Potencial antioxidante dos frutos de Euterpe edulis MART (TCC 2015)

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INSTITUTO FEDERAL DO ESPÍRITO SANTO 
CURSO SUPERIOR DE BACHAREL EM CIÊNCIAS BIOLÓGICAS 
 
 
NATÁLIA CAROLINY DA SILVA DIAS 
 
 
 
 
 
 
 
POTENCIAL ANTIOXIDANTE DOS FRUTOS DE Euterpe edulis MART. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Alegre 
2015 
 
NATÁLIA CAROLINY DA SILVA DIAS 
 
 
 
 
POTENCIAL ANTIOXIDANTE DOS FRUTOS DE Euterpe edulis MART. 
 
 
 
Trabalho de conclusão de curso apresentado à 
Coordenadoria do Curso de Bacharel em Ciências 
Biológicas do Instituto Federal do Espírito Santo, como 
requisito para a obtenção do título de Graduação em 
Bacharel em Ciências Biológicas. 
Orientador: Prof. Dr. Tércio da Silva de Souza. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Alegre 
2015 
 
 
 
 
Ficha catalográfica elaborada pelo 
Serviço Técnico da Biblioteca Monsenhor José Bellotti 
Instituto Federal do Espírito Santo (IFES) – campus de Alegre 
 
 
 Dias, Natália Caroliny da Silva. 
D541p Potencial antioxidante dos frutos de Euterpe edulis Mart. / 
Natália Caroliny da Silva Dias. – 2015. 
 51 f. : il. 
 
 Orientador: Prof. Dr. Tércio da Silva de Souza. 
 Monografia (Graduação) – Instituto Federal de Educação, 
Ciência e Tecnologia do Espírito Santo. 
Coordenadoria do Curso Superior de Bacharelado em Ciências 
Biológicas - campus de Alegre, 2015. 
 
 1. Euterpe edulis Martius. 2. Radicais livres. 3. Oxidação. 
I. Souza, Tércio da Silva de. II. Instituto Federal de Educação, 
Ciência e Tecnologia do Espírito Santo. III. Título. 
 
 CDD: 634.97 
 
 
 
 
 
DECLARAÇÃO DO AUTOR 
 
Declaro, para fins de pesquisa acadêmica, didática e técnico-científica, que este Trabalho de 
Conclusão de Curso pode ser parcialmente utilizado, desde que se faça referência à fonte e ao 
autor. 
Alegre, 27 de novembro de 2015. 
 
 
Natália Caroliny da Silva Dias 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Para Carlos Luiz Dias e Ione Martins, 
que me deram a vida e me ensinaram o 
caminho do céu. 
 
 AGRADECIMENTOS 
 
Agradeço sumária e primeiramente a Deus pela oportunidade de conhecer mais uma das 
grandezas de sua criação por meio deste estudo. 
 
A meus pais, Carlos Luiz Dias e Ione Martins da Silva Dias, pelo amor, apoio e compreensão 
nos momentos dispendiosos, e por acreditarem no meu potencial renunciando várias vezes, seus 
sonhos em prol do meu. Agradeço pelo carinho, atenção e paciência em sempre me motivar a 
superar os obstáculos. 
 
A meus irmãos, Mara Caroliny, Any Caroliny, Carla Caroliny e Tiago Martins pelo incentivo, 
auxílio, apoio e compreensão da ausência de muitos momentos especiais. 
 
Agradeço ao IFES pela abertura e oportunidade para desenvolver o estudo com propriedade e 
ao grupo de trabalho do Laboratório de Química Aplicada. 
 
Agradeço ao professor Tércio da Silva de Souza pela honra de ter recebido sua orientação. Pela 
paciência, cuidado, incentivo e parceria ao longo do processo. Muito mais que conhecimento 
científico, me proporcionou informações que literatura alguma é capaz de citar. Agradeço pelo 
apoio e pelos conselhos dados para que eu alcançasse excelência no processo com serenidade. 
 
A todos os meus amigos do curso de Bacharel Ciências Biológicas e demais amigos de pesquisa, 
que juntos, viveram esse sonho comigo, sintam-se alcançados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
“O verdadeiro cientista vê Deus em todas as formas diversas do mundo exterior... E assim, à 
medida que contemplar a variedade e beleza do mundo exterior e lhe penetrar as maravilhas 
científicas, saberá sempre se elevar até a Sabedoria Infinita, cuja bondade lhe permite provar 
as alegrias da ciência; tornar-se-á melhor ao mesmo tempo em que mais sábio” 
(Humphry Davy) 
 
 
 
 
 
RESUMO 
 
O palmito juçara (Euterpe edulis MARTIUS) se encontra na lista de espécies ameaçadas de 
extinção devido ao seu intenso uso extrativista desde a colonização do país até os dias atuais. 
Para equilibrar o uso dos recursos oferecidos por esta espécie, estudos que busquem fontes de 
compostos bioativos presentes em outras partes da planta, como o fruto, por exemplo, estão 
sendo fomentados. Os compostos fenólicos presentes em diversas partes da planta apresenta 
capacidade de retardar ou inibir a oxidação de substratos em sistemas biológicos e nos alimentos. 
Esta palmeira tem sido mencionada como fonte destes compostos, especificamente em 
antocianinas. O objetivo deste trabalho foi extrair e quantificar os teores de compostos fenólicos 
totais, antocianinas totais e flavonoides totais presentes no fruto do palmiteiro juçara, e também 
avaliar a atividade antioxidante das antocianinas dos frutos por meio do ensaio de sequestro do 
radical DPPH, do agente oxidante H2O2 e por ensaio de oxidação forçada de lipídeo. Foram 
coletados frutos de 26 genótipos de juçara em fragmentos de floresta na região Sul e Caparaó 
Capixaba. A quantidade de compostos fenólicos nos extratos metanólicos dos diferentes 
genótipos variou de 6,50 ± 0.57 µg/100g a 496,01 ± 139.67 µg/100g. Os teores mais elevados 
foram encontrados nos municípios de Ibitirama e Alegre. Na avaliação da atividade antioxidante 
pelo ensaio do radical livre DPPH, o extrato metanólico apresentou potencialidade em sequestrar 
o radical DPPH, apresentando CE50 e CE90 (21,3μg/L e 43μg/L), frente ao BHT (5,1μg/L e 
30μg/L). No ensaio da capacidade de capturar o peróxido de hidrogênio, o extrato metanólico 
do juçara ultrapassou o BHT em todas as concentrações, apresentando elevado potencial já a 
partir de 30μg/mL. No ensaio do potencial antioxidante dos frutos de juçara por meio de 
oxidação forçada de lipídeo foi observado que a amostra contendo as antocianinas extraídas 
apresentaram diminuição no processo de evolução da oxidação. Tais resultados apresentam 
informações relevantes e potencial para indústria farmacêutica, agricultura, cosmética e saúde 
pública. O aproveitamento dos frutos dessa espécie poderá se estabelecer como atividade 
econômica sustentável e rentável, dadas as mais diversas potencialidades fitoquímicas, sendo 
uma delas o potencial antioxidante. 
 
Palavra-chave: antocianina; radicais livres; oxidação. 
 
 
 
 
 
ABSTRACT 
 
The juçara palm (Euterpe edulis MARTIUS) is in the list of endangered species because of its 
intensive extractive use since the colonization of the country to the present day. To balance the 
use of resources offered by Juçara (Euterpe edulis Martius), studies that seek sources of 
bioactive compounds present in other plant parts such as fruit, for example, are being promoted. 
Phenolic compounds present in various parts of the plant have the ability to retard or inhibit 
oxidation of substrates in biological systems and in food. The palm has been mentioned as a 
source of these compounds, specifically anthocyanins. The aim of this study was to extract and 
quantify the total phenolic contents, total anthocyanins and total flavonoids present in the fruit 
of juçara palmiteiro, and also evaluate the antioxidant activity of anthocyanins of fruits by means 
of the test sequestration of DPPH radical and oxidant H2O2 agent and forced oxidation test lipid. 
Fruits were collected from 26 genotypes juçara in forest fragments in South and Caparaó 
Capixaba region. The amount of phenolic compounds in methanol extracts of different 
genotypes ranged from 6.50 ± 00:57 mg / 100g to 496.01 ± 139.67 mg / 100g. The highest levels 
were found in the municipalities of Ibitirama and Alegre. In evaluating the antioxidant activity 
by the test free radical DPPH, the methanol extract showed potential to kidnap the DPPH radical, 
withCE50 and CE90 (21,3μg/L and 43μg/L), compared to BHT (5,1μg/Le 30μg/L). In testing 
the ability to capture hydrogen peroxide, methanol extract of juçara exceeded the BHT at all 
concentrations, with high potential already from 30μg / mL. In the antioxidant activity test of 
fruits juçara by forced lipid oxidation was observed that the sample containing the anthocyanins 
extracted showed a decrease in the oxidation process of evolution. These results are relevant 
and potential information for pharmaceuticals, agriculture, cosmetics and public health. The use 
of the fruits of this species can become a sustainable and profitable economic activity due to the 
diverse phytochemical potential such as antioxidant potential presented of the compound 
extracted from these fruits. 
 
Key words: anthocyanin; free radicals; oxidation. 
 
