobacter foi utilizado 
como um sistema-modelo para o estudo da expressão gênica 
na diferenciação celular ( Seção 7.12). Embora a crescentina 
pareça ser exclusiva de Caulobacter, proteínas similares têm 
Parede celular
FtsZ
Membrana
citoplasmática
Locais de síntese
da parede celular
MreB
A
le
x 
Fo
rm
st
on
e
C
hr
is
tin
e 
Ja
co
b
s-
W
ag
ne
r
(a)
(c)
(b)
Figura 5.5 MreB e crescentina como determinantes da morfologia 
celular. (a) A proteína MreB do citoesqueleto é análoga à actina e enrola-se 
como uma espiral ao longo do eixo maior de uma célula bacilar, estabelecendo 
contato com a membrana citoplasmática em vários locais (círculos vermelhos 
tracejados). Eles correspondem a locais de síntese da nova parede celular. 
(b) Fotomicrografia das mesmas células de Bacillus subtilis. À esquerda, con-
traste de fase; à direita, fluorescência. As células contêm uma substância que 
torna a proteína MreB fluorescente, aqui ilustrada em branco-brilhante. (c) Cé-
lulas de Caulobacter crescentus, uma célula naturalmente curva (em forma de 
vibrião). As células foram coradas a fim de exibir a crescentina (vermelho), uma 
proteína determinante da forma, a qual se encontra ao longo da superfície côn-
cava da célula, e com DAPI, que cora o DNA e, assim, a célula toda de azul.
1 4 8 U N I D A D E 1 • A S B A S E S D A M I C R O B I O L O G I A
sido observadas em outras células de morfologia helicoidal, 
como Helicobacter, uma bactéria patogênica. Esse fato sugere 
que essas proteínas podem ser necessárias à formação de cé-
lulas curvas.
Evolução da divisão e da forma celulares
Como os determinantes da divisão e da forma celulares em 
bactérias comparam-se àqueles de eucariotos? Curiosamen-
te, a proteína MreB é estruturalmente relacionada à proteína 
eucariótica actina, e FtsZ é relacionada à proteína eucariótica 
tubulina. A actina organiza-se em estruturas denominadas 
microfilamentos, que atuam como arcabouço no citoesqueleto 
da célula eucariótica e na divisão celular, ao passo que a tubu-
lina forma microtúbulos, que são importantes na mitose e ou-
tros processos ( Seção 2.22). Além disso, a proteína deter-
minante da forma crescentina em Caulobacter é relacionada 
às proteínas queratina que constituem os filamentos interme-
diários em células eucarióticas. Os filamentos intermediários 
são também componentes do citoesqueleto eucariótico, e 
genes codificando proteínas similares foram encontrados em 
algumas outras bactérias. Aparentemente, várias proteínas 
que controlam a divisão e morfologia de células eucarióticas 
possuem raízes evolutivas em células procarióticas. Entretan-
to, com exceção de FtsZ, genes codificando homólogos dessas 
proteínas parecem estar ausentes na maioria das arqueias.
 • Como o MreB controla a forma de uma bactéria em forma de 
bacilo?
 • Que proteína é responsável pelo controle da morfologia das 
células de Caulobacter?
 • Qual relação existe entre as proteínas do citoesqueleto de 
bactérias e eucariotos?
MINIQUESTIONÁRIO
5.4 Biossíntese de peptideoglicano
Em células de todas as espécies de bactérias que contêm pep-
tideoglicano, e a maioria delas contém, o peptideoglicano pre-
existente deve ser cortado temporariamente para permitir que 
o peptideoglicano recém-sintetizado seja inserido durante o 
processo de crescimento. Em cocos, o material da nova pare-
de celular cresce em direções opostas, a partir do anel FtsZ 
(Figura 5.6), enquanto em células em forma de bacilo, a nova 
parede celular cresce a partir de várias localizações ao longo 
do comprimento da célula (Figura 5.5a). Em ambos os casos, 
como o novo peptideoglicano é produzido e como ele chega 
ao exterior da membrana citoplasmática, onde se encontra a 
camada de peptideoglicano?
Biossíntese de peptideoglicano
O peptideoglicano pode ser considerado como um tecido resis-
tente ao estresse, semelhante a uma camada fina de borracha. 
A síntese do novo peptideoglicano durante o crescimento en-
volve a clivagem controlada do peptideoglicano preexistente, 
com a inserção simultânea dos precursores de peptideoglicano.Uma molécula lipídica carreadora, denominada bactoprenol, 
desempenha um importante papel na parte final desse pro-
cesso. O bactoprenol é um álcool C55 hidrofóbico que se liga 
ao precursor de peptideoglicano, composto por N-acetilgli-
cosamina/ácido N-acetilmurâmico/pentapeptídeo (Figura 5.7). 
O bactoprenol transporta os precursores do peptideoglicano 
através da membrana citoplasmática, tornando-os suficiente-
mente hidrofóbicos para atravessarem o interior da membrana.
Uma vez no periplasma, o bactoprenol interage com enzi-
mas denominadas transglicolases, que inserem os precursores 
no ponto de crescimento da parede celular e catalisam a forma-
ção da ligação glicosídica (Figura 5.8). Previamente, as pequenas 
aberturas existentes no peptideoglicano são feitas por enzimas 
denominadas autolisinas, as quais têm a função de hidroli-
sar as ligações que conectam a N-acetilglicosamina e o ácido 
N-acetilmurâmico no esqueleto do peptideoglicano. O novo 
material da parede celular é, então, adicionado por meio dessas 
aberturas (Figura 5.8a). A junção entre as formas novas e velhas 
do peptideoglicano forma uma saliência na superf ície celular 
de bactérias gram-positivas, que podem ser observadas como 
uma faixa de parede (Figura 5.6b). É essencial que a síntese do 
peptideoglicano seja um processo altamente coordenado. No-
vas unidades do tetrapeptídeo devem ser alocadas no peptideo-
glicano existente imediatamente após a atividade da autolisina, 
a fim de evitar uma ruptura na integridade do peptideoglicano 
no ponto de junção; uma quebra poderia causar a lise celular 
espontânea, chamada de autólise.
Septo
A
. U
m
ed
a 
e 
K
. A
m
ak
o
Anel FtsZ
Zona de crescimento
(b)
(a)
Faixas da parede
Figura 5.6 Síntese da parede celular em bactéria gram-positiva. 
(a) Localização da síntese da parede celular durante a divisão celular. Em co-
cos, a síntese da parede (ilustrada em verde) localiza-se em um único ponto 
(comparar com a Figura 5.5a). (b) Micrografia eletrônica de varredura de cé-
lulas de Streptococcus hemolyticus, apresentando as faixas na parede (setas). 
Cada célula apresenta cerca de 1 mm de diâmetro.
H3C C
CH3
CHCH2(CH2C CHCH2)9CH2C
CH3 CH3
CHCH2
O
P O–O
O
P O–O
OG M
Porção hidrofóbica
Precursor do
peptideoglicano
Figura 5.7 Bactoprenol (undecaprenol-difosfato). Essa molécula alta-
mente hidrofóbica carreia os precursores do peptideoglicano da parede celular 
através da membrana citoplasmática.
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Transpeptidação
A etapa final na síntese da parede celular consiste na trans-
peptidação. A transpeptidação forma as ligações peptídicas 
cruzadas entre os resíduos de ácido murâmico em cadeias 
adjacentes de glicano ( Seção 2.10 e Figuras 2.25 e 2.26). 
Em bactérias gram-negativas, como Escherichia coli, as liga-
ções cruzadas são formadas entre o ácido diaminopimélico 
(DAP) de um peptídeo e a d-alanina do peptídeo adjacente. 
Apesar de serem encontrados dois resíduos de d-alanina na 
extremidade do precursor de peptideoglicano, apenas um per-
manece na molécula final, enquanto o outro é removido du-
rante a transpeptidação (Figura 5.8b). Essa reação é exergônica 
(libera energia, Seção 3.4) e fornece a energia necessária 
para que a reação ocorra. Em E. coli, a proteína FtsI (Figura 
5.2a) funciona como uma traspeptidase.
