Metodologias_Estudo_plancton

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Plâncton
Chapter · January 2006
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PELD Habitats Costeiros do Espírito Santo (HCES) - PELD 2016 View project
Composition patterns and occurrence of fishes in shallow areas of the mouth of the river São Francisco SE-AL View project
Jean-Christophe Joyeux
Universidade Federal do Espírito Santo
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José H. Muelbert
Universidade Federal do Rio Grande (FURG)
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Federal University of Pará
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Universidade Federal do Paraná
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SÉRIE LIVROS 22
Projeto RECOS
Uso e Apropriação de Recursos Costeiros
Grupo Temático
Biodiversidade e Qualidade Ambiental
Avaliação Ambiental de Estuários Brasileiros:
Diretrizes Metodológicas
Organizadores
Paulo da Cunha Lana
Adalto Bianchini
Ciro Alberto de Oliveira Ribeiro
Luis Felipe Hax Niencheski
Gilberto Fillmann
Cinthya Simone Gomes Santos
Rio de Janeiro
Museu Nacional
2006
ISBN 85-***-****-*
Universidade Federal do Rio de Janeiro
Reitor – Aloísio Teixeira
Museu Nacional
Diretor – Sérgio Alex K. Azevedo
Editores – Miguel Angel Monné Barrios, Ulisses Caramaschi
Editores de Área – Adriano Brilhante Kury, Alexander Wilhelm Armin Kellner, Andrea Ferreira da Costa, Cátia Antunes de Mello Patiu, Ciro
Alexandre Ávila, Débora de Oliveira Pires, Guilherme Ramos da Silva Muricy, Izabel Cristina Alves Dias, João Alves de Oliveira, João Wagner
de Alencar Castro, Marcela Laura Monné Freire, Marcelo de Araújo Carvalho, Marcos Raposo, Maria Dulce Barcellos Gaspar de Oliveira,
Marília Lopes da Costa Facó Soares, Rita Scheel Ybert , Vânia Gonçalves Lourenço Esteves
Conselho Editorial – André Pierre Prous-Poirier (Universidade Federal de Minas Gerais), David G. Reid (The Natural History Museum - Reino
Unido), David John Nicholas Hind (Royal Botanic Gardens - Reino Unido), Fábio Lang da Silveira (Universidade de São Paulo), François M.
Catzeflis (Institut des Sciences de l’Évolution - França), Gustavo Gabriel Politis (Universidad Nacional del Centro - Argentina), John G. Maisey
(Americam Museun of Natural History - EUA), Jorge Carlos Della Favera (Universidade do Estado do Rio de Janeiro), J. Van Remsen
(Louisiana State University - EUA), Maria Antonieta da Conceição Rodrigues (Universidade do Estadodo Rio de Janeiro), Maria Carlota
Amaral Paixão Rosa (Universidade Federal do Rio de Janeiro), Maria Helena Paiva Henriques (Universidade de Coimbra - Portugal), Maria
Marta Cigliano (Universidad Nacional La Plata - Argentina), Miguel Trefaut Rodrigues (Universidade de São Paulo), Miriam Lemle (Universidade
Federal do Rio de Janeiro), Paulo A. D. DeBlasis (Universidade de São Paulo), Philippe Taquet (Museum National d’Histoire Naturelle -
França), Rosana Moreira da Rocha (Universidade Federal do Paraná), Suzanne K. Fish (University of Arizona - EUA), W. Ronald Heyer
(Smithsonian Institution - EUA)
Normalização – Vera de Figueiredo Barbosa
Capa: Luciano Gomes Fischer
Diagramação e arte-final: Lia Ribeiro
MUSEU NACIONAL – Universidade Federal do Rio de Janeiro
Quinta da Boa Vista, São Cristóvão, 20940-040
Rio de Janeiro, RJ, Brasil
Impresso no Brasil – Printed in Brazil 2006
Patrocínio:
Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq)
Ministério da Ciência e Tecnologia (MCT)
Fundação Universidade Federal do Rio Grande (FURG)
Universidade do Sul de Santa Catarina (UNISUL)
Universidade Federal do Paraná (UFPR)
Universidade Federal do Espírito Santo (UFES)
Universidade Federal Rural de Pernambuco (UFRPE)
Universidade Federal de Pernambuco (UFPE)
Universidade Federal do Pará (UFPA)
Museu Paraense Emílio Goeldi (MPEG)
 Ficha catalográfica
A945 Avaliação ambiental de estuários brasileiros : diretrizes metodológicas / 
organizadores Paulo da Cunha Lana ... [et al.]. – Rio de Janeiro : 
Museu Nacional, 2006. 
156p. , 28 cm – (Série Livros , 22) 
 
Acima do Título: Projeto RECOS – Uso e Apropriação de Recursos 
Costeiros, Grupo Temático Biodiversidade e Qualidade Ambiental. 
 
ISBN 85-***-****-* 
 
1. Ecologia dos estuários – Brasil. 2. Áreas estuarinas – Conservação – 
Brasil. 3. Estuários – Brasil. I. Lana, Paulo da Cunha. II. Projeto RECOS – Uso 
e Apropriação de Recursos Costeiros. Grupo Temático Biodiversidade e 
Qualidade Ambiental. III. Museu Nacional (Brasil). IV. Série. 
 
CDD 574.5263 
 
 132
6.1.1 Amostragem qualitativa
As amostragens qualitativas serão feitas com rede de
plâncton em arrasto com embarcação parada (por
lançamento da rede) ou em baixa velocidade. Como estas
amostras não serão utilizadas para quantificação do
fitoplâncton não existe necessidade de controle da
quantidade de água filtrada pela rede. A idéia é de recolher
a maior quantidade possível de fito com a menor
interferência de outros materiais em suspensão (que
dificultam o exame da amostra). Portanto o esforço de
arrasto pode variar segundo as características da água da
região a ser amostrada.
