RELATORIO - PROTEINAS

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Universidade Federal de Sergipe 
Centro de Ciências Exatas e Tecnologia 
Departamento de Química 
 
 
 
 
LABORATÓRIO DE BIOMOLÉCULAS 
2018.1 
 
 
AMINOÁCIDOS E PROTEÍNAS 
 
 
 
 
 
 
Professora: Samisia Maria Fernandes Machado 
Alunos: Danielle Guimarães de Andrade 
 Jonisson Batista Santos 
 
 
 
 
São Cristóvão/SE 
 
 
INTRODUÇÃO 
Os aminoácidos são moléculas orgânicas que possuem, pelo menos, um grupo amina 
- NH2 e um grupo carboxila - COOH em sua estrutura. Os aminoácidos são utilizados na 
síntese de proteínas, as quais constituem músculos, tendões, cartilagens, tecido conjuntivo, 
unhas e cabelos, além de alguns hormônios. Assim, eles ligam-se entre si para formar as 
proteínas, sendo portanto a "matéria prima" desses macronutrientes. 
Devido ao caráter ácido do grupo carboxila e do caráter básico do grupo amino, 
quando os aminoácidos são dissolvidos em água, sofrem neutralização interna e tornam-se 
íons dipolares, um composto químico eletricamente neutro. Essa característica dos aminoá-
cidos permite que sofram reação tanto com ácido como com base. Compostos com esse 
comportamento são denominados anfóteros. 
Já a proteína é a mais importante das macromoléculas biológicas, compondo mais da 
metade do peso seco de uma célula. Está presente em todo ser vivo e tem as mais variadas 
funções. Uma proteína é um grande polipeptídeo, ou seja, resíduos de aminoácidos estão 
ligados entre si covalentemente, chamamos de ligação peptídica. É a união entre o grupo 
carboxila de um aminoácido com o grupo amina de outro aminoácido, liberando água. Esta 
sequência de aminoácidos é única para cada proteína específica e é determinada pelo gene. 
Neste relatório serão apresentados testes que identificam e caracterizam aminoácidos 
e proteínas e os resultados obtidos. 
 
TESTE DE NINIDRINA 
1.Objetivo: 
Detectar a presença de grupo alfa-amino livre dos aminoácidos de grupo amino termi-
nal de peptídicos e proteínas e de grupo E-amino de lisina. 
2.Procedimento: 
• Solução de albumina 10% (v/v): 
 
• Ninidrina: 
 
Preparar uma solução de 
albumina 10% (v/v) 
dissolvendo 10mL de 
clara de ovo 
Em tampão fosfato 0,01 
mol/L e avolumando 
com o tampão para 
100mL em balão 
volumétrico.
Dissolver 100 mg de 
nindrina em 100mL de 
tampão fosfato 0,01 
mol/L (pH=7,0).
Conservar em frasco 
escuro na geladeira.
http://www.infoescola.com/quimica/ligacao-covalente/
http://www.infoescola.com/bioquimica/ligacao-peptidica/
http://www.infoescola.com/quimica/carboxila/
http://www.infoescola.com/quimica/carboxila/
http://www.infoescola.com/quimica/funcao-amina/
• Teste de Ninidrina: 
 
3.Materiais: 
Tabela 01: Materiais utilizados 
Vidrarias Reagentes Diversos 
Tubos de ensaio Nindrina Clara de ovos 
Pipeta Tampão fosfato 
Balão volumétrico Solução de Albumina 
Béquer 
Fonte: Próprio autor (2018) 
4.Tabela de propriedades físicas: 
Tabela 02: Propriedades físicas 
Substân-
cias 
Massa Mo-
lar 
P.F P.E. Índice de re-
fração 
Densi-
dade 
Solubili-
dade 
Fosfato 94,97g/mol - - - - - 
Ninidrinha 178,14g/mol 250°C - - 862Kg/m³ Solúvel em 
20°C 
Fonte: Próprio autor (2018) 
5.Tabela de propriedades toxicológicas: 
Tabela 03: Propriedades toxicológicas 
Substâncias Rótulo de risco N. de risco Classe Fórmula Molecular 
Fosfato - - - - 
Sol. de Albu-
mina 
- - - - 
Ninidrinha Nocivo 14,7 3 C9H604 
Fonte: Próprio autor (2018) 
 