A transpeptidação apresenta importância médica, uma 
vez que corresponde à reação inibida pelo antibiótico peni-
cilina. Várias proteínas de ligação à penicilina foram iden-
tificadas em bactérias, incluindo FtsI, citada anteriormente 
(Figura 5.2a). Quando a penicilina se liga às proteínas de liga-
ção à penicilina, essas proteínas são inativadas. Na ausência da 
transpeptidação em uma célula em crescimento, a ação contí-
nua de autolisinas (Figura 5.8) enfraquece o peptideoglicano, 
de forma que a célula eventualmente se rompe.
 • O que são autolisinas e por que são necessárias?
 • Qual a função do bactoprenol?
 • O que se entende por transpeptidação e por que ela é 
importante?
MINIQUESTIONÁRIO
II ∙ Crescimento populacional
Relembre que o crescimento é definido como um aumento no número de células em uma população. Assim, prosse-
guiremos considerando os eventos de crescimento e divisão 
em uma célula individual para compreender a dinâmica do 
crescimento em populações bacterianas.
5.5 Aspectos quantitativos do 
crescimento microbiano
Durante a divisão celular, uma célula transforma-se em duas. 
Durante o tempo necessário para que esse processo ocor-
ra (tempo de geração), o número total de células e a massa 
duplicam-se (Figura 5.1). Conforme veremos, o número de 
células em uma cultura bacteriana em crescimento pode ra-
pidamente tornar-se muito elevado, portanto daremos enfo-
que à maneira de lidar com esses grandes números em uma 
forma quantitativa.
Plotando dados de crescimento
Um experimento de crescimento iniciado com uma única 
célula, com tempo de geração de 30 minutos, é apresentado 
na Figura 5.9. Este padrão de aumento populacional, em que o 
número de células é duplicado a um intervalo de tempo cons-
tante, é denominado crescimento exponencial. Em um expe-
rimento desse tipo, quando o número de células é plotado em 
um gráfico de coordenadas aritméticas (lineares) em função 
do tempo, obtém-se uma curva de inclinação constantemente 
crescente (Figura 5.9b). Em contrapartida, quando o número 
de células é plotado em uma escala logarítmica (log10) em fun-
ção do tempo (um gráfico semilogarítmico), conforme ilustra-
do na Figura 5.9b, obtém-se uma linha reta. Essa função linear 
reflete o fato de que as células estão crescendo exponencial-
mente e a população está se duplicando em um intervalo de 
tempo constante.
P P
G
G G G G
G
G G
M M M MM M
M M
M
M M M
M
G G G G
G
G G
G
M
G
M
G
M
G
M
Bactoprenol
Pentapeptídeo
(a)
Membrana 
citoplasmática
Peptideoglicano
Exterior
Interior
L-Ala L-AlaD-Glu D-Glu
L-AlaD-Glu
D-Ala 
D-Ala
D-Ala
DAP DAP
D-Ala
L-Ala D-AlaD-Glu DAP DAP
(b)
P
Ponto de crescimento 
da parede celular
Atividade da 
autolisina
Atividade da 
transglicolase
P P
P
Transpeptidação
Figura 5.8 Síntese de peptideoglicano. (a) Transporte dos precursores 
de peptideoglicano através da membrana citoplasmática para o ponto de cres-
cimento da parede celular. A autolisina cliva as ligações glicosídicas no peptide-
oglicano preexistente, enquanto a glicolase as sintetiza, ligando o peptideoglica-
no antigo ao novo. (b) A reação de transpeptidação, que forma a ligação cruzada 
final entre duas cadeias de peptideoglicano. A penicilina inibe essa reação.
1 5 0 U N I D A D E 1 • A S B A S E S D A M I C R O B I O L O G I A
Gráficos semilogarítmicos também são convenientes para 
estimar os tempos de geração de uma cultura a partir de um 
conjunto de dados de crescimento, uma vez que o tempo de 
geração pode ser consultado diretamente a partir do gráfico, 
conforme apresentado na Figura 5.10. Por exemplo, quando 
dois pontos na curva que representa duplicação de uma célula 
no eixo Y são selecionados e linhas verticais são desenhadas 
a partir deles até interceptar o eixo X, o intervalo de tempo 
mensurado no eixo X é o tempo de geração (Figura 5.10b).
A matemática e as expressões do crescimento
O aumento no número de células de uma cultura bacteria-
na em crescimento exponencial pode ser expresso com ma-
temática simples baseada em uma progressão geométrica de 
quociente 2. Quando uma célula se divide, originando duas 
células, expressamos esse processo como 20 S 21. Quando 
duas células originam quatro, esse processo é expresso como 
21 S 22, e assim por diante (Figura 5.9a). Há uma relação fixa 
entre o número de células inicialmente presentes em uma cul-
tura e o número presente após um período de crescimento ex-
ponencial; essa relação pode ser expressa como
N 5 N02
n
em que N corresponde ao número final de células, N0 repre-
senta o número inicial decélulas e n é o número de gerações 
formadas durante o período de crescimento exponencial. 
O tempo de geração (g) da população em crescimento expo-
nencial corresponde a t/n, em que t refere-se à duração do 
crescimento exponencial, sendo expresso em dias, horas ou 
minutos. A partir do conhecimento dos números inicial e final 
de células em uma população em crescimento exponencial, é 
possível calcular n e, a partir de n e do conhecimento de t, o 
tempo de geração, g.
A equação N 5 N02
n pode ser expressa em termos de n, 
tomando os logaritmos de ambos os lados, como a seguir:
Usando esta última expressão, é possível calcular os 
tempos de geração em termos de quantidades mensuráveis, 
N e N0. Para exemplificar, considere os dados reais de cresci-
mento do gráfico ilustrado na Figura 5.10b, no qual N 5 108, 
N0 5 5 3 10
7 e t 5 2:
n 5 3,3 [log(108) – log (5 3 107)]
5 3,3 (8 – 7,69) 5 3,3 (0,301) 5 1
Assim, nesse exemplo, g 5 t/n 5 2/1 5 2 h. Se o crescimento 
exponencial prosseguisse por mais duas horas, o número de 
células seria 2 3 108. Após duas horas, o número de células 
seria 4 3 108, e assim por diante. Além de determinar o tempo 
de geração de uma cultura em crescimento exponencial por 
inspeção dos dados gráficos, o g pode também ser calculado 
diretamente a partir da inclinação da função linear obtida em 
um gráfico semilogarítmico de crescimento exponencial. A in-
clinação é calculada como 0,301 n/t (ou 0,301/g). No exemplo 
acima, a inclinação seria então 0,301/2, ou 0,15. Uma vez que g 
é igual a 0,301/inclinação, obtemos o mesmo valor de 2 para g. 
O termo 0,301/g é denominado taxa específica de crescimento, 
abreviada por k.
Outra expressão útil de crescimento pode ser calculada a 
partir desses dados. Por exemplo, a recíproca do tempo de ge-
ração, denominada taxa de divisão, abreviada por v. A taxa de 
divisão é igual a 1/g, apresentando unidades de horas recípro-
cas (h–1). Isso significa que, enquanto o termo g é uma medida 
do tempo necessário para uma população dobrar o número de 
células, v é uma medida do número de gerações por unidade 
de tempo, em uma cultura em crescimento exponencial. A in-
clinação da reta relacionando o log do número de células ao 
tempo (Figura 5.10) é igual a v/3,3. De posse dos valores de n 
e t, pode-se calcular g, k e v para diferentes microrganismos, 
crescendo em diferentes condições de cultura. Esses cálculos 
são úteis para otimizar as condições de cultivo de um organis-
mo recentemente isolado e também para avaliar os efeitos po-
sitivos e negativos de algum tratamento sobre a cultura bacte-
riana. Por exemplo, comparando-se a um controle não tratado, 
os fatores que estimulam ou inibem o crescimento podem ser 
identificados mensurando-se seu efeito sobre os vários parâ-
metros de crescimento aqui discutidos.
