Atividade integrativa - Diagnóstico Laboratorial Aplicado

Prévia do material em texto

DISCIPLINA: DIAGNÓSTICO LABORATORIAL APLICADO 
 
 
ANDRESSA MARQUES CUNHA LISBOA 
MAYRA CLERES DE SOUZA 
 
 
 
 
 
 Possuem a finalidade de: 
 Prevenir doenças 
 Tratar 
 Diagnosticar 
 Acompanhar pacientes 
 Coletar dados epidemiológicos 
 
DIVIDEM-SE EM 
FASE PRÉ-ANALÍTICA – vai desde a prescrição 
do exame até o armazenamento do material 
coletado. 
 Responsável por aproximadamente 60% 
dos erros de análise; 
 É o momento de instrução do paciente; 
 Envolve o cadastro e preenchimento de 
dados do paciente, o tempo de jejum pré-
coleta, o tempo e forma de transporte do 
material e o seu armazenamento. 
 
 
 
FASE ANALÍTICA – consiste na execução da análise 
do material. 
 Responsável por aproximadamente 10% dos 
erros; 
 Momento que compete aos técnicos e às 
máquinas disponíveis em cada laboratório; 
 Fase que sofreu os maiores impactos da 
automação; 
FASE PÓS-ANALÍTICA – vai desde a liberação e 
validação do exame pelo laboratório, até o momento 
em que o médico analisa o resultado e a partir desse 
toma suas decisões. 
 Responsável por aproximadamente 30% dos 
erros; 
 O profissional deve explicar minuciosamente os 
resultados para o paciente; 
 
 
 
Podem ser: 
 Exames não específicos - para definição 
da etiologia 
 Exames específicos– busca pelo agente 
etiológico 
 Testes imunológicos – resposta do agente 
etiológico 
 São realizados em estabelecimentos de saúde que 
são cadastrados por meio do Cadastro Nacional de 
Estabelecimentos de Saúde (CNES) e 
posteriormente fiscalizados pela Agência Nacional 
de Vigilância Sanitária (ANVISA). 
# é importante sempre se atentar 
para as questões de 
biossegurança, tanto para 
proteção dos profissionais, quanto 
para a proteção dos pacientes e da 
integridade das amostras a serem 
manuseadas – sempre lavar as 
mãos (água ou álcool), calçar luvas, 
vestir o jaleco, usar máscara (se 
necessário). 
 
 
 
 
SÃO ELAS: 
 Sangue 
 Urina 
 Fezes 
 Líquidos corporais (epinhal, pleural, amniótico) 
 Tecidos (biópsias, raspagens) 
 Secreções corporais (escarro, esperma, 
secreção vaginal) 
COLETA DE SANGUE 
Tem como instruções gerais: 
 Evitar consumo de gordura e bebidas alcoólicas por, no mínimo, 2 dias antes do 
exame; 
 Evitar esforço físico por uma hora antes da realização da coleta; 
 Jejum entre 8 e 12 horas, com livre ingesta de água; 
 O teste solicitado é que determinará a quantidade de sangue a ser coletado e 
o tudo a ser utilizado. 
 O material necessário deve ser previamente organizado; 
Materiais e formas de coleta: 
 Agulha e seringa estéreis e descartáveis; 
 Lanceta estéril descartável. 
 Coleta a vácuo; 
 Punção arterial; 
 Punção capilar; 
Tipos de tubos: 
 Azul – anticoagulantes utilizados para 
obtenção de plasma para provas de coagulação. 
 Preto – tubo para VHS, utilizado para coleta e transporte de sangue venoso 
para teste de sedimentação. 
 Vermelho – tubo sem anticoagulante, utilizado para obtenção de soro para 
bioquímica e sorologia. 
 Amarelo – utilizado para dosagens bioquímicas, hormonais e sorologias. 
 Verde – utilizado para testes bioquímicos. 
 Roxo – utilizado para hematologia, por meio dos testes de: eritrograma, 
leucograma e plaquetas. 
 Cinza – utilizado para dosagem de glicose e lactato. 
 
 
 COLETA DE URINA 
Tem como instruções gerais: 
 Higiene na região genital com água e sabão; 
 Preferência pela primeira urina da manhã (desprezar o 
primeiro jato); 
Tipos de coleta: 
 Urina de jato médio – para cultura, citologia e rotina; 
 Urina 24 horas – avaliação renal; 
 Urina cateterizada – rotina, cultura e diferenciação de 
infecção renal e da bexiga. 
COLETA DE FEZES 
Tem a finalidade de: 
 Pesquisa de ovos e parasitas; 
 Pesquisa de sangue oculto; 
 Dosagem de gordura fecal; 
 Estudo das funções digestivas; 
 Coprocultura. 
# Exames mais solicitados: hemograma; Hb/Ht; sorologia; gasometria 
 
 
 
 
 
CONTATO COM VIDRO XI
I 
XI 
HEPARINA 
VIII 
X 
V 
PLAQUETAS, Ca2+ 
EDTA 
OXALATOS 
CITRATOS 
FLUORETO 
HEPARINA FIBRINOGÊNIO 
FIBRINA 
 
DIVIDE-SE EM: 
 Eritrograma – análise da série vermelha 
 Leucograma – análise da série leucocitária 
 Contagem de plaquetas 
VALORES DE REFERÊNCIA (lembrando que alguns, 
com exceção da hemoglobina, podem ter leves 
alterações a depender de cada laboratório) 
 
 HEMOGLOBINA: 12 – 17,5 g/dL 
 HEMÁCIAS: 4,5 – 5,5 milhões/mm3 
 LEUCÓCITOS: 4500 – 11000 /mm3 
 PLAQUETAS: 140000 – 400000 /mm3 
# Auxilia no diagnóstico de várias doenças, 
dentre elas temos as ANEMIAS – que são 
manifestações clínicas que afetam a composição, 
morfologia e função das células da série 
vermelha. 
Implicam na incapacidade do sangue de suprir 
os tecidos com adequado volume de oxigênio 
para uma adequada função metabólica. 
 