 
 
LISTA DE ILUSTRAÇÕES 
 
Figura 1 – Fotos de palmiteiro juçara ...................................................................................... 16 
Figura 2 – Rota de biossíntese dos compostos fenólicos derivados da fenilalanina ................ 18 
Figura 3 – Principais classes de compostos flavonóides........................................................... 19 
Figura 4 – Estrutura geral para antocianinas............................................................................. 20 
Figura 5 – .Representação de diferentes estruturas de microemulsão...................................... 23 
Figura 6 – Representação de um diagrama ternário.................................................................. 24 
Figura 7 – Diagrama de fases ternário obtido para Óleo/MetOH/Tensoativo.......................... 35 
Figura 8 – Diagrama de fases ternário obtido para Óleo/extrato metanólico/Tensoativo ........ 36 
Figura 9 –Lesão celular induzida por radicais livres................................................................ 43 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
1 INTRODUÇÃO ......................................................................................................... 14 
2 OBJETIVOS .............................................................................................................. 15 
2.1 OBJETIVO GERAL ................................................................................................... 15 
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ..................................................................................... 15 
3 REVISÃO DE LITERATURA ................................................................................ 16 
3.1 COMPOSTOS FENÓLICOS ..................................................................................... 17 
3.2 ANTIOXIDANTES .................................................................................................... 20 
3.3 SISTEMAS MICROEMULSIONADOS ................................................................... 22 
3.4 DIAGRAMA DE FASES ........................................................................................... 23 
3.5 OXIDAÇÃO DE LIPÍDEOS ...................................................................................... 24 
4 METODOLOGIA ..................................................................................................... 26 
4.1 COLETA, SECAGEM E IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL VEGETAL ............ 26 
4.2 ANÁLISES DE COMPOSIÇÃO: QUANTIFICAÇÃO DE COMPOSTOS 
FENÓLICOS TOTAIS (FNT), ANTOCIANINAS (ANT) E FLAVONÓIS TOTAIS (FLV). 26 
4.2.1 Determinação dos fenólicos totais............................................................................ 26 
4.2.2 Determinação de antocianinas totais e flavonóis totais ......................................... 26 
4.3 EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DAS ANTOCIANINAS PRESENTES NO 
FRUTO DO JUÇARA .............................................................................................................. 27 
4.3.1 Extração da Antocianinas ........................................................................................ 27 
4.3.2 Análise de identificação espectrofotométrica no UV-Visível ................................ 27 
4.3.3 Caracterização de antocianinas: Reação com cloreto férrico (FeCl3).................. 27 
4.3.4 Caracterização de antocianinas: Reação com hidróxido de sódio (NaOH 10%) 27 
4.3.5 Caracterização de antocianinas: Reação da Cianidina ou Ensaio de Shinoda ... 28 
4.4 CONSTRUÇÃO DO DIAGRAMA DE FASES ........................................................ 28 
4.5 AVALIAÇÃO DO POTENCIAL ANTIOXIDANTE ............................................... 28 
4.5.1 Sequestro do radical 2,2-difenil-1-picril-hidrazil (DPPH) .................................... 28 
4.5.2 Sequestro de Peroxido de Hidrogênio (H2O2) ........................................................ 29 
4.5.3 Oxidação Forçada de Lipídio - Absorbância específica UV a 232 e 270nm ........ 30 
4.6 ANÁLISE ESTATÍSTICA ......................................................................................... 30 
5 RESULTADOS E DISCUSSÕES ............................................................................ 31 
5.1 QUANTIFICAÇÃO DE COMPOSTOS FENÓLICOS TOTAIS (FNT), 
ANTOCIANINAS (ANT) E FLAVONÓIS TOTAIS (FLV) ................................................... 31 
5.2 EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DAS ANTOCIANINAS PRESENTES NO 
FRUTO DO JUÇARA .............................................................................................................. 33 
5.2.1 Análise de identificação espectrofotométrica no UV-Visível ................................ 33 
 
5.2.2 Análise de caracterização qualitativa ..................................................................... 34 
5.3 OBTENÇÃO DO DIAGRAMA DE FASES TERNÁRIO ........................................ 35 
5.4 DETERMINAÇÃO DO POTENCIAL ANTIOXIDANTE ....................................... 36 
5.4.1 Sequestro do radical 2,2-difenil-1-picril-hidrazil (DPPH) .................................... 37 
5.4.2 Sequestro de Peroxido de Hidrogênio (H2O2) ........................................................ 39 
5.4.3 Ensaio de oxidação forçada de lipídeo .................................................................... 40 
6 CONCLUSÃO ........................................................................................................... 44 
REFERÊNCIAS ........................................................................................................................ 45 
 
 
 
 
 
 
 
14 
 
1 INTRODUÇÃO 
 
As plantas apresentam em sua composição substâncias bioativas, muitas das quais 
desempenham funções biológicas benéficas à saúde humana e com grande potencial para a 
indústria farmacêutica e de alimentos. Estas substâncias bioativas tem se tornado alvo de muitos 
estudos, uma vez que podem retardar e até inibir processos oxidativos tanto no metabolismo 
celular quanto na conservação de alimentos (FERREIRA; MATSUBARA, 1997). 
Dentre os principais grupos de substâncias presentes nos vegetais destacam-se os compostos 
fenólicos. Estes englobam uma gama enorme de substâncias dentre as quais estão: fenóis 
simples, ácidos fenólicos, cumarinas, flavonóides, taninos e ligninas. Estudos têm demonstrado 
que estes compostos estão relacionados a atividades farmacológicas e nutricionais de grande 
relevância, como a inibição da oxidação lipídica e a formação de radicais livres a nível celular, 
ação como sequestradores de radicais livres, inibidores de enzimas ou até quelantes de metais, 
além de participarem de processos responsáveis pela cor, adstringência e aroma em vários 
alimentos. Estes compostos presentes nas frutas, principalmente naquelas que apresentam a 
coloração vermelha/azul, são considerados as mais importantes fontes de compostos fenólicos 
(CHEYNIER, 2005; LIMA et al., 2012; LOPES, 2007; WU et al., 2006). 
As espécies do gênero euterpe, tais como o açaí (Euterpe oleracea MARTIUS) e o palmiteiro 
juçara (Euterpe edulis MARTIUS), tem sido mencionado como fontedestes compostos, 
especificamente em antocianinas, pigmento pertencente ao grupo de flavonóides que 
apresentam propriedade antioxidante (WU et al., 2006). Porém, o uso extrativista intenso e 
ilegal, tem contribuído para o desaparecimento dessas espécies, como vem acontecendo com o 
palmiteiro juçara, onde o palmito produzido possui alto valor econômico e largamente 
consumido na alimentação humana. A espécie já se encontra atualmente na lista de espécies da 
flora brasileira ameaçadas de extinção (BRASIL, 2008), e seu ciclo reprodutivo tardio e o não 
perfilhamento, só favorecem sua permanência nesta lista. 
Sabendo disso, estudos que busquem alternativas a fim de reverter esta situação têm sido 
mencionados. Um deles é estimular o consumo da polpa de juçara conforme já vem sendo feito 
com o açaí. Através do uso dos frutos de forma sustentável, mediante o conhecimento dos 
parâmetros legais de extração e processamento do produto, é possível obter um maior valor 
comercial com a polpa do que com a comercialização do palmito o que contribui para a 
perpetuação da espécie e promove uma nova alternativa de renda para produtores rurais 
(FADDEN, 2005; DELGADO et al, 2013). Para tanto, estudos de caracterização química da 
composição dos frutos da espécie, e seu potencial antioxidante são imprescindíveis. 
15 
 
 
2 OBJETIVOS 
 
2.1 OBJETIVO GERAL 
 
Extrair e quantificar os teores de compostos fenólicos totais (FNT) nos frutos de 26 genótipos 
de juçara coletados em fragmentos de Mata Atlântica na região Sul e Caparaó Capixaba; e 
avaliar a atividade antioxidante das antocianinas presentes no fruto do juçara em comparação 
com um antioxidante sintético (BHT), com base nos ensaios de sequestro de DPPH e H202,
 e 
oxidação forçada de lipídeo. 
 
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS 
 
- Quantificar os teores de compostos fenólicos totais (FNT), Antocianinas totais (ANT) e 
Flavonoides totais (FLV) nos frutos de 26 genótipos; 
- Extrair as antocianinas de alguns genótipos e caracterizá-las espectrofotometricamente 
no UV-Visível, por reação com cloreto férrico (FeCl3) 2,5%, por reação hidróxido de sódio 
10% e por ensaio de Shinoda; 
- Determinar a proporção ideal de Óleo/extrato metanólico/Tensoativo Tween 80 para a 
obtenção de microemulsão a ser utilizada em ensaios de oxidação de lipídeo; 
- Avaliar o potencial antioxidante das antocianinas extraídas por meio do ensaio com o 
radical livre DPPH; através do poder de sequestrar o peróxido de hidrogênio (H2O2); e por meio 
do ensaio de oxidação forçada de lipídeo. 
- Comparar o potencial antioxidante das antocianinas dos frutos do juçara em relação ao 
antioxidante comercial BHT (BUTIL HIDROXI TOLUENO). 
 
 
 
 
 
 
 
 
16 
 
3 REVISÃO DE LITERATURA 
 
A espécie Euterpe edulis Martius (Figura 1), popularmente conhecida como palmito juçara, 
jiçara, içara, ripa, e palmito doce (AGUIAR et al., 2002), ocorre naturalmente no domínio da 
Mata Atlântica brasileira, a partir do sul da Bahia até o norte do Rio Grande do Sul, tornando-
se menos frequentes em altitudes acima de 700m (FERNANDES, 2009). Em condições 
favoráveis, esta planta possui alta capacidade de produção de frutos chegando a 216 a 528 
cachos ha-1, com média de 68 kg de frutos (SILVA, 2012), sendo considerada espécie-chave 
para subsistência de outras comunidades. 
Figura 1 – Fotos de palmiteiro juçara 
 
Fonte: GUILHEN, 2014. 
 