6.Reações: 
O teste de ninidrina é um teste geral para aminoácidos que detectar a presença do 
grupo α-amino livre dos aminoácidos, de grupo amino terminal de peptídeos e proteínas e 
do grupo ε-amino da lisina. A reação dos aminoácidos com a ninidrina ocorrem quando os 
grupos amino reagem com duas moléculas de ninidrina formando um produto de cor violeta, 
sendo proporcional à concentração. Já a reação quando com a prolina e 4-hidroxiprolina 
formam produtos amarelos. 
O mecanismo que apresenta o produto violeta de confirmação do teste é expresso por: 
Em um tubo de 
ensaio pipetar 
2,0mL de solução 
de nindrina e 
adicionar 5 gotas da 
solução de proteína 
10%.
Aquecer em banho-
maria fervente por 
5 minutos e anotar 
o resultado.
Repetir o 
procedimento 
substituindo a 
solução de proteína 
por solução de 
aminoácido a 10% 
(glicina e aspartato)
 
7.Resultados e discussões: 
O teste de ninidrina foi feito em três amostras, tendo como resultados: 
Tabela 04: Resultados 
AMOSTRA Com aquecimento Nível de concentração 
Albumina 10% Violeta Claro - 
Glicina 10% Violeta bem escuro Mais concentrado 
Aspartato 10% Violeta muito claro Menos concentrado 
 Fonte: Próprio autor (2018) 
Como apresentado na tabela, todos os resultados apresentam a positividade do teste, 
que detectar a presença do grupo α-amino livre dos aminoácidos, de grupo amino terminal 
de peptídeos e proteínas e do grupo ε-amino da lisina, confirmando a formação dos com-
postos nos quais os grupos amino reagem com duas moléculas de ninidrina. Porém a con-
centração do composto é visualizada com a intensidade da cor violeta do composto, sendo 
umas mais claras que outras. 
8.Conclusão: 
O teste feito nas três substâncias teve o resultado positivo e diferem de acordo com a 
concentração do composto formado. 
 
 
TESTE DE BIURETO 
1.Objetivo: 
Detectar a presença de ligações peptídicas em proteínas e peptídeos com mais de dois 
aminoácidos. 
2.Procedimento: 
• Reativo de Biureto 
 
• Teste de Biureto 
 
3.Materiais: 
Tabela 05: Materiais utilizados 
Vidrarias Reagentes Diversos 
Tubos de ensaio Reativo de Biureto Conta gotas. 
Béquer Sal de Rochelle 
 Glicina 
 Água destilada 
 Solução de albumina 
 Solução de NaOH 
 CuSO4.5H2O 
Fonte: Próprio autor (2018) 
4.Tabela de propriedades toxicológicas: 
Tabela 06: Propriedades toxicologicas 
Substâncias Rótulo de risco N. de risco Classe Fórmula Molecular 
Glicina - - - C2H5NO2 
Reativo de Bi-
ureto 
Perigoso - - C2H5N3O2 
Sal de Ro-
chelle 
- - - - 
Hidróxido de 
Sódio 
Corrosivo 80 8 NaOH 
Sulfato de co-
bre II penta 
hidratado 
Perigoso 90 9 CuSO4.5H20 
Fonte: Próprio autor (2018) 
5.Reações: 
O teste de biureto é formado pelo sulfato de cobre II penta hidratado e o sal de Ro-
chelle em meio alcalino (adição de NaOH), possuindo uma coloração azul clara. Quando 
misturados a um composto aquoso que contem duas ou mais ligações peptídicas, tem como 
resultado um composto de cor violeta característica. 
A cor é devida à formação de um complexo em que o íon cobre se coordena a quatro 
átomos de azoto das ligações peptídicas. 
Em 50mL de água destilada 
dissolver 0,15g de 
CuSo4.5H20 e 0,6g de sal de 
Rochelle.
Adionar 30mL de solução de 
NaOH 10% com agitação 
constante. E avolumar para 
100mL.
Em tubo de ensaio 
adicione 1,0mL de 
água destilada e 1,0mL 
do reativo de Biureto.
Em outro 1,0mL de 
solução de glicina 10% 
e 1,0mL do reativo de 
Biureto.
Em outro tubo 
adicionar 1,0mL de 
solução de proteína 
albumima 10% e 
1,0mL do reativo de 
Biureto.
O teste quando utilizado em soluções que possuem dipeptídicos (com uma ligação 
peptídica) ou aminoácidos, que não apresentam ligações peptídicas, os resultados são nega-
tivos. 
6.Resultados e discussões: 
O teste com o reativo de biureto teve como resultados: 
Tabela 07: Resultados 
Tubos de ensaio Coloração Resultado 
Água destilada + reativo de 
biureto 
Azul bem claro - 
Glicina 10% + reativo de 
biureto 
Azul claro - 
Albumina 10% + reativo de 
biureto 
Violeta + 
Fonte: Próprio autor (2018) 
Foi observado que quando em contato com a água destilada e com a glicina 10% o 
teste apresentou resultado negativo já que a coloração continuou azul, referida da solução do 
reativo de biureto. Tais resultados podem ser justificados pela falta de ligações peptídicas das 
substancias utilizadas. 
Imagem 01: Resultados do teste de Biureto 
 