Caracterizam-se pela redução dos níveis de hemoglobina com ou sem 
diminuição do número de eritrócitos, de acordo com idade, sexo e 
altitude. 
AVALIA ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS 
São eles: 
 VCM – análise do tamanho das hemácias; 
 HCM – representa o peso das hemoglobinas dentro 
das hemácias; 
 CHCM – representa o nível de concentração da 
hemoglobina dentro de uma hemácia; 
 RDW – avalia a diferença de tamanho entre as 
hemácias. 
Classificadas 
em 
→Anemia microcítica hipocrômica – anemia por 
deficiência de ferro; doenças crônicas; anemia 
sideroblástica; talassemias. 
→Anemia normocítica e normocrômica – doenças 
crônicas; hemorragia aguda; anemias hemolíticas. 
→Anemia macrocítica – deficiência de vitamina B12 
e de folatos; defeito na síntese de DNA; Hemólise; 
Hipotireoidismo e alcoolismo. 
AVALIA 
COAGULOGRAMA 
 Contagem de plaquetas; 
 Tempo de sangramento; 
 Tempo de coagulação; 
 Tempo de Protrombina (TP); 
 Tempo de Tromboplastina Parcial ativada (TTPa). 
# Também auxilia no diagnóstico das LEUCEMIAS – que são 
doenças monoclonais derivadas de uma única célula neoplásica. 
AGUDA 
Classificadas 
em 
Mielóide – atinge: mieloblastos; promielócitos e 
monoblastos. 
 
Linfóide – atinge linfoblastos. 
CRÔNICA 
Mielóide – atinge todos os progenitores de glóbulos 
brancos. 
 
Linfóide – atinge linfócitos maduros. 
 
 
 
 
Contabiliza o número de leucócitos, que 
variam de 4.000 a 11.000 por mg/l de sangue. 
 
São eles: 
NEUTRÓFILOS 
Seu aumento indica neutrofilia- mais 
relacionado a infecções bacterianas. 
Sua diminuição indica neutropenia- relaciona-se a 
alterações na medula ou presença de anticorpos. 
EOSINÓFILOS 
Seu aumento indica eosinofilia- relacionado com 
parasitoses, doenças dermatológicas e alergias. 
BASÓFILOS 
Seu aumento indica basofilia- relaciona-se a 
doenças mieloproliferativas e reações alérgicas. 
LINFÓCITOS 
Seu aumento indica linfocitose- relaciona-se 
a viroses agudas, linfomas e hepatites. 
Sua diminuição indica linfopenia- relaciona-se 
a deficiências imunológicas. 
MONÓCITOS 
Seu aumento indica monocitose- relaciona-se a 
infecções (exemplos: endocardite bacteriana, 
brucelose, tuberculose e mononucleose). 
Sua diminuição indica monocitopenia- relaciona-se 
uso de corticoides e anemia aplástica. 
Pode apresentar desvio a esquerda, 
que significa aumento do número de 
segmentos jovens na corrente 
sanguínea. 
 
 
Possuem forte relação com desigualdades 
socioeconômicas; 
São doenças negligenciadas e mais 
prevalentes em países tropicais e 
subdesenvolvidos. 
AGENTES ETIOLÓGICOS: 
 Protozoários; 
 Helmintos. 
 
TEM COMO EXEMPLOS: 
Helmintos: encontrados na forma de ovos e larvas; 
 
 Esquistossomose - Schistosoma mansoni. 
 Fasciolíase- Taenia spp. 
 Teníase/Cisticercose- Hymenolepis nana. 
 Ascaridíase- Ascaris lumbricoides. 
 Ancilostomose- Necator americanos. 
 Tricuríase- Trichuris trichura. 
 Enterobiose- Enterobius vermicuralis. 
 Estrongiloidiase- Strongyloides stercoralis. 
 
É fundamental a associação de um diagnóstico 
clínico epidemiológico e laboratorial. 
EXISTEM MÉTODOS: 
 Imunológicos; 
 Parasitológicos; 
 Moleculares (menos usados pelo 
alto custo). 
TEM COMO EXEMPLOS: 
Protozoários: encontrados na forma de cistos, 
oocistos e trofozoítos; 
 
 
 
 Amebíase- Entamoeba hystolitica. 
 Giardíase- Giardia duodenalis. 
 Criptosporíase- Cryptosporidium spp. 
 Ciclosporíase- Cyclospora spp. 
 Isosporíase- Isospora spp. 
 
 
 
 
 
 
Propicia o diagnóstico parasitológico da infecção por 
protozoários e/ou helmintos intestinais pela demonstração 
de formas parasitárias (cistos, oocistos, trofozoítos, ovos, 
larvas, vermes adultos ou fragmentos) eliminadas nas fezes. 
SUA POSITIVIDADE DEPENDE DE 
FATORES COMO: 
 Estágio da infecção; 
 Eliminação intermitente de formas 
de resistência; 
 Intensidade do parasitismo; 
 Método empregado no 
processamento e análise; 
 Porção da amostra fecal analisada. 
O ideal é a solicitação 
de 3 amostras em dias 
alternados. 
COLETA DO MATERIAL E CONSERVAÇÃO: 
 É de responsabilidade do paciente, logo este deve receber orientações e instruções acerca do processo; 
 Frasco coletor deve ser limpo, seco, com boca larga, tampa de rosca e hermeticamente fechado; 
 Coletar as fezes em qualquer horário do dia em penico, recipiente limpo e seco ou papel higiênico e depois 
transferi-las para o frasco coletor; 
 Evitar contaminação por urina, terra e água; 
 Após a coleta, encaminhar em até duas horas ao laboratório, caso não seja possível, refrigerar (5 – 10 
°C) e encaminhar ao laboratório em até 24 horas após a coleta; 
 A utilização de conservantes preservam a integridade das estruturas parasitárias, o que permite análises 
por um longo período de tempo- sendo útil para coletas múltiplas e de fezes diarreicas; 
 São exemplos de conservantes: Formol 10%; Solução de Mertiolato-Iodo-Formaldeído (MIF); 
 A coleta para controle de cura pode ser realizada de uma a duas semanas após o tratamento. 
 PROCESSAMENTO E ANÁLISE: 
 Há 3 questões norteadoras- existe suspeita clínica? qual a consistência das fezes? As fezes estão 
conservadas?; 
 Divide-se em análise macroscópica e microscópica. 
 RESULTADO FINAL: 
 Detecção microscópica de formas evolutivas; 
 Elaboração do laudo. 
 
 
 
 
Possui as 
seguintes 
etapas: 
Deve conter: 
 
 Método utilizado; 
 Número de amostras colhidas; 
 Aspectos macroscópicos das fezes; 
 Achados patogênicos e não patogênicos; 
 Formas evolutivas encontradas; 
 Nome científico dos parasitos encontrados. 
 
 
Continuando... 
 