Será utilizada uma rede com malha de 60 mm, com boca
de 30 cm e 1,0 m de comprimento, pois a área de filtragem
é maior e menos sujeita a entupimentos.
6.1.2 Amostragem quantitativa
As amostragens quantitativas do fitoplâncton (contagem)
são feitas na superfície, utilizando uma garrafa de Van
Dorn ou similar. Em caso de amostragem simultânea para
a Hidroquímica é aconselhável que as amostras de fito
sejam retiradas da mesma garrafada da água para
hidroquímica, o que possibilitaria uma mais exata
comparação dos resultados.
6.1.3 Fixação das amostras
Após a coleta, as amostras, tanto de rede como de
garrafa, devem ser acondicionadas em frascos de
politileno de 500 ml com tampa de rosca com vedador
(batoque) interno e boca larga e fixadas com solução de
formol a 2 % neutralizado, sendo recomendado frascos
de vidro e fixação com lugol forte no caso de amostras
com salinidade inferior a 5 %o. Do mesmo modo devem
ser coletadas amostras para análise da clorofila a e
feopigmentos. Para determinação de clorofila e
feopigmentos, as amostras (volume entre 50 e 500 ml,
dependendo da quantidade de material na água) devem
ser preferencialmente filtradas ainda em campo,
utilizando-se filtro de fibra de vidro (Whattman GF/F ou
outro de porosidade similar) de 25 ou 47 mm de diâmetro
(sempre em duplicata). Quando não puderem ser filtradas
no campo as amostras devem ser coletadas e
acondicionadas em frascos de 500 ml em isopor
contendo gelo seco, para filtragem em laboratório. Estes
devem ser dobrados e acondicionados em envelopes de
papel alumínio (etiquetados) e colocados imediatamente
em freezer, onde permanecerão até o momento da
análise. Os filtros devem ser analisados o quanto antes,
podendo ficar estocados no freezer por um período
máximo de três meses, desde que dentro de um frasco
com sílica gel.
A medição da clorofila e feopigmento pode ser realizada
pelo método da espectrofotometria ou fluorimetria.
É recomendável que parte das amostras de rede seja
mantida sem fixador e guardada em refrigerador para
possível identificação de organismos vivos que possam
perder a forma devido ao processo de fixação.
6.1.4 Análise qualitativa
Deve ser feita sob microscópio ótico comum, se possível
como uso de câmara clara e equipamento fotográfico (ou
de digitalização de imagens). A identificação do
fitoplâncton deverá ser feita até o menor nível possível.
6.1.5 Análise quantitativa
A contagem do fitoplâncton deve ser feita utilizando-se
câmara de sedimentação de Uthermöhl (UTHERMÖHL,
1958) em microscópio invertido, após um tempo mínimo
de 6 horas de sedimentação. O volume da câmara varia
segundo a concentração do fito e do material em
suspensão de cada área. Em estuários geralmente são
utilizados os volumes entre 5 e 25 ml.
O procedimento de contagem aconselhado é o da escolha
de campos aleatórios descrito por UEHLINGER (1964).
O critério utilizado para determinação do número de
campos a serem contados é o que procura alcançar 100
indivíduos da espécie mais abundante, mas mantendo um
minimo de 25 campos de contagem . De acordo com
LUND et alii (1958), isto permite trabalhar com intervalos
de confiança de +/- 20 % da média, a um nível de
significaria de 95 %, o que é considerado como suficiente
para estudos desta natureza.
6. PLANCTON
6.1 FITOPLÂNCTON
Frederico Pereira Brandini1
1 Centro de Estudos do Mar, Universidade Federal do Paraná, C.P. 50002, 83 255-000, Pontal do Paraná, PR.
 133
Os resultados serão expressos em indivíduos ou células
por ml, calculado pela formula:
N = n . A / a . 1 / V
Onde:
N = Número de indivíduos ou células por ml
n = número de indivíduos ou células contadas
a = Área contada
A = Área total da câmara
V = Volume total sedimentado
6.1.6. Biomassa
O único método confiável para quantificação da biomassa
em áreas com grande quantidade de material em
suspensão como os estuários é o feito através da estimativa
dos volumes celulares das algas através do método de
transformação das células em figuras geométricas
tridimensionas (método do biovolume - EDLER,1979) e
multiplicação pelos resultados da contagem. Trata-se de
um método a principio muito trabalhoso, mas é o único
viável em ambientes onde o material em suspensão
inviabiliza medição de peso fresco ou peso seco das algas.
6.1.7 Diversidade
A determinação das variações da diversidade específica
do fitoplâncton é de suma importância. Esta diversidade
deverá se obtida à partir dos valores de densidade do
fitoplâncton, calculando-se o Índice Diversidade
Específica (Índice de Shannon-Weaver), através da
seguinte formula:
 Índice de Shannon-Weaver: H = Σ pi log2 pi
sendo: pi = n / N
Onde:
H = Diversidade específica da amostra (bits / indivíduo
ou célula)
n = Número de indivíduos ou células da espécie i
N = Número total de indivíduos ou células da amostra
A utilização do log base 2 é recomendada, pois a
maioria dos trabalhos de diversidade em fito utilizam
este método.
6.1.8 Clorofila a e feopigmentos
Para a análise de clorofila-a e feopigmentos, os filtros
devem ser colocados em frascos de aproximadamente 20
ml (um filtro em cada frasco), adicionar 10 ml de acetona
a 90% (pode ser usado também etanol, nesse caso é
necessário padronizar) e deixar 24 horas em refrigerador,
para extração dos pigmentos (este manuseio deve ser feito
sob pouca luz). Após este período, procede-seà leitura no
espectrofotômetro.