Fonte: Próprio autor (2018) 
Já com a albumina 10%, houve a mudança da coloração, de azulpara violeta, ocorrida 
pela formação de um complexo em que o íon cobre se coordena a quatro átomos de azoto 
das ligações peptídicas, confirmando assim a positividade do teste. 
 
7.Conclusão: 
Podemos concluir que apenas a solução de albumina com o reativo de biureto teve o 
resultado positivo, sendo confirmada visualmente pela cor violeta resultante da formação do 
complexo. 
 
TESTE DE HELLER 
1.Objetivo: 
Identificar a presença de proteínas por desidratação devido à acidez do meio. 
2.Procedimento: 
 
3.Materiais: 
Tabela 08: Materiais utilizados 
Vidrarias Reagentes 
Pipeta Ácido nítrico concentrado 
Béquer 
Tubo de ensaio 
Fonte: Próprio autor (2018) 
 
4.Tabela de propriedades toxicológicas: 
Tabela 09: Propriedades toxicológicas 
Substâncias Rótulo de risco N. de risco Classe Fórmula Molecular 
Ac. Nítrico 
conc. 
Corrosivo - 8 HNO3 
Fonte: Próprio autor (2018) 
 
5.Reações: 
Este teste serve para identificar a presença de proteínas por desnaturação devido a 
acidez do meio. As proteínas globulares podem ser solúveis em água desde que sua estrutura 
terciaria e seus grupos hidrofílicos estejam posicionados para fora de seus grupos hidrofóbi-
cos estejam posicionados para o interior da proteína. Uma das forças que mantém a estrutura 
terciária da proteína é a atração eletrostática entre os íons positivos de aminoácidos como 
Lys e Arg e os íons negativos de aminoácidos como Glu e Asp. 
Ao acidificar o meio os íons carboxilato de Asp e Glu são protonados (-COO + H+ 
→ -COOH), perdendo sua carga negativa. Isto quebra as interações eletrostáticas, desorga-
nizando a estrutura terciária da proteína insolúvel em água. 
O meio ácido também hidrolisa as ligações peptídicas quebrando a estrutura primária. 
A adição de ácido nítrico concentrado desnatura a proteína formando o anel branco de pro-
teína precipitada na interface entre as soluções e o ácido. 
 
Pipetar 2,0mL da solução de 
proteína 10% em um tubo 
de ensaio.
Derramar cuidadosamente e 
sem agitação 1,0mL de ácido 
nítrico concentrado pelas 
paredes do tubo. E observar 
o resultado obtido.
Proteínas Globulares (Imagem disponível no Blog Proteinafametro) 
 
6.Resultados e discussões: 
O teste foi utilizado numa solução de proteína 10% e foi observado a formação de 
um anel branco característico da proteína quando precipitada em meio ácido, já que esse 
meio hidrolisa as ligações existentes quebrando a estrutura primária. 
Imagem 02: Resultados do teste de Heller 
 
Fonte: Próprio autor (2018) 
7.Conclusão: 
O resultado foi positivo, pois foi observado o anel branco caraterístico da proteína 
precipitada em meio àcido. 
 