 
 EXAME MACROSCÓPICO 
 Utiliza fezes frescas; 
 Análise de odor e cor; 
 Presença de muco, sangue, vermes adultos e proglotes. 
 Análise de consistência das fezes. 
EXAME MICROSCÓPICO DIRETO 
 Baixa sensibilidade; 
 Recomendado para pesquisa de trofozoítos. 
COLORAÇÃO - útil para diferenciação de cistos, trofozoítos e 
larvas. 
Pode ser: 
 Permanente 
→Utiliza-se hematoxilina férrica ou tricômio. 
 Temporária 
→Utiliza-se solução de iodo; solução de Quensel ou solução de 
azul de metileno de Nair. 
 
se 
negativo 
MÉTODOS DE CONCENTRAÇÃO 
 Melhoram a sensibilidade pela concentração de cistos, oocistos, ovos ou larvas nas 
preparações. 
 Eliminam detritos fecais afim de facilitar a identificação morfológica. 
dividem-se em 
em 
Métodos de Sedimentação 
→Utiliza-se de sedimentação por gravidade ou por 
centrifugação, o que favorece a deposição das 
formas parasitárias. 
→Mais indicado para pesquisa de ovos mais pesados 
e de maior densidade. 
→Exemplos: Método de Hoffman, Pons e Janer 
(HPJ) ou Lutz 
 
Métodos de Flutuação 
→Utiliza-se do emprego de reagentes de 
densidade mais alta que ovos, oocistos e cistos, 
que por sua vez flutuam na superfície das 
soluções. 
Como: Cloreto de sódio (1,13 g/mL) 
 Sacarose (1,20 g/mL) 
 Sulfato de zinco (1,18 g/mL) 
 Sulfato de magnésio 
→Exemplos: Método de Willis e Método de 
Faust 
# Além desses métodos, temos: 
Métodos de Pesquisa de Larvas 
→Baseiam-se no tropismo e hidrotropismo 
positivo de larvas de nematódeos. 
→Exemplos: Método de Baermann-Moraes e 
Método de Rugai. 
→Obs: as fezes precisam estar frescas. 
Método de concentração e quantificação da carga 
parasitária 
→Exemplo: MÉTODO DE KATO-KATZ 
→Recomendado pela OMS para o diagnóstico de infecções 
por helmintos transmitidas pelo solo e esquistossomose. 
→Não recomendado para cistos de protozoários. 
→Obs: as fezes precisam estar frescas. 
 
Método Especial 
→Exemplo: Método de Graham ou da fita 
gomada. 
→Utilizado para diagnóstico de 
enterobíase. 
→A coleta deve ser pela manhã e antes 
da higiene pessoal. 
→É realizado com a fixação da fita 
gomada na região perianal para a adesão 
dos Enterobius vermicularis. 
 
 
Parasitos sanguíneos e teciduais: 
 
 Plasmodium spp. 
 
 Trypanosoma cruzi 
 
 Leishmania spp. 
 
 Wuchereria bancrofti 
 
Podem ser diagnosticados por: 
→Métodos diretos e Métodos 
indiretos. 
 
 
MÉTODOS DIRETOS – pesquisa de parasitos no 
sangue. 
Podem ser: 
 Exame a fresco 
-Pesquisa de tripanossomos e microfilárias. 
-Detecta forma e movimento. 
 
 Esfregaço delgado 
-Necessitam ser submetidos a coloração. 
-Estudo da morfologia do parasito. 
-Análise das alterações do eritrócito parasitado. 
 
 Esfregaço espesso 
-Permite quantificação da parasitemia. 
-Requer processo de desemoglobinização antes de 
ser submetido a coloração. 
 Métodos de concentração 
-Aumentam o número de organismos recuperados 
nas amostras sanguíneos, ampliando a sensibilidade 
da técnica. 
Exemplos: Membrana filtrante 
 Centrifugação em Micro-hematócrito 
 
tem como 
exemplos 
# TIPOS DE 
COLORAÇÃO: 
→Giemsa 
→Leishman 
→Panótico 
MÉTODOS INDIRETOS 
Podem ser: 
 Xenodiagnóstico direto 
-Triatomíneo se alimenta diretamente do sangue do paciente. 
-Obs: o triatomíneo nesse caso não está contaminado. 
 Xenodiagnóstico indireto 
-Triatomíneo se alimenta de sangue previamente extraído do 
paciente. 
 Hemocultura 
-Utiliza-se, geralmente, aspirado de medula por ser o líquido 
corporal de extração mais segura. 
 Inoculação em animais 
 
 
 Esfregaço Delgado X Esfregaço Espesso 
MALÁRIA - Plasmodium spp. 
→Diagnosticada por meio da demonstração do parasito no sangue do 
paciente. 
→Para descartar infecção é necessário analisar, no mínimo, 500 campos. 
→Padrão ouro: GOTA ESPESSA – permite a diferenciação das espécies 
de plasmodium. 
→Também podem ser utilizados: esfregaço delgado; testes rápidos (em 
áreas endêmicas e sem acesso a microscopia); 
→Espécies presentes no Brasil: Plasmodium falciparum e Plasmodium 
vivax. 
 Plasmodium falciparum: hemácias normais e com granulações de 
Maurer raras. 
 Plasmodium vivax: hemácias aumentadas com granulações de 
Shuffner frequentes. 
→Critérios para diferenciação: 
 Formas ameboides encontradas no interior das hemácias; 
 Características do núcleo, do protoplasma e pigmento constituem 
elementos essenciais nesse processo; 
 Tamanho e quantidade desses elementos; 
 Alterações produzidas no glóbulo parasitado. 
 
LEISHMANIOSE VISCERAL - Leishmania spp. 
→Espécie presente no Brasil: Leishmania infantum 
→Diagnóstico: 
 Exame parasitológico direto 
-Esfregaço delgado de aspirado de medula óssea corado pela técnica de 
Giemsa. 
 Exame sorológico 
-RIFI 
-Teste rápido – utilizado em áreas endêmicas; casos de febre associados 
a hepato e/ou esplenomegalia. 
DOENÇA DE CHAGAS – Trypanosoma cruzi 
→O diagnóstico está relacionado com a fase de infecçãona qual o infectado 
se encontra. 
 
 FASE AGUDA 
-Exame a fresco para ≤ 30 dias de evolução. 
-Métodos de concentração para > 30 dias de evolução. 
 FASE CRÔNICA 
→Métodos imunológicos para pesquisa de anticorpos anti-T cruzi (IgG) – 
PADRÃO OURO. 
Hemaglutinação indireta 
Elisa 
Reação de Imunofluorescência indireta (RIFI) 
→Métodos indiretos (mais utilizados para pesquisas) 
Desvantagens: 
-Possui menor sensibilidade; 
-A distribuição de 
leucócitos e parasitos não 
se dá ao acaso. 
Desvantagens: 
-Requer maior 
experiência do analista; 
-O processamento 
precisa ser rápido. 
# o diagnóstico 
definitivo se dá 
pela confirmação 
de 2 testes. 
 