As consequências do crescimento exponencial
Durante o crescimento exponencial, inicialmente o aumento 
no número de células é relativamente lento, porém posterior-
mente torna-se acelerado. Nos estágios finais do crescimento, 
observa-se um aumento significativo do número de células. 
Por exemplo, no experimento apresentado na Figura 5.9, a 
taxa de produção de células nos primeiros 30 minutos de cres-
cimento corresponde a uma célula a cada 30 minutos. Entre-
tanto, entre 4 e 4,5 horas de crescimento, a taxa de produção 
(a)
(b)
Número total
de células
1
2
4
8
16
32
64
128
Tempo
(h)
Número total
de células
Tempo
(h)
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
N
úm
er
o 
d
e 
cé
lu
la
s
(e
sc
al
a 
lo
ga
rít
m
ic
a)Aritmética
Logarítmica
1
N
úm
er
o 
d
e 
cé
lu
la
s
(e
sc
al
a 
ar
itm
ét
ic
a)
Tempo (h)
0 1 2 3 4 5
500
1.000
103
102
10
100
4
4,5
5
5,5
6
.
.
10
256 (28)
512 (29)
1.024 (210)
2.048 (211)
4.096 (212)
.
.
1.048.576 (220)
Figura 5.9 Taxa de crescimento de uma cultura microbiana. (a) Dados 
de uma população que se duplica a cada 30 minutos. (b) Dados plotados em 
escalas aritmética (ordenada à esquerda) e logarítmica (ordenada à direita).
C A P Í T U L O 5 • C R E S C I M E N T O E C O N T R O L E M I C R O B I A N O 1 5 1
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 1
de células é consideravelmente maior, com 256 células a cada 
30 minutos, e entre 5,5 e 6 horas o crescimento corresponde a 
2.048 células a cada 30 minutos (Figura 5.9). Assim, o número 
de células em culturas bacterianas de laboratório pode tornar-
-se rapidamente muito elevado, com um tamanho populacio-
nal final de > 109 células/mL não sendo incomum.
Além de ser uma construção teórica, o crescimento ex-
ponencial pode ter implicações na vida cotidiana. Considere 
algo tão comum como a deterioração do leite. As bactérias do 
ácido láctico, responsáveis pelo sabor azedo do leite estragado, 
contaminam o leite durante a coleta e estão no leite fresco e 
no pasteurizado em menor número; esses organismos crescem 
lentamente na temperatura de geladeira (4oC), mas rapida-
mente à temperatura ambiente. Se uma garrafa de leite fres-
co é deixada à temperatura ambiente durante a noite, algum 
ácido láctico é produzido, mas não em quantidade suficiente 
para afetar a qualidade do leite. Entretanto, se o leite coletado 
há uma semana, que agora contém o crescimento bacteriano 
acumulado de uma semana e, portanto, um número bem mais 
elevado de células, é deixado sob as mesmas condições, uma 
enorme quantidade de ácido láctico é produzida, resultando 
na deterioração.
 • O que é um gráfico semilogarítmico e quais informações 
podem ser obtidas a partir dele?
 • Faça a diferenciação entre os termos “taxa específica de 
crescimento” e “tempo de geração”.
 • Se em um período de 8 horas uma população de células em 
crescimento exponencial aumenta de 5 3 10
6
 células/mL para 
5 3 10
8
 células/mL, calcule os valores de g, n, v e k.
MINIQUESTIONÁRIO
5.6 O ciclo de crescimento
Os dados apresentados nas Figuras 5.9 e 5.10 refletem apenas 
uma parte do ciclo de crescimento de uma população micro-
biana, a parte denominada crescimento exponencial. Por diver-
sas razões, um organismo crescendo em um recipiente fechado, 
como um tubo ou frasco (uma cultura em batelada), não pode 
continuar crescendo exponencialmente de forma indefinida. 
Em vez disso, uma curva de crescimento típica de uma popula-
ção de células é obtida, conforme ilustrado na Figura 5.11. A cur-
va de crescimento descreve um ciclo de crescimento completo, 
incluindo as fases lag, exponencial, estacionária e de morte.
Fase lag
Quando uma população microbiana é inoculada em um novo 
meio, o crescimento é iniciado somente após um período de 
tempo, denominado fase lag. Esse intervalo pode ser breve ou 
longo, dependendo do histórico do inóculo e das condições de 
crescimento. Se uma cultura em crescimento exponencial for 
transferida ao mesmo meio, nas mesmas condições de cres-
cimento (temperatura, aeração, entre outros), a fase lag não 
necessariamente ocorre e o crescimento exponencial começa 
imediatamente. Entretanto, se o inóculo for proveniente de 
uma cultura antiga, em geral haverá uma fase lag, uma vez que 
as células encontram-se depletadas de vários constituintes es-
senciais, requerendo tempo para sua biossíntese. Uma fase lag 
também é observada quando o inóculo é de baixa viabilida-
de (poucas células vivas) ou consiste em células que sofreram 
algum tipo de dano, mas não foram mortas, decorrente de 
algum agente estressante, como altas e baixas temperaturas, 
radiação ou compostos químicos tóxicos.
Uma fase lag também é observada quando uma população 
microbiana é transferida de um meio de cultura rico para um 
mais pobre; por exemplo, de um meio complexo a um meio 
definido ( Seção 3.2). Para crescerem em qualquer meio de 
cultura, as células devem dispor de um conjunto completo de 
enzimas necessárias à biossíntese dos metabólitos essenciais 
não fornecidos por aquele meio. Assim, quando transferidas 
para um meio onde os metabólitos essenciais devem ser bios-
sintetizados, há uma demanda de tempo para a síntese das 
novas enzimas requeridas e para a produção de umapequena 
quantidade inicial de cada metabólito.
Fase exponencial
Conforme vimos na Seção 5.5, durante a fase exponencial de 
crescimento, a população celular duplica-se a intervalos regu-
lares por um período curto ou longo, dependendo dos recur-
sos disponíveis e de outros fatores. Células em crescimento 
exponencial geralmente encontram-se nas condições mais 
saudáveis e, por essa razão, são preferencialmente utilizadas 
para estudos enzimáticos ou de outros componentes celulares.
4 3 107
2 3 107
0 1 2 3 4 5 6
C
él
ul
as
/m
L
n
–n
(a)
(b)
1 3 108
0 1 2 3 4 5
8 3 107
6 3 107
4 3 107
3 3 107
2 3 107
1 3 107
Tempo (h)
Tempo (h)
C
él
ul
as
/m
L
2 h
População duplica 
a cada 6 h
t = 6 h
n = 1
g = t = 6 h
t = 2
n = 1
g = t = 2 h
Inclinação = 0,15
Inclinação = 0,05
População 
duplica a 
cada 2 h
Figura 5.10 Cálculo dos parâmetros de crescimento microbiano. 
Método para estimar os tempos de geração (g) de populações em crescimento 
exponencial, com tempos de geração de (a) 6 h e (b) 2 h, a partir de dados plo-
tados em gráficos semilogarítmicos. A inclinação de cada reta é igual a 0,301/g, 
e n representa o número de gerações formadas no intervalo de tempo, t. To-
dos os números estão expressos de acordo com a notação científica, isto é, 
10.000.000 equivale a 1 3 107, 60.000.000 a 6 3 107, e assim por diante.
1 5 2 U N I D A D E 1 • A S B A S E S D A M I C R O B I O L O G I A
As taxas de crescimento exponencial variam amplamente, 
sendo influenciadas pelas condições ambientais (temperatura, 
composição do meio de cultura), bem como pelas característi-
cas genéticas do próprio organismo. Em geral, os procariotos 
crescem mais rapidamente que os microrganismos eucarió-
ticos, e os eucariotos menores crescem mais rapidamente do 
que os maiores. Esse fato nos recorda do conceito discutido 
anteriormente em relação à proporção superf ície-volume. 