REAÇÃO XANTOPROTEICA 
1.Objetivo: 
Identificar a presença de aminoácidos de cadeia lateral-aromática. 
2.Procedimento: 
 
3.Materiais: 
Tabela 10: Materiais utilizados 
Vidrarias Reagentes Diversos 
Pipeta Albumina 10% Chapa aquecedora 
Pipetar 2,0mL 
de solução de 
albumina 10% 
em um tubo de 
ensaio.
Escorrer pelas 
paredes do tubo 
1,0mL de 
HNO3 
concentrado e 
observar a 
formação do 
precipitado.
Aquecer em 
banho-maria 
fervente 
durante 1 min e 
observar e 
anotar a cor do 
precipitado.
Resfriar em 
água corrente e 
adicionar 
1,0mL de 
NaOH 
2,5mol/L. 
Observar e 
anotar a cor. 
Repetir 
procedimento 
com a 
fenilalanina e 
tirosina.
Tubos de ensaio HNO3 conc. 
Béquer NaOH 2,5 mol 
 Fenilalanina 
 Tirosina 
Fonte: Próprio autor (2018) 
4.Tabela de propriedades físicas: 
Tabela 11: Propriedades físicas 
Substân-
cias 
Massa Mo-
lar 
P.F P.E. Índice de re-
fração 
Densi-
dade 
Solubili-
dade 
Albumina 
10% 
67.000g/mol 167°C 412°C - 1,8g/cm³ 25g/L 
(20°C) 
Fenilala-
nina 
165,19g/mol 283°C - - - - 
Tirosina 181,21g/mol - - - - - 
Fonte: Próprio autor (2018) 
5.Tabela de propriedades toxicológicas: 
Tabela 12: Propriedades toxicológicas 
Substâncias Rótulo de risco N. de risco Classe Fórmula Molecular 
Ácido nítrico 
conc. 
Corrosivo - 8 HNO3 
Hidróxido de 
Sódio 
Corrosivo 80 8 NaOH 
Fonte: Próprio autor (2018) 
6.Reações: 
Este teste identifica a presença de aminoácidos de cadeia lateral aromática. Acontece 
normalmente nas proteínas que apresentam estes aminoácidos aromáticos. 
O benzeno reage lentamente com o ácido nítrico (HNO3) concentrado para dar um 
nitrobenzeno. 
 
Essa reação pode ser acelerada mediante aquecimento. Assim, aminoácidos que apre-
sentem anel benzênico em sua cadeia lateral (assim como proteínas ou peptídeos que pos-
suam esses aminoácidos em sua constituição) podem reagir com ácido nítirco originando um 
composto amarelo. 
 
A coloração amarela existe em meio ácido. A adição da base, que deixa o meio mais 
alcalino, transforma os nitro-compostos formandos em sais de coloração alaranjada. 
 
 
7.Resultados e discussões: 
Após os procedimentos, observou-se que ao entrar em contato com o ácido nítrico a 
proteína foi desnaturada, da mesma forma que aconteceu com o teste de Heller, que apre-
senta a formação de um anel branco característico da proteína quando precipitada em meio 
ácido, já que esse meio hidrolisa as ligações existentes quebrando a estrutura primária. 
O aquecimento promoveu a nitração dos aminoácidos de cadeia lateral aromática, as-
sim como hidrolise parcial das ligações peptídicas na albumina 10% e na tirosina formando 
um composto amarelo. 
Quando tratado com NaOH é formado o sal do nitro composto que é laranja, obser-
vado na solução de tirosina, na qual comprova a presença de aminoácidos livres. 
Todos os resultados foram tabelados: 
Tabela 13: Resultados 
Substância Quando misturado Quando aquecidos Com NaOH 
Albumina 10% Anel branco Composto amarelo Forma duas fases 
uma amarela e 
outra com flocos 
Fenilalanina Flocos brancos Incolor Desmanchou o 
precipitado 
Tirosina Aspecto leitoso/la-
ranja 
Laranja bem intenso Formou duas fa-
ses uma mais ala-
ranjada 
Fonte: Próprio autor (2018) 
8.Conclusão: 
De acordo com os resultados, observamos a desnaturação da proteína formando anel 
branco na solução de albumina 10%. Quando aquecida, foi observada a cor amarela na so-
lução da albumina 10%, comprovando que ocorreu a nitração dos aminoácidos de cadeia 
lateral aromática. Na reação com a fenilalanina não foi observado nenhuma característica de 
uma reação xantoproteica. 
Já com a tirosina foi observado que quando tratado com NaOH uma coloração ala-
ranjada, apresentando indícios da presença de aminoácidos livres. 
 