 
Permite a análise da importância biológica das bactérias, estando 
presentes: 
 Na agricultura; 
 Na produção de energia; 
 Na indústria farmacêutica; 
 Na indústria de alimentos; 
 Na recuperação ambiental (biorremediação); 
 Na biotecnologia; 
 Como agentes causadores de doenças; 
Leva em consideração a morfologia bacteriana: 
→ Tamanho: medem de 0,5 a 1,0 µm por 2 a 5 µm; 
→ Forma: 
 Cocos- esféricos; 
 Bacilos- cilíndricos; 
 Espiraladas- espirilos ou espiroquetas. 
→ Arranjo: 
Cocos 
 Diplococos; 
 Tétrades; 
 Sarcina; 
 Estreptococos; 
 Estafilococos. 
Bacilos 
 Estreptobacilos; 
 Flagelado; 
 Endosporo. 
 
 
 
 
Detectados por meio de análises laboratoriais de 
amostras colhidas do sítio de infecção. 
Por meio de: 
 Microscopia; 
 Cultivo; 
 Sorologia; 
 Biologia molecular 
Permitem a identificação e 
isolamento dos agentes 
bacterianos. 
Fatores que influenciam o 
isolamento 
 Coleta do material; 
 Transporte livre de 
oxigênio; 
 Técnicas cuidadosas do 
laboratório. 
Analisa as características estruturais: 
 Fímbrias ou pili- permitem a 
transferência do material genético; 
 Cápsula- permite a proteção da 
estrutura celular; 
 Parede celular 
Auxiliada por processos de coloração 
Coloração de GRAM 
→Diferenciação bacteriana por meio de características da parede celular; 
 Bactérias Gram positivas: possuem uma parede espessa de peptidoglicano e 
grandes quantidades de ácido teicoico, apresentando ao final da coloração uma cor 
azul/roxa. 
 Bactérias Gram negativas: possuem uma parede celular constituída de uma camada 
fina de peptidoglicano, apresentando ao final do processo cor rosa/vermelha. 
Coloração de Ziehl-Nielsen (BAAR) 
→ É utilizada para micobactérias, cuja parede celular é constituída por ácido micólico, por 
essa razão, os bacilos apresentam uma coloração vermelha ao final do procedimento. 
 
# Por que isolar? 
→Para conhecer os diferentes tipos microbianos; 
→Obter informação completa e rápida e conhecer a 
susceptibilidade aos antimicrobianos. 
 
 
 
 Permite o diagnóstico definitivo e direciona o 
tratamento; 
 Todas as informações dependem da qualidade do 
espécime; 
 Diagnóstico incorreto interfere diretamente no 
tratamento. 
→Para evitar erros: 
 Colher antes da antibioticoterapia, sempre que possível; 
 Observar a antissepsia na coleta de todos os materiais 
clínicos; 
 Considerar o estágio da doença na escolha do material; 
 Coletar quantidade adequada de material para permitir 
uma análise completa. 
DIRETO 
→Pesquisa a presença de agentes infecciosos em espécimes clínicos; 
Pode ser realizado de quatro maneiras distintas: 
 Cultivo* de microrganismos em meios de cultura específico; 
 Visualização* direta do patógeno por técnicas de microscopia; 
 Detecção de antígenos específicos do patógeno através do uso de 
técnicas imunológicas ou de biologia celular; 
 Detecção de sequências de ácidos nucléicos do patógeno pela 
utilização de sondas de amplificação gênica. 
*São, em geral, as técnicas mais utilizadas, em função da simplicidade, 
requerimento de menor infraestrutura e do menor custo. 
 
 
Pode ser 
Permite a recuperação do agente etiológico e 
sua utilização para estudos científicos 
epidemiológicos e análise de susceptibilidade a 
drogas. 
MÉTODOS MOLECULARES 
→Utilizados quando não é possível 
visualizar os microorganismos ao 
microscópio e/ou quando eles não 
crescem em meios de cultivo. 
→Oferecem uma capacidade de 
discriminação maior. 
→Apresentam resultados mais 
precisos. 
→Requerem técnicos mais 
especializados para sua realização. 
INDIRETO 
→Pesquisa de anticorpos formados pela resposta imune específica. 
→O diagnóstico de infecções crônicas ou agudas pode ser realizado pela 
pesquisa de antígenos específicos. 
 
 Espécies mais frequentes na rotina do laboratório clínico 
→Enterobactérias: 
 Isolamento em meio seletivo (Agar McConkey); 
 Provas bioquímicas. 
→Cocos Gram positivos (Staphylococcus e 
Streptococcus): 
 Isolamento em Agar sangue; 
 Provas bioquímicas - catalase e coagulase. 
 
 
UROCULTURA 
→Meio ágar CLED (deficiente em eletrólitos): impede a formação do 
característico véu em amostras de Proteus sp); 
→Semeadura quantitativa com alça calibrada; 
→Identidade da bactéria: indicativo de infecção X microbiota 
comensal; 
→Critério diagnóstico de Kass > 105 UFC / ml; 
→Critério diagnóstico de Stamm de 102 a 104 UFC/ml; 
 Pacientes do sexo feminino, ambos os critérios 
→O resultado da urocultura deve ser avaliado juntamente com outros 
dados laboratoriais, como o sumário de urina e clínicos. 
 
LÍQUOR 
→Avaliação da celularidade, nível de glicose e proteínas; 
→Valores de proteínas acima de 100mg/dl indicam provável 
infecção bacteriana; 
→A contagem normal de leucócitos no liquor é < a 5 células/mm3, 
todas mononucleares; 
→Valores de glicose menores que 30 mg/dl ou menos que 50% dos 
níveis séricos, em 50% dos pacientes, sugerem meningite 
bacteriana, fúngica ou por micobactérias. 
 
HEMOCULTURA 
→Exame crítico e de grande importância; 
→Bacteremia: 
 Drenagem ou entrada direta; 
 Transiente, minutos a poucas horas; 
 Intermitente, desaparece e volta a acorrer; 
 Contínua. 
→Geralmente associada a um único microorganismo; 
Microorganismos mais frequentes: 
→Gram-positivos: Staphylococcus aureus; Staphylococcus coagulase negativos; Enterococcus spp; Streptococcus spp. 
→Gram-negativos: Escherichia coli; Klebsiella pneumonie; Salmonella spp; Enterobacter spp; 
→Fungos: Candida spp; Cryptococcus neoformans. 
Frascos: 
→respeitar o volume; 
→metodologias automatizadas: aditivos para neutralizar e inativar agentes antimicrobianos. 
 