No entanto, ao longo dos anos, a população do juçara vem sofrendo grandes perdas com o 
processo de fragmentação das florestas em virtude do alto valor alimentício e comercial do 
palmito (LIMA et al., 2008; FISCH et al,2000; CORSO, 2003), que é considerado nutritivo e 
saboroso. Esta realidade se agrava quando a retirada de plantas juvenis que nunca floresceram 
para a obtenção desse produto impede que a árvore complete seu ciclo (SEOANE, 2007), 
contribuindo para o desaparecimento da espécie. Por ser uma planta que não rebrota, seu corte 
causa a morte (MARTINS-CORDER et al., 2006). Como consequência, é visto que a espécie 
já entrou para a lista de espécies da flora brasileira ameaçadas de extinção (BRASIL, 2008), e 
tem-se, ainda que ilegal, o extrativismo avançando no país. Uma vez que, a conservação de 
espécies e ecossistemas depende de como elas são manejadas, o crescimento populacional 
associado à inserção destas nos mercados muitas vezes leva a aumentos na pressão sobre as 
florestas e seus recursos (FAVRETO, 2010; FISCH et al, 2000). A utilização de serviços 
ambientais é aceitável e até necessário para a subsistência humana, porém, ao exceder a 
17 
 
capacidade de fornecimento em tempo hábil destes grandes fornecedores, a existência em longo 
prazo do próprio recurso fica ameaçada. 
 
Estudos vêm sendo realizados com vista a retirar essa espécie desta ameaça de extinção 
revelando seu potencial econômico em outras partes do vegetal. Sua similaridade com os frutos 
de açaí, tanto na composição química quanto na morfologia, tem fomentando esta busca. Uma 
vez que o fruto do açaizeiro (E. oleracea) é fonte de renda sustentável na região Amazônica, e 
reconhecido por suas propriedades nutricionais e antioxidantes, a utilização do fruto da 
palmeira juçara da mesma forma que o açaí, na forma de polpa, como alternativa comercial e 
para o manejo sustentável da espécie, apresenta-se como uma opção atraente (LIMA et al., 
2012), uma vez que também se destaca por excelentes qualidades nutricionais em sua 
composição. Nas regiões Sudeste, Nordeste e Norte do país os preços já chegam a R$9,00 pelo 
quilo da polpa e R$1,50 a R$1,65 pelo quilo do fruto (CONAB, 2013). 
Estudos tem apontado os frutos do juçara como sendo rico em polifenóis, especialmente em 
antocianinas, com um teor relativamente alto, variando de 50 a 180 mg/100g de polpa, em 
comparação com o suco de uva, que apresenta um teor de 14 a 27 mg/100g (WU et al., 2006). 
Seja na inibição da oxidação decorrente de processos do metabolismo celular, ou na 
neutralização da oxidação ocorrente na deterioração de alimentos, esses compostos tem 
ganhado destaque nos estudos de muitos cientistas. A busca de fontes de compostos biativos 
presentes em outras partes da planta, como o fruto por exemplo, pode permitir o equilíbrio do 
uso dos recursos oferecidos pelo palmiteiro juçara. 
 
3.1 COMPOSTOS FENÓLICOS 
 
Muito do sabor, odor e coloração de diversos vegetais se devem à presença de compostos 
bioativos presentes nas diferentes partes da planta. Considerados como um dos principais 
grupos existentes nos vegetais, os compostos fenólicos englobam uma gama enorme dessas 
substâncias. São caracterizados por possuírem pelo menos um anel aromático no qual ao menos 
um hidrogênio é substituído por um grupamento hidroxila. (BARBOSA, 2004; VIZOTTO et 
al., 2010). 
 
 
 
 
18 
 
Figura 2 - Rota de biossíntese de compostos fenólicos derivados da fenilalanina. 
 
Fonte:NACZK, SHAHIDI, 2004 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
 
 
Figura 3 - Principais classes de compostos flavonóides. 
 
Fonte: FERREIRA et al., 2013 
O potencial apresentado por estes compostos tem sido revelado por meio de diversos estudos 
de sua atividade farmacológica, tais como bactericida, antiviral, antialérgico, antitrombótico, 
anti-inflamatório, anticarcinogênico, antioxidante, hepatoprotetor, vasodilatador, despertando 
grande interesse principalmente por sua alta prevalência nas dietas já que são compostos 
onipresentes nos vegetais (CHEYNIER, 2005). Dentre os compostos fenólicos com 
propriedade antioxidante, os flavonoides (Figura 3) se destacam englobando as antocianinas e 
os flavonóis (BARBOSA, 2004). 
20 
 
 
Os flavonóis são pigmentos de cor branca ou amarelo claro encontrado nos vegetais e estão 
amplamente distribuídos em praticamente todas as partes das plantas, particularmente em 
células fotossintéticas (YAO et al., 2004). Atuam na co-pigmentaçãodas antocianinas 
(BOBBIO; BOBBIO, 1995) e representam uma fonte atraente de pigmentos que são 
responsáveis pelas cores cianídricas, que vão desde o salmão rosa ao vermelho e do violeta ao 
azul escuro, observadas na maioria das flores, frutos e folhas de angiospermas comumente 
encontradas na natureza (CAVALCANTI et al., 2011). As espécies do gênero Euterpe, açaí 
(Euterpe oleracea MARTIUS) e o juçara (Euterpe edulis MARTIUS), têm sido mencionadas 
como fonte de antocianinas (LIMA et al., 2012; LOPES, 2007; WU et al., 2006), onde sua 
forma de apresentação molecular é de extrema importância para a ação antioxidante (Figura 4). 
Os vários fenóis se ligando à molécula mostra sua grande complexidade, sendo diferenciada 
pelos grupamentos R. 
Figura 4 - Estrutura geral para antocianinas 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte: OKUMURA et al., 2002. 
 
Das diversas funções desempenhadas pelas antocianinas nas plantas, tais como proteção à ação 
da luz, mecanismo de defesa e função biológica, tem sido sugerido que estas possuem ação 
antioxidante (BARBOSA, 2004; CANUTO et al., CRUZ, 2008; 2010; LOPES et al, 2007; 
MANACH et al., 2004). Ademais, tem sido demonstrado que, quando ocorre a adição deste 
agente natural em alimentos, além de conferir uma coloração aos alimentos propicia a 
prevenção contra auto-oxidação e peroxidação de lipídeos (LOPES et al, 2007). 
 
3.2 ANTIOXIDANTES 
 
Os antioxidantes são substâncias que retardam significativamente ou inibem a produção de 
radicais livres (CANUTO et al., 2010; ALVES et al., 2010), podendo ser sintéticos ou naturais 
(NOVAES et al, 2013). Diversos fatores tais como hábitos de vida considerados inapropriados 
(consumo de álcool, dieta inadequada entre outros); condições ambientais perturbantes 
21 
 
(poluição ambiental, domiciliar e ocupacional); envelhecimento e estados psicológicos que 
provoquem estresse emocional (OLIVEIRA at al., 2009) levam à produção descontrolada e 
exagerada de radicais livres. E o aumento no consumo de frutas ricas em antioxidantes tem 
sido associado à redução do risco de várias doenças crônicas causadas pelo estresse oxidativo 
(MANACH at al., 2004; CRUZ, 2008; CANUTO et al., 2010). 
Alguns antioxidantes, como hidroxianisol de butila (BHA) e o butil hidroxi tolueno (BHT), 
produzidos sinteticamente, são muito utilizados e considerados uns dos mais importantes, 
(BARBOSA,2004; DUARTE-ALMEIDA et al, 2006) e mais utilizados na indústria de 
alimentos devido à sua estrutura promissora (RAMALHO  JORGE, 2006). O emprego destes 
na prevenção da deterioração oxidativa de produtos alimentícios tem se tornado um 
procedimento rotineiro e constante na tecnologia de alimentos (LEMOS, 2008). No entanto, 
devido a associação do consumo de antioxidantes sintéticos a vários problemas metabólicos 
que vem sendo observados ao longo dos anos, o setor industrial têm estado à mercê de produtos 
legalmente comerciáveis (BROINIZI et. al., 2007; WARAHO et al, 2011). Com isso, uma 
crescente busca pelos antioxidantes naturais de extratos de plantas têm-se desenvolvido 
atrelado à sua baixa toxicidade quando comparados aos antioxidantes sintéticos. 
 
Dentre os antioxidantes naturais mais empregados, podem ser citados os tocoferóis, os ácidos 
fenólicos e os extratos de algumas plantas (RAMALHO; JORGE, 2006), que são fenólicos de 
ocorrência natural. Eles possuem a capacidade de doar átomos de hidrogênio e, portanto, inibir 
as reações em cadeia provocadas pelos radicais livres (FILHO, 2010). O seu mecanismo de 
ação se dá, através de seu átomo de hidrogênio ativo que é abstraído pelos radicais livres R• e 
ROO• com maior facilidade que os hidrogênios alílicos das moléculas insaturadas, formando 
espécies inativas para a reação em cadeia e um radical inerte (A•) procedente do antioxidante, 
que é estabilizado por ressonância (RAMALHO  JORGE, 2006). Essa capacidade 
antioxidante permite sua significativa distribuição na dieta, em processos industriais além de 
atuação nos produtos farmacológicos. 
 
Além destes, o poder da oxidação em causar diminuição da vida útil de alimentos e matérias-
primas, têm concentrado grandes esforços por parte das indústrias e centros de pesquisas 
farmacêuticas, na busca de adquirir essas substâncias que agem eficientemente sobre tais 
limitantes. Caso detectada, tais substâncias podem retardar por exemplo, a rancificação em 
alimentos e cosméticos que contém ácidos graxos insaturados, aumentando a vida de prateleira 
de vários produtos (BARBOSA, 2004). 
 