REAÇÕES DE PRECIPITAÇÃO DE PROTEÍNAS 
1.Objetivo: 
Apresentar meios em que ocorram a precipitação de proteínas. 
2.Procedimento: 
 
3.Materiais: 
Tabela 14: Materiais utilizados 
Vidrarias Reagentes Diversos 
Tubos de ensaio Ac. Tricloroácetico Conta gotas 
Béquer Sol. Acetato de chumbo Chapa aquecedora 
 Etanol 
 Solução saturada de 
(NH4)2SO4 
 
 Água destilada 
Fonte: Próprio autor (2018) 
4.Tabela de propriedades físicas: 
Tabela 15: Propriedades físicas 
Substân-
cias 
Massa Mo-
lar 
P.F P.E. Índice de 
refração 
Densi-
dade 
Solubili-
dade 
Albumina 
10% 
67.000g/mol 167°C 412°C - 1,8g/cm³ 25g/L 
(20°C) 
Fonte: Próprio autor (2018) 
5.Tabela de propriedades toxicológicas: 
Tabela 16: Propriedades toxicológicas 
Substâncias Rótulo de risco N. de risco Classe Fórmula Molecular 
Ac. Tricloroa-
cético 
Corrosivo 80 8 C2HCl3O2 
Etanol Inflamável - 3 C2H6O 
Acetato de 
Chumbo 
Tóxico 60 6.1 Pb(C2H3O2)2.3(H2O) 
Sulfato de 
amônio 
Perigoso - - (NH4)2SO4 
Fonte: Próprio autor (2018) 
6.Reações: 
• Precipitação das proteínas por ação do calor (desnaturação): 
As proteínas possuem uma estrutura tridimensional (conformação) bem definida e re-
lativamente sensível à ação do calor, que causa desorganização das cadeias peptídicas, 
Em 5 tubos de 
ensaio adicionar 
2,0mL de 
solução de 
albumina 10%. 
No primeiro 
aquecer em 
banho maria por 
3 min.
No segundo 
adicionar 2,0mL 
de ácido 
tricloroácetico 
10%. No 
terceiro 
adicionar 2,0mL 
de solução deacetato de 
chumbo 5%.
No quarto 
adicionar 5,0mL 
de etanol e no 
quinto adicionar 
4,0mL de 
solução saturada 
de (NH4)2SO4. 
Anote todos os 
dados em tabela. 
No fim em 
todos os tubos 
adicione de 4,0 a 
6,0mL de água 
destilada e anote 
o resultado.
com consequente alteração conformacional. Esse fenômeno recebe o nome de desnatu-
ração que promove alteração que diminui a solubilidade da proteína, levando a sua pre-
cipitação. 
• Precipitação das proteínas por sais de metais pesados por ácidos fortes: 
Os cátions de metais pesados como H2+, Pb2+, Cu2+, Fe²+, Cd2+ e Zn2+ formam preci-
pitados insolúveis de proteínas. E produz substâncias denominadas de acordo com o 
elemento formado, no caso deste experimento o proteinato de chumbo. 
• Precipitação das proteínas por solventes orgânicos 
 
A solubilidade das proteínas em solventes orgânicos é menor do que a água, resultando 
na sua precipitação. 
A precipitação por solvente orgânico depende muito da temperatura. Os solventes or-
gânicos, quando utilizados a temperaturas baixas, são bastante úteis para separação de 
misturas de proteínas. À uma temperatura mais elevada esses solventes podem levar a 
desnaturação por rompimento das pontes de hidrogênio e estabelecimento de interações 
apolares, importantes na manutenção da conformação proteica. 
 
