Resumo - Ornitopatologia

Prévia do material em texto

CONTROLE DE CASCUDINHO
Introdução FIGURA!
O Alphitobios diaperinus, também conhecido como besouro-da-cama ou cascudinho é um inseto cosmopolita com origem no leste africano, citado como praga em produtos em más condições de armazenamento (Back & Cotton, 1962).
Foi introduzido nos sistemas de produção animal através de ração contaminada (O’Connor, 1987) e foi rapidamente dispersada pela utilização da cama como adubo (Le Torc’h, 1979). Atualmente é encontrado em grãos armazenados e em galpões de criação de frangos de corte, matrizes e perus. É uma das maiores pragas da indústria aviária em diversos países do mundo (Pfeiffer & Axtell, 1980).
Guillebeau et al.(2004), enquadrou o cascudinho como a praga que causa os mais elevados custos para controle, bem como a que ocasiona os maiores danos.
Morfologia
Os adultos possuem corpo ovalado, tegumento marrom escuro, brilhante, com comprimento entre 6,0 a 6,8 mm. Dimorfismo sexual é imperceptível a olho nu.
Os ovos possuem cório translúcido e frágil, de coloração branco leitosa, medindo de 1 a 1,2mm de largura.
As larvas são elateriformes, corpo alongado e afilado, sendo que as de último instar possuem tegumento de coloração marrom, esclerotinizado, medindo de 10,3 a 13,8 mm.
As pupas são do tipo exarata, medindo de 6,4 a 6,7 mm de comprimento. São amarelo-pálidas, tornando-se mais escuras em algumas partes do corpo com pigmentação visível dos olhos ao final do desenvolvimento.
Ciclo do Alphitobios diaperinus FIGURA
O ciclo é holometabólico, com estágios de ovo, larva, pupa e adulto. As fêmeas adultas procuram frestas e orifícios para realizar a oviposição, com produção de cerca de 2000 ovos (Steelman, 1996). 
O período de incubação é de 3 a 9 dias às temperaturas de 31 a 22 ºC, respectivamente. A fase larval passa por 8 a 11 instares, dependendo da temperatura e duração média de 18,6 a 70,1 dias. (Chernaki & Almeida, 2001b).
A larva de último instar cessa a alimentação e enterra-se no solo para empupar. O período pupal pode durar em média 4 e 9,7 dias. (Chernaki & Almeida, 2001b).
O ciclo de ovo a adulto em condições em laboratório se completa em 25,6 a 88,7 dias, variando de acordo com a temperatura.
A temperatura encontrada no interior dos galpões de produção de frangos de corte, que é de 21 a 33ºC (zona de conforto térmico), está sempre em patamar que possibilita um ótimo desenvolvimento do cascudinho.
Importância econômica
Esses insetos servem como alimento alternativo para as aves, sendo importante em aves jovens, que diminuem o consumo de ração, ingerindo menor quantidade de nutrientes necessários, resultando na queda de ganho de peso comparados às aves que se alimentam normalmente de ração balanceada (Axtell & Arends, 1990).
Os cascudinhos ao serem ingeridos liberam substâncias tóxicas como exemplo as quinonas que causam lesões hepáticas (fígado friável) o que determina a condenação desses órgãos lesionados nos abatedouros.
Adultos e larvas podem perfurar a pele dos pés dos frangos com suas mandíbulas, onde se alimentam de exsudato sanguíneo podendo levar à morte de pintinhos recém-eclodidos ou confinados em pequenos espaços.
A falta da enzima quitinase no intestino das aves faz com que ocorra obstrução intestinal, pois a quitina presente no tegumento desses insetos não é degradada.
O comportamento de procura dos besouros na cama faz com que aumente a incidência de doenças do trato respiratório devido à irritação causada pelo pó (McCreary & Catts, 1954).
Segundo Turner (1986), as larvas do cascudinho são consideradas pragas
estruturais por danificarem seriamente os sistemas de isolamento térmico de
galpões climatizados, quando perfuram o material isolante para passarem ao
estágio de pupa.
No Brasil, um sério problema causado pelo cascudinho em aviários são as
mutilações nas cortinas. Com as cortinas danificadas não se pode ter um adequado isolamento contra ventos e nem manter a temperatura ideal para os pintinhos, o que prejudica seriamente o desenvolvimento inicial das aves determinando resultados insatisfatórios de ganho de peso, conversão alimentar e outros índices avaliados nas criações.
Além disso, pode causar alergia em humanos devido à exposição ocupacional (Schroeckenstein et al., 1988) e invadir às residências próximas aos aviários em numerosa quantidade.
Os cascudinhos também são carreadores de vírus e bactérias das aves, uma vez que entram em contato com um grande número de aves de um mesmo lote, podendo transmitir ao lote posterior, se o controle não for bem feito.