22 
 
3.3 SISTEMAS MICROEMULSIONADOS 
 
Sistemas microemulsionados são muito utilizados por indústrias pois combina substâncias, que 
não se misturariam naturalmente, pra serem usadas diretamente ou como aditivos nos produtos 
(LOUZEIRO, 2012), aumentando sua biodisponibilidade ou favorecendo a absorção dos 
compostos (FORMARIZ et al. 2005, OLIVEIRA et al.,2004). 
No geral, emulsões são caracterizadas como sistemas coloidais constituídos de dois ou mais 
líquidos imiscíveis, geralmente óleo (solvente orgânico hidrofóbico) e água (SANTOS, 2011; 
PEREIRA & GARCIA-ROJAS, 2015), que apresentam gotículas entre 1-10 μm (ROSSI et al, 
2007; MARTINIANO, 2009). Entretanto, além destes componentes existe um terceiro 
chamado agente emulsivo (componentes anfílicos específicos), o qual contribui para tornar a 
emulsão mais estável. Um agente emulgente possui uma parte hidrofílica e outra parte 
hidrofóbica. Quando um liquido está em contato com um outro líquido imiscível, há uma força 
chamada tensão interfacial, que faz com que cada um deles resista à fragmentação em 
partículas menores (SANTOS, 2011). Com a presença dos agentes emulsivos essa tensão tende 
a ser diminuída, aproximando a zero, o que contribui para uma maior estabilidade no sistema. 
Emulsões que apresentam gotículas menores que 0,1μm são classificadas como microemulsões 
(OLIVEIRA et al. 2004). 
De acordo com Louzeiro (2012), microemulsões são sistemas isotrópicos e transparentes 
(MULLER, 2013; MARTINIANO, 2009) que envolve a combinação de três ou quatro 
componentes: fase polar, fase apolar, tensoativo e, quando necessário, um co-tensoativo, cuja 
função também é diminuir a tensão interfacial. No entanto, há casos em que os tensoativos são 
capazes de cumprir integralmente essa função, e a presença dos co-tensoativos não se faz 
necessária, restringindo a composição da microemulsão apenas aos outros três componentes 
(OLIVEIRA et al, 2004). Usualmente, faz-se a utilização de diagrama de fases que pode ajudar 
na produção dessas microemulsões. 
 
 
 
 
 
 
 
 
23 
 
Figura 5. Representação de diferentes estruturas de microemulsão 
 
 Fonte: ROSSI et al, 2008. 
 
A Região A corresponde a uma microemulsão que é rica em água com micelas do tipo óleo 
em água (O/A); e a Região B corresponde a uma microemulsão rica em óleo com micelas do 
tipo água em óleo (A/O). Dentre as várias aplicações dos meios microemulsionados 
(SANTANA, 2003), pesquisas farmacêuticas tem feito uso do sistema para aumentar a 
biodisponibilidade de vitaminas e em sistemas de liberação de drogas oftálmicas (FORMARIZ 
et al. 2005, OLIVEIRA et al.,2004), devido ao aumento da capacidade de solubilização e a 
diminuição de efeitos adversos (ROSSI, 2008). Já nas indústrias alimentícias, as microemulsões 
são utilizadas para solubilização de vitaminas, aromas e óleos essenciais, em alimentos que 
apresentem polaridades distintas a destes compostos (CHEN et al, 2006) tornando acessível 
benefícios advindos dessas combinações. 
 
3.4 DIAGRAMA DE FASES 
 
A preparação de sistemas microemulsionados contendo três ou mais componentes é, 
comumente representada por um diagrama de fases ternário, quaternário e pseudoternários 
(SANTANA, 2003; BORBA & SANTANA, 2007; LOUZEIRO, 2012). A construção deste 
diagrama é considerada parte fundamental no processo, uma vez que caracteriza em que 
condições experimentais as microemulsõesexistem para posterior seleção de qual sistema se 
deseja trabalhar (BORBA & SANTANA, 2007, FORMARIZ et al., 2005; SANTANA, 2003;). 
24 
 
 
Figura 6. Representação de um diagrama ternário 
 
Fonte: ROSSI, 2008 
 
Este processo exige máxima atenção aos fatores que interferem no comportamento da 
microemulsão, tais como temperatura, natureza do óleo e concentração do tensoativo 
(SANTANA, 2003). Em virtude da sua elevada capacidade de solubilização de substancias, os 
sistemas microemulsionados, tem sido bastante usados como constituintes de alimentos, com 
grande poder de solubilização (LOUZEIRO, 2012). 
 
3.5 OXIDAÇÃO DE LIPÍDEOS 
 
Os lipídeos são constituídos de uma mistura de tri, di e monoacilgliceróis, ácidos graxos livres, 
glicolipídios, fosfolipídios, esteróis e outras substâncias (BARBOSA,2004; RAMALHO & 
JORGE,2006), desempenhando um importante papel na qualidade de muitos produtos 
alimentares (como por exemplo, o flavor, cor, textura) (ACHKAR et al, 2014; SILVA et al, 
1999). Entretanto, essas biomoléculas, principalmente ácidos graxos insaturados, sofrem com 
o processo oxidativo (SILVA et al, 1999 RAMALHO & JORGE,2006) que ocorre 
inevitavelmente, seja durante o processamento ou armazenamento dos produtos. A 
desvantagem se aloja quando a oxidação lipídica tem peso direto na estrutura dos produtos que 
são formulados a partir destes, tornando por exemplo, um alimento inaceitável sensorialmente, 
bem como produzir substâncias potencialmente tóxicas (TABEE et al., 2008; RAMALHO & 
JORGE,2006). Segundo SEVANIAN & HOCHSTEIN (1985) apud FERRARI (1998), o início 
da oxidação lipídica se dá com a interação de um iniciador com o oxigênio que reage com o 
ácido graxo insaturado, ocorrendo a retirada de um átomo de hidrogênio do carbono metilênico 
adjacente (entre) à ligação dupla cis do ácido graxo insaturado, resultando na formação de 
25 
 
radicais alílicos. Então, segue-se uma reação em cadeia e somente termina quando estiverem 
esgotadas as reservas de ácidos graxos insaturados e oxigênio. Tal processo é responsável pela 
deterioração dos lipídeos. Diante disso, há uma incessante busca pela estabilidade oxidativa 
dos óleos, uma vez que a oxidação não pode ser totalmente cessada (MASUCHI, 2008). 
Entretanto, é sabido que o seu início pode ser retardado ou inibido pela adição de 
antioxidantes (RAMALHO & JORGE,2006; FERRARI &SOUZA, 2009), que interrompem a 
fase de propagação da oxidação lipídica (DEGÁSPARI e WASZCZYNSKYJ, 2004). Por 
meio de técnicas laboratoriais é possível monitorar a formação desses produtos da oxidação 
(dienos conjugados em 232nm e trienos conjugados ou compostos secundários em 270nm) que 
se apresentam em espectros característicos na região ultravioleta (FERRARI &SOUZA, 2009), 
elucidando possíveis substâncias com potencial para estabilização da oxidação. 
 
26 
 
4 METODOLOGIA 
 
4.1 COLETA, SECAGEM E IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL VEGETAL 
 
O material vegetal (frutos) foi coletado em fragmentos remanescentes de Mata Atlântica na 
região Sul e Caparaó do Estado do Espírito Santo, municípios de Alegre, Ibitirama, Guaçui, 
Jerônimo Monteiro, e Mimoso do Sul. Foram coletados frutos de 26 genótipos da espécie, 
transportados para o Laboratório de Química Aplicada do Ifes/Alegre, e feito extração manual 
da polpa sem a utilização da água, seguido de secagem em estufa a 105ºC/24h. O material foi 
triturado e armazenado em sacos plásticos. 
 
4.2 ANÁLISES DE COMPOSIÇÃO: QUANTIFICAÇÃO DE COMPOSTOS 
FENÓLICOS TOTAIS (FNT), ANTOCIANINAS (ANT) E FLAVONÓIS TOTAIS (FLV) 
 
4.2.1 Determinação dos fenólicos totais 
 
Para a determinação dos fenólicos totais utilizou-se o método espectrofotométrico de 
FolinCiocalteau (BUDINI et al., 1980) com adaptações. Pesou-se 0,25g da biomassa seca e 
triturada e adicionou-se 5mL da solução de HCℓ 2N (ácido clorídrico) aquecendo em seguida 
durante 30 minutos em banho de Maria a 95ºC. A mistura foi retirada e deixada em repouso por 
24 horas. Decorrido o tempo, filtrou-se as amostras. Uma alíquota de 50µL da amostra foi 
transferida para outro tubo de ensaio onde adicionou-se 3mL de água deionizada, seguido da 
adição de 250µL do reativo Folin-Ciocalteau 50% v/v. Após 5 minutos, adicionou-se 750µL 
Na2CO3 20% m/v (carbonato de sódio) e completou-se com 950µL de água deionizada 
deixando em repouso durante duas horas. Determinou-se a absorbância a 756nm, em 
espectrofotômetro AGILENT CARY60 UV-VIS. A curva de calibração foi construída com 
ácido gálico, R2 = 0,99, numa faixa de concentração de (0-50) µg/mL de ácido gálico. Os 
resultados foram expressos em miligramas de ácido gálico por 100 gramas de poupa seca 
 
4.2.2 Determinação de antocianinas totais e flavonóis totais 
 
As antocianinas e os flavonóis totais foram determinados de acordo com o procedimento 
proposto por Lees; Francis (1972). Foram homogeneizados em um tubo protegido da luz 0,300g 
da amostra em 8mL da solução extratora de etanol 95% em HCl 1,5N (85:15, v/v) e estocados 
por 24 horas a 4°C. Os sobrenadantes foram filtrados, transferidos para cubetas e mantidos em 
repouso por 2 horas à temperatura ambiente (28±2°C). A absorbância foi medida a 535nm e 
374nm para quantificação das antocianinas e flavonóis, respectivamente em espectrofotômetro 
27 
 
AGILENT CARY60 UV-VIS contra um branco contendo a solução extratora. Todas as análises 
foram feitas em triplicata. 
 