• Precipitação de proteínas por adição de sais neutros (efeito da força iônica): 
Quando adicionamos sais neutros a uma solução, ocorre um aumento da força iônica 
do sistema. As moléculas de água, ocupadas em sua interação com os íons, “abandonam” 
a estrutura proteica. Como consequência, temos: maior interação proteína-proteína, dimi-
nuição da solubilidade em meio aquoso e, consequentemente, precipitação da proteína 
em decorrência de uma considerável aumento da força iônica do meio dá-se o nome de 
“salting-out”. 
 
7.Resultados e discussões: 
Os resultados encontrados foram tabelados: 
Tabela 17: Resultados 
Solução Observado Com água destilada 
Albumina + aquecimento Meio leitoso Turva 
Albumina + Ac. Tricloroa-
cético 
Incolor Incolor 
Albumina + Acetato de 
Chumbo 
Aspecto leitoso Duas fases de intensidade 
de cores diferentes 
Albumina + Etanol Anel branco Única fase 
Albumina + Solução satu-
rada de (NH4)2SO4 
Turvo com precipitado Ficou incolor 
Fonte: Próprio autor (2018) 
Após os procedimentos, foi observado que em todos os cinco tubos ocorreu a desna-
turação com ação do calor, por sais de metais pesados e por ácidos fortes, por solventes 
orgânicos e por adição de sais neutros. 
Nos quatro primeiros a desnaturação são irreversíveis, porém no quinto tubo ocorreu 
o efeito “salting-out” a adição de mais água dilui o sal revertendo a desnaturação do chamado 
efeito “salting-in”, pois a formação do precipitado com a adição de água se desfaz. 
 
8.Conclusão: 
Em todas as soluções ocorreu desnaturação, porém em apenas uma o efeito foi rever-
sível em água, a da solução de albumina + solução saturada (NH4)2SO4. 
 
ISOLAMENTO DAS PROTEINAS 
1.Objetivo: 
Isolar as proteínas do leite e comprovar suas propriedades. 
2.Procedimento: 
• Isolamento: 
 
 
• Teste de Biureto: 
Pese 10g de leite 
em pó 
desnatado num 
béquer de 
250mL. 
Acrescente 
25mL de água 
destilada e 
aqueça em 
banho maria a 
40°C 
acompanhando 
com 
termômetro.
Quando o leite 
atingir 40°C 
comece a 
adicionar gota a 
gota 2,5mL de 
ácido acético 
10% e agite 
lentamente e 
recolha com 
uma espátula a 
caseína 
coagulada.
Transfira a 
caseína para um 
béquer de 
100mL. 
Continue 
adicionando o 
ácido acético até 
a caseína 
precipitar 
totalmente.
Centrifugue por 
5 minutos para 
separa o soro da 
caseína restante. 
Coloque o soro 
no primeiro 
béquer.
Adicione 0.5g 
de carbonato de 
cálcio para 
neutralizar, agite 
e aqueça ate 
75°C, mantendo 
nessa 
temperatura por 
5min.
Todas as 
lasctoalbuminas 
deverão 
precipitar. 
Centrifugue e 
separe as 
Lactoalbuminas.
Reserve o soro 
para isolamento 
da lactose. 
Realize o teste 
de biureto com 
uma pequena 
quantidade das 
proteínas 
isoladas em 
2,0mL de água 
destinada.
Seque e vidros 
relógios 
separados e 
determine o 
rendimento na 
próxima aula.
 