Os comprimentos de onda e as formulas para os cálculos
variam às vezes bastante segundo as varias metodologia,
portanto é necessário padronizar. A fórmula proposta neste
manual é a seguinte:
Chl a (μg / l) = A x K (665 – 665a) x v Concentração da clorofila a
 Vf x p
Pheo (μg / l) = A x K x (R[665a] – 665) x v Concentração da feopigmento
 Vf x p
Onde:
A = Coeficiente de absorção da clorofila a = 11,0
K = Constante de redução da absorbancia para a
concentração inicial de clorofila a = 2,43
665 = Absorbância da antes da acidificação
665a = Absorbância após a acidificação
Observações: dos valores de absorbância 665 e 665a deve
ser descontado as absorbâncias 750 e 750a, quando estes
últimos valores forem positivos.
v = Volume de acetona usado para a extração (ml)
Vf = Litros de água filtrados
p = Passo ótico da cubeta (cm)
R = Máxima razão 665: 665a na ausência de
feopigmento = 1,7
6.2 ZOOPLÂNCTON
Luiz Fernando Loureiro Fernandes1
6.2.1 Introdução
Os organismos cuja capacidade de locomoção é
insuficiente para sobrepujar a força das correntes são
conhecidos como zooplâncton. Estes pequenos animais
podem passar toda sua vida na coluna d’água como
plâncton (holoplâncton) ou apenas parte do seu ciclo de
vida neste ambiente (meroplâncton). Estes organismos são
extremamente importantes na cadeia trófica pelágica pois
transferem a energia orgânica produzida pelas algas
unicelulares através da fotossíntese para níveis tróficos mais
elevados como os peixes pelágicos (Lenz, 2000). Além
de sua importância na cadeia trófica, são também
responsáveis por parte da retirada de CO2 excedente da
atmosfera através da produção de pelotas fecais que
acabam sendo transportadas verticalmente e enterradas
no sedimento.
O zooplâncton marinho compreende uma grande
variedade de organismos que diferem consideravelmente
1 Universidade Federal do Espírito Santo, Departamento de Ecologia e Recursos Naturais. Av. Fernando Ferrari 514, Goiabeiras, 29075910 -
Vitoria, ES - Brasil.
 134
em tamanho. Isto significa que para cada grupo de
organismos a ser estudado existe a necessidade de se
adequar a metodologia de coleta (equipamento e
estratégia amostral). Dentre os equipamentos de coleta
mais comuns utilizados estão as redes (e.g. cônica, cilindro-
cônica, Bongo, MOCNESS), garrafas (e.g. Van Dorn,
Niskin, Nansen) e armadilhas (e.g. Schindler), entre outros.
Para cada equipamento ainda podem ser utilizadas
diferentes estratégias amostrais dependendo da fração de
tamanho a ser estudada, da escala de resolução (vertical
ou horizontal) e do ambiente a ser amostrado.
Em ambientes estuarinos, dois grandes grupos são os
principais objetos de estudo: o microzooplâncton (que vai
de 20 a 200 micrômetros) e o mesozooplâncton (que vai
de 200 micrômetros a 20 milímetros). Estes grandes grupos
estão representados por diversos organismos de importância
ecológica e interesse comercial. O mesozooplâncton tem
sido foco de muita atenção recentemente, principalmente
por ter representantes que respondem a diversas condições
de estresse ambiental (e.g. poluição). Para a captura, foram
estabelecidos procedimentos e técnicas que serão
abordados a seguir.
6.2.2 Coleta
6.2.2.1 Material de coleta
O material a ser utilizado depende de algumas
considerações iniciais: qual a profundidade e extensão do
local a ser amostrado e qual o organismo alvo. É muito
importante saber qual ferramenta se utiliza para que haja
viabilidade técnica na coleta.
A rede escolhido neste protocolo é cilindro-cônica, com
50 centímetros de abertura de boca, com malha de 200
micrômetros e comprimento de 1,8 metro, conforme
modelo abaixo (Figura 24). Esta rede possui, centrado
em sua boca, um fluxômetro mecânico para estimar o
volume de água filtrado pela rede. A rede selecionada é
bastante apropriada para se coletar o mesozooplâncton,
além de propiciar melhores resultados de captura devido
à redução da possibilidade de colmatação, comum em
ambientes com muita matéria orgânica em suspensão e
da evasão ou fuga, por apresentar uma boca relativamente
grande. O fluxômetro mecânico é um instrumento bastante
eficaz para estimar o volume de água filtrada pela rede e
seu posicionamento central reduz erro de cálculo de fluxo.
Dependendo da profundidade local, o tamanho de boca
de rede pode ser modificado. Alguns dos padrões de redes
atualmente utilizadas no Brasil são de 30 ou 60 centímetros
de boca (para estuários rasos e mais profundos,
respectivamente) e com malhas de 140, 200 e 333
micrômetros. Estas variações são significativas pois tendem
a coletar diferentes organismos. Em contrapartida, em
algumas situações, estas podem ter uma eficiência de
filtragem comprometida pelo próprio estado de eutrofização
do ambiente e pela quantidade de material em suspensão
que podem provocar o entupimento da malha da rede.
Este ajuste deve ser feito no planejamento amostral.