4.3 EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DAS ANTOCIANINAS PRESENTES NO FRUTO 
DO JUÇARA 
 
4.3.1 Extração da Antocianinas 
 
A extração das antocianinas da polpa do juçara foi realizada utilizando-se o método descrito 
por Nazaré et al. (2002) apud Figueiredo et al., (2008) que consta de percolação a frio, em 
etanol 70% (v/v) acidificado com ácido clorídrico a pH 3,0 por 48 horas a temperatura 
ambiente, em recipiente de vidro protegido da luz sob agitação magnética. Após esse período, 
o material foi filtrado e seco a temperatura ambiente em local protegido da luz. 
 
4.3.2 Análise de identificação espectrofotométrica no UV-Visível 
 
A análise foi realizada com 20 mg do extrato concentrado, diluído em 10 mL da solução de 
etanol acidificada (pH=3,0). Os espectros de absorbância foram obtidos na faixa de 
comprimento de onda entre 350nm e 700nm. As leituras foram realizadas no espectrofotômetro 
AGILENT CARY60 UV-VIS contra um branco contendo a solução extratora de etanol:HCl 
(etanol 70 % a pH 3,0) (ALVES et al., 2007). 
 
4.3.3 Caracterização de antocianinas: Reação com cloreto férrico (FeCl3) 
 
Para verificação da presença de flavonóides, utilizou-se o método descrito por Kukoski (2000) 
apud Figueiredo et al., (2008). Adicionaram-se duas gotas de cloreto férrico a 2,5 %, a uma 
alíquota de 1,0 mL do extrato bruto concentrado. A coloração indica que tipo de composto 
flavonoídico que está presente na amostra, podendo variar entre verde, amarelo-castanho e 
violeta (MOUCO et al., 2003). 
 
4.3.4 Caracterização de antocianinas: Reação com hidróxido de sódio (NaOH 10%) 
 
Para reconhecimento de antocianinas, utilizou-se do método descrito por Figueiredo et al., 
(2008). Em 1, 0 mL do extrato bruto foi adicionado 0,5 mL de hidróxido de sódio a 10 %. A 
coloração indica o comportamento ácido-base das antocianinas em função do pH. 
 
28 
 
4.3.5 Caracterização de antocianinas: Reação da Cianidina ou Ensaio de Shinoda 
 
Para verificação da presença de flavonoides, utilizou-se o método descrito por Figueiredo et al., 
(2008) com algumas adaptações. Em 1,0 mL do extrato bruto foi dissolvido em 1,5 mL de 
metanol. Adicionou-se dois fragmentos de magnésio e 0,5 mL de ácido clorídrico concentrado. 
A coloração indica que tipo de composto flavonoídico que está presente na amostra, variando: 
flavona desenvolve coloração amarelo a vermelho; flavonol ou diidroflavonol, vermelho a 
vermelho sangue; flavona, vermelho a violeta; derivados antociânicos,vermelho, tornando-se 
rosa; chalconas, auronas, diidrochalconas, isoflavonas e isoflavanonas apresentam reação 
negativa, sem coloração (MARTÍNEZ, 2005). 
 
4.4 CONSTRUÇÃO DO DIAGRAMA DE FASES 
 
Para a construção do diagrama de fases, várias proporções dos constituintes foram realizadas. 
Os componentes foram: óleo (matriz Azeite de Oliva extravirgem), extrato metanólico (extrato-
frutos de juçara) e Tensoativo (Tween 80 Polissorbato). A composição da mistura no sistema 
microemulsionada foi transformada e expressa em fração mássica (equação 1) usando seus 
volumes. 
Equação 1: Equação utilizada para determinação da fração mássica. 
% 𝑷𝒊 =
𝒎𝒊
𝒎𝒕
𝒙𝟏𝟎𝟎 (1) 
Sendo: 
mi= massa da fase 
mt= massa total da mistura 
%Pi = porcentagem da fase utilizada 
 
4.5 AVALIAÇÃO DO POTENCIAL ANTIOXIDANTE 
 
4.5.1 Sequestro do radical 2,2-difenil-1-picril-hidrazil (DPPH) 
 
A atividade antioxidante foi determinada pelo ensaio do radical livre DPPH, segundo 
metodologia descrita por Brand-Williams; Cuvelier; Berset (1995), com modificações. Em 
tubos de ensaio foram adicionados diferentes concentrações (5µL, 10µL, 20µL, 30µL, 40µL, 
50µL) de extrato etanólico da poupa mais 2,00 mL de solução DPPH 0,1mM. Para cada 
concentração de extrato bruto da polpa do juçara, foi preparado um branco para leitura mais 
álcool metílico (METOH). Para estes, não foram adicionados a solução DPPH 0,1mM. Os tubos 
ficaram em repouso e no escuro por 6 horas. A leitura da absorbância foi feita a 515 nm em 
29 
 
espectrofotômetro AGILENT CARY60 UV-VIS. Preparou-se também um tubo controle 
(denominado A0) que tinha 3,0 mL de metanol mais 2,0 mL de solução DPPH 0,1mMol/L 
tendo como branco apenas 5mL de metanol. A leitura deste foi feita no tempo zero. A atividade 
antioxidante dos extratos foi calculada de acordo com a Equação 2. 
Equação 2: Equação utilizada para determinação da atividade antioxidante no ensaio com o 
radical DPPH. 
%AA = 100 - {[(Absamostra – Absbranco) X 100] / Abscontrole} (2) 
Onde: 
Aa = absorbância da amostra; 
Ab = absorbância do branco; 
Ac = absorbância do controle. 
As substâncias antioxidantes presentes nos extratos reagiram com o DPPH que é um radical 
estável, convertendo-o em 2,2-difenil-1-picril-hidrazil. O grau de descoloração verificado 
indicou o potencial antioxidante do extrato metanólico das polpas analisadas. Também foram 
efetuados ensaios de comparação com a substância de referência BHT (BUTIL HIDROXI 
TOLUENO) nas mesmas concentrações da amostra. 
 
4.5.2 Sequestro de Peroxido de Hidrogênio (H2O2) 
 
A capacidade do extrato da polpa do juçara para eliminar o peróxido de hidrogénio foi 
determinada de acordo com o método do Ruche, Cheng e Klaunig (RUCH, et al., 1989) apud 
Gupta. et al. (2013). Uma solução de peróxido de hidrogénio (40mmol/L) foi preparada em 
tampão fosfato (pH 7,4). Em tubos de ensaio foram adicionados diferentes concentrações (5µL, 
15µL, 30µL, 50µL) de extrato etanólico da polpa mais 0,5mL de solução H202 (40mmol/L) e 
4,5mL da solução tampão de fosfato. Para cada concentração de extrato bruto da polpa do 
juçara, uma amostra de branco foi preparada, contendo o extrato com 0,5mL de solução H202 
(40mmol/L) e 4,5mL da solução tampão de fosfato. Para estes, não foram adicionados solução 
de peróxido de hidrogênio. Estes permaneceram em repouso e em local sem luminosidade por 
6 horas. A leitura da absorbância foi feita a 515nm em espectrofotômetro AGILENT CARY60 
UV-VIS. A atividade antioxidante dos extratos foi calculada de acordo com a Equação 3. A 
percentagem de sequestro de peróxido de hidrogénio do extrato bruto da polpa do juçara foi 
calculada utilizando a seguinte fórmula. 
30 
 
Equação 3: Equação utilizada para determinação da atividade antioxidante no ensaio com o 
peróxido de hidrogênio. 
% scavenging activity [H2O2] = [Abs (control) – Abs (standard) / Abs (control)] × 100 
(3) 
Onde: 
Aa = absorbância da amostra; 
Ab = absorbância do branco; 
Ac = absorbância do controle. 
Também foram efetuados ensaios de comparação com a substância de referência BHT (BUTIL 
HIDROXI TOLUENO) nas mesmas concentrações da amostra. 
 
4.5.3 Oxidação Forçada de Lipídio - Absorbância específica UV a 232 e 270nm 
 
A quantificação dos produtos da oxidação (dienos e trienos) pelo método espectrofotométrico 
IUPAC número II.D.23,39 permitiu determinar a absorbância do óleo em determinados 
comprimentos de onda do espectro ultravioleta e forneceu indicação de seu grau de oxidação. 
Em béquer de 25ml foram adicionados 10µL de extrato etanólico da poupa completando com 
azeite de oliva extra virgem até 15mL. Utilizou-se também um béquer para amostra controle 
(denominado A0) onde foi adicionado 15mL de azeite de oliva sem adição do extrato. O 
material foi colocado em aquecimento na chapa a 30°C durante 5 dias em agitação, no escuro. 
Durante todo o processo de oxidação do óleo foram coletadas alíquotas de 25µL para 25mL de 
diclorometano, diariamente, para acompanhamento da oxidação. Foi determinada a absorbância 
dos lipídeos em dois comprimentos de onda, 232nm e 270nm, do espectro ultravioleta. Também 
foram efetuados ensaios de comparação com a substância de referência BHT (BUTIL 
HIDROXI TOLUENO) na mesmas concentração da amostra com extrato metanólico de frutos 
extraídos do juçara. 
 