 
3.Materiais: 
Tabela 18: Materiais utilizados 
Vidrarias Reagentes Diversos 
Béquer Leite em pó desnatado Chapa aquecedora 
Pipeta Água destilada Termômetro 
 Ácido acético Espátula 
 Carbonato de cálcio Centrifugadora 
 Teste de Biureto 
Fonte: Próprio autor (2018) 
4.Tabela de propriedades toxicológicas: 
Tabela 19: Propriedades toxicológicas 
Substâncias Rótulo de risco N. de risco Classe Fórmula Molecular 
Ácido Acético Corrosivo - 8 C2H4O2 
Carbonato de 
Cálcio 
Corrosivo - - CaCO3 
Fonte: Próprio autor (2018) 
5.Reações: 
O leite em sua composição proteínas compostas por todos os aminoácidos essenciais, 
carboidratos na forma de lactose, lipídios na forma de triocigliceroís, fosfolipídios e coleste-
rol, além das vitaminas tiamina, riboflavina, ácido pantotênico e vitamina A, D e K. 
No leite existem três tipos de proteínas: as caseínas que compõem 85% das proteinas 
totais, as lactoalbuminas e as lactoglobulinas, todas globulares. 
Acaseína é uma proteína do tipo fosfoproteína encontrada no leite fresco. Estas pro-
teínas encontram-se com frequência no leite dos mamíferos, sendo cerca de 80% da proteína 
encontrada no leite de vaca e entre 20% a 40% das proteínas do leite humano. Quando 
coagulada com resina é chamada “paracaseína” (caeina de coalho) e, quando coagulada atra-
vés da redução de pH (com a utilização de ácidos) é chamada “caseína ácida”. 
A caseína não coagula com o calor, mais precipita com adição de ácidos. Já as albumi-
nas do leite (lactoalbumina) com o calor sofre desidratação. As lactoglobulinas encontram-
se em menor quantidade e também precipitado pela ação do calor ou adição de solvente 
orgânico. 
A caseína é uma mistura de três proteínas α-caseína, β-caseína e к-caseína, todos com 
a massa molar bem diferente. Sozinhas as duas primeiras precipitariam em presença de Ca2+, 
entretanto a к-caseína estabiliza a estrutura do sal caseinato de cálcio formando uma micela. 
Em tubo de 
ensaio adicione 
1,0mL de água 
destilada e 1,0mL 
do reativo de 
Biureto.
Em outro 1,0mL 
de solução de 
glicina 10% e 
1,0mL do reativo 
de Biureto.
Em outro tubo 
adicionar 1,0mL 
de solução de 
proteína albumima 
10% e 1,0mL do 
reativo de Biureto.
O ponto isoelétrico do caseinato de cálcio ocorre em pH 4,6 enquanto que o leite tem 
pH 6,6, qualquer fator que altere o pH para menos que 4,6 precipita a caseína. Como utiliza-
mos leite desnatado, não teremos a presença de lipídios e nem das vitaminas lipossolúveis, 
restando no soro apenas uma solução de açúcar galactose. 
 
6.Resultados e discussões: 
Após os procedimentos propostos serem feitos o isolamento da proteína do leite a 
caseína. Para que isso acontecesse a solução foi aquecida e adicionou-se o ácido acético para 
que a proteína coagulasse. Também foi possível isolar as lactoalbuminas com a adição do 
carbonato de cálcio e temperatura mais alta, formando precipitado. 
Nas proteínas isoladas foi feito o teste de Biureto que tem como objetivo de identificar 
ligações peptídicas em proteínas e peptídeos com mais de dois aminoácidos. Nas duas pro-
teínas o resultado foi positivo, tais resultados são confirmados pela coloração lilás por causa 
da formação de complexo do íon cobre aos quatro átomos de azoto das ligações peptídicas. 
Os resultados obtidos foram tabelados: 
Tabela 20: Resultados 
Teste Solução Resultado Coloração 
Biureto Caseína + Lilás 
Biureto Lactoalbumina + Lilás 
Fonte: Próprio autor (2018) 
7.Conclusão: 
A partir dos procedimentos foram isoladas as proteínas do leite (caseína e lactoalbu-
minas) e foram aplicados os testes de biureto, que comprovou a presença de ligações peptí-
dicas. 
 
ISOLAMENTO DA LASCTOSE DO LEITE 
1.Objetivo: 
Isolar lactose do leite. 
2.Procedimento:• Isolamento: 
 
• Teste de Molish: 
 
• Teste de Benedict: 
 