Lembre-se de que as células menores apresentam uma maior 
capacidade de permuta de nutrientes e produtos de excreção, 
quando comparadas às células maiores, e essa vantagem meta-
bólica pode afetar significativamente seu crescimento e outras 
propriedades ( Seção 2.6).
Fase estacionária e de morte
Em uma cultura em batelada, o crescimento exponencial não 
pode ser mantido indefinidamente. Considere o fato de que 
uma única célula bacteriana, pesando apenas um trilionési-
mo (10–12) de grama e crescendo exponencialmente com um 
tempo de geração de 20 minutos, produziria, se permitida 
crescer exponencialmente em uma cultura em batelada por 
48 horas, uma população de células cujo peso seria 4 mil ve-
zes superior ao peso da Terra! Obviamente, essa situação é 
impossível, e o crescimento torna-se limitado nessas culturas 
porque ou um nutriente essencial no meio de cultura é deple-
tado ou os produtos de excreção do organismo acumulam-se. 
Quando o crescimento exponencial cessa por uma (ou am-
bas) dessas razões, a população atinge a fase estacionária (Fi-
gura 5.11).
Na fase estacionária, não se observa aumento ou diminui-
ção líquidos no número de células, portanto a taxa de cresci-
mento da população corresponde a zero. Apesar da interrup-
ção no crescimento, o metabolismo energético e os processos 
biossintéticos podem continuar em células na fase estacioná-
ria, mas normalmente a uma taxa muito reduzida. Algumas 
células podem até mesmo se dividir durante a fase estacio-
nária, porém não há aumento líquido no número de células. 
Isso ocorre porque algumas células da população crescem, ao 
passo que outras morrem; os dois processos equilibram-se um 
ao outro (crescimento críptico). No entanto, cedo ou tarde a 
população entrará na fase de morte do ciclo de crescimento 
celular, que, assim como a fase exponencial, ocorre como uma 
função exponencial (Figura 5.11). Todavia, normalmente a 
taxa de morte celular é muito mais lenta do que a taxa de cres-
cimento exponencial, e células viáveis podem permanecer em 
uma cultura por meses ou até mesmo anos.
As fases do crescimento bacteriano, apresentadas na 
Figura 5.11, refletem eventos que ocorrem em uma população 
de células, e não em células individuais. Assim, os termos fase 
lag, fase exponencial e assim por diante não se aplicam a célu-
las individuais, mas somente a populações de células. O cresci-
mento de uma célula individual é um pré-requisito necessário 
ao crescimento da população. No entanto, o crescimento da 
população é mais relevante para a ecologia de microrganis-
mos, uma vez que as atividades microbianas mensuráveis re-
querem populações microbianas, e não somente uma célula 
microbiana individual.
 • Em que fase da curva de crescimento as células se dividem 
em um período de tempo constante?
 • Sob quais condições a fase lag poderia não ocorrer?
 • Por que as células entram em fase estacionária?
MINIQUESTIONÁRIO
5.7 Cultura contínua
Até o momento, nossa discussão sobre crescimento populacio-
nal restringiu-se às culturas em batelada. O ambiente em uma 
cultura em batelada está constantemente mudando devido ao 
consumo de nutrientes e produção de excretas. É possível con-
tornar essas mudanças em um dispositivo de cultura contínua. 
Diferente de uma cultura em batelada, que é um sistema fecha-
do, uma cultura contínua é um sistema aberto. Em um frasco 
de cultura em crescimento contínuo, um volume de meio fres-
co é adicionado a uma taxa constante, enquanto o mesmo vo-
lume de meio de cultura usado (que também contém células) é 
removido na mesma taxa. Quando em equilíbrio, o volume do 
frasco de crescimento, o número de células e a quantidade de 
nutrientes/excretas permanecem constantes e a cultura atinge 
um estado de equilíbrio.
0,75
1,0
0,50
0,25
0,1
Turbidez
(densidade óptica)
Organismos viáveis
MorteEstacionáriaExponencialLag
Fases de crescimento
Tempo
10
9
8
7
6
D
en
si
d
ad
e 
óp
tic
a 
(D
O
)
C
on
ta
ge
m
 d
e
vi
ab
ili
d
ad
e 
lo
g 1
0/
m
L
Figura 5.11 Curva de crescimento típica de uma população bacteria-
na. Uma contagem de viáveis mede as células presentes na cultura capazes 
de se reproduzir. A densidade óptica (turbidez), uma medida quantitativa da 
dispersão de luz por uma cultura líquida, aumenta de acordo com o aumento 
do número de células.
C A P Í T U L O 5 • C R E S C I M E N T O E C O N T R O L E M I C R O B I A N O 1 5 3
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 1
O quimiostato
O tipo mais comum de equipamento para culturas contínuas 
é o quimiostato, um dispositivo no qual tanto a taxa de cres-
cimento (quão rapidamente as células se dividem) quanto a 
densidade celular (quantas células por mL são obtidas) podem 
ser controladas independentemente (Figura 5.12). Dois fatores 
governam a taxa de crescimento e a densidade celular, respec-
tivamente: (1) a taxa de diluição, que é a taxa com a qual o 
meio fresco é adicionado e o meio usado é removido; e (2) a 
concentração de um nutriente limitante, como uma fonte de 
carbono ou nitrogênio, presente no meio estéril introduzido 
no frasco do quimiostato.
Em uma cultura em batelada, a concentração de nutrien-
tes afeta tanto a taxa de crescimento quanto a eficiência de 
crescimento (Figura 5.13). Em concentrações muito baixas de 
um determinado nutriente, a taxa de crescimento é submá-
xima, porque o nutriente não pode ser transportado para o 
interior da célula rápido o suficiente para satisfazer a demanda 
metabólica. Em concentrações mais elevadas, a taxa máxima 
de crescimento pode ser obtida, porém a densidade celular 
pode continuar a aumentar proporcionalmente à concentra-
ção de nutrientes presentes no meio (Figura 5.13). Em um qui-
miostato, no entanto, a taxa e a eficiência de crescimento são 
controladas independentemente: a taxa de crescimento pela 
taxa de diluição, e a eficiência de crescimento pela concentra-
ção de um nutriente limitante.
Variando os parâmetros do quimiostato
Os efeitos no crescimento microbiano da variação na taxa de 
diluição e concentração do nutriente limitante em um qui-
miostato são apresentados na Figura 5.14. Comopode ser ob-
servado, há uma ampla faixa na qual a taxa de diluição con-
trola a taxa de crescimento. Entretanto, em taxas de diluição 
muito baixas ou muito altas, o estado de equilíbrio é rompido. 
Em uma taxa de diluição muito alta, o organismo não conse-
gue crescer com velocidade suficiente para manter sua dilui-
ção, sendo eliminado do quimiostato. Em contrapartida, em 
uma taxa de diluição muito baixa, as células podem morrer 
por desnutrição, uma vez que o nutriente limitante não está 
sendo adicionado com velocidade suficiente para suportar o 
metabolismo celular mínimo. No entanto, entre esses limites, 
diferentes taxas de crescimento podem ser obtidas simples-
mente variando-se a taxa de diluição.
A densidade celular em um quimiostato é controlada por 
um nutriente limitante, da mesma forma que em uma cultura 
em batelada (Figura 5.13). Se a concentração desse nutriente 
no meio em que está sendo introduzido for aumentada a uma 
taxa de diluição constante, a densidade celular aumentará, po-
rém a taxa de crescimento permanecerá a mesma. Assim, pela 
variação da taxa de diluição do quimiostato e da concentração 
de nutrientes, pode-se estabelecer populações celulares diluí-
das (p. ex., 105 células/mL), moderadas (p. ex., 107 células/mL) 
ou densas (p. ex., 109 células/mL), crescendo em qualquer taxa 
de crescimento específica.
Meio fresco do
reservatório
Ar ou outro
gás estéril
Regulador da
taxa de fluxo
Efluente contendo
células microbianas
Espaço
gasoso
Frasco de
cultura
Cultura
Saída de
excedente
Figura 5.12 Representação esquemática de um dispositivo de cul-
tura contínua (quimiostato). A densidade da população é controlada pela 
concentração do nutriente limitante no reservatório, ao passo que a taxa de 
crescimento é controlada pela taxa de fluxo. Esses dois parâmetros podem ser 
ajustados pelo operador.