A rede cilindro-cônica é composta de:
um aro de aço inoxidável (neste caso com 0,50m de
diâmetro), elaborado a partir de uma barra cilíndrica
(preferencialmente de 12mm de diâmetro). Em alguns
casos este aro é feito com ferro galvanizado, o que com
o tempo começa a enferrujar e manchar a rede,
tornando seu manuseio um pouco perigoso;
o aro deve ser munido de três alças eqüidistantes (neste
caso de aço inoxidável), semi-circulares com diâmetro
de 40mm, soldadas, oriundas de uma barra de 7mm
de diâmetro, e orientadas para frente (i.e., perpendicular
ao plano descrito pelo aro);
nas alças são fixados, por meio de 3 manilhas
(preferencialmente de aço inoxidável) (3/4 in. = 0,75
polegadas), 3 cabos de aço inoxidáveis de 2mm de
diâmetro com 1m de comprimento, sendo as pontas
dobradas em anel e mantidas fechadas por 2 anilhas
(de alumínio ou cobre) de cada lado. Este cabo pode
ser substituído por Nylon/Seda;
a junção dos 3 cabos e da corda de tração é realizada
com uma manilha (preferencialmente de aço inoxidável)
de 11/4 in. (1,25 polegada);
Figura 24. Rede cilindro-cônica: figura esquemática do aro da rede e seu cabeamento.
 135
A rede possui as seguintes características (Figura 25):
cilindro-cônica de 1,8 m de comprimento (0,90 m
cilíndrica e 0,90 m cônica), com extremidade anterior
de 50 cm de diâmetro, e extremidade posterior de
aproximadamente 12 cm de diâmetro interno
(dependente do diâmetro externo do copo coletor
disponível no lugar de fabricação;
malha de 200 micrômetros de abertura, quadrada, de
nylon branco, em 6 painéis (3 na frente e 3 atrás);
os painéis de malha são costurados em zigue-zague de
maneira a minimizar a entrada de organismos entre os
painéis. Interna e externamente, as costuras são
reforçadas por uma banda de tela de nylon dobrada,
3 cm de largura;
as duas extremidades e a parte mediana da rede são
compostas de pano de tela de nylon (tipo vela de veleiro)
ou lona, de 20 cm de largura na frente, 15 cm no meio
e 15 cm na extremidade posterior;
na dobra da extremidade anterior são inseridos anéis
de latão, espaçados de 6 cm, dispostos a 1cm da borda
anterior da rede, na parte dobrada, e de diâmetro
interno 7 mm;
o copo coletor (Figura 26) é composto de 2 peças de
PVC, a anterior de 10 cm de comprimento e
aproximadamente 12 cm de diâmetro externo e a
posterior de 20 cm de comprimento total e munida de
2 janelas laterais de malha 200 micrômetros
(aproximadamente 10 x 4 cm). A parte posterior se
encaixa na anterior e é segurada por 2 parafusos e duas
borboletas de aço inox ou latão. As janelas terminam a
3,5 cm do fundo e a malha é colada no interior.
6.2.2.2 Calibração do fluxômetro
Figura 25. Rede cilíndrico-cônica: esquema do corpo da rede.
Antes de cada período amostral deve-se proceder à
calibração do fluxômetro. Esta calibração deve ser
f e i t a de p re fe rênc ia em uma p i s c ina com
comprimento conhecido, utilizando-se sistema de
bóias ou um aro de rede (sem a rede) com sistema
de cordas . Devem ser fe i tos em torno de 24
percursos em velocidades diferentes (lenta, média e
rápida)na piscina para se obter uma boa média para
calibração e, anotados o valor inicial (FI) e final (FF)
do fluxômetro e o tempo gasto em cada percurso
para compensação Tabela 25.
Figura 26. Rede cilíndrico-cônica: esquema do copo coletor.
 136
Depois de feita a leitura inicial e final de cada um destes
24 percursos, subtrai-se a leitura inicial da final (FF-FI) e
divide o comprimento da piscina pelo valor obtido para
cada percurso. Faz-se então a somatória destes valores
obtidos e divide-se pelo número de percursos (24
sugerido). A constante de calibração do fluxômetro é o
resultado desta divisão. No caso da tabela acima, a
constante de calibração seria de 0,285708697112893.
6.2.2.3 Metodologia de arrasto
Os arrastos podem ser feitos de diversas formas
dependendo da profundidade local. Em vários estuários,
os arrastos são feitos na sub-superfície de forma horizontal
devido à baixa profundidade do sistema. Em situações
onde o estuário possui uma área bastante profunda,
podem-se fazer arrastos verticais ou oblíquos, dependendo
do objetivo do projeto.
Optando por arrastos horizontais, a rede não deve ficar
exposta na superfície para evitar a entrada de material
flutuante como folhas, plásticos, galhos, etc., o que pode
prejudicar a captura dos organismos. Deve proceder-se a
leitura do fluxômetro sempre antes de colocar a rede na
água (fluxo inicial = FI) e imediatamente após a retirada
desta (fluxo final = FF).
O tempo de arrasto em torno de 3 minutos, a uma
velocidade máxima de 1,5 nós, é suficiente para capturar
uma grande quantidade de organismos e ao mesmo
tempo evitar uma possível colmatação da rede.
Percebendo-se que o tempo não está adequado devido
ao excesso (provocando colmatação) ou pouca captura
de organismos, estes podem ser modificados. A
velocidade sugerida evita um atrito excessivo da rede
com a água o que poderia causar evasão pelos
organismos.
Tabela 25. Cálculo da constante de calibração.