Bactérias
Salmonella Thyphimurium (McAllister, 1994)
Escherichia coli (McAllister, 1996)
Salmonella spp. (Paiva, 2000)
Bacillus spp. (Paiva, 2000)
Streptococcus spp. (Paiva, 2000)
Vírus
Gumboro (Snedeker et al, 1967; Fenner et al, 1987)
Leucose e Reovírus (Edison et al, 1966; De las Casas, 1973)
Marek, Newcastle e Rotavírus (Paiva, 2000)
Manejo integrado do cascudinho
Pode ser divido em três principais métodos de controle: controle cultural, controle químico e controle biológico.
· Controle cultural:
Baseia-se no manejo da cama do aviário. Além da densidade de material de cama, que proporciona refúgio, temperatura e umidade ideais para os cascudinhos, esses insetos possuem o hábito de se esconderem em frestas e orifícios, dificultando o controle.
A troca de cama a cada saída de lote é a melhor maneira de controlar essa praga, mas é muitas vezes é inviável economicamente, pois a matéria-prima é escassa e muito cara. Nesses casos, outras medidas podem ser tomadas, como:
· Remoção dos costões que se formam sobre a cama;
· Evitar a compactação da cama;
· Enleirar a cama no intervalo entre lotes, cobrindo com lona preta para que ocorra a fermentação e morte dos insetos;
· Evitar disperdício de ração e água sobre a cama;
· Remoção mecânica dos insetos, que podem ser feitas por armadilhas de Arends FIGURA!
· Galpões com piso de terra devem ser modificados para pisos cimentados lisos e sem frestas. Quanto menos frestas, mais chances de entrarem em contato com inseticidas. FIGURA
· Controle químico:
Realizado principalmente com piretroides, organofosforados e reguladores de crescimento de insetos (triflumurom). Nos EUA também se utilizam carbamatos (Vaughan & Turner, 1984) e boratos.
Os organofosforados, como exemplo de modo de ação, são inseticidas e/ou acaricidas que se ligam irreversivelmente ao sítio da enzima colinesterase, que é responsável pela cisão da molécula de acetilcolina. Este processo resulta no acúmulo de acetilcolina nos locais onde este neurotransmissor é liberado, promovendo hiperexcitabilidade e hiperatividade no parasito, seguindo-se incoordenação muscular, convulsões e morte (Spinosa et al., 1996).
A aplicação do inseticida deve levar em conta a localização dos insetos devido à profundidade da cama do aviário que possibilita o escape dos mesmos. A persistência de resíduos também deve ser considerada, pois o uso dos organofosforados fica restrito em aviários pela possibilidade de deixar resíduos nas carcaças de frangos.
O monitoramento dos locais com altas infestações é importante para realizar aplicações de inseticidas somente nessas áreas.
As substâncias devem ser pulverizadas, impreterivelmente, logo após a saída das aves do galpão, na proporção de 1 litro do produto para 800 litros de água.
Para uma boa prática de pulverização é necessário observar alguns pontos importantes, como por exemplo:
-Utilizar pulverizador com bico tipo leque;
-Fazer a pulverização nos horários mais frescos do dia;
-Utilizar todos os equipamentos de segurança para a proteção do operador
(roupas e luvas impermeáveis, botas plásticas, óculos e máscara de proteção);
-Pulverizar o piso, muretas e todos os locais onde existem frestas ou rachaduras que irão alojar larvas e insetos;
-Após a pulverização manter as cortinas fechadas por um período mínimo de 48 horas para que o inseticida atue por mais tempo.
-Para uma melhor eficiência do produto deve-se evitar bombas costais para aplicação do produto dando-se preferência à pulverizadores tipo carrinho manual de fonte elétrica.
RESISTÊNCIAA resistência a inseticidas se manifesta a populações naturalmente resistentes devido aos seguintes fatores:
1. Aplicação frequente de pesticidas determinando uma pressão de seleção continua;
2. Aumento na dosagem do produto;
3. Uso de misturas indevidas de produtos;
4. Substituição por outro produto, geralmente de maior toxicidade.
A resistência pode ser evitada tomando algumas precauções, como: EXPLICAR
1. Preservação de indivíduos suscetíveis, eliminando a pressão de seleção;
2. Aplicação de inseticidas que não apresentam evidências de problemas com resistência cruzada;
3. Aplicação de inseticidas através de misturas em alternância ou em mosaicos;
4. Diminuição no número de aplicações de inseticidas.
LARVICIDAS
As benzoilfenilureias ou ureias substituídas são inseticidas inibidores da formação da cutícula dos insetos. Também são chamados de Reguladores de Crescimento dos Insetos. O clorfluazurom é o RCI que apresentou maior mortalidade de larvas em experimento em laboratório realizado por Schernaki-Leffer et al. (2006a)
A ação dos RCI’s provoca morte das larvas na ocasião da muda FIGURA ou na fase de tranformação de pupa para adulto. FIGURA
· Controle Biológico:
PREDADORES. A relação com inimigos naturais é pouco conhecida, sendo apenas um ácaro conhecido, o Acarophenax mahunkai, que parasita os ovos do cascudinho, reduzindo o número de insetos pela metade.