4.6 ANÁLISE ESTATÍSTICA 
 
Todas as determinações foram efetuadas em triplicata e os resultados submetidos à análise de 
variância, segundo normas da ANOVA, utilizando o Programa R (R Project. version 3.0.2, 
2013). A classificação dos maiores e menores teores de compostos fenólicos foram inferidos 
com base na soma de Ranks proposto por Mulamba e Mock (1978). E para o ensaio DPPH foi 
feita uma análise de regressão a fim de determinar a concentração eficiente (CE). Os resultados 
foram grafados no Programa Excel 2007. 
31 
 
5 RESULTADOS E DISCUSSÕES 
 
5.1 QUANTIFICAÇÃO DE COMPOSTOS FENÓLICOS TOTAIS 
 (FNT), ANTOCIANINAS (ANT) E FLAVONÓIS TOTAIS (FLV) 
 
Os resultados obtidos na quantificação dos compostos fenólicos totais (FNT), antocianinas 
(ANT) e Flavonóis Totais (FLV) dos frutos do juçara, estão representados na Tabela 1, com 
base na soma de Ranks proposto por Mulamba e Mock (1978). 
Tabela 1. Teor de compostos fenólicos, respectivamente Flavonóis Totais (FLV), Antocianinas 
(ANT) e Fenólicos Totais (FNT), presentes no fruto de 26 genótipos de juçara coletados na 
região sul e Caparaó capixaba. 
Genótipos FLV(µg/100g) ANT(µg/100g) FNT(µg/g) lj Class. 
AL3 
2170,65 ± 10,81 2489,43 ± 10,87 32148,83 ± 192,16 7 1º 
IBI38 3132,59 ± 6,12 3330,10 ± 23,83 13098,81 ± 149,75 7 2º 
AL2 1183,84 ± 53,25 4317,04 ± 57,18 81807,60 ± 52,38 13 3º 
IBI33 4102,28 ± 6,48 7148,81 ± 15,36 42031,52 ± 217,85 15 4º 
IBI44 1275,02 ± 23,69 1496,01 ± 139,67 22641,84 ± 418,39 16 5º 
GU17 693,77 ± 9,91 1087,12 ± 13,66 91799,08 ± 84,07 25 6º 
IBI48 787,72 ± 4,93 8127,18 ± 8,26 111612,57 ± 116,39 26 7º 
AL10 598,67 ± 13,94 6199,83 ± 18,11 171402,97 ± 143,76 28 8º 
JM56 1179,35 ± 7,04 994,63 ± 10,58 101789,43 ± 7,76 30 9º 
IBI43 2138,64 ± 4,33 5227,07 ± 30,56 51984,02 ± 368,39 31 10º 
GU12 882,51 ± 8,78 1175,24 ± 10,14 141506,96 ± 93,63 33 11º 
JM50 1658,15 ± 5,02 1274,94 ± 7,33 71807,75 ± 95,53 35 12º 
JM58 1079,46 ± 5,79 1359,45 ± 5,08 151455,08 ± 114,77 38 13º 
GU18 1364,29 ± 9,73 1547,03 ± 8,77 121605,37 ± 75,05 40 14º 
AL7 979,66 ± 7,76 1457,52 ± 5,27 221302,03 ± 22,94 45 15º 
AL9 1460,73 ± 8,00 1726,94 ± 1,88 181395,60 ± 86,35 49 16º 
GU11 1754,89 ± 3,46 1630,49 ± 3,88 161421,17 ± 130,62 49 17º 
JM49 1852,90 ± 0,74 1823,82 ± 1,88 131604,06 ± 86,23 49 18º 
JM52 2435,19 ± 3,30 1921,17 ± 3,00 61848,76 ± 155,53 49 19º 
AL4 1559,24 ± 2,89 2018,55± 1,69 231250,81 ± 54,89 58 20º 
MI62 2236,10 ± 3,34 2211,92 ± 1,87 201339,94 ± 64,44 64 21º 
GU15 2525,17 ± 6,94 2311,82 ± 4,55 191382 ± 78,39 67 22º 
MI69 2335,69 ± 0,36 2116,27 ± 0,44 201198,29 ± 55,28 68 23º 
32 
 
MI70 2040,99 ± 1,79 2410,45 ± 0,38 251130,94 ± 13,55 69 24º 
MI59 1948,77 ± 1,65 266,50 ± 0,57 26891,79 ± 31,50 71 25º 
MI64 2624,80 ± 2,99 256,60 ± 1,92 211322,56 ± 174,97 72 26º 
 Nota: Índice da soma de classificação(lj) 
Fonte: Elaborado pelo autora (2015) 
 
 
De acordo com os resultados observados na Tabela 1, percebeu-se que os diferentes genótipos 
da espécie apresentaram diferenças significativas quanto à concentração de compostos 
fenólicos (FNT, ANT e FLV) em seus frutos. Esta variação na quantidade e abundância desses 
compostos em diferentes plantas da mesma espécie já é atestada em vários estudos e aferida 
por Naczk; Shahidi (2004) que afirma serem os fatores genéticos determinantes na biossíntese 
dos compostos fenólicos, definindo qual será classe e subclasse a ser processada nos 
metabólitos secundários. 
Constatou-se que genótipos do município de Ibitirama e Alegre obtiveram alta classificação 
no índice de soma de ranks, sendo os maiores teores de FNT na biomassa seca da polpa 
encontrados nos genótipos IBI38, IBI44 e AL3 (respectivamente, 3098,81 ± 149.75 µg/g, 
2641,84 ± 418.39 µg/g; 2148,83 ± 192.16 µg/g). 
Os genótipos IBI44, AL3 e IBI38, também expressaram as maiores concentrações de ANT 
(respectivamente, 496,01 ± 139.67 µg/100g; 489,43 ± 10.87 µg/100g; 330,10 ± 23.83 µg/100g) 
e os genótipos AL2, AL3 e IBI38 expressaram as maiores concentrações de FLV 
(respectivamente; 183,84 ± 53.25 µg/100g; 170,65 ± 10.81 µg/100g; 132,59 ± 6.12 µg/100g). 
Dentre os resultados, os menores teores de ANT foram observados nos genótipos MI59 e MI64 
(6,50 ± 0.57 µg/100g; 6,60 ± 1.92 µg/100g, respectivamente) e os menores teores de FLV nos 
genótipos MI64 e GU15 (24,80 ± 2.99 µg/100g; 25,17 ± 6.94 µg/100g), municípios de Mimoso 
do Sul e Guaçuí. Já os menores teores de FNT foram observados nos genótipos MI59 e MI70 
(891,79 ± 31.50 µg/100g; 1130,94 ± 13.55 µg/100g). Vale ressaltar que pelo método de 
Mulamba e Mock (1978), os genótipos AL9, GU11, JM49 e JM52 perfazem igual classificação. 
As diferentes formas como as plantas reagem às condições em que são submetidas no ambiente 
de cultivo, juntamente com a integração de um sistema muito bem regulado geneticamente 
podem influenciar fortemente o sistema de biossíntese. Além destes, diversos outros fatores e 
variações, influenciam intimamente o teor de fitoquímicos, tais como variedade, estágio de 
maturação, condições climáticas e edáficas, conduzindo modificações nos indivíduos quanto 
aos perfis de sua composição dos metabólitos secundários (ZOGHBI et al., 1998, MORAES, 
2013), expressando genes que modificam a bioquímica e fisiologia dos vegetais ao longo de 
33 
 
milênios por meio da evolução. Esse conjunto de fatores é responsável pela ativação e 
abundância do metabolismo secundário, logo, tais condições podem estar associadas à variação 
nos teores em indivíduos da mesma espécie. No entanto, estudos de interação GXA (genótipo 
X ambiente) devem ser realizados. 
 
5.2 EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DAS ANTOCIANINAS PRESENTES NO 
FRUTO DO JUÇARA 
 
Para a extração das antocianinas, dentre os genótipos analisados foram selecionados os acessos 
IBI44, AL3 e IBI38 que obtiveram elevado teor de compostos fenólicos, especificamente 
antocianinas. A porcentagem de rendimento das antocianinas foi de 8,39 ± 0,97 em massa (m/w 
biomassa seca da polpa) em temperatura ambiente (±25 ºC) e volume inicial de 25mL em 48 
horas. Nos resultados obtidos por Figueredo et al., (2008), o melhor rendimento com o extrato 
do juçara foi a 75ºC e volume inicial de 400mL obtendo 21,2% desse volume em 11 horas. No 
rendimento obtido em estudo, percebeu-se que, mesmo a extração em temperatura ambiente 
sendo um processo mais demorado, permitiu-se a obtenção de um relevante extrato quando 
analisado o dispendioso controle e manejo de um sistema de extração que se submete à 
temperatura. 
Ao escolher o método mais adequado para a extração das antocianinas, deve-se estar atento 
quanto ao emprego desse produto. Seja para aplicação em indústrias alimentícias e/ou 
farmacêuticas, seja para meros estudos de caracterização, o objetivo quanto à utilização desse 
extrato carece de clareza, pois alguns fatores como solubilidade, estabilidade, agilidade, 
praticidade, além de análises de custo no intuito de obter um processo rentável e viável 
circundam diversos quesitos de produtos inovadores. Neste trabalho, por apresentar como 
objetivo a extração das antocianinas para caracterização de potencial antioxidante em ensaios 
in vitru, o solvente escolhido foi o etanol diluído em ácido clorídrico, que é usualmente indicado 
para sistemas de extração de pigmentos (FAVARO, 2008; XAVIER, 2004). No entanto, para 
posterior uso do produto deve-se fazer a adequabilidade do método de extração. 
 