LEITURA INICIAL 
(FI) 
LEITURA FINAL 
(FF) 
TEMPO 
(rotações) (rotações) (segundos) 
81841,1 81898,9 26’26 
81898,9 81962,3 28’12 
81962,3 82021,5 31’49 
82021,5 82082,7 29’74 
82082,7 82144,1 31’74 
82144,1 82206,3 31’39 
82206,3 82266,4 31’08 
LE
N
TO
 
82266,4 82330,0 29’64 
82330,0 82394,3 15’15 
82394,3 82458,3 14’57 
82458,3 82522,3 15’06 
82522,3 82586,5 14’38 
82586,5 82651,0 17’64 
82651,0 82716,0 15’14 
82716,0 82779,9 15’57 
M
É
D
IO
 
82779,9 82845,1 15’35 
82845,1 82907,0 10’24 
82907,0 82971,0 09’99 
82971,0 83034,5 10’17 
83034,5 83099,3 11’01 
83099,3 83162,5 10’40 
83162,5 83226,3 10’85 
83226,3 83290,0 10’47 
R
Á
P
ID
O
 
83290,0 83354,5 10’64 
 137
Um peso de 3 a 5 (cinco) kg deve ser acoplado no anel
inferior do aro da rede por um cabo de aço de 30
centímetros, sendo os dois outros anéis utilizados para o
arrasto da rede. Isto evita que a boca da rede incline ou se
dobre reduzindo a quantidade de água efetivamente filtrada
e prejudicando a entrada de organismos.
Para evitar o afundamento da rede em arrastos de sub-
superfície, pode-se utilizar um sistema de bóia (do tipo
esférica simples de isopor) com 25 cm de diâmetro a ser
acoplada na parte superior do aro da rede através de uma
corda de 15 cm de comprimento. Este sistema irá permitir
uma redução no risco de se coletar o sedimento de fundo
ou até a perda da rede.
O trajeto de coleta em arrastos sub-superficiais deve
obedecer, sempre que possível, um padrão circular ou
semicircular para evitar que a rede se posicione próximo à
região de turbilhonamento da hélice do motor do barco.
Isto deverá melhorar a performance de captura.
6.2.3 Preservação das amostras
Após os arrastos, o material coletado nos copos deve ser
transferido para frascos devidamente etiquetados (ver
procedimento de identificação abaixo), contendo formalina
5%, neutralizada com tetraborato de sódio. Os copos coletores
das redes devem ser parcialmente imersos em balde contendo
água do local de coleta, até aproximadamente a parte
superior que ainda contém a malha, agitados e novamente
colocados nos frascos até que este esteja completo com
líquido. Este procedimento evita a perda de material coletado
e também a contaminação do mesmo com a água do balde.
Pode-se ainda utilizar uma pisseta para auxiliar na retirada
do material que possa vir ainda a ficar retido no copo coletor.
Em laboratório, o material coletado deve ser transferido para
frascos de vidro (o tamanho pode ser variável mas a
quantidade de material não pode exceder 1/3 do volume
do frasco) contendo formalina 5%, neutralizada com
tetraborato de sódio, devidamente etiquetados (ver
procedimento de identificação abaixo).
6.2.4 Análises
As amostras de zooplâncton podem ser divididas em
diversas partes iguais em um subamostrador de Folsom ou
outro tipo de quarteador existente. Este procedimento
facilita a análise do material pois diminui a quantidade de
organismos a serem identificados mantendo a proporção
natural obtida pela rede. Sugere-se sempre que sejam feitos
testes das alíquotas com a contagem total de organismos
nas amostras para verificar se estas são realmente
representativas da comunidade a ser analisada.
Na utilização do subamostrador de Folsom, o procedimento
padrão para a divisão é verificar sempre de que o
equipamento esteja nivelado, que o material seja colocado
na parte sem divisão e posteriormente façam-se movimentos
na roda para agitação e mistura da amostra (em torno de 40
vezes) antes de despejá-lo nos recipientes próprios do Folsom.
As contagens devem levar em consideração o valor
encontrado na alíquota multiplicado pelo fator de
subamostragem (1/2, 1/4, 1/8, 1/16, 1/32, ...) para obtenção
do valor total de organismos encontrados. Este valor então
é o número total de indivíduos coletados. Os valores
encontrados são normalmente expressos em indivíduos por
metro cúbico (ind.m-3) com base no volume de água filtrada
pela rede, segundo as fórmulas:
V=A*R*C
Onde:
V= volume de água filtrada em m3;
A= área da boca da rede em m2 (0,19635 no caso da
boca ser 50cm)
R= número de rotações do fluxômetro durante o arrasto (FF – FI);
C= fator de aferição após calibração do aparelho em
metros por rotações.
N = ni / V
Onde:
N = abundância total da espécie em cada amostra
ni = número de indivíduos da espécie i observados na amostra
V = volume de água filtrado pela rede (m3)
A identificação de organismos deve servir aos objetivos dos
projetos. Sugere-se como literatura básica para o Atlântico
Sul os livros de Boltovskoy (1981, 1999). O planilhamento
dos dados podem ser feitos em tabela padrão definida pelo
grupo para alimentação do banco de dados.
6.3 ICTIOPLANCTON
Jean-Cristophe Joyeux1, Jose Henrique Muelbert2,
Tommaso Giarrizzo3 & Henry Louis Spach4
6.3.1 Introdução
O dinamismo do ictioplâncton, quando comparado ao
1 Universidade Federal do Espírito Santo, Departamento de Ecologia e Recursos Naturais. Av. Fernando Ferrari 514, Goiabeiras, 29075910 -
Vitoria, ES – Brasil.
2 Fundação Universidade do Rio Grande (Furg), Depto. de Oceanografia, CP. 474, 96201-900 Rio Grande – Rio Grande do Sul..
3 Universidade Federal do Pará, Centro de Ciências Biológicas, Laboratório de Biologia Pesqueira e Manejo dos Recursos Aquáticos. Av. Perimetral,
2651, 66077-530, Terra Firme, Belém-Pará, Brazil. E-mail: tgiarrizzo@yahoo.it / tommaso@ufpa.br.