Tempo de duplicação
5
4
3
2
1
Concentração bacteriana
0,50,25 0,75
0
2
4
6
Taxa de diluição (h–1)
Te
m
p
o 
d
e 
d
up
lic
aç
ão
 (h
)
C
on
ce
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ra
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b
ac
te
ria
na
 e
m
es
ta
d
o 
d
e 
eq
ui
líb
rio
 (g
/L
)
0
0
1,0
Descarte
Estado de equilíbrio
Figura 5.14 Relações de estado de equilíbrio em um quimiostato. 
A taxa de diluição é determinada pela taxa de fluxo e pelo volume do frasco de 
cultura. Assim, em um frasco de 1.000 mL, com uma taxa de fluxo através do 
frasco de 500 mL/h, a taxa de diluição seria de 0,5 h–1. Observe que, em altas 
taxas de diluição, o crescimento não é capaz de contrabalançar a diluição, e a 
população é eliminada. Observe também que, embora a densidade populacio-
nal permaneça constante durante o estado de equilíbrio, a taxa de crescimento 
(tempo de duplicação) pode variar em grande escala.
0 0,1 0,2 0,3 0,4
Apenas a eficiência é afetada
Concentração de nutrientes (mg/mL)
0,5
Ta
xa
 d
e 
cr
es
ci
m
en
to
 ( 
 
 
 
)
E
fic
iê
nc
ia
 d
e 
cr
es
ci
m
en
to
 ( 
 
 
 
 )Taxa e eficiência
de crescimento
afetadas
Figura 5.13 O efeito dos nutrientes no crescimento. Relação entre 
concentração de nutriente, taxa de crescimento (curva em verde) e eficiência 
de crescimento (curva em vermelho) de uma cultura em batelada (sistema fe-
chado). Apenas em baixas concentrações de nutrientes tanto a taxa de cresci-
mento quanto a eficiência de crescimento são afetadas.
1 5 4 U N I D A D E 1 • A S B A S E S D A M I C R O B I O L O G I A
Usos experimentais do quimiostato
Uma vantagem prática do quimiostato é o fato de a população 
celular poder ser mantida na fase exponencial de crescimento 
por longos períodos, dias e até mesmo semanas. Células em 
fase exponencial são geralmente as mais desejáveis para ex-
perimentos fisiológicos, e podem estar disponíveis a qualquer 
momento, quando crescem em um quimiostato. Além disso, 
podem ser feitas repetições dos experimentos, sabendo-se que 
a cada momento a população de células será praticamente a 
mesma. Após uma amostra ser removida do quimiostato, é ne-
cessário um período de tempo para que o frasco retorne ao seu 
volume original e para o estado de equilíbrio ser novamente 
alcançado. Uma vez que esse processo tenha ocorrido, o frasco 
encontra-se pronto para nova amostragem.
O quimiostato tem sido utilizado tanto na ecologia como 
na fisiologia microbiana. Por exemplo, uma vez que o quimios-
tato pode mimetizar facilmente situações de baixa concen-
tração de substrato, que são frequentemente encontradas na 
natureza, é possível testar quais organismos em culturas mis-
tas de composição conhecida podem melhor sobreviver sob 
limitações nutricionais. Isso pode ser realizado por meio do 
monitoramento das alterações que ocorrem na comunidade 
microbiana em função da variação das condições nutricionais. 
Os quimiostatos têm sido também empregados no enriqueci-
mento e isolamento de bactérias da natureza. A partir de uma 
amostra natural, uma população estável pode ser selecionada 
mediante a escolha de condições nutricionais e da taxa de di-
luição, aumentando-se lentamente a taxa de diluição até que 
somente um único organismo permaneça. Nesse sentido, 
microbiologistas analisando as taxas de crescimento de dife-
rentes bactérias do solo isolaram um organismo apresentando 
tempo de duplicação de 6 minutos – a bactéria com cresci-
mento mais rápido já descrita!
 • Como os microrganismos presentes em um quimiostato 
diferem dos microrganismos em uma cultura em batelada?
 • O que ocorre em um quimiostato se a taxa de diluição exceder 
a taxa de crescimento máximo do organismo?
 • A utilização de um quimiostato requer o emprego de culturas 
puras?
MINIQUESTIONÁRIO
III ∙ Mensurando o crescimento microbiano
O crescimento de uma população é medido pelo monitora-mento de alterações no número de células ou alterações 
nos níveis de algum componente celular como um substituto 
para o número de células. Estes incluem proteínas, ácidos nu-
cleicos ou o peso seco das próprias células. Aqui, abordaremos 
duas medidas comuns do crescimento celular: contagens de 
células e turbidez, sendo essa última uma medida da massa 
celular.
5.8 Contagens microscópicas
Uma contagem total do número de microrganismos em uma 
cultura ou em uma amostra natural pode ser realizada sim-
plesmente observando-se e enumerando as células presentes. 
O método mais comum de contagem total corresponde à con-
tagem microscópica das células. As contagens microscópicas 
podem ser realizadas a partir de amostras secas em lâminas 
ou a partir de amostras líquidas. As amostras secas podem ser 
coradas a fim de aumentar o contraste entre as células e o fun-
do ( Seções 2.2 e 18.3). Para amostras líquidas, câmaras de 
contagem consistindo de uma grade quadriculada (grid), onde 
os quadrados têm área conhecida marcada sobre a superf ície 
de uma lâmina de vidro, são utilizadas (Figura 5.15). Quando a 
lamínula é colocada na câmara, cada quadrado do grid com-
porta um volume conhecido. O número de células presentes 
por unidade de área do grid pode ser contado ao microscó-
pio, possibilitando a determinação do número de células pre-
sentes no pequeno volume da câmara. O número de células 
por mililitro de suspensão é calculado empregando-se um 
fator de conversão baseado no volume da amostra da câmara 
(Figura 5.15).
Células em amostras líquidas também podem ser con-
tadas em um citômetro de fluxo. Essa é uma máquina que 
emprega raio laser e eletrônica complexa para contar célu-
las individuais. O citômetro de fluxo raramente é utilizado 
na contagem rotineira de células microbianas, porém possui 
aplicações no campo da medicina para a contagem e diferen-
ciação de células sanguíneas e outros tipos celulares presentes 
em amostras clínicas. Ele também foi utilizado na ecologia mi-
crobiana para separar diferentes tipos de células para fins de 
isolamento ( Seção 18.10).
Número/cm3 (mL) (1,5 3 107)
Número/mm3 (1,5 3 104)
Número/mm2 (3 3 102)
Sulcos que sustentam a lamínula
1
50
A amostra é aplicada neste ponto. Deve-se
ter cuidado para que ela não transborde;a distância entre a lâmina e a lamínula é
de 0,02 mm ( mm). O grid apresenta
25 quadrados grandes, com área total de
1 mm2 e volume total de 0,02 mm3.
Lamínula
Observação microscópica; todas as
células do quadrado grande são contadas
(16 quadrados pequenos): 12 células
(na prática, vários quadrados grandes são
contados, estimando-se o número médio).
Para calcular o número de
células por mL de amostra:
12 células 3 25 quadrados grandes 3 50 3 103
Figura 5.15 Procedimento de contagem microscópica direta, utili-
zando a câmara de contagem de Petroff-Hausser. Um microscópio de con-
traste de fase é normalmente utilizado para a contagem de células, evitando a 
necessidade do uso de corantes.