5.2.1 Análise de identificação espectrofotométrica no UV-Visível 
 
Após a extração das antocianinas, foi realizado análises de caracterização com intuito de 
identificar a presença destas no extrato obtido. O gráfico 1 refere-se à análise de identificação 
espectrofotométrica no UV-Visível, onde o valor do comprimento de onda em seu pico máximo 
de absorbância foi 531nm. O espectro obtido é característico de antocianina (estrutura 
34 
 
molecular ao lado do Gráfico 1), cuja absorção máxima no visível coexiste na faixa de 500nm 
a 550nm (BOBBIO; BOBBIO, 1992 citados por LOPES, 2002). 
Gráfico 1 - Identificação da antocianina no UV-Visível 
Fonte: elaborado pela autora (2015). 
Este espectro foi considerável quando comparado com o Comunicado Técnico 209 Embrapa 
(2008), onde se obtiveram picos máximos de absorbância de 532nm a 533nm também em frutos 
de juçara, característicos de antocianinas. 
 
5.2.2 Análise de caracterização qualitativa 
Tabela 2. Análise de caracterização das antocianinas (ANT) presentes nos frutos de Euterpe 
edulis M. 
CARACTERIZAÇÃO 
 Ensaios Resposta/Cor Reação Literatura 
Reação com Cloreto 
férrico (FeCl3 
Violeta escuro Presença de fenóis 
concentrados 
MOUCO et al., 
(2003) 
Reação com Hidróxido de 
sódio NaOH 10% 
Verde escuro Comportamento 
ácido-base 
MARÇO et al., 
(2008) 
 Reação com Cianidina Vermelho sangue Presença de 
flavonol 
MARTÍNEZ, 
(2005) 
Fonte: Elaborado pela autora (2015) 
 
No ensaio realizado com cloreto férrico (FeCl3), o extrato dos frutos de Juçara apresentou 
coloração violeta escuro indicando presença de fenóis concentrados (FIGUEREDO et al., 2008; 
MOUCO et al., 2003), por vezes devido ao rearranjo da quinonas. Já no ensaio realizado com 
hidróxido de sódio 10%, o extrato apresentou coloração verde escura. Esta resposta está 
relacionado com o comportamento ácido-base das antocianinas em função do pH 
O
+
OH
OH
OH
R1
OH
R2
R1, R2, R3 = H, OH, OCH3
35 
 
(FIGUEREDO et al., 2008). Elas são sensíveis em soluções com pH neutro ou alcalino. Assim, 
em meio extremamente ácido, as antocianinas apresentam coloração intensamente avermelhada 
e/ou violeta e em meio alcalino apresenta coloração verde e azul (MARÇO et al., 2008). Por 
fim, quando o extrato dos frutos do juçara foi submetido ao último ensaio, reação de cianidina, 
a coloração apresentada foi vermelho sangue, indicando presença de flavonol ou diflavonol, 
por ação do magnésio em presença de HCl concentrado (KUKOSKI, 2000). Dessa forma, 
atestou-se a presença de antocianinas no extrato obtidos dos frutos do juçara permitindo 
prosseguir com o estudo. 
 
5.3 OBTENÇÃO DO DIAGRAMA DE FASES TERNÁRIO 
 
Os diagramas de fases ternários estão ilustrados nas figuras 7 e 8, e descrevem em que 
condições experimentais foram possíveis de se obter microemulsões e as regiões limites de 
transição a serem utilizadas no ensaiode oxidação forçada de lipídeo. 
Figura 7- Diagrama de fases ternário obtido para sistema formado por 
Óleo/MeTOH/Tensoativo 
 
 
Nota: SF Separação de fases; TME: Tendência a microemulsão 
Foi observado que as proporções com aproximadamente 85-94% de óleo; 5-10%MetOH e 5-
0,5%tensoativo tenderam a um sistema microemulsionado, não alcançando totalmente sua 
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1
0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1
Tensoativo
ÓleoAnt
TME
SF
36 
 
emulsão. Novas proporções foram realizadas a fim de encontrar a proporção ideal do sistema 
microemulsionado (Óleo/extrato metanólico/tensoativo). 
 
Figura 8 – Diagrama de fases ternário obtido para sistema formado por Óleo/ extrato 
metanólico/Tensoativo 
 
 
 Nota: SF Separação de fases; TME: Tendência a microemulsão; ME: Microemulsão 
 
Diante do diagrama acima foi possível encontrar a proporção ideal de microemulsão a ser usada 
no ensaio de oxidação forçada de lipídeo, numa proporção de: 99,75% de Óleo / 0,25% de 
extrato metanólico / 0,00001% de Tensoativo Tween 80. 
 
5.4 DETERMINAÇÃO DO POTENCIAL ANTIOXIDANTE 
 
Na determinação do potencial antioxidante dos frutos do juçara por meio de ensaios, foi 
utilizado o solvente metanol, que é usualmente empregado na literatura (FAVARO, 2008; 
XAVIER, 2004). Mesmo sendo muito utilizado nos métodos convencionais da tecnologia de 
alimentos, esse solvente não é muito preferido pelos pesquisadores, pois apresenta alta 
toxidade. 
 
 
 
0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1
0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1
Tensoativo
ÓleoAnt
TME
SF
ME
37 
 
5.4.1 Sequestro do radical 2,2-difenil-1-picril-hidrazil (DPPH) 
 
Dentre os diversos métodos de determinação da atividade antioxidante in vitro encontra-se o 
ensaio que mede a capacidade de uma determinada substância em sequestrar o radical 2,2-
difenil-1-picril-hidrazil (DPPH). Muito comumente usada, a molécula de DPPH• é 
caracterizada como um radical livre estável tendo uma deslocalização do elétron 
desemparelhado por toda molécula (ALVES et al., 2010). A transferência de elétrons de um 
composto antioxidante para esse radical livre faz com que haja o processo de redução, tendo 
posterior perda de sua coloração púrpura (DUARTE-ALMEIDA et al., 2006). Desse modo, foi 
possível avaliar o poder redutor do antioxidante testado, que reagindo com o DPPH• converteu-
o em hidrazina. Este comportamento foi acompanhado pela diminuição da absorbância da 
solução do radical como mostrado no Gráfico 2. 
 
Gráfico 2 - Comportamento da atividade de sequestro de DPPH• pelas amostras (ANT e BHT) 
em diferentes concentrações (10 a 400µg/mL). 
 
Fonte: elaborado pela autora (2015). 
 
Levando em consideração as diferentes concentrações testadas (10, 20, 40, 60, 80 e 100μg/mL), 
foi possível observar que, em baixas concentrações, a substância de referência BHT alcançou 
bom desempenho logo no início tendo leves variações à medida que aumentava a concentração. 
Essa variação pode estar relacionada à boa estabilidade desse antioxidante sintético muito 
utilizado e considerado um dos mais importantes na indústria de alimentos (DUARTE-
ALMEIDA et al., 2006; RAMALHO; JORGE, 2006). 
 
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0,35
0,4
0,45
0 20 40 60 80 100
A
b
so
rb
ân
ci
a
Concentração (µg/mL)
ANT BHT
38 
 
No entanto, têm-se procurado substituir estes sintéticos por antioxidantes naturais iniciando 
uma gama de estudos na avaliação de plantas com capacidade antioxidante. As substâncias 
antioxidantes presentes no extrato reagiram com o DPPH• tendo como seu raio de luz 
transmitido sobre a luz incidente inicial a 0,45 da solução DPPH, reduziu-o até 0 de 
absorbância. Essa capacidade de redução mostrou a efetividade do potencial antioxidante das 
antocianinas extraídas da polpa do juçara em comparação com a substância de referência BHT 
(BUTIL HIDROXI TOLUENO). Foi possível perceber que a medida que a concentração 
aumentava, ação deste extrato natural era mais atuante. Posterior aplicação da fórmula de 
sequestro do DPPH (Gráfico 3) confirma essa eficiência. 
 
Gráfico 3 - “% sequestro DPPH” das amostras (ANT e BHT) em diferentes concentrações (10 
a 100µg/mL). 
 
 
 Fonte: elaborado pela autora (2015). 
Essas medidas de monitoramento de comportamento em função da concentração nos permitiu 
perceber que o consumo do radical DPPH• foi dependente da concentração de amostra 
adicionada no meio de reação. A partir de uma análise de regressão realizada sobre a 
porcentagem de sequestro do radical DPPH, determinou-se a concentração eficiente (CE50 e 
CE90) das amostras analisadas para reduzir a solução DPPH inicial em relação à sua curva de 
0 a 100 μg/mL. A CE50 das antocianinas extraídas foi 21,3μg/L, enquanto a CE50 do BHT foi 
5,1μg/L. Já a CE90 das antocianinas extraídas foi de 43μg/L, enquanto a CE90 do BHT foi 
30,2μg/L. Quanto maior o consumo de DPPH por uma amostra, menor será a sua concentração 
eficiente (CE50 E CE90) e maior a sua atividade antioxidante (SOUSA et al., 2007). 
10µg/mL 20µg/mL 40µg/mL 60µg/mL 80µg/mL 100µg/mL
Ant 14,24 30,33 48,44 72,63 88,44 95,56
BHT 42,61 69,59 89,36 93,37 94,03 94,01
0
20
40
60
80
100
%
Sequestro do radical DPPH pelas amostras ANT e BHT
39 
 
Dessa forma, constatou-se que o BHT tem sua ação alcançada já em baixas concentrações 
quando comparada com as antocianinas extraídas dos frutos do juçara, que necessita de um 
pouco mais de concentrado para exercer a mesma atividade. Entretanto, por se tratar de um 
agente antioxidante natural sua capacidade de sequestrar o radical livre DPPH se mostrou com 
elevado potencial. Contudo, vale lembrar que os ensaios de atividade in vitro não refletem 
essencialmente a complexidade celular, necessitando de posterior estudos in vivo e ex vivo que 
possam determinar tal potencial encontrado neste estudo. 
 