PROTOZOÁRIOS. São comuns em cascudinhos. As gregarinas, eugregarinas, neogregarinas e Mattesia alphitobii, que é altamente infectante e patogênico, destruindo a camada lipídica, diminuindo a fecundidade e longevidade.
NEMATOIDES ENTOMOPATOGENICOS. As larvas são mais susceptíveis aos parasitas e os adultos são poucos afetados. Os principais nematódeos no Brasil são o Steinernema carpocapsae, Heterorhabditis sp., Steinernema sp. e S. feltiae.
FUNGOS ENTOMOPATOGÊNICOS. Epizootias naturais dos fungos entomopatogênicos Beauveria bassiana foram observadas em populações de cascudinho nos EUA e no Brasil. Da mesma forma, o fungo Metarhizium anisopliae também foi encontrado em aviários. O fungo Acremonium também foi descrito como patogênico para o cascudinho.
O controle A. diaperinus em granjas através do emprego de entomopatógenos necessita ainda de pesquisas de campos, levando em consideração a relação custo-benefício e a real susceptibilidade da praga ou virulência do patógeno como agente de controle.
O uso da armadilha de Arends impregnada de conídeos pode ser utilizado para o controle, pois disponibiliza um grande número de conídeos para um grande numero de insetos. FIGURA
· Outros métodos de controle
TERRA DIATOMÁCEA (TD). Ou dióxido de sílica possui propriedades inseticidas atuando na proteção física, o que causa abrasão no tegumento do inseto e morte por desidratação.
Obs: B. bassiana + TD = boa estratégia de controle
CUNILLA ANGUSTGIFOLIA – VASSOURINHA. Plantas que produzem óleos voláteis com propriedades microbianas, inseticidas e repelentes. 
NIM (AZADIRACHTINA). É uma árvore utilizada no lugar de inseticidas convencionais pois não causam poluição, resíduos e nem resistência por ser um produto natural.
ÁCIDO BÓRICO. Utilizado nos EUA
FEROMÔNIOS. Provocam alterações comportamentais. São utilizados para monitorar ou controlar insetos.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
PFEIFFER, R.W. AXTELL, R.C., Coleoptera of poultry manure in caged-layer houses in North Carolina. Environmental Entomology. n. 9, p.21-28, 1980. 
CHERNAKI-LEFFER, ALMEIDA, L.M. Exigências Térmicas, período de desenvolvimento e viabilidade dos estágios imaturos de Alphitobius diaperinus (Panzer) (Coleoptera: Tenebrionidae). Neotropical Entomology 2001b; 30(3):365-368
TURNER E.C., Structural and litter pests. Poultry Science, n. 65, p. 644-648, 1986. 
SPINOSA, H., GORNIAK, S., BERNARDI, M. Farmacologia Aplicada a Medicina Veterinária. Guanabara, 1 ed, 1996, 545p.
BACK, E.A., COTTON, R. Stored grain pests. Washington: U.S. Department of Agriculture; 1960.
O’CONNOR, J.P. Alphitobius diaperinus (Panzer) (Col. Tenebrionidae) damaging polystyrene insulation in Irish piggery. Entomologist’s Monthly Magazine 1987; 123:50.
LE TORC’H, J.M. A new pest of rearing buildings (Alphitobius diaperinus in pigstyes, Brittany). Phytoma 1979; 308:31-33.
GUILLEBEAU, P., HINKLE, N., ROBERTS, P. Summary of losses from insect damage and cost of control in Georgia 2004. [cited 2007 out 31]. Available from: http://entomology.ent.uga.edu/pubs/SurveyLoss04.pdf.
STEELMAN, D. Darkling beetles are costly pests. Poutry Digest 1996; 55(10):22-23
AXTELL, R.C., ARENDS, J.J. Ecology and management of arthropod pests of poutry. Annual Review of Entomology 1990; 35:101-126.
McCREARY, D., CATTS, E.P. Ectoparasites of Delaware poultry including a study of litter fauna. Delaware Agricultural Experimental Station Bulletin 1954; 307:1-22.
SCHROECKENSTEIN, D.C., MEIER-DAVIS, S., GRAZIANO, F.M., FALOMO, A., BUSH, R.K. Occupational sensitivity to Alphitobius diaperinus (Panzer) (lesser mealworm). Journal Allergy Clinical Immunology 1988; 82:1081-1088.
VAUGHAN, J.A., TURNER, E.C. Residual and tropical toxicity of various insecticides of the lesser mealworm (Coleoptera: Tenebrionidae). Journey Economic Entomology 1984; 77:216-220.
GUIMARAES, J.H., CHERNAKI-LEFFER, A.M., Ectoparasitas e outros artrópodes importantes para a indústria avícola brasileira. In: BERCHIERI JR., A. et al., Doenças das aves, 2 ed. Campinas – SP: FACTA – Fundação APINCO de Ciência e Tecnologia Avícolas, 2009, p. 867-905.