C A P Í T U L O 5 • C R E S C I M E N T O E C O N T R O L E M I C R O B I A N O 1 5 5
U
N
ID
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 1
Ressalvas da contagem microscópica
A contagem microscópica é uma forma rápida e simples de 
estimar-se o número de células microbianas. Entretanto, apre-
senta várias limitações que restringem sua utilidade a algumas 
condições específicas. Por exemplo, sem o uso de técnicas de 
coloração especiais ( Seção 18.3) não é possível distinguir 
células mortas de células vivas, e é dif ícil alcançar precisão, 
mesmo que sejam realizadas replicatas. Além disso, células pe-
quenas são de dif ícil visualização ao microscópio, o que pode 
levar a contagens errôneas, e suspensões celulares de baixa 
densidade (menor do que cerca de 106 células/mililitro) apre-
sentam poucas ou nenhuma célula no campo microscópico, 
exceto se a amostra for inicialmente concentrada e ressuspen-
sa em um pequeno volume. Finalmente, células móveis devem 
ser mortas ou imobilizadas de alguma outra forma previamen-
te à contagem, e fragmentos presentes na amostra podem ser 
confundidos com células microbianas.
Contagem de células microscópicas 
na ecologia microbiana
Apesar das muitas ressalvas potenciais, ecologistas microbia-
nos muitas vezes utilizam a contagem de células microscópi-
cas em amostras naturais. Entretanto, eles o fazem utilizando 
corantes para visualizar as células, muitas vezes empregando 
corantes muito poderosos que provêm informações filogené-
ticas ou outras informações-chave sobre as células, como suas 
propriedades metabólicas.
O corante DAPI ( Seção 2.2 e Figura 2.6c) cora todas 
as células de uma amostra, uma vez que reage com o DNA. 
Por outro lado, corantes fluorescentes que são altamente espe-
cíficos para determinados organismos ou grupos de organis-
mos podem ser preparados por sua ligação a sondas de ácido 
nucleico específicas. Por exemplo, corantes filogenéticos que 
coram apenas espécies de bactérias ou apenas espécies de ar-
queias podem ser usados em combinação com corantes não 
específicos para determinar a proporção de cada domínio 
presente em uma dada amostra; a utilização desses corantes 
será discutida na Seção 18.4. Outras sondas fluorescentes têm 
como alvo genes que codificam enzimas relacionadas a pro-
cessos metabólicos específicos; se uma célula é corada com 
uma dessas sondas, uma propriedade-chave metabólica pode 
ser inferida, o que pode revelar o papel ecológico da célula na 
comunidade microbiana. Em todos esses casos, se as células na 
amostra estiverem presentes apenas em baixas densidades, por 
exemplo, em uma amostra de água do oceano, esse problema 
pode ser superado concentrando-se inicialmente as células em 
um filtro e, então, realizando a contagem após sua coloração.
Por serem simples e suprirem informações úteis, as con-
tagens de células microscópicas são comumente empregadas 
em estudos microbianos de ambientes naturais. Abordaremos 
esse tema em mais detalhes no Capítulo 18.
 • Quais são alguns dos problemas que podem surgir quando 
preparações não coradas são utilizadas para realizar 
contagens microscópicas?
 • Utilizando técnicas microscópicas, como você poderia dizer se 
há arqueias presentes em um lago alpino cujo número total de 
células foi de apenas 10
5
/mL?
MINIQUESTIONÁRIO
5.9 Contagem de células viáveis
Uma célula viável é definida como aquela capaz de dividir-se, 
originando células-filhas, e, na maioria das situações de con-
tagens de células, são as células que causam maior interesse. 
Com esse propósito, podemos utilizar um método de conta-
gem de células viáveis, também denominado contagem em 
placa, uma vez que placas de ágar são requeridas. O proce-
dimento de contagem de células viáveis pressupõe que cada 
célula viável é capaz de crescer e dividir-se, originando uma 
colônia. Assim, o número de colônias e o número de células 
são proporcionais.
A amostra é depositada na
superfície de uma placa de
meio sólido (0,1 mL ou menos)
A amostra é espalhada de forma
homogênea na superfície do meio com
auxílio de uma alça de vidro estéril
Resultados típicos de uma
semeadura por espalhamento
Colônias na
superfície
A amostra é depositada
em uma placa estéril
O meio estéril é adicionado
e misturado ao inóculo
Resultados típicos de uma
semeadura em profundidade
Colônias na
superfície
Colônias
abaixo da
superfície
Método de semeadura em profundidade*
Método de semeadura por espalhamento
D
eb
or
ah
 O
. J
un
g
D
eb
or
ah
 O
. J
un
g
Solidificação e 
incubação
Incubação
Figura 5.16 Dois métodos de contagem de células viáveis. No méto-
do de semeadura em profundidade, as colônias formam-se no interior, assim 
como na superfície, do meio sólido. Na quarta coluna é apresentada uma fo-
tografia de colônias de Escherichia coli, formadas por células depositadas em 
placas pelo método de semeadura por espalhamento (superior) ou pelo método 
de semeadura em profundidade (inferior).*N. de R.T. Este método é internacionalmente conhecido como “pour-plate”, mesmo na literatura técnica em português.
1 5 6 U N I D A D E 1 • A S B A S E S D A M I C R O B I O L O G I A
Métodos para a contagem de células viáveis
Há pelo menos duas formas para realizar-se uma contagem em 
placa: o método de semeadura por espalhamento e o método 
de semeadura em profundidade (Figura 5.16). No método de se-
meadura por espalhamento, um volume (geralmente 0,1 mL 
ou menos) da cultura diluída apropriadamente é espalhado 
sobre a superf ície de um meio sólido com auxílio de uma alça 
de vidro estéril. No método de semeadura em profundidade, 
um volume conhecido (geralmente de 0,1–1,0 mL) da cultura é 
pipetado em uma placa de Petri estéril. O meio de cultura fun-
dido é, então, adicionado e bem misturado, movimentando-se 
delicadamente a placa em círculos sobre a bancada. Tanto no 
método de semeadura por espalhamento quanto na semeadu-
ra em profundidade, é importante que o número de colônias 
desenvolvidas na placa não seja muito elevado, nem muito bai-
xo. Em placas muito populosas, algumas células podem não 
formar colônias e algumas colônias podem se fundir, levando a 
erros de contagem. Se o número de colônias for muito peque-
no, a significância estatística da contagem será baixa. A prática 
geral, de maior valia estatística, consiste na contagem somente 
de placas que possuam entre 30 e 300 colônias.
Para que se obtenha o número apropriado de colônias, a 
amostra a ser contada deve quase sempre ser diluída. Tendo 
em vista que raramente podemos prever o número aproximado 
de células viáveis, em geral mais de uma diluição é necessária. 
Frequentemente, são empregadas várias diluições decimais da 
amostra (Figura 5.17). Para realizar uma diluição decimal (10–1), 
pode-se misturar 0,5 mL da amostra a 4,5 mL do diluente, ou 
1,0 mL da amostra a 9,0 mL do diluente. Se uma diluição cen-
tesimal (10–2) for necessária, 0,05 mL pode ser misturado a 4,95 
mL do diluente, ou 0,1 mL a 9,9 mL de diluente. Alternativa-
mente, uma diluição de 10–2 pode ser preparada a partir de 
duas diluições decimais sucessivas. No caso de culturas densas, 
essas diluições seriadas são necessárias para obter-se a dilui-
ção adequada para plaquear um número contável de colônias. 
Assim, se uma diluição de 10–6 (1/106) for necessária, ela pode 
ser obtida pela realizaçãode três diluições sucessivas de 10–2 
(1/102), ou de seis diluições sucessivas de 10–1 (Figura 5.17).
Fontes de erros na contagem de placas
O número de colônias obtidas em uma contagem de células 
viáveis depende não apenas do tamanho do inóculo e da via-
bilidade da cultura, mas também do meio de cultura e das 
condições de incubação. O número de colônias também pode 
mudar de acordo com o tempo de incubação. Por exemplo, se 
uma cultura mista é contada, nem todas as células deposita-
das na placa formarão colônias na mesma velocidade; se um 
período mais curto de incubação é utilizado, menos do que o 
número máximo de colônias será visualizado. Além disso, o 
tamanho das colônias poderá variar. Se, neste processo, sur-
girem colônias muito pequenas, elas podem não ser contadas 
corretamente. No caso de culturas puras, o desenvolvimento 
das colônias é um processo mais sincronizado, e a uniformida-
de da morfologia das colônias é provável. 