4 Centro de Estudos do Mar, Universidade Federal do Paraná, CP 50002, 83255-000 Pontal do Paraná, Paraná.
 138
dos outros componentes do plâncton, é alto. Portanto, a
metodologia de amostragem deverá ser cuidadosamente
discutida e ponderada, não somente entre os especialistas
deste grupo mas também com os responsáveis para a
hidroquímica ou para qualquer amostragem a ser
realizada de maneira conjunta à amostragem de
ictioplâncton. Entre outros, deverão ser avaliados os
benefícios e prejuízos decorrentes da adequação/
inadequação dos protocolos na integração geral dos
resultados. Esta avaliação deverá enfocar tanto a
pertinência de protocolos iguais/diferentes em uma
mesma área (por exemplo, o ictioplânctonem vários
estados) quanto que de protocolos simultáneos/
asíncrones entre áreas (ictioplâncton, hidroquímica, etc.).
De maneira geral, a eficiência de captura das redes de
ictioplâncton depende das condições luminosas (luz,
turbidez), da reação do organismo (escape/fuga e
evitação/esquiva, ambos relacionados ao tamanho de
boca e à velocidade de arrasto), das características
hidrodinâmicas da rede (surpressão ou depressão
frontal, refluxo, colmatagem, etc.) e do tamanho da
malha. Alguns dos fatores a serem considerados são:
amostragens noturnas são freqüentemente mais
eficientes que amostragens diurnas. Abundâncias
calculadas podem ser várias vezes mais altas de noite
que de dia, ainda que tais características possam variar
entre taxons. É provável que as diferenças observadas
no decorrer do ciclo diário sejam dependentes, entre
outros fatores, do ambiente desde que são afectadas
pelas características da massa d´água (altura da coluna,
estratificação, turbidez, etc.), e pelo comportamento
do ictioplâncton (posição preferencial na coluna,
migrações verticais nictemerais, etc.), entre outros.
amostragens superfíciais ou sub-superficiais são
freqüentemente menos eficientes que amostragens
mais profundas, ainda que tais características possam
variar entre taxons. A importância deste fator
provavelmente aumenta com a estratificação da
coluna d´água desde que muitos taxons realizem
migrações verticais em resposta à direção das
correntes de maré (para cima na enchente e para
baixo na vazante) para manter a sua posição
horizontal.
amostragens realizadas durante a maré vazante são
freqüentemente menos eficientes que durante a maré
enchente, ainda que tais características possam variar
entre taxons (ver acima). É provável que esta
característica seja especialmente importante em
estuários em que a hidrodinâmica local é fortemente
influenciada pelas correntes de maré.
de maneira geral, sempre se lembrar que amostragens
realizadas de maneira sistemática (e não ao acaso/
aleatoriamente) podem sofrem impor tantes
interferências causadas, de maneira direta ou indireta,
por fenômenos naturais. Esta inter ferência,
especialmente a causada por fenômenos cíclicos com
periodicidade igual ou multipla inteira à da
amostragem, pode prejudicar ou mesmo impedir a
análise dos resultados.
6.3.2 Arte da pesca
A rede (Figura 27) utilizada é composta de:
um aro de aço inoxidável, 0,50 m de diâmetro,
elaborado a partir de uma barra cilíndrica de 12 mm
de diâmetro;
o aro será munido de três alces eqüidistantes,
semicirculares de diâmetro 40 mm, soldados, de aço
inoxidável, oriundos de uma barra de 7 mm diâmetro,
e orientados para frente (i.e., perpendicular ao plano
descrito pelo aro);
nos alces serão fixados, por meio de 3 manilhas de
aço inoxidável (3/4 in.=0,75 polegadas), 3 cabos de
aço inoxidáveis, 2 mm diâmetro, 1 m de comprimento
com as pontas dobradas em anel e mantidas fechadas
por 2 anilhas (de alumínio ou cobre) de cada lado;
a junção dos 3 cabos e da corda de tração será realizada
com uma manilha de aço inoxidável de 11/4 in. (1,25
polegada);
Figura 27. Rede.
 139
a rede propriamente dita (Figura 28) terá as seguintes
caraterísticas :
cilíndro-cônica de 2,5 m de comprimento (1,25 m cilíndrico
e 1,25 m cônico), com extremidade anterior de 50 cm de
diâmetro, e extremidade posterior de aproximadamente 12
cm de diâmetro interno (dependente do diâmetro externo
do copo terminal disponível no lugar de fabricação);
malha de 500 micrômetros de abertura, quadrada, de
nylon branco, em 6 painéis (3 na frente, e 3 na trás);
os painéis de malha serão costurados em ziguezague
de maneira a minimizar a presa de larvas entre
painéis. Interna e externamente, as costuras serão
sobrecosturadas (reinforçadas) por uma banda de tela
de nylon dobrada, 3 cm de largura;
as duas extremidades e a parte mediana da rede serão
compostas de pano de tela de nylon (tipo vela de
veleiro), de 20 cm de largura na frente, 15 cm no
meio e 15 cm na extremidade posterior;
na dobrada frontal da extremidade anterior serão
inseridos anéis de latão, espaçados de 6 cm, dispostos
a 1cm da borda anterior da rede, na parte dobrada, e
de diâmetro interno 7 mm;
o copo terminal (Figura 29) será composto de 2 peças
de PVC, a anterior de 10cm comprimento e
Figura 28. Rede, esquema da malha.
aproximadamente 12cm diâmetro externo, e a
posterior de 20cm de comprimento total e munida de
2 janelas laterais de malha 500 micrômetro
(aproximadamente 10 x 4cm). A parte posterior se
encaixará na anterior e será segurada por 2 parafusos
e duas borboletas de aço inóx ou latão. As janelas
terminarão a 3,5cm do fundo e a malha será colada
no interior.
Figura 29. Copo terminal.
 140
6.3.3 Preparativos antes da coleta
Aferir o fluxômetro General Oceanics 2030R:
- o f luxômet ro deve u t i l i zado confor me as
instruções do construtor. Em particular o líquido
interno (água de torneira ou gel especial de
silicone) deve ser checado e eventualmente topado.
Fluxômetros que perdem água (mas do que alguns
cm cúbicos) durante as amostragens ou durante o
armazenamento entre amostragens DEVERÃO ser
devolvidos e trocados;
- os fluxômetros utilizados devem ser aferidos
previamente eo procedimentos são os seguintes :
1. acoplar aro, bóia, peso, fluxômetro, cabos e corda
de tração;
2. ir na piscina da sua instituição, de comprimento
conhecido;
3. puxar o aro de uma lado da piscina para o outro,
anotando os números do início e do fim assim como o
tempo decorrido; A priori, a velocidade de tração deve
ser aproximada da velocidade de amostragem (1,5 nó,
ou seja aproximadamente 1,5m por segundo);
Alternativamente, se pode variar a velocidade de
tração para verificar a eficiência do fluxômetro em
várias velocidades de amostragem.
4. repetir esses procedimentos várias vezes (por
exemplo, 10 vezes [mais no segundo caso]);
5. deduzir a constante média do fluxômetro, a ser
utilizada no cálculo do volume filtrado e da abundância
do ictioplânkton :
Constante = Distância* (Número_final – Número_inicial
 999999
com Distância em metros e Número_final e Número
_inicial os números anotados do fluxômetro; ao sair
da fábrica, a constante do GO2030R = 26873
(hélice padrão).
alternativamente, se pode aferir o fluxômetro com uma
corda de comprimento conhecido em um corpo d’água
parada (sem correnteza).
Preparar o material de campo:
- separar todo o material, verificar seu bom estado, e
verificar a sua presença (várias vezes...)
- inserir pilhas novas em todos os aparelhos (e.g.,
GPS) que precisem, e levar um conjunto de pilhas
extra.
- preparar o formol: misturar alguns gramas de
tetraborato de sódio (uma pequena colher) a 1 litro de
formol puro (= solução de formaldeido a 38-40%).
Sacudir várias vezes a uma hora de intervalo. Deixe
decantar antes de utilizar.
- Nota impor tante: O formaldeido é tóxico e
cancer ígeno. Ev i te resp i rar vapores , lave
cuidadosamente com água e sabão qualquer parte
do corpo que entrou em contato com ele. Arde
bastante em feridas e olhos. Siga os procedimentos
de segurança recomendados. Nunca despeja na
pia, mas recolha qualquer formalina usado, e
armazene em um local isolado. Descubra quem
pode recolher e destruir ou armazenar este (e
outros) produto tóxico.
- preparar os potes de coleção, um para cada ponto
(numerados com o nome do ponto a ser amostrado),
com vários potes de sobra em caso de grande
quantidade de detritos ou ctenóforos (numerados A,
B, C, etc. por exemplo);
- em cada pote adicionar a quantidade suficiente para
diluir apropriadamente (5%) o formol após compleição
(e.g., em um pote de 0,5 litros, colocar 25 cm cúbicos
(25 mL)).
6.3.4 Coleta das amostras
As amostras serão coletadas:
durante períodos de maré de quadratura
(aproximadamente ±3 dias da lua crescente ou
miguante), incluindo nos locais ou épocas nos quais
as marés astronômicas são superadas por marés não-
astronômicas (devido ao vento ou à chuva, por
exemplo);
no período diurno;
de jusante para montante, nos locais impactadoscomo
nos locais controle;
a velocidade de tração pelo barco (mínimo 15 HP na
poupa) será de 1,5 nó (aproximadamente 1,5 m/sec).
Quando impossível o arrasto com barco devido à
baixa profundidade, as amostragens deverão feitas
manualmente;
enquanto isso for possível, os ar rastos serão
conduzidos seguindo uma rota circular para minimizar
o impacto da movimentação d’água pela hélice do
barco;
as amostras terão uma duração de 3 minutos no mínimo,
e não serão replicadas;
a corda de tração terá entre 10 e 20 m de comprimento;
a profundidade aproxima de 1m (arrastos
subsuper ficiais). A rede será mantida nessa
profundidade por uma bóia (aproximadamente 4 litros)
e um peso (aproximadamente 2 kg) f ixados
apostamente no aro de aço;
um fluxômetro mecânico (Figura 30) General Oceanics
2030R (hélice padrão) será acoplado, horizontalmente,
no aro;
 141
6.3.5 Procedimentos no campo
Parar o barco, sem ancorar;
Amarrar a extremidade da corda de tração em algum
lugar do barco. Nota: é mais fácil puxar reto com o
ponto de fixação perto do eixo longitudinal do barco,
e é mais fácil virar (mas de um lado só) com o ponto
de fixação no lado do barco;
Anotar na planilha de campo padronizada para todos
os grupos os dados do arrasto: data, hora, ponto
amostral, (número do arrasto), número inicial do
fluxômetro, etc., indicando se o arrasto é manual ou
com barco motorizado;
O número de arrasto é o número do ponto (1 até 8), a
menos que o arrasto seja repetido (por qualquer razão).
Neste caso, o número de arrasto é o número do ponto-
barra- número da repetição (por exemplo 8/2. Por
definição, 8/1 = 8)
pedir para o barqueiro navegar em curva, esperar que
a velocidade chegue a 1,5 nós e lançar a rede, marcando
o tempo. Este procedimento impede que a circulação
da água ocasionada pelo hélice atrapalhe a coleta.
Alternativamente:
lançar o barco, devagar, e lançar a rede, segurando-a
pela corda. Quando a corda está tensa, marcar o tempo
e acelerar o barco até a velocidade de arrasto = 1,5 nós;
durante todo o arrasto deverá ser utilizado o GPS, nas
funções “velocidade” (speed) e “rota” (route), para se obter
uma confirmação para a velocidade de arrasto e o
comprimento do arrasto independentes do fluxômetro;
Cuidado que a distância percorrida pelo barco em rota curva
é bastante maior que a distância percorrida pela rede;
após completar o tempo, colocar o motor em ponto
morto, parar o motor, deixando o barco correr, e puxar
na corda de tração da rede;
uma vez a boca da rede seguramente fora d’água, anotar
o tempo real de arrasto se for diferente da duração
prevista e o número final do fluxômetro; a duração de
arrasto é o tempo decorrido entre o início do arrasto
(ou seja, o momento em que a corda tensa) até o
surgimento da boca da rede na superfície da água;
levantar a rede, lavando-a com água (bomba 12V de
porão, ou balde), de fora da rede para dentro, para
empurrar o plâncton colado na malha para o copo
terminal;
transferir o conteúdo do copo terminal para o pote.
Completar o pote com água. Anotar na folha de campo
o número dos potes suplementares, se houver. Os
pote(s) devem conter uma etiqueta com os dados do
arrasto (data, hora, ponto, etc.)(o mais simples e escrever
com lápis/nanquim numa folha de papel vegetal).
Misturar gentilmente para que todos os organismos
estejam em contato com a solução de formol.
lavar o copo terminal e coloca-lo de volta na rede.
6.3.6 Depois do campo
lavar a rede com água doce, l impando-a
cuidadosamente com uma escova de nylon dos detritos
acumulados na malha da rede o do copo. Deixar secar
fora dos raios direitos do sol. Armazena enrolada ou
pendurada, nunca dobrada, fora do sol direito. Pode
ser deixada no aro.
lavar, limpar, e secar todo o equipamento, bombas,
etc. O fluxômetro pode ser lavado externamente,
secado (não deixe ele apoiado na hélice), e colocado
de volta na sua caixa. Não parece necessário tirar a
água de dentro do fluxo, nem lavar com vinagre, mas é
importante armazena-lo fora da luz (qualquer luz,
incluindo artificial). Favor ler o manual de manutenção
da General Oceanics.
Figura 30. Fluxômetro mecânico.
 142
nos dias seguintes à amostragem, observar as amostras
por presença de bolhas gasosas ou fermentação: se
isso acontecer, você esqueceu de colocar o formol, não
colocou suficientemente, ou houve uma quantidade
extremamente importante de plâncton/detritos.
Adicione formol puro, isso pode salvar a amostra. Em
todos os casos em que haja bastante material, mistura
(sacuda) gentilmente a amostra uma vez por dia
durante alguns dias.
depois 3-7 dias, transferir as amostras para frascos de
armazenagem, 200 até 350 mL, de vidro com snap-
cap ou outro tipo adequado. Os procedimentos são:
sem mexer/misturar/sacudir a amostra, versar o máximo
que for possível do formalina acima de uma peneira
(com malha de 500 micrômetros), deixando o máximo
que for possível da amostra no fundo do pote;
passar o decantado do pote para o frasco de
armazenagem com ajuda de um funil;
lavar o pote de campo acima da peneira, a peneira
acima do funil, e o funil acima da amostra (nesta
ordem) com formalina 5% de um picete para recolher
todo o plâncton;
completar o frasco com formalina 5%. Pode-se utilizar
o formalina da própria amostra se ele for limpo. Deve-
se utilizar formalina nova se a amostra for muito suja,
especialmente quanto houver “melasse” (géleia) de
ctenóforos;
as amostras contendo muito material deverão ser
divididas em dois frascos de armazenamento ou mais.
Incluir esta informação nas duas etiquetas (ver
parágrafo a seguir);
os recipientes de armazenagem devem contar,
internamente e externamente, os dados da coleta. A
etiqueta interna pode ser de papel vegetal escrita com
nanquim ou lápis. Em geral será a etiqueta de campo.
A externa, autocolante, será coberta por fita durex para
minimizar o desgaste do papel (fricção contra outros
vidros, gotejamento d’água, etc.), e conterá
informações copiadas da etiqueta interna;
SEMPRE armazenar as amostras no escuro para
minimizar a despigmentação, em posição vertical sem
possibilidade de versar. Verifique regularmente as
tampas: elas podem quebrar com a passagem do tempo
e deixar a amostra secar.
Se possível passar a limpo as planilhsa de campo e
triagem (não é recomendado), ainda que isso possa
dificultar a posterior detecção de erros. De qualquer
jeito, sempre guardar as planilhas de campo originais.
Entrar os dados de coleta no computador, e armazenar
as folhas de campo em um local adequado; levar uma
cópia do arquivo por um outro lugar;
6.3.7 Triagem e identificação
6.3.8.1 Triagem do ictioplâncton da rede de 500
micrômetros
Material necessário: caderno de triagem, 2 peneiras de
500 micras de malha, um funil, a amostra, uns frascos de
armazenamento de sobra, dois grandes potes, uma placa
de triagem, um pequeno frasco com tampa, um
estereomicroscópio;
Nota: peneiras podem ser construídas com peneiras de
cozinha (em plástico), cortadas e onde é colada uma
sobra da malha da rede (cuidado que alguns plásticos
não segurem alguns tipos de