 
 
 
 Objetiva verificar a sensibilidade de determinados 
microrganismos a diferentes fármacos mediante 
comparação de um padrão preestabelecido. 
 Permite a avaliação in vitro da interação fármaco x 
bactéria. 
 Avaliação do padrão de resposta bacteriana diante de 
concentrações pré-estabelecidas de antimicrobianos. 
 Resultados sem acurácia podem impactar na terapia e 
prognóstico do paciente. 
FATORES QUE INFLUENCIAM 
→Composição química do meio de 
cultura; 
→Temperatura; 
→PH; 
→Tempo de incubação; 
→Ação e estabilidade da droga. 
→Validade e conservação dos 
discos. 
MÉTODOS QUALITATIVOS 
 Métodos de difusão em ágar ou técnica 
de Kirby-Bauer 
→Discos de papel de filtro são impregnados com 
concentrações fixas de antimicrobianos; 
→Bactérias sensíveis formam um halo de 
inibição; 
→Bactérias resistentes crescem próximas ao 
disco sem a formação de halo. 
 
 Bactéria sensível – pode ser adequadamente 
tratada quando isolada em uma infecção. 
 Bactéria resistente – quando há crescimento 
mesmo sob a dose máxima de antimicrobiano. 
 Bactéria parcialmente resistente – 
tratamento apenas perante dose máxima de 
antimicrobiano. 
→Utiliza-se de métodos qualitativos e 
quantitativos (concentração inibitória mínima). 
APLICABILIDADE 
 Nortear a escolha do agente 
antimicrobiano mais adequado; 
 Predizer a chance de sucesso de um 
esquema terapêutico; 
MÉTODOS QUANTITATIVOS 
 Macrodiluição 
→Utilizam-se tubos com concentrações crescentes de antimicrobianos onde são inoculadas culturasbacterianas isoladas. 
 Microdiluição 
→Utilizam-se placas com concentrações crescentes de antimicrobianos onde são inoculadas culturas 
bacterianas isoladas. 
→Em uma mesma placa podem ser analisados diferentes antibióticos. 
 Diluição em Ágar 
→Utiliza-se de um meio sólido onde são colocados diferentes antimicrobianos com diferentes 
concentrações. Posteriormente são inoculadas colônias bacterianas para análise de possível crescimento. 
 E-Test 
→Utiliza-se uma placa de petri e uma fita dosimetrada, por meio da qual possibilita-se quantificar a dose 
mínima de antimicrobiano que impede o crescimento. 
 Automatizado 
→Utiliza-se de um cartão ou painel com múltiplos poços com diferentes antibióticos. Em cada poço é 
adicionado uma cultura bacteriana que terá seu crescimento lido por densidade ótica, se este ocorrer. 
# →Para predizer, em ambos os testes, se há resistência ou não, faz-se necessário avaliar se houve 
crescimento e quantifica-la. 
 
 
 
 
→Os fungos possuem 
crescimento preferencial em 
altas concentrações de 
carboidratos; período de 
incubação mínimo de 3 dias, a 
25 °C. 
 
Exemplos de infecções fúngicas: 
 Superficial - Malassezia furfur → Ptríase 
versicolor. 
 Cutânea - Trichophyton, Epidermophyton, e 
espécies de Microsporum → dermatofitose, 
candidíase na pele, candidíase oral e 
mucosas. 
 Profunda - Blastomyces dermatidis, 
Coccidioides immitis, Histoplasma capsulatum, 
Paracoccidioides brasiliensis → Blastomicose, 
Coccicioidomicose, Histoplasmose, 
Paracoccicioidomicose 
engloba o estudo 
de fungos causadores de 
doença 
Ágar Sabouraud → cultivo, isolamento e identificação de fungos 
patogênicos e leveduras. 
Ágar Sabouraud Glicose → meio adequado para isolamento 
dermatófitos. 
Ágar Sabouraud com cloranfenicol → utilizado para leveduras e 
fungos filamentos. 
Ágar PDA → reconhecimento de fungos filamentosos. 
Ágar Mycobiotic (Mycosel) → ágar seletivo para fungos patogênicos 
 
São os mais 
utilizados 
MICROSCOPIA 
 envolve a identificação de aspectos morfológicos 
 utiliza-se de material obtido através da biópsia do tecido lesado 
 
EXAME DIRETO DA AMOSTRA 
 exame a fresco após clarificação com KOH (10 a 20%) 
 requer processo de coloração – tinta nanquim 
Aspectos microscópicos analisados: leveduras com filamentação (hifas); leveduras sem filamentação e sem cápsula. 
 
CULTURA 
 usada em quadros de infecções por fungos oportunistas 
 sua utilização depende do local de infecção 
 
MICROCULTIVO 
 permite observar estruturas intactas 
 
SOROLOGIA 
 utiliza-se para detecção de micoses profundas 
 
 
 
Diagnóstico 
Laboratorial 
#colorações que podem ser utilizadas: 
 Gram 
 Gomori-Grocott 
 Nanquim (tinta da china) 
 
 
MÉTODOS RÁPIDOS 
 
 Microscopia eletrônica 
→Permite a observação da partícula viral; 
 
 Imunofluorescência (IF) e Ensaio imunoenzimático (EIE) 
→Possibilitam a detecção do antígeno viral 
 
 Reação em cadeia da polimerase (PCR) 
→Permite a detecção do genoma viral. 
 
 
MÉTODOS CLÁSSICOS 
 Isolamento do vírus 
→Animais de laboratório: uso restringe-se a pesquisas atualmente; isolamento e 
multiplicação de vírus que não se replicam bem em culturas de células. Exemplo: 
vírus da febre amarela selvagem. 
 
-Ovos embrionados: embrião em desenvolvimento, ideal para multiplicação de vírus; 
Vantagens=sensibilidade, facilidade de realização; Desvantagens=contaminação, 
morte embrionária. 
 
-Cultura de células: requer meio mínimo essencial (glicose, bicarbonato, vitaminas, 
aminoácidos); condições ambientais adequadas (temperatura, pH, umidade); 
linhagem celular de diferentes origens, utilizadas para isolamento de tipos virais 
pré-determinados; efeito citopático. 
 
 
TIPOS DE DETECÇÃO VIRAL 
 Detecção direta 
→Detecção de antígenos 
→Visualização direta 
 Detecção indireta 
→Pesquisa de anticorpos 
MÉTODOS INDIRETOS 
 Imunofluorescência (IF) 
 
 Ensaio imunoenzimático (EIE) 
 
MÉTODOS DIRETOS 
#após o isolamento viral 
é necessário um método 
específico de detecção 
detecção de anticorpos 
detecção dos vírus 
 
 
DISTÚRBIOS GENÉTICOS 
→Classificados em: 
 Distúrbios monogênicos- tem origem em 
um loci genético específico, atingindo 
pequena parcela de determinados genes; 
 Distúrbios cromossômicos- advém de 
alterações cromossômicas, aumento bem 
como a deleção atingindo um maior 
número de genes; 
 Distúrbios multifatoriais- tem origem 
embasada em diversos pontos, como 
fatores ambientais e herdáveis, 
possuindo parcela considerável de 
fatores de causalidade desconhecidos. 
 
 
Detectam 
DOGMA CENTRAL 
Inicialmente foi definido como a capacidade de formação 
proteica a partir de ácidos nucleicos, seguindo o sentido, 
DNA→RNA→Proteínas. Teve sua definição ampliada ao 
longo dos anos a partir de conhecimentos epigenéticos, 
transcritômicos, proteômicos e genômicos. 
MUTAÇÃO 
Corresponde a qualquer alteração na sequência de 
nucleotídeos ou no arranjo do DNA. 
→Podem ocorrer em: 
 MUTAÇÃO SOMÁTICA, células somáticas; 
 MUTAÇÃO HERDÁVEL, células germinativas 
 
PASSOS DO EXAME GENÉTICO 
 Coleta da amostra do paciente; 
 TCLE preenchido; 
 Realização das técnicas moleculares; 
 Análise dos dados obtidos; 
 Classificação da variante; 
 Laudo médico. 
#A variante pode ser relatada ou não relatada e ambas 
podem ou não ter a capacidade de causar doença. 
 
 
Molécula altamente estável 
FONTES PARA EXTRAÇÃO 
 Sangue periférico; 
 Sêmen; 
 Saliva e células da mucosa; 
 Cabelo; 
 Ossos; 
 Dentes; 
 Urina; 
MÉTODOS DE COLETA 
 Swab bucal; 
 Punção venosa; 
 Coletas de material forense. 
→Métodos de extração de DNA 
 Proteinase K (10-15mL); 
 Solventes orgânicos: fenol e 
clorofórmio; 
 FTA Card com solução de lise 
(SDS); 
 Sais (salting-out) 
→Etapas para extração 
 Ruptura física e química dos componentes celulares (maceração do 
tecido, alta temperatura e SDS); 
 Desmembramento dos cromossomos dos seus componentes básicos 
(DNA e proteínas); 
 Proteinase e RNAse; 
 Separação do DNA dos componentes celulares (fenol clorofórmio); 
 Precipitação alcóolica para isolamento do DNA; 
 Armazenamento do DNA: DNA precipitado (>20 anos a -20°C e 
tempo indeterminado a -80°C); 
 Análise da qualidade e quantidade do DNA 
→Gel de agarose 1% ou poliacrilamida 
→Corado com brometo de etídio ou prata 
 
 
 
 
Molécula altamente instável FONTES DE RNA 
 Células e tecidos frescos; 
 Células e tecidos conservados em reagentes. 
Ação de RNAses: 
→“DEDAses”; 
→Tubos, ponteiras, vidrarias; 
→Água e tampões; 
→Superfícies laboratoriais; 
→RNAses Endógenas; 
→Armazenamento do RNA. 
ETAPAS DA EXTRAÇÃO 
 Homogeneização de células e tecidos; 
 Dissociação dos complexos núcleo-protéicos; 
→Obs: é utilizado TRIzol – isotiocianato de guanidina, fenol. 
 Clorofórmio; 
 Separação – Fases orgânica e aquosa; 
→Obs: Fase aquosa – RNA (superior) e Fase orgânica – vermelha (fenol e clorofórmio) DNA e proteína (inferior). 
 Precipitação do RNA com álcool isopropílico; 
 Lavagem do RNA com etanol 70%; 
 Dissolver o RNA; 
→Secar o RNA 
→Água ultra-pura (DNAase e RNAse free) 
→Água DEPC (dietilpirocarbonato) 
→Aquecer a 55-60°C por 10 min 
 Armazenamento do RNA; 
→Pode ser utilizado TRIzol- 80°C (1 mês) ou RNA precipitado/etanol 70% (1 semana a 4°C ou 1 ano a -20°C) 
 Análise da qualidade e quantidade do RNA; 
→Pode ser realizado em: gel de agarose 1% ou poliacrilamida; corado com brometo de etídio ou prata; espectrofotometria (razão A260/A280). 
 
 
 
MICROARRAY 
(Chip de DNA ou microarranjos de DNA) 
→Southern blotting em lâmina; 
→Chips de genes; 
→Pode conter mais de 10000 sondas oligonucleotídicas; 
→Microdisposição de oligo ou sondas; 
→Hibridização com mRNA ou cDNA fluorescentes; 
→Leitura por scanners; 
→Pode comparar a expressão de um grande número de genes, 
simultaneamente. 
 Utilização 
→Detecçãode mutações gênicas e polimorfismos; 
→Detecção gênica em diferentes tecidos sob condições normais ou anormais; 
→Sequenciamento do DNA e genotipagem. 
 
ELETOFORESE 
→ Conhecida desde 1930; 
→Advém da movimentação de moléculas em um campo elétrico; 
→Separa os ácidos nucleicos por peso molecular e as proteínas 
por peso e carga elétrica; 
→Necessita de um substrato inicial, papel, agarose ou 
poliacrilamida; 
→A análise dos resultados depende: da qualidade da amostra; do 
padrão de peso molecular; do espectrofotômetro (automatizado). 
SOUTHERN BLOT 
→Descoberto em 1975; 
→Fragmentos de DNA separados em gel de agarose→ 
transferidos para membrana por ação capilar→ DNA é 
desnaturado antes ou durante a transferência→ sonda 
radioativa hibrida com DNA na membrana. 
 Aplicações: 
→Alteração em um único nucleotídeo (mutação); 
→Detecções de inserções, deleções e rearranjos; 
→Polimorfismo no DNA; 
→Ordenamento de fragmentos de DNA em um mapa 
físico. 
 
 
NORTHERN BLOTTING 
→Trata-se de uma corrida de RNA totais ou mRNA em gel 
de agarose; 
→O RNA deve estar desnaturado; 
→Deve haver sensibilidade a RNAses; 
→A transferência para a membrana ocorre por meio da 
ação capilar; 
→São necessárias condas de DNA ou RNA para hibridar 
WESTERN BLOT 
→Trata-se de uma corrida de proteínas em gel de 
poliacrilamida; 
→Objetiva uma separação e caracterização das 
proteínas; 
→Utiliza-se SDS (sódio dodecil sulfato) para 
desnaturação; 
→A transferência para a membrana ocorre por 
força elétrica; 
→A proteína alvo é identificada por anticorpo 
mono ou policlonal; 
→Informa o tamanho e a quantidade das 
proteínas. 
 Detectar e mensurar uma sequência específica de 
DNA, RNA ou proteínas de uma paciente; 
 Identificação da variação na expressão gênica, 
RNA e/ou proteína em uma amostra; 
 Detecção e quantificação da presença de um vírus 
específico, bactéria ou tipo celular. 
objetivos 
 
 
→Consiste em uma fotomicrografia da organização dos cromossomos de acordo com 
uma classificação padrão; 
→Detecta alterações numéricas e estruturais (grandes); 
→Os cromossomos são organizados digitalmente e pareados com seu homólogo; 
→Cromossomos homólogos possuem o mesmo tamanho, forma e carregam os mesmos 
genes; 
→Um cariótipo normal consiste em 45 XX ou 45XY; 
→As amostras utilizadas devem prover de tecido viável com células que possuam a 
capacidade de proliferação; 
→A amostra deve ser fresca. 
 
 
 
 
 
 
 
 PASSOS DA PREPARAÇÃO DE UM CARIÓTIPO 
→Usar amostra de sangue; 
→Lisar os leucócitos em solução hipotônica ou usar detergente saponina e liberar os 
leucócitos; 
→Centrifugar a amostra para separar os leucócitos do resto do fluido sanguíneo; 
→Adicionar a Colchicina para induzir as cromátides a pararem na metáfase; 
→Transferir os leucócitos para uma lâmina; 
→Utilizar a técnica de bandeamento G; 
→Tirar uma fotografia; 
→Liberar os cromossomos pelo tamanho e forma do maior para o menor. 
 TIPOS DE CARIÓTIPO 
Ideograma 
→O bandeamento localiza lugares nos cromossomos; 
Fluorescente 
→Detecta um marcador que possa revelar um defeito. 
 
(Fluorescence in Situ Hybridization) 
→Permite a análise de uma região de interesse; 
→Detecta alterações numéricas e estruturais (pequenas, sutis); 
→Uma de suas vantagens com relação ao cariótipo é não 
obrigatoriedade de se ter um material fresco. 
 
 PASSOS PARA A PREPARAÇÃO DE UM FISH 
→Adicionar colcemida a uma amostra previamente coletada; 
→Transferir as células para um meio hipotônico; 
→Plaquear as células/fixar em formaldeído; 
→Ressuspender em metanol/fixar em ácido acética glacial; 
→Tratamento de pepsina; 
→Hibridização com sondas de PDA; 
→Aquecimento/desnaturação do DNA cromossomal; 
→A sonda liga-se a sequência complementar; 
→Coloração com DAPI; 
→Imagem de captura e análise 
 
 
 
 
 
 Replicação do DNA in vitro; 
 É uma técnica qualitativa → permite identificar a 
presença de algum microrganismo. 
 Etapas: 
→Extrai-se o DNA em fita dupla; 
→Aquece para separar as fitas do DNA; 
→O primer vai encontrar uma região e hibridizar – 
hibridização dos iniciadores; 
→DNA polimerase adicionará as bases; 
→Síntese de DNA a partir dos iniciadores. 
 Permite a detecção, quantificação e 
amplificação do DNA em uma única etapa; 
 Utiliza-se de sistema de detecção de 
sinais fluorescentes. (oligonucleotídeos marcados); 
 Vantagens com relação a técnica convencional de 
PCR: 
→Tempo de reação reduzido; 
→Maior reprodutibilidade, sensibilidade e precisão; 
→Coleta de dados em fase exponencial. 
 
 
→Possui a capacidade de detectar 
alterações presentes nas regiões codificadoras 
do DNA (éxons); 
→Não identifica modificações estruturais e 
variantes nas regiões não codificadoras 
(íntrons), muitas vezes associadas a doenças; 
 
→Permite a detecção simultânea de desequilíbrios e anomalias 
cromossômicas mais frequentes; 
→Permite a visualização de desequilíbrios submicroscópicos, 
deleções, duplicações ou triplicações; 
→A amostra pode ser fresca ou fixada; 
→Etapas: 
1. Marcação do DNA do paciente. 
2. Marcação do DNA de referência. 
3. Mistura dos dois DNA’s – MIX 
4. Insere-se o MIX em uma placa com sequências genéticas pré-
determinadas. 
5. Observação da coloração da placa. 
→Permite a análise de todo o DNA estrutural, regiões de exons e íntrons; 
→Possui elevado custo, requer profissionais e maquinário especializado. 
 
 
Polimorfismos gênicos 
→Diz respeito às mutações que se propagaram ao longo 
das gerações, representando as variações fenotípicas de 
uma pessoa para outra 
→O fenótipo é a expressão do genótipo, podendo sofrer 
alterações a depender do ambiente e outros fatores. 
 
Baseia-se em 
Mutações silenciosas 
Refere-se as mutações em sequências que não constituem 
genes, logo, não vão alterar a expressão das proteínas e 
nem afetar a viabilidade do organismo e são transmitidas 
de gerações a gerações. 
É utilizada na criminalística, a qual é caracterizada como uma 
disciplina que utiliza o conhecimento científico das mais diversas 
áreas, sendo aplicado na análise de vestígios materiais com o 
objetivo de auxiliar em investigações criminais para elucidar um 
determinado crime e sua autoria 
Os criminalistas são os profissionais responsáveis por 
recolher, analisar e interpretar a evidência forense. 
→Necessitam para isso de: 
 Câmeras; 
 Gravadores; 
 Cadernos de anotações; 
 Pinças e cotonetes; 
 Fontes de luzes alternativas; 
 Fitas adesivas especiais. 
É a área científica em que, através de técnicas e de 
conhecimentos sobre genética e biologia molecular se 
auxilia a justiça e se desvendam crimes 
Princípios da perícia oficial criminal 
→Princípio da observação - considerar todos os detalhes; 
→Princípio da análise - faz-se uso dos Protocolos 
Operacionais Padrão (POPs); Requer reprodutibilidade e 
confiabilidade; 
→Princípio da individualidade - Identificação; 
Classificação; Individualização 
Utilizam-se de 
#Papel do laboratório - estudar, armazenar e comparar 
os dados genéticos. 
 Quando é utilizada? Centra-se, principalmente, em 3 
áreas: 
 Investigação de paternidade; 
 Criminalística; 
 Identificação humana. 
 Trouxe muitos benefícios, como: 
 Velocidade maior de análises; 
 Diminuição do tempo de 
término dos inquéritos 
policiais; 
 Aumento da assertividade. 
Extração do DNA 
→Vai depender do tipo de amostra, da qualidade da coleta e da 
complexidade 
Como: 
 Sêmen; 
 Saliva/Cels da mucosa; 
 Cabelo; 
 Tecidos de biópsias 
 Ossos. 
→A análise de DNA em ossos carbonizados é realizada geralmente em 
casos de acidentes aéreo, automobilístico ou homicídio, quando não há 
outros materiais possíveis de investigação. 
 
Baseando-se na 
Tendo como etapas 
Precauções para proteção das amostras 
→Isolamento e proteção da cena do crime para retirar o mais 
rápido possível osindícios biológicos. 
→Usar luvas; 
→Usar máscaras - evitar falar, espirrar ou tossir próximo às 
amostras 
→Utilizar jaleco, preferencialmente. 
→Não adicionar conservantes às amostras 
→Deixar as amostras secarem em temperatura ambiente e 
protegidas antes de colocá-las em sacolas para serem levadas ao 
laboratório. 
→Embalar cada amostra individualmente. 
 
 
Utilizando-se de 
 
 
 
Objetiva reunir informações genéticas e não genéticas 
sobre crianças, adolescentes e adultos desaparecidos que 
podem ainda estar vivos e de pessoas que foram mortas e 
não puderam ser identificadas pelos métodos tradicionais. 
Os dados arquivados são: 
→informações genéticas obtidas do DNA doado pelos 
familiares de pessoas desaparecidas e as informações 
genéticas obtidas do DNA extraído de restos mortais. 
Realiza-se então o cruzamento das informações genéticas 
armazenadas, o que vai permitir colocar em contato as duas 
vertentes do problema, ou seja, a pessoa ou resto mortal 
não identificado e a família 
O seu funcionamento adequado depende da participação do 
IML, de órgãos governamentais ligados à defesa dos 
direitos humanos e de organizações não governamentais 
(ONGs) 
É papel do IML coletar e enviar para o laboratório as 
amostras ou restos mortais não identificados 
E os órgãos governamentais e ONGs irão fazer o 
rastreamento e triagem dos parentes desaparecidos, para 
a posterior obtenção de amostras biológicas para o estudo 
do DNA 
 
 
→Mapas 1 Exames Laboratoriais, 2 Coleta de Amostras Biológicas e 3 Cascata da Coagulação e Ação dos Anticoagulantes: 
 Aula ministrada pela professora Claudinéia de Araújo, com o tema, Diagnóstico Laboratorial Aplicado a Medicina, durante a disciplina 
Diagnóstico Laboratorial Aplicado ofertada no semestre de 2020/3; 
 Aula ministrada pela professora Ludiele Souza Castro, com o tema, Coleta de Amostras Biológicas, durante a disciplina Diagnóstico 
Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Google imagens, 2020; 
→Mapas 4 e 5 Hemograma: 
 Aula ministrada pela professora Ludiele Souza Castro, com o tema, Leitura e Interpretação do Hemograma, durante a disciplina 
Diagnóstico Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Google imagens, 2020; 
→Mapas 6 Doenças Parasitárias 1, 7 e 8 Exame Parasitológico de Fezes: 
 Aula ministrada pelo professor João Gabriel G. Luz, com tema, Doenças Parasitárias: Métodos para o Diagnóstico Laboratorial, durante 
a disciplina Diagnóstico Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Google imagens, 2020; 
→Mapas 9 e 10 Doenças Parasitárias 2: 
 Aula ministrada pelo professor João Gabriel G. Luz, com o tema, Métodos para o Diagnóstico Laboratorial: Parasitos Sanguíneos e 
teciduais, durante a disciplina Diagnóstico Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Google imagens, 2020; 
→Mapas 11 Bacteriologia, 12 Diagnóstico Microbiológico, 13 Espécimes clínicos frequentes na rotina bacteriológica, 14 Antibiograma (TSA): 
 Aula ministrada pela professora Juliana Helena Chaves Pavoni, com o tema, Diagnóstico em Microbiologia, durante a disciplina Diagnóstico 
Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Aula ministrada pela professora Juliana Helena Chaves Pavoni, com o tema, Antibiograma (TSA), durante a disciplina Diagnóstico em 
Micologia e Diagnóstico em Virologia, durante a disciplina Diagnóstico Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Google imagens, 2020; 
 LEITE, A.A. et al. ANÁLISE DO LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO. REVISÃO DE LITERATURA. Atas de Ciências da Saúde, São 
Paulo, Vol.4, N°.3, pág. 1-24, JUL-SET 2016. 
 ARAUJO, MARIA RITA ELMOR. Hemocultura: recomendações de coleta, processamento e interpretações dos resultados. J Infect 
Control 2012; 1 (1): 08-19. 
 AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA - Detecção e Identificação de Bactérias de Importância Médica, Modulo V. 
 HOLANDA, C.M.C.X.; ARIMATEIA, D.S.; NETO, R.M. Manual de Bacteriologia e de Enteroparasitos. Universidade Federal do Rio Grande 
do Norte, 2017. 
→Mapas 15 Micologia e 16 Diagnóstico Laboratorial em Virologia: 
 Aula ministrada pela professora Juliana Helena Chaves Pavoni, com o tema, Antibiograma (TSA), durante a disciplina Diagnóstico em 
Micologia e Diagnóstico em Virologia, durante a disciplina Diagnóstico Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Google imagens, 2020; 
→Mapas 17 Técnicas de Biologia Celular, 18 DNA e 19 RNA: 
 Aula ministrada pela professora Claudinéia de Araújo, com o tema Técnicas Básicas de Biologia Molecular, durante a disciplina 
Diagnóstico Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Google imagens, 2020; 
→ Mapa e 20 Técnicas/Testes Moleculares: 
 Aula ministrada pela professora Claudinéia de Araújo, com o tema, Técnicas Básicas de Biologia Molecular, durante a disciplina 
Diagnóstico Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Aula ministrada pela professora Wânia Rezende Lima, com o tema, Diagnóstico Laboratorial - Testes moleculares, durante a disciplina 
Diagnóstico Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Google imagens, 2020; 
 
 
→Mapas 21 Cariótipo e Fish (Fluorescence in Situ Hybridization), 22 Reação em Cadeia da Polimerase (PCR) e Reação em Cadeia da Polimerase 
em Tempo Real (RT-PCR), 23 Hibridização Genômica Comparativa (HCG) Sequenciamento do Exoma Completo (WES) e Sequenciamento de 
Última Geração (NGS): 
 Aula ministrada pela professora Wânia Rezende Lima, com o tema, Diagnóstico Laboratorial - Testes moleculares, durante a disciplina 
Diagnóstico Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Google imagens, 2020/3; 
→Mapas 24 e 25 Genética/Biologia Forense e 26 Bancos de Dados de Perfis Genéticos: 
 Aula ministrada pela Professora Claudinéia de Araújo, com o tema, Genética Forense - A análise do DNA na investigação criminal, 
durante a disciplina Diagnóstico Laboratorial Aplicado, ofertada no semestre de 2020/3; 
 Google imagens, 2020/3;