Exames Laboratoriais e sua Importância

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Andressa Marques – Medicina UFR 
 
 A principal finalidade é o seu papel dentro da medicina preventiva, ou seja, a possibilidade de poder 
prevenir doenças, por meio de exames de rastreio e/ou exames de rotina, ou, descobri-las 
precocemente, o que também influenciará no prognóstico. Além disso, possuem também a finalidade 
de confirmar diagnósticos, tratar, acompanhar pacientes e também permitir a coleta de dados 
epidemiológicos. 
 A validade do exame laboratorial é curta e exemplifica o que está ocorrendo com nosso corpo no dia 
do exame. 
 
 Não específicos para definição de etiologia 
→Hemograma 
→Lipidograma 
→Hepatograma 
→TSH e T4 livre 
→Glicemia 
→PSA 
→PCR 
→CK e LDH 
→Raio X, US, CT, RNM... 
 Específicos para busca pelo agente etiológico: 
→Pesquisa direta (colorações específicas) – Gram, Ziehl-Neelsen, GMS, Gota espessa etc. 
→Cultura – bactérias, micobactérias, fungos etc. 
→Histopatológico – processo inflamatório: cultura + pesquisa direta. 
→Amplificação do material genético - PCR, PCR tempo real, quantificação do DNA (para controle de 
doença). 
 Testes imunológicos – resposta ao agente etiológico – Sorologia: Pesquisa de anticorpos (IgM, IgG; 
quantitativo: VDRL/CIE Pb); Pesquisa de antígenos (Teste do látex: meningite; Criptolátex). 
 
 
 Conjunto de medidas que visam a minimização e controle de riscos nas atividades de trabalho 
biotecnológico das diversas áreas das ciências da saúde e biológicas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Andressa Marques – Medicina UFR 
 
 FASE PRÉ-ANALÍTICA 
→Responsável por cerca de 46 a 68% dos erros laboratoriais. 
→Corresponde à etapa que vai desde a prescrição do exame até a sua 
coleta/armazenamento e transporte para realização da análise – ou seja – compreende tudo 
que precede o ensaio laboratorial, dentro ou fora do laboratório de análise. 
→Momento em que todas as instruções devem ser dadas ao paciente, como: tempo de jejum 
adequado para realização da coleta, o que entra ou não no jejum (deixar claro que a ingestão de água 
é livre); motivo da realização do exame; explicar o que será analisado com o exame. 
→O laboratório deve, antes da coleta, preencher todos os dados do paciente e identificar os tubos 
que serão utilizados com seu nome. 
→Fatores que interferem no exame: gênero, idade, posição do corpo, atividade física, tempo de 
jejum, dieta, uso de medicamentos, drogas, tabagismo, etilismo, garroteamento do braço por tempo 
exacerbado, transporte inadequado, identificação errada do paciente, armazenamento inadequado, 
utilização de aditivos inadequados na obtenção do espécime diagnóstico, requisição incorreta ou perda 
da mesma, orientação inadequada ao paciente, centrifugação inadequada. 
 
 
 
 FASE ANALÍTICA 
→Responde a cerca de 7 a 13% dos erros laboratoriais. 
→Fatores que comprometem o exame: falha no equipamento, perda da 
amostra, contaminação da amostra, troca na identificação da amostra. 
→Corresponde à etapa de processamento e análise da amostra coletada, ou 
seja, é a execução do ensaio propriamente dito. 
 
 FASE PÓS-ANALÍTICA 
→Responde por cerca de 19 a 47% dos erros. 
→Vai desde a liberação e validação do exame (laudo) até o momento em que 
o médico interpreta e toma sua decisão. 
→Fatores de comprometem o exame: perda do resultado, interpretação incorreta, erro na 
transcrição do resultado, instabilidade no sistema de informação laboratorial (SIL), tempo de 
liberação do resultado acima do especificado. 
 Andressa Marques – Medicina UFR 
 