A contagem de células viáveis pode estar sujeita a erros 
significativos por diversas razões, as quais incluem inconsis-
tências no plaqueamento, como erros de pipetagem de amos-
tras líquidas, amostras desuniformes (p. ex., uma amostra 
contendo grumos celulares), homogeneização insuficiente da 
amostra, intolerância ao calor (caso a técnica de semeadura em 
profundidade seja usada), e muitos outros fatores. Dessa for-
ma, para que se obtenham contagens precisas, são necessários 
cuidado e consistência durante a preparação da amostra e o seu 
plaqueamento, além da utilização de replicas de diluições im-
portantes. Além disso, se duas ou mais células estão agrupadas 
formando um grumo, elas crescerão formando uma única colô-
nia. Assim, se uma amostra contém muitas células em grumos, 
uma contagem da viabilidade dessa amostra pode ser erronea-
mente baixa. A quantificação dessas amostras é frequentemen-
te expressa como número de unidades formadoras de colônias, 
em vez do número de células viáveis, uma vez que uma unidade 
formadora de colônia pode incluir uma ou mais células.
Aplicações da contagem de placas
Apesar das dificuldades associadas à contagem de viáveis, o 
processo fornece a melhor estimativa do número de células 
viáveis em uma amostra, sendo assim amplamente utilizado 
em várias áreas da microbiologia. Por exemplo, na microbiolo-
gia de alimentos, de laticínios, médica e aquática, a contagem 
de viáveis é rotineiramente empregada. A grande vantagem 
desse método consiste em sua alta sensibilidade, pois até mes-
mo uma célula viável por amostra inoculada pode ser detecta-
da. Essa propriedade permite a detecção precisa de contami-
nação microbiana em alimentos ou outros produtos.
A utilização de meios de cultura e condições de cresci-
mento altamente seletivos nos procedimentos de contagem de 
viáveis permite que se enfoque espécies particulares em uma 
amostra contendo diversos organismos. Por exemplo, um meio 
complexo contendo 10% de NaCl é muito útil no isolamento de 
Staphylococcus da pele, uma vez que o sal inibe o crescimento 
Amostra a ser 
quantificada
9 mL
de caldo
Diluição 
total
1/10
(10–1)
1/100 
(10–2)
1/103
(10–3)
1/104
(10–4)
1/105
(10–5)
1/106
(10–6)
Plaqueamento de 1 mL de amostra
159 3 103
Contagem 
de placas
Fator de 
diluição
5 1.59 3 105
Células (unidades 
formadoras de colônia) por 
mililitro da amostra original
159
colônias
17
colônias
2
colônias
0
colôniasNúmero excessivo
de colônias
para contagem
1 mL
1 mL 1 mL 1 mL 1 mL 1 mL
Figura 5.17 Procedimento de contagem de viáveis utilizando dilui-
ções seriadas da amostra e o método de semeadura em profundidade. 
O líquido estéril utilizado no preparo das diluições pode ser simplesmente 
água, porém uma solução balanceada de sais ou de um meio de cultura pode 
permitir uma maior recuperação. O fator de diluição é a recíproca da diluição.
C A P Í T U L O 5 • C R E S C I M E N T O E C O N T R O L E M I C R O B I A N O 1 5 7
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 1
da maioria das outras bactérias ( Seção 29.9). Em aplicações 
práticas, como na indústria alimentícia, a contagem de viáveis 
tanto em meios complexos como seletivos permite avaliações 
quantitativas e qualitativas dos microrganismos presentes em 
um produto alimentício. Isto é, utilizando-se uma única amos-
tra, um meio pode ser empregado para uma contagem total, e 
um segundo meio utilizado para detectar um organismo em 
particular, como um patógeno específico. A contagem de um 
alvo específico é comum em análises de águas de rejeitos e ou-
tros tipos de água. Por exemplo, pelo fato de as bactérias enté-
ricas, como Escherichia coli, serem originadas de matéria fecal 
e serem facilmente detectadas pelo uso de meios seletivos, se 
bactérias entéricas forem detectadas em uma amostra de água 
de um local de natação, por exemplo, sua presença significa 
que a água não é apropriada para utilização humana.
A grande anomalia da contagem em placa
Contagens microscópicas diretas de amostras naturais normal-
mente revelam muito mais organismos que aqueles recuperá-
veis em placas de qualquer meio de cultura. Assim, embora seja 
uma técnica de grande sensibilidade, as contagens em placa po-
dem ser pouquíssimo confiáveis quando utilizadas na avaliação 
do número total de células em amostras naturais, como o solo 
e a água. Alguns microbiologistas referem-se a esse fenômeno 
como a “grande anomalia da contagem em placa”.
Por que as contagens em placa revelam números inferio-
res de células aos observados por contagens microscópicas 
diretas? Um fator óbvio está no fato de os métodos microscó-
picos fazerem a contagem de células mortas, ao contrário dos 
métodos de contagem de viáveis. Ainda mais importante é o 
fato de diferentes organismos, mesmo aqueles presentes em 
uma amostra natural muito pequena, poderem exibir diferen-
tes exigências nutricionais e de condições de crescimento em 
culturas laboratoriais ( Seções 3.1 e 3.2). Assim, pode-se es-
perar que um meio e um conjunto de condições de crescimen-
to permitam, na melhor das hipóteses, sustentar o crescimento 
de apenas um subconjunto da comunidade microbiana total. 
Se esse subconjunto representar, por exemplo, 106 células/g de 
uma comunidade viável total de 109 células/g, a contagem em 
placa revelará somente 0,1% da população microbiana total, 
uma estimativa muito abaixo do número real de células viáveis 
e tipos fisiológicos de organismos presentes na amostra.
Os resultados da contagem em placa podem, portanto, 
representar uma grande limitação. Contagens em placa com 
alvos específicos, utilizando meios altamente seletivos, como, 
por exemplo, na análise microbiológica de esgoto ou de ali-
mentos, podem gerar dados confiáveis, uma vez que a fisiolo-
gia dos organismos-alvo é conhecida. Por outro lado, conta-
gens de células “totais” da mesma amostra, utilizando-se um 
único meio e conjunto de condições de crescimento simples, 
podem ser, e geralmente são, estimativas aquém do número 
real de células em uma a várias ordens de grandeza.
 • Por que uma contagem de viáveis é mais sensível do que uma 
contagem microscópica? Qual a principal hipótese considerada 
quando se relaciona os resultados obtidos na contagem em placa 
ao número de células?
 • Descreva como preparar uma diluição de 10
–7
 de uma cultura 
bacteriana.
 • O que se entende por “grande anomalia da contagem em placa”?
MINIQUESTIONÁRIO
5.10 Espectrofotometria
Durante o crescimento exponencial, todos os componentes 
celulares aumentam proporcionalmente ao aumento do nú-
mero de células. Um desses componentes é a própria mas-
sa celular. As células dispersam luz, e um método rápido e 
bastante útil para estimar a massa celular é a turbidez. Uma 
suspensão celular exibe aspecto nebuloso (turvo) ao olho nu 
porque as células dispersam a luz que atravessa a suspen-
são. Quanto maior o número de células presentes, maior a 
quantidade de luz dispersa e, consequentemente, mais turva 
a suspensão. Uma vez que a massa celular é proporcional ao 
número de células, a turbidezpode ser utilizada para estimar 
o número de células, e é uma técnica amplamente utilizada 
na microbiologia.
Densidade óptica
A turbidez é medida com o auxílio de um espectrofotômetro, 
um instrumento que promove a passagem de luz através de 
uma suspensão celular, detectando a quantidade de luz emer-
gente, não dispersa (Figura 5.18). O espectrofotômetro emprega 
um prisma ou grade de difração para gerar uma luz incidente 
de comprimento de onda específico (Figura 5.18a). Os com-
primentos de onda normalmente utilizados para medir a 
turbidez bacteriana incluem 480 nm (azul), 540 nm (verde), 
600 nm (cor de laranja) e 660 nm (vermelho). A sensibilida-
de é maior nos comprimentos de onda mais curtos, porém as 
medidas de suspensões celulares densas são mais precisas com 
o uso de comprimentos de onda mais longos. A unidade de 
medida da turbidez corresponde à densidade óptica (DO) no 
comprimento de onda especificado, como por exemplo, DO540 
para medidas de densidade óptica a 540 nm (Figura 5.18). 