 
3.Materiais: 
Tabela 21: Materiais utilizados 
Vidrarias Reagentes Diversos 
Béquer Etanol Chapa aquecedora 
Erlenmeyer Teste de Molish Centrifuga 
 Teste de Benedict 
Fonte: Próprio autor (2018) 
4.Tabela de propriedades toxicológicas: 
Tabela 22: Propriedades toxicológicas 
Substâncias Rótulo de risco N. de risco Classe Fórmula Molecular 
Etanol Inflamável - 3 C2H6O 
Fonte: Próprio autor (2018) 
No soro 
reservado do 
experimento 
do isolamento 
das proteínas 
do leite 
adicione 45mL 
de etanol.
Ocorrerá 
precipitação 
de 
sólidos(globuli
nas). Aqueça 
ate 60°C para 
dissolver a 
lasctose.
Centrifugue 
por 2 min. 
Descarte o 
material sólido 
e trasnfira o 
líquido para 
um erlenmeyer 
de 125mL. 
Deixe esfriar.
Realize o teste 
de Molish e 
Benedict com 
um pouco do 
líquido. Deixe 
o restante 
tampado 
recristalizando 
por uma 
semana. 
Observe os 
cristais da 
lactose.
Em um 
tubo de 
ensaio 
adicione: 
1 mg da 
substância a 
ser testada 
+ 1,0mL de 
água + 4 
gotas de 
alfa-naftol e 
misture.
Incline o 
tubo e 
deixe 
escorere 
pela parede 
2,0mL de 
ácido 
sulfúrico 
concentrad
o.
Após 
aparecer o 
indicativo 
de 
carboidrato
s na 
substancia 
e agite o 
tubo
Deixe em 
repouso 
por 2 
minutos e 
dilua 5mL 
de água 
formando 
um 
precipitado 
violeta-
escuro.
Em um tubo de 
ensaio adicione:
5,0mL do reagente de 
Benedict e 0,4mL de 
solução do 
carboidrato 2% em 
água e ferva por 2 
min.
Deixe esfriar e se a 
solução ficar turva ou 
mudar de cor, possui 
açúcar redutor.
5.Reações: 
O leite é uma mistura complexa nutritiva e estável de gordura, proteínas e outros ele-
mentos sólidos. Que se encontram suspensos em água. A gordura e as vitaminas lipossolúveis 
encontram-se em forma de emulsão. 
No leite existem três tipos de proteínas: as caseínas que compõe 85% das proteinas 
totais, as lactoalbuminas e as lactoglobulinas, todas globulares. As lactoglobulares estão em 
menor quantidade e precipitam pela ação do calor com a adição de solventes orgânicos como 
o etanol. Além disso são responsáveis pelas propriedades imunológicas do leite. 
6.Resultados e discussões: 
De acordo com os procedimentos estabelecidos foi feito o isolamento da lactose do 
leite. Primeiro passo foi a adição de etanol ao soro preservado de proteínas e depois foi 
aquecido, precipitando as globumina. 
Após esse processo foi feito o teste de Molish para identificar a presença de carboidra-
tos na solução. É o teste de Benedict que identifica o poder redutor de açucares. Os resulta-
dos obtidos foram positivos nos dois testes, sendo o último de cor mais intensa. 
Os resultados observados foram tabelados: 
Tabela 21: Resultados 
Teste Resultado Coloração 
Molish + Anel Branco 
Benedict + Vermelho 
Fonte: Próprio autor (2018) 
7.Conclusão: 
Foi isolada a lactose do leite e feito os testes de Molish e Benedict, obtemos então 
resultados positivos nesses testes, identificando a presença de carboidratos e açucares resu-
tores. 
 
 
REFERÊNCIA: 
Albumina. Wikipédia. Disponível em: https://pt.wikipedia.org/wiki/Albumina. Acesso em: 
18 de junho de 2018. 
Aminoácidos. Disponível em: https://www.infoescola.com/bioquimica/proteinas/. Acesso 
em: 19 de junho de 2018. 
Extração e Caracterização Bioquímica do Amido da Batata. Ebah. Disponível em: 
http://www.ebah.com.br/content/ABAAABP_MAD/relatorio-04-extracao-caracteriza-
cao-bioquimica-amido-batata. Acesso em: 18 de junho de 2018. 
Proteínas. Disponível em: https://www.infoescola.com/bioquimica/proteinas/. Acesso em: 
19 de junho de 2018. 
Proteínas globulares. Fernanda Silva. Disponível em: http://proteinafametro2013.blogs-
pot.com/2013/05/proteinas-globulares.html. Acesso em: 18 de junho de 2018.