 
 Sangue 
→Sangue total: amostra de sangue arterial, capilar ou venosa na qual as 
concentrações e propriedades intra e extra celulares dos constituintes permanecem 
relativamente inalteradas quando comparadas com o seu estado in vivo; é obtida com 
anticoagulante in vitro para estabilizar os constituintes por um certo período de 
tempo. 
→Soro: é o fluido que esta após a coagulação do sangue obtida in vitro sem 
anticoagulante, espontaneamente ou por centrifugação, que de ser removido. 
→Plasma: é o fluido sobrenadante obtido in vitro com anticoagulante, espontâneo ou 
centrifugado. 
 Urina 
→Ultrafiltrado do plasma, que pode ser usado para a evolução e monitoramento da homeostase do 
corpo e muitas doenças dos processos metabólicos. 
→Coletar preferencialmente a primeira da manhã. 
→Higienizar a região genital e secar bem antes de coletar. 
→Utilizar preferencialmente kit fornecido pelo laboratório. 
→Tipos de coleta de urina: 
 24 horas – 1º dia: esvaziar a bexiga na hora inicial, coletar todas as urinas nas 
próximas 24 horas; 2º dia: na mesma hora em que começou a coletar no primeiro dia, de bexiga cheia, 
urinar e coletar esta última amostra. 
 jato médio – para cultura, citologia e rotina; necessita de antissepsia do paciente; 
primeiro jato é descartado. 
 Cateterizada – rotina, cultura e também para diferenciar infecção renal da de 
bexiga; requer pessoal treinado (inserção de cateter através da uretra até a bexiga) 
 aspiração suprapubica 
 pediátrica 
 Fezes 
→5 utilidades do exame de fezes: Pesquisa de ovos e parasitas; Pesquisa de sangue oculto; Dosagem 
de gordura fecal; Estudo das funções digestivas; Coprocultura. 
 Secreções (vaginais, uretral, escarro, esperma etc) 
 Líquidos corporais (espinhal, pleural, amniótico, pericárdico, peritoneal, sinovial, ascítico) 
 Tecidos (raspagens, biópsias) 
 Outros: orofaringe (▪ Lavar as mãos e calçar luvas de procedimentos; ▪ Solicitar ao paciente que abra bem a 
boca; ▪ Instruir o paciente que respire profundamente e abaixar a língua do paciente com um abaixador de 
língua; ▪ Introduzir o swab estéril, fazer esfregaços sobre as amígdalas e faringe posterior, evitando tocar na 
língua e na mucosa bucal; ▪ Procurar o material nas áreas com hiperemia, próximas aos pontos de supuração ou 
remover o pus ou a placa ▪ Coletar a amostra exatamente na área inflamada, evitando outros sítios na cavidade 
oral) 
 Líquor (Alterações neurológicas ▪ Infecções (meningite ou encefalite) ▪ Doenças inflamatórias 
(esclerose múltipla, Guillain-Barré) ▪ Antígenos tumorais ▪ hemorragia subaracnóidea) 
 Medula óssea (Amostra coletada em frasco estéril contendo heparina (0,5 mL de heparina diluída 
1:1000); ▪ Prazo máximo de envio da amostra é de 24 horas após a coleta, mantida e transportada à temperatura 
ambiente.). 
 
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 Habitualmente jejum de 8 a 12 horas, com livre ingesta de água; quando é para avaliação de 
triglicerídeos, jejum de 14 horas. 
 A coleta deve ser, preferencialmente, na parte da manhã. 
 Exercícios físicos devem ser evitados antes da coleta. 
 
 
 
 
 
 
 Sempre verificar todos os materiais necessários antes da coleta. 
 Teste solicitado → determina a quantidade e o tubo utilizado. 
 Materiais e Formas de coleta: 
→Agulha e seringa estéreis e descartáveis; 
→Lanceta estéril e descartável. 
→Coleta a vácuo; 
→*Punção arterial; 
→*Punção capilar. 
 Garroteamento a partir de 3 minutos alteram os resultados (o ideal é de 1 a 2 minutos, no máximo!) 
 Após adicionar o sangue no tubo, este deve ser homogeneizado por inversão 
 
 
 
 
 
 Tipos de tubos: 
Azul – anticoagulantes utilizados para obtenção de plasma para provas de coagulação. (TAP; TTPA etc) 
Preto – tubo para VHS, utilizado para coleta e transporte de 
sangue venoso para teste de sedimentação.Vermelho – tubo sem anticoagulante, utilizado para obtenção 
de soro para bioquímica e sorologia. (Glicose, ureia, creatinina) 
Amarelo – utilizado para dosagens bioquímicas, hormonais e 
sorologias. 
Verde – utilizado para testes bioquímicos. 
Roxo – utilizado para hematologia, por meio dos testes de: 
eritrograma, leucograma e plaquetas. 
Cinza (contém anticoag+estabilizador) - utilizado para dosagem de glicose e lactato. 
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# ANTICOAGULANTES - quando se necessita de sangue total ou plasma para algumas análises usam-se 
anticoagulantes; em geral, interferem no mecanismo de coagulação in vitro, inibindo a formação da protrombina 
ou da trombina. 
Os mais usados são: ▪ EDTA ▪ Heparina ▪ Oxalatos ▪ Citratos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
*PUNÇÃO ARTERIAL 
▪ São utilizadas a artéria radial, a artéria femoral ou 
a artéria braquial 
▪ Estudo da gasometria sanguínea: concentrações de 
oxigênio e de dióxido de carbono; acidez do sangue 
▪ Avaliação de doenças respiratórias ou outras 
condições que afetem os pulmões. 
▪ Determinar a eficiência da terapia com oxigênio. 
▪ O componente ácido-base → funcionamento dos 
rins. 
 