O termo absorbância (A), por exemplo, A540, é também uma 
unidade comumente utilizada, porém deve ser entendido que 
é a dispersão da luz, não a absorbância da luz, que é realmente 
mensurada no espectrofotômetro.
Relacionando a densidade óptica ao número de células
No caso de organismos unicelulares, a densidade óptica é 
proporcional, dentro de certos limites, ao número de células. 
As leituras da turbidez podem, portanto, ser utilizadas como 
um substituto dos métodos de contagem total ou de células 
viáveis. Contudo, antes desse procedimento ser realizado, uma 
curva padrão deve ser previamente construída, relacionando 
o número de células (contagem microscópica ou de células vi-
áveis), peso seco ou teor proteico, à turbidez. Como pode ser 
observado nesse tipo de gráfico, a proporcionalidade é manti-
da apenas dentro de certos limites (Figura 5.18c). Em altas den-
sidades celulares, a luz dispersa por uma célula e captada pela 
fotocélula do espectrofotômetro pode ser novamente dispersa 
por outra célula. Para a fotocélula, esse fenômeno pode causar 
a impressão de que não houve dispersão da luz. Em densida-
des celulares tão elevadas, a correspondência entre o número 
de células e a turbidez afasta-se da linearidade e, portanto, as 
medidas da DO são menos precisas. Todavia, até esse limite, 
as medidas de turbidez podem corresponder a medidas pre-
cisas do número de células ou do peso seco. Além disso, uma 
vez que diferentes organismos diferem em tamanho e forma, 
um mesmo número de células de duas diferentes espécies bac-
terianas não irá necessariamente corresponder a um mesmo 
valor de DO. Assim, para relacionar a DO ao número de célu-
las real, uma curva padrão relacionando esses dois parâmetros 
1 5 8 U N I D A D E 1 • A S B A S E S D A M I C R O B I O L O G I A
deve ser construída para cada diferente organismo crescendo 
rotineiramente no laboratório.
As vantagens e desvantagens do 
crescimento turbidimétrico
Por um lado, as medidas turbidimétricas são rápidas e de fácil 
execução e, geralmente, podem ser realizadas sem a destrui-
ção ou alteração significativa da amostra. Por essas razões, as 
medidas turbidimétricas são amplamente utilizadas para mo-
nitorar o crescimento de culturas puras de bactérias, arqueias 
e vários eucariotos microbianos. Com ensaios turbidimétricos, 
a mesma amostra pode ser analisada repetidamente, sendo as 
medidas plotadas em um gráfico semilogarítmico em relação 
ao tempo (Seção 5.5). A partir desses dados, é fácil calcular o 
tempo de geração e outros parâmetros da cultura em cresci-
mento (Figura 5.18b).
Por outro lado, as medidas turbidimétricas podem ser por 
vezes problemáticas. Embora muitos microrganismos cresçam 
em suspensões homogêneas em meio líquido, outros não o fa-
zem. Algumas bactérias formam agrupamentos pequenos ou 
grandes, e, nestas situações, as medidas da DO podem ser bas-
tante imprecisas como avaliação do total da massa microbiana. 
Além disso, muitas bactérias crescem em filmes sobre as pare-
des de tubos ou outros frascos de crescimento, mimetizando na 
cultura laboratorial a forma como crescem, de fato, na natureza 
(ver Explorando o mundo microbiano, “grudar ou nadar”). Por-
tanto, para que as DOs reflitam de modo preciso a massa celular 
(e, assim, o número de células) de uma cultura líquida, os agrega-
dos e biofilmes devem ser minimizados. Isso pode ser frequen-
temente realizado misturando-se, agitando-se ou mantendo-se, 
de alguma forma, as células bem misturadas durante o processo 
de crescimento, a fim de impedir a formação de agregados celu-
lares e biofilmes. Algumas bactérias são naturalmente planctô-
nicas – permanecem bem ressuspendidas em meio líquido por 
longos períodos – e não formam biofilmes. Entretanto, se uma 
superf ície sólida está disponível, a maioria das bactérias móveis 
irá, eventualmente, desenvolver um biofilme estático, e a quan-
tificação acurada do número de células pela turbidez pode ser 
dificultada ou mesmo impossível nestes casos.
 • Liste duas vantagens da utilização da turbidez como medida 
de crescimento celular.
 • Descreva como você poderia utilizar uma medida turbidimétrica 
para calcular quantas colônias seriam esperadas a partir do 
plaqueamento de uma cultura com determinada DO.
MINIQUESTIONÁRIO
IV ∙ Efeito da temperatura no crescimento microbiano
O s microrganismos são intensamente afetados pelo estado químico e f ísico de seu ambiente, e quatro fatores essen-
ciais controlam o crescimento: temperatura, pH, disponibili-
dade de água e de oxigênio. Começaremos com a temperatura, 
um fator-chave ambiental que afeta o crescimento e a sobrevi-
vência dos microrganismos.
5.11 Classes térmicas de microrganismos
Em temperaturas muito frias ou muito quentes, os micror-
ganismos não serão capazes de crescer, podendo até mesmo 
morrer. As temperaturas mínima e máxima que suportam o 
crescimento variam amplamente entre os diferentes microrga-
0.610.61540540 0.32540
EspectrofotômetroWavelength OD
Luz não dispersa, I
Luz
Prisma
Filtro
Fotocélula (mede a
luz não dispersa, I)
Amostra contendo
células ( )
Luz
incidente, I0
(a)
D
en
si
d
ad
e 
óp
tic
a
D
en
si
d
ad
e 
óp
tic
a
(b)
Tempo (h)
0 5 10 15 20 25 30 35
(c)
Número de células ou massa
(peso seco)
0,1
0,1
0,2
0,2
0,3
0,3
0,4
0,4
0,5
0,6
0,6
0,7
0,8
0,8
Real
TeóricoOrganismo A
Organismo B
 I0
I
= Log
Densidade óptica (DO)
Figura 5.18 Medidas turbidimétricas do crescimento microbiano. (a) A turbidez é medida 
em um espectrofotômetro. A fotocélula mede a luz incidente, não dispersa pelas células em suspen-
são, registrando-a em unidades de densidade óptica. (b) Curva de crescimento típica de dois organis-
mos apresentando diferentes taxas de crescimento. Para praticar, calcule o tempo de geração (g) das 
duas culturas empregando a fórmula n 5 3,3 (log N – log N0), em que N e N0 correspondem a dois 
valores de DO diferentes, obtidos em um intervalo de tempo t (Seção 5.5). Qual organismo está cres-
cendo mais rápido, A ou B? (c) Relação entre o número de células ou o peso seco e as medidas de tur-
bidez. Observe que a correspondência unívoca dessas relações é perdida em altos valores de turbidez.
U
N
ID
A
D
E
 1
EXPLORE O 
MUNDO MICROBIANO
Grudar ou nadar
N
este capítulo serão discutidas diver-
sas formas por meio das quais o cres-
cimento microbiano pode ser medido, 
incluindo métodos de microscopia, conta-
gens de viabilidade, e medidas da dispersão 
luminosa (turbidez) produzida por células 
suspensas em uma cultura líquida. As me-
didas turbidimétricas do crescimento bacte-
riano partem do princípio de que as células 
permanecem homogeneamente distribuídas 
pelo meio líquido de cultura. Nessas condi-
ções, a densidade óptica da cultura é pro-
porcional ao logaritmo do número de células 
em suspensão (Figura 1). Este estilo de vida 
flutuante, denominado planctônico, é a for-
ma como determinadas bactérias vivem na 
natureza, como é o caso de organismos