5.4.2 Sequestro de Peroxido de Hidrogênio (H2O2) 
 
Os parâmetros analisados para avaliação o poder sequestrador das antocianinas extraídas dos 
frutos do Juçara na captura de peróxido de hidrogênio (H2O2) estão dispostos no gráfico 4, em 
comparação com a substância de referência BHT (BUTIL HIDROXI TOLUENO). 
Gráfico 4 - Comportamento da atividade de capturar H2O2 pelas amostras (ANT e BHT) em 
diferentes concentrações (10 a 100µg/mL). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte: elaborado pela autora (2015). 
Foi possível observar elevado potencial antioxidante das ANT do juçara quando comparado ao 
BHT. Logo a partir de 30μg/mL, o poder do extrato (ANT) em sequestrar o peróxido de 
hidrogênio foi preponderante frente ao BHT, que apresentou baixa eficiência em reduzir esse 
composto. Nas diferentes concentrações, durante todo o ensaio, essa substância de referência 
(BHT) apresentou leves variações, porém baixa ou quase nenhuma eficiência, não sendo tão 
eficiente no sequestro de peróxido. Em todas as concentrações, a porcentagem de sequestro do 
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0 20 40 60 80 100
A
b
so
rb
ân
ci
a
Concentração (µg/mL)
ANT
BHT
40 
 
H2O2 pelo BHT foi inferior a porcentagem de sequestro pela ANT, apresentando sua baixa 
eficiência nesse sistema, como pode ser observado no gráfico abaixo. 
 
Gráfico 5 - “Porcentagem de sequestro H2O2” pelas amostras (ANT e BHT) em diferentes 
concentrações (10 a 100µg/mL). 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte:elaborado pela autora (2015). 
O peróxido de hidrogênio não é considerado um radical livre, porém está envolvido de forma 
direta ou indireta em diversas patologias (ALVES et al, 2010). Ele exerce papel importante no 
estresse oxidativo das células por ser capaz de transpor suas membranas facilmente e gerar o 
radical hidroxila (BARREIROS et al, 2006) que é deletério. Estudos de compostos que 
propiciem a prevenção contra auto-oxidação e também a peroxidação de lipídeos em sistemas 
biológicostêm recebido muito atenção, e nesse ínterim encontra-se, em especial, a antocianinas 
e sua ação antioxidante (LOPES et al.,2007) já discutida nesse estudo. Contudo, vale ressaltar 
que, estudos da atividade antioxidante medida in vitro apenas sugere bioatividade, porém não 
a pode determinar. Para tal, estudos in vivo e de aplicação devem ser realizados. 
 
5.4.3 Ensaio de oxidação forçada de lipídeo 
Para a leitura do ensaio, todas as amostras foram diluídas na proporção 1:1000 (v/v) sistema 
microemulsionado/diclorometano, que permitiu o acompanhamento da oxidação das amostras 
a 30°C/escuro durante 5 dias. Os resultados estão representados nos gráficos abaixo. 
 
 
10µg/mL 30µg/mL 60µg/mL 100µg/mL
ANT 7,10 3,64 22,98 95,63
BHT 1,63 0,00 16,28 5,74
0
20
40
60
80
100
%
 S
EQ
U
ES
TR
O
41 
 
Gráfico 6. Valores de absorbância a 232nm para as amostras ANT, BHT (antioxidante 
sintético) e A0 (sem antioxidante) nos tempos T0, T1, T2, T3 e T4. 
 
 
 Fonte: elaborado pela autora (2015). 
 
Observou-se que nos tempos T0 e T1 ocorreu um comportamento fora do esperado, atribuindo-
se a este a dinâmica de estabilização do sistema. No entanto, a partir do tempo T2 é possível 
observar um aumento na absortividade molar de todas as amostras indicando a ocorrência da 
oxidação dos ácidos graxos do azeite de oliva. Nesse momento, ocorre a retirada do hidrogênio 
do carbono alílico dos ácidos oléico, linoleíco e linolênico, obtendo radicais que deslocam as 
ligações duplas formando assim os dienos conjugados que, ao reagir com o oxigênio molecular, 
forma peróxidos e hidroperóxidos (FILHO, 2010). 
A partir do dia T3, é possível notar que, tanto as amostras com o extrato natural (ANT) quanto 
o extrato sintético (BHT), tiveram menor absortividade indicando uma redução, mesmo que 
leve, na retirada desse hidrogênio do carbono alílico. No entanto, a diferença na evolução do 
processo oxidativo visualizado nas três amostras, foram mínimas. Tal ocorrido, pode ser 
explicado devido a matriz utilizada no ensaio, a qual possui um porcentagem muito pequena 
de ácido linoleico (0,76%) e linolênico (0,29%) com um porcentagem um pouco maior para 
ácido oleico (58%) (CARDOSO et al, 2010). Como a quantidade desses ácidos era reduzida 
no sistema, a visualização da ação antioxidante no sistema também foi reduzida, uma vez que 
os antioxidantes estabilizariam esse hidrogênio. Um comportamento parecido pode ser 
observado no Gráfico 7, quando observadas as absorbâncias obtidas a 270nm. Nesta faixa 
ocorre a absorção de compostos secundários, produto da reação entre peróxidos e 
hidroperóxidos (SILVA; BORGES e FERREIRA, 1999). 
 
0
0,08
0,16
0,24
0 1 2 3 4
A
b
so
rb
ân
ci
a
Tempo (dias)
A0
ANT
BHT
42 
 
Gráfico 7. Valores de absorbância a 270nm para as amostras ANT, BHT (antioxidante 
sintético) e A0 (sem antioxidante) nos tempos T0, T1, T2, T3 e T4. 
 
 
 Fonte: elaborado pela autora (2015). 
Observou-se que, a partir do tempo T2, houve um aumento nos valores de absorbância, 
indicando uma maior formação de produtos secundários da oxidação na amostra sem 
antioxidante (A0), enquanto que as amostras BHT e ANT sofreram uma pequena variação de 
absortividade. Desta forma, em ambos os comprimentos de onda, confirmou-se a queda no 
índice de peróxido com a adição de ANT nas amostras de azeite de oliva, reafirmando 
considerável potencial antioxidante do extrato metanólico frente a ensaios de aplicação. 
Por se tratar de um sistema químico da atividade real do efeito de inibição lipídica, tal ensaio 
revelou como a adição destes antioxidantes (sintético e natural) pode, de fato, inibir ou retardar 
a oxidação dos constituintes lipídicos que tanto limita a vida de prateleira dos alimentos; dando 
preferencialmente destaque aos antioxidantes naturais que têm sido visados pelas indústrias 
devido á crescente busca do consumidor por alimentos mais saudáveis (WARAHO et al., 
2011). 
A nível celular, os produtos da oxidação lipídica, que podem desencadear um processo 
denominado peroxidação, resulta em vários problemas de saúde. Este altera a estrutura e a 
permeabilidade das membranas celulares (Figura 10), ocasionando perda das trocas 
metabólicas que em última condição leva à morte celular (MAFRA et al, 1999). Felizmente, 
além dos mecanismos antioxidantes intrínsecos dos sistemas biológicos é conhecido que 
existem antioxidantes aplicáveis ou ingeridos capazes de proteger as membranas celulares e as 
lipoproteínas contra modificações oxidativas. E mais uma vez, o nosso trabalho se mostrou 
doravante pois apresentou ensaios que podem afirmar que as antocianinas extraídas dos frutos 
0
0,005
0,01
0,015
0,02
0,025
0,03
0 1 2 3 4
A
b
so
rb
ân
ci
a
Tempo (dias)
A0
ANT
BHT
43 
 
da espécie Euterpe edulis Martius possuem considerável potencial antioxidante frente á 
diferentes simulações estressantes. 
 
Figura 9- Lesão celular induzida por radicais livres 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte: ABBAS, KUMAR, FAUSTO (2005). 
 
44 
 
6 CONCLUSÃO 
Os frutos de palmito juçara coletados na região de Ibitirama e Alegre apresentaram teores de 
compostos fenólicos superiores aos outros municípios, especialmente antocianinas, podendo 
estar ligadas á alterações na rota de biossíntese desses compostos, influenciados pela expressão 
gênica e fator ambiente. Os teores variaram de 6,50 ± 0.57 µg/100g a 496,01 ± 139.67 µg/100g. 
O extrato metanólico apresentou potencialidade em sequestrar o radical DPPH, apresentando 
CE50 e CE90 (21,3μg/L e 43μg/L), comparado ao BHT(5,1μg/Le 30μg/L). 
 
O extrato metanólico apresentou elevado potencial em sequestrar o peróxido de hidrogênio, 
apresentando bons resultados quando comparado ao BHT. 
Quanto á proporção ideal de microemulsão a ser usada no ensaio de oxidação forçada de lipídeo, 
foi encontrado um valor de: 99,75% de Óleo / 0,25% de extrato metanólico/ 0,00001% de 
Tensoativo. 
 
No ensaio do potencial antioxidante dos frutos de juçara por meio de oxidação forçada de 
lipídeo foi observado que em ambos os comprimentos, a amostra contendo as antocianinas 
extraídas dos frutos apresentaram decréscimo no processo de evolução da oxidação. 
 
Diante disso, o aproveitamento dos frutos dessa espécie pode estabelecer como atividade 
econômica sustentável e rentável, dada as mais diversas potencialidades fitoquímicas 
encontradas, sendo uma delas o potencial antioxidante. 
 
 
 
 
45 
 
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