*PUNÇÃO CAPILAR 
▪ Glicemia capilar, hematologia, em pesquisa de hemoparasitos, e em provas de coagulação. 
▪ O sangue capilar é obtido através da pele. 
▪ Punção da pele: Superfície póstero-lateral do calcanhar, em crianças até 1 ano de idade; na polpa 
do 3º ou 4º dedo da mão; lóbulo da orelha. 
 
 
 
 SANGUE TOTAL 
 
 
 
 
 Eritrograma _ valores referentes à serie vermelha → Linhagem eritrocitária 
 Leucograma _ valores referentes à serie branca → Linhagem leucocitária 
 Contagem de plaquetas 
Hemograma 
Tipagem sanguínea 
Teste de hemoglobina glicada 
Testes moleculares (PCR, teste de paternidade) 
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 VALORES DE REFERÊNCIA (lembrando que alguns, com exceção da hemoglobina, podem ter leves 
alterações a depender de cada laboratório): 
HEMOGLOBINA: 12 – 17,5 g/dL 
HEMÁCIAS: 4,5 – 5,5 milhões/mm3 
LEUCÓCITOS: 4500 – 11000 /mm3 
PLAQUETAS: 140000 – 400000 /mm3 
 
 Avalia índices hematimétricos: 
VCM – análise do tamanho das hemácias; 
HCM – representa o peso das hemoglobinas dentro das hemácias; 
CHCM – representa o nível de concentração da hemoglobina dentro de uma hemácia; 
RDW – avalia a diferença de tamanho entre as hemácias. 
 
 COAGULOGRAMA 
Contagem de plaquetas; 
Tempo de sangramento; 
Tempo de coagulação; 
Tempo de Protrombina (TP); 
Tempo de Tromboplastina Parcial ativada (TTPa). 
 LEUCOGRAMA – contagem de leucócitos 
-Representa o somatório das contagens de granulócitos, linfócitos e monócitos por unidade de 
volume do sangue total. 
- Existem normalmente entre 4000 e 11000 leucócitos por microlitro no sangue humano. 
-Obs: contagem diferencial _ determina a relação percentual entre as distintas variedades de 
leucócitos. Se em 100 leucócitos contados no esfregaço, 60 são neutrófilos, estes representam 60% 
do total de leucócitos. Informa as quantidades relativas de cada glóbulo branco. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Indicações gerais: Avaliação preventiva para procedimentos 
cirúrgicos; Investigação clínica de distúrbios hemorrágicos; 
Avaliação de estados pré-trombóticos e trombofílicos; 
Acompanhamento do uso de medicações. 
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-O leucograma pode apresentar desvio a esquerda, que significa aumento do número de segmentos 
jovens na corrente sanguínea. (aumento percentual no sangue das células imaturas da série 
neutrofílica). Incluem: 
 Neutrófilos bastonetes 
 Neutrófilos metamielócitos 
 Neutrófilos mielócitos 
 Prómielócitos 
 Mieloblastos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 O hemograma auxilia no diagnóstico de várias doenças, dentre elas, temos as anemias e as leucemias. 
 
Presença desses sugere infecção grave (raro ou leucemia) 
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→ANEMIAS 
-São manifestações clínicas que afetam a composição, morfologia e função da série vermelha. 
-Em sua maioria, são caracterizadas por alterações na concentração de hemoglobina e alterações 
morfológicas das hemácias. 
-Definição funcional: levam a incapacidade do sangue de suprir os tecidos com adequado volume de 
oxigênio para uma adequada função metabólica. 
-Definição laboratorial: redução dos níveis de hemoglobina com ou sem diminuição do número de 
eritrócitos, de acordo com idade, sexo e altitude. 
-Segundo a OMS, é considerado anemia quando, laboratorialmente: 
 Homem Hb < 13,0g/dl 
 Mulher Hb < 12,0g/dl 
 Gestantes Hb < 11g/dl 
 Criança de 6 meses a 6 anos Hb < 11g/dl 
 Criança de 6 anos a 12 anos Hb < 12g/dl. 
-São classificadas em: →Anemia microcítica hipocrômica – anemia por deficiência de ferro; doenças 
crônicas; anemia sideroblástica; talassemias. 
 →Anemia normocítica e normocrômica – doenças crônicas; hemorragia aguda; 
anemias hemolíticas. 
 →Anemia macrocítica – deficiência de vitamina B12 e de folatos; defeito na síntese 
de DNA; Hemólise; Hipotireoidismo e alcoolismo. 
→LEUCEMIAS 
-São doenças monoclonais derivadas de uma única célula que se tornou neoplásica, tornando-se 
indiferente ao controle dos fatores que regulam sua proliferação/maturação normal. 
-São classificadas em: •Aguda: crescimento rápido das células imaturas do sangue, o tratamento é 
imediato devido ao rápido desenvolvimento das células malignas; 
 •Crônica: produção progressiva e em ritmo determinado das células maduras 
e anormais. A progressão leva desde meses até mesmo anos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 Possuem forte relação com desigualdades socioeconômicas; 
 São doenças negligenciadas e mais prevalentes em países tropicais e subdesenvolvidos;
 Algumas são mais prevalentes no período da infância (as enteroparasitoses);
 É fundamental a associação de um diagnóstico clínico epidemiológico e laboratorial. 
 Métodos de diagnóstico laboratorial: Parasitológicos 
 Imunológicos 
 Moleculares 
Parasitos intestinais 
 
 Exemplos das causadas por protozoários - encontrados na forma de cistos, oocistos e trofozoítos; 
Amebíase- Entamoeba hystolitica. 
Giardíase- Giardia duodenalis. 
Criptosporíase- Cryptosporidium spp. 
Ciclosporíase- Cyclospora spp. 
Isosporíase- Isospora spp. 
 
 
 Exemplos das causadas por helmintos - encontrados na forma de ovos e larvas; 
Esquistossomose - Schistosoma mansoni. 
Fasciolíase- Taenia spp. 
Teníase/ Cisticercose- Hymenolepis nana. 
Ascaridíase- Ascaris lumbricoides. 
Ancilostomose- Necator americanos. 
Tricuríase- Trichuris trichura. 
Enterobiose- Enterobius vermicuralis. 
Estrongiloidiase- Strongyloides stercoralis 
 
 Os parasitos possuem peculiaridades biológicas, com diferenças entre os tamanhos dosovos, cistos, 
formas de resistência, locais e momentos preferencias para deposição dos ovos em alguns casos... 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES (EPF) 
 
 Propicia o diagnóstico parasitológico de infecções por protozoários e/ou helmintos intestinais pela 
demonstração de formas parasitárias (cistos, oocistos, trofozoítos, ovos, larvas, vermes adultos ou 
fragmentos) eliminadas nas fezes. 
 SUA POSITIVIDADE DEPENDE DE FATORES COMO: 
*Estágio da infecção; 
*Eliminação intermitente de formas de resistência; 
*Intensidade do parasitismo; 
*Método empregado no processamento e análise; 
*Porção da amostra fecal analisada → O ideal é a solicitação de 3 amostras em dias 
alternados. 
 
 Etapas da realização do exame: 
 
 
 
 
 
 
→COLETA DO MATERIAL E CONSERVAÇÃO 
*É de responsabilidade do paciente, logo este deve receber orientações e instruções acerca do 
processo; 
*Frasco coletor deve ser limpo, seco, com boca larga, tampa de rosca e hermeticamente fechado; 
*Coletar as fezes em qualquer horário do dia em penico, recipiente limpo e seco ou papel higiênico e 
depois transferi-las para o frasco coletor; 
*Evitar contaminação por urina, terra e água; 
*Após a coleta, encaminhar em até duas horas ao laboratório, caso não seja possível, refrigerar (5 – 
10 °C) e encaminhar ao laboratório em até 24 horas após a coleta; 
*A utilização de conservantes preservam a integridade das estruturas parasitárias, o que permite 
análises por um longo período de tempo- sendo útil para coletas múltiplas e de fezes diarreicas; 
*São exemplos de conservantes: Formol 10%; Solução de Mertiolato-Iodo-Formaldeído (MIF); 
*A coleta para controle de cura pode ser realizada de uma a duas semanas após o tratamento. 
 
→PROCESSAMENTO E ANÁLISE 
*Há 3 questões norteadoras- 1. Existe suspeita clínica? 2. Qual a consistência das fezes? 3. As 
fezes estão conservadas? 
*Divide-se em análise macroscópica e microscópica. 
EXAME MACROSCÓPICO 
 Utiliza fezes frescas; 
COLETA DO 
MATERIAL E 
CONSERVAÇÃO 
 
RESULTADO 
FINAL 
 
ANÁLISE 
 
PROCESSAMENTO 
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 Análise de odor e cor; 
 Presença de muco, sangue, vermes adultos e proglotes. 
 Análise de consistência das fezes. 
 
 
EXAME MICROSCÓPICO DIRETO 
 Baixa sensibilidade; 
 Recomendado para pesquisa de trofozoítos. 
 Lâmina + solução salina + fezes + lamínula (três 
vezes) 
 
 
 
MÉTODOS DE CONCENTRAÇÃO 
 Melhoram a sensibilidade pela concentração de cistos, oocistos, ovos ou larvas nas 
preparações. 
 Eliminam detritos fecais afim de facilitar a identificação morfológica. 
 Podem ser classificados em: 
1. Métodos de sedimentação 
→Utiliza-se de sedimentação por gravidade ou por centrifugação, o que favorece a deposição das 
formas parasitárias. 
→Mais indicado para pesquisa de ovos mais pesados e de maior densidade. 
→Exemplos: Método de Hoffman, Pons e Janer (HPJ) ou Lutz 
 
 
COLORAÇÃO - útil para diferenciação de cistos, 
trofozoítos e larvas. 
Pode ser: 
 Permanente 
→Utiliza-se hematoxilina férrica ou tricômio. 
 Temporária 
→Utiliza-se solução de iodo; solução de Quensel ou 
solução de azul de metileno de Nair. 
 
SE NEGATIVO 
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2. Métodos de flutuação 
→Utiliza-se do emprego de reagentes de densidade mais alta que ovos, oocistos e cistos, que por sua 
vez flutuam na superfície das soluções. 
Como: Cloreto de sódio (1,13 g/mL) 
 Sacarose (1,20 g/mL) 
 Sulfato de zinco (1,18 g/mL) 
 Sulfato de magnésio 
→Exemplos: Método de Willis e Método de Faust 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Método de Willis – princípio da flutuação (levitação), utilizando soluções de densidade 
elevada (NaCl, por exemplo); com isso, os oocistos e os ovos, de densidade menor que a 
solução, tendem a flutuar. Usada para identificação de ovos de ancilostomídeos e cistos 
de protozoários. 
A) Frasco com amostra fecal. 
B) Tomar aproximadamente 2g de fezes, colocar no frasco de vidro e diluir com a 
solução saturada de NaCl usando o bastão de vidro. 
C) Filtrar a amostra com uma peneira e gaze para um outro frasco de vidro. 
D) Colocar a amostra filtrada em um tubo de ensaio, enchendo até formar um menisco na 
borda. 
E) Coloca-se a lamínula na borda do tubo, por cima do menisco, espera-se em torno de 10 
minutos. 
F) Coloca-se a lamínula sobre uma lâmina para análise em microscópio. 
 
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ALÉM DESSES MÉTODOS, TEMOS TAMBÉM: 
 
 MÉTODO DE CONCENTRAÇÃO E QUANTIFICAÇÃO DA CARGA PARASITÁRIA 
 
→Exemplo: MÉTODO DE KATO-KATZ 
→Recomendado pela OMS para o diagnóstico de infecções por helmintos transmitidas pelo solo e 
esquistossomose. 
→Não recomendado para cistos de protozoários. 
 
Método de Faust – consiste na centrífugo-flutuação em sulfato de zinco. As fezes são 
homogeneizadas em água destilada e centrifugadas até a solução tornar-se clara. Após esse 
processo, ressuspende-se a solução com sulfato de zinco e centrifuga-se novamente. Os ovos 
e cistos leves estarão presentes na película superficial, que pode ser colhida com alça de 
platina e confeccionada a lâmina, que é tratada com lugol, para observação em microscópio. 
A) Frasco com fezes. 
B) Tomar uma porção das fezes e colocar no pote de vidro, adicionar água destilada e 
dissolver a amostra. 
C) Filtrar a amostra em outro pode de vidro, usando uma peneira e gaze. 
D) Coloca-se a amostra filtrada em um tubo de ensaio e então, pega-se outro tubo e 
preenche com água na mesma quantidade que o tubo com amostra. (para equilibrar na 
centrífuga). 
E) Deixe por 1 minuto na centrífuga. 
F) Retire o tubo, nesse momento o sobrenadante estará turvo, então deve ser descartado e 
se repetir o processo adicionando mais água no sedimento formado, levando a centrífuga 
de novo. (repetir até o sobrenadante sair límpido). 
G) Quando estiver límpido, descarte-o de novo e adiciona sobre o sedimento a solução de 
sulfato de zinco e leve à centrífuga novamente por mais 1 minuto. 
H) Retire o tubo da centrífuga e com uma alça de platina retire a película que terá se 
formado e coloque-a na lâmina com lugol, coloque a lamínula por cima e estará pronta para 
análise microscópica. 
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→Obs: as fezes precisam estar frescas. 
 
 
 Métodos de Pesquisa de Larvas 
→Baseiam-se no tropismo e hidrotropismo positivo de larvas de nematódeos. 
→Exemplos: Método de Baermann-Moraes e Método de Rugai. 
→Obs: as fezes precisam estar frescas. 
Método de Baermann-Moraes 
A) Aquecer água até 45°C. 
B) Colocar aproximadamente 8g de fezes em uma gaze 
que ficará em cima da peneira na boca do funil. 
C) Acrescentar água sobre as fezes e aguardar por uma 
hora. 
D) Soltar a haste que está prendendo o tubo de 
borracha no final do funil e coletar um pouco do 
material sobre uma placa de vidro e um pouco dentro 
de um tubo de ensaio. 
E) A placa de vidro vai para o microscópio para leitura 
e o tubo de ensaio vai para a centrífuga. 
F) Tira se o tudo de ensaio da centrífuga e coleta-se 
então o material do fundo,sem desprezar o 
sobrenadante, e coloque o material na lâmina com 
uma gota de lugol, para análise microscópica. 
 
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 Método Especial 
→Exemplo: Método de Graham ou da fita gomada. 
→Utilizado para diagnóstico de enterobíase. 
→A coleta deve ser pela manhã e antes da higiene pessoal. 
→É realizado com a fixação da fita gomada na região perianal para a 
adesão dos Enterobius vermicularis. 
 
 
 
 
 
→RESULTADO FINAL 
 Detecção microscópica de formas evolutivas; 
 Elaboração do laudo 
 
 
 
 
 
 
#observações 
 A combinação de métodos de concentração aumenta a precisão dos resultados. 
 Recomenda-se minimamente a realização de um método mais geral (HPJ, por exemplo) e um método específico 
para pesquisa de larvas (Rugai, por exemplo). 
 Método utilizado; 
 Número de amostras colhidas; 
 Aspectos macroscópicos das fezes; 
 Achados patogênicos e não patogênicos; 
 Formas evolutivas encontradas; 
 Nome científico dos parasitos encontrados. 
 
 
 
Método de Rugai 
A) Colocar gaze dobrada 4 vezes sobre a boca do pote com fezes e amarrar com ligas. 
B) Em um cálice de sedimentação, adicionar aproximadamente 75 ml de água à 45ºC. 
C) Transferir o pote com fezes tampado com gaze, para dentro do cálice, com a boca 
voltada para baixo, de modo que a água alcance toda a borda do pote. 
D) Deixar em repouso por 1 hora. 
E) Com uma pipeta, colher o sedimento formado no cálice e pingar uma gota desse 
sedimento na lâmina, em seguida coloque a solução de lugol para corar, por fim, adicione 
uma lamínula sobre a lâmina para analisar ao microscópio. 
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Parasitos teciduais e sanguíneos 
 
 Plasmodium spp. 
 
 
 Trypanosoma cruzi 
 
 
 Leishmania spp. 
 
 
 Wuchereria bancrofti 
 
 
 
 
# MÉTODOS PARASTIOLÓGICOS – parasitos sanguíneos 
 Podem ser divididos em Direto e Indireto 
 
 
 
 
 
 
 
→EXAME DIRETO A FRESCO 
 Realizado com sangue coletado no nódulo da orelha, punção da polpa digital ou punção venosa. 
 Deve ser ágil para o sangue não coagular. 
 Coloca-se a gota de sangue entre a lâmina e lamínula → análise nas objetivas de 
40x -100x 
 Pesquisa de tripanossomos e microfilárias. 
 Detecta forma e movimento. 
 Desvantagens: requer rápido processamento; não permite detalhamento 
morfológico; possui sensibilidade reduzida em baixas cargas parasitárias. 
 
→ESFREGAÇO DELGADO 
 Necessário ser submetido a coloração para identificação de formas evolutivas e/ou diferenciação 
de espécies. 
DIRETO 
→Exame a fresco 
→Esfregaço delgado 
→Esfregaço espesso 
INDIRETO 
→Hemocultura 
→Xenodiagnóstico 
→Inoculação em animais 
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GIENSA 
→Mais demorado 
→Melhor qualidade 
→Maior duração 
LEISHMAN 
→Mais rápido 
→Qualidade média 
→Duração média 
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→ ESFREGAÇO ESPESSO 
 Realizado com sangue coletado no nódulo da orelha, punção da polpa digital ou punção venosa. 
 Usa quantidade relativamente grande de sangue em menor área. 
 Também é necessário ser submetido a coloração, mas requer uma etapa prévia de desemoglobinização 
com solução hipotônica de azul de metileno. 
 É necessário um alto grau de claridade e nitidez microscópica para reconhecimento dos pequenos 
exemplares de Plasmodium spp. em uma gota espessa desemoglobinizada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
→MÉTODOS DE CONCENTRAÇÃO – também são métodos direto 
 Aumentam o número de organismos recuperados nas amostras sanguíneos, ampliando a sensibilidade 
da técnica. 
 Indicados principalmente para a concentração de tripanossomos e microfilárias quando os 
organismos suspeitos não são identificados no exame a fresco ou esfregaços sanguíneos. 
 Exemplos de métodos por centrifugação (tripanossomos): CENTRIFUGAÇÃO TRÍPLICE 
 CENTRIFUGAÇÃO EM MICRO-HEMATÓCRITO 
 MÉTODO DE STROUT 
 
 Exemplo de métodos de concentração por filtração (microfilárias):TÉCNICA DA MEMBRANA 
 FILTRANTE 
 
→XENODIAGNÓSTICO DIRETO – Triatomíneo se alimenta do paciente 
→XENODIAGNÓSTICO INDIRETO – Triatomíneo se alimenta do sangue já extraído do paciente 
→INOCULAÇÃO EM ANIMAIS - Pesquisa de Trypanosoma cruzi e Leishmania 
→HEMOCULTURA - Pesquisa de Trypanosoma cruzi e Leishmania (nesse caso, utiliza-se aspirado 
de medula óssea ou biópsia da borda da lesão) 
 
➔ DOENÇA DE CHAGAS 
 Também chamada de tripanossomíase americana, é uma doença cujo agente etiológico é o protozoário 
Trypanosoma cruzi. 
 Andressa Marques – Medicina UFR 
 Trypanossoma é encontrado como tripomastigota (vetor e vertebrados); amastigota (vertebrados); 
epimastigota (vetor). 
 Tem triatomíneos hematófagos como vetores, conhecidos popularmente como barbeiros, chupões, 
chupanças, procotós, entre outros. 
 Formas de transmissão: 
 • Vetorial: durante ou logo após o repasto sanguíneo, pela penetração de protozoários 
eliminados nas fezes e/ou na urina de triatomíneos em pele lesada ou mucosas; 
 • Oral: ingestão de alimentos contaminados com protozoários oriundos de triatomíneos 
infectados; 
 • Transfusão de sangue ou transplante de órgãos; 
 • Via materno-fetal; 
 • Acidental: contato de material contaminado com pele ferida ou com mucosas. 
 A doença possui uma fase aguda (até cerca de 4 meses) e uma crônica (inicia-se a partir dos 4 meses 
e vai até o fim da vida). 
 DIAGNÓSTICO – é relacionado com a fase da infecção em que o infectado se encontra 
 
 
 
 • Fase aguda: 
→Parasitemia elevada → tripomastigotas sanguíneos 
→Exame a fresco → para ≤ 30 dias de evolução 
→Métodos de concentração (Strout, Micro-hematócrito e creme leucocitário → para > 30 dias de 
evolução). 
→Gota espessa e esfregaço sanguíneo delgado podem ser utilizados, mas apresentam menor 
sensibilidade. 
 • Fase crônica: 
→A carga parasitária é muito baixa 
→São desenvolvidos anticorpos IgG 
→Diagnóstico por métodos imunológicos para pesquisa de anticorpos anti-T. cruzi (IgG) – PADRÃO 
OURO: 
-Hemaglutinação Indireta 
-Reação de Imunofluorescência indireta (RIFI) 
-Elisa 
→Diagnóstico por métodos indiretos: 
-Xenodiagnóstico (sens. de 55%) 
# o diagnóstico definitivo se dá pela 
confirmação de 2 testes! 
 Andressa Marques – Medicina UFR 
-Hemocultura (sens. de 69%) 
-Inoculação em camundongos 
 
→Fluxograma das etapas do diagnóstico laboratorial da infecção por T. cruzi na fase crônica, em 
casos suspeitos de doença de Chagas crônica 
 
 Teste inconclusivo (1 reagente e o outronão) → nova coleta que passará por 2 testes novamente. → se 
novamente for inconclusivo → laboratório de referência. 
 
➔ MALÁRIA 
 Também conhecida como paludismo, febre palustre, impaludismo, maleita ou sezão. 
 É transmitida pelo mosquito do gênero Anopheles (inseto vetor), em regiões tropicais e de alta 
umidade. 
 Quando ocorre a inoculação do parasito (Plasmodium) no homem, os esporozoítos infectantes podem 
adentrar células hospedeiras sem se desenvolver ou completar seu desenvolvimento parasitando um 
hepatócito e posteriormente infectar hemácias. 
 Nas infecções por P. vivax e P. ovale, alguns esporozoítos dão origem, após invadir os hepatócitos, a 
formas dormentes denominadas hipnozoítos (do grego hypos, sono). Estes hipnozoítos são 
responsáveis pelas recaídas tardias da doença, que ocorrem após períodos variáveis de incubação, em 
geral dentro de 45 a 90 dias, podendo prolongar-se por seis ou mais meses. 
 Andressa Marques – Medicina UFR 
 Principais agentes etiológicos: Plasmodium falciparum (Brasil), P. vivax (Brasil), P. malariae, P. ovale 
(ocorre apenas em áreas restritas do continente africano). 
 Via de transmissão: picada do mosquito fêmea parasitado com esporozoítos e acidentalmente, por 
transfusão sanguínea, compartilhamento de seringas contaminadas e acidentes laboratoriais. 
 A infecção malárica inicia-se quando esporozoítos infectantes são inoculados pelo inseto vetor em seus 
hospedeiros vertebrados. Cerca de uma hora após a infecção, já são observados esporozoítos no sangue 
ou vasos linfáticos. 
 Somente nos hepatócitos se processa o desenvolvimento parasitário → Após invadir o hepatócito, os 
esporozoítos se diferenciam até alcançarem a forma de merozoítos, que invadirão os eritrócitos. 
→ depois de algumas gerações de merozoítos sanguíneos, ocorre a diferenciação em estágios 
sexuados, os gametócitos, que não mais se dividem e que seguirão o seu desenvolvimento no mosquito 
vetor, dando origem aos esporozoítos. 
 
 DIAGNÓSTICO _ o diagnóstico de certeza da infecção malárica só e possível pela demonstração 
do parasito, ou de antígenos relacionados, no sangue periférico do paciente. 
A demonstração do parasito no sangue é uma prova irrefutável! 
→Gota espessa corada – PADRÃO OURO 
→Esfregaço delgado corado 
 
 
 
 
 
 
→Critérios para diferenciação: 
-Formas ameboides encontradas no interior das hemácias; 
-Características do núcleo, do protoplasma e pigmento constituem elementos essenciais nesse 
processo; 
-Tamanho e quantidade desses elementos; 
-Alterações produzidas no glóbulo parasitado. 
 
→Diferenciação específica: 
-Plasmodium falciparum – hemácia normal com granulações de Maurer raras 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
→Adapta-se ao panorama das 
áreas endêmicas 
→Permite identificar as espécies 
de Plasmodium (tratamento, 
prognóstico e controle) 
→Permite quantificar a 
parasitemia (prognóstico) 
 Andressa Marques – Medicina UFR 
-Plasmodium vivax – hemácia aumentada com granulações de Shuffner frequentes 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
→Quantificação da parasitemia 
- Método tradicional de avaliação semiquantitativa (em cruzes) 
-Critérios: • Número de campos a examinar: 100. 
 • Número inferior a 40 parasitos nos 100 campos examinados: anotar o número encontrado. 
Por exemplo: 37 V. 
 • Quando o número total de parasitos contados se situar entre 40 e 60 parasitos por 100 
campos, registrar: +/2 (meia cruz). 
 • A partir de um parasito por campo, o resultado será registrado como uma, duas, três ou 
quatro cruzes, conforme o quadro a seguir: 
 
 
 
 
 
 
 
→TESTE DE DIAGNÓSTICO RÁPIDO – recomendado em áreas sem acesso à microscopia 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Andressa Marques – Medicina UFR 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
➔ LEISHMANIOSE VISCERAL 
 É uma doença infecciosa sistêmica grave, que evolui para óbito, se não tratada, em mais de 90% dos 
casos. 
 Também é causada por protozoários do gênero Leishmania e transmitida pela picada de insetos 
flebotomíneos (mosquito Lutzomyia longipalpis e Lutzomyia cruzi infectado). 
 Principais agentes etiológicos: Leishmania donovani; Leishmania infantum (BRASIL) e Leishmania 
chagas. 
 Possui período de incubação de 10 dias a 24 meses. 
 Amastigota → vertebrado (células do sistema fagocítico mononuclear ou meio de cultura celular) 
 Promastigota → vetor (intestino ou meio de cultura acelular) 
 
 DIAGNÓSTICO 
→Exame parasitológico direto 
-Espécime clínico: punção aspirativa de medula óssea 
 Sensibilidade 
Punção aspirativa esplênica: 93-99% 
Punção aspirativa de medula óssea: 53-83% 
Biópsia hepática: 80% 
Punção aspirativa de linfonodos: 53-65% 
 Andressa Marques – Medicina UFR 
-Esfregaço delgado de aspirado de medula óssea corado pela técnica de Giemsa. 
 
→Diagnóstico sorológico 
- Pesquisa de anticorpos anti-Leishmania por reação de imunofluorescência indireta. 
 
 Quadro clínico sugestivo + reatividade em títulos > 1:80, desde que excluídos diagnósticos 
diferenciais. 
 Sensibilidade: 83-92% e Especificidade: 72-87% 
 
- Pesquisa de anticorpos anti-Leishmania por teste imunocromatográfico rápido 
 
 Área endêmica 
 Febre de qualquer duração e esplenomegalia 
 Febre de qualquer duração e hepatomegalia 
 Febre de duração igual ou superior a 14 dias 
 Sensibilidade: 91,2% e Especificidade: 94,5% (OnSiteTM Leishmania) 
 Sensibilidade: 93% e Especificidade: 97% (It-Leish) 
 
 
# Casos de malária, doença de Chagas e leishmanioses devem ser notificados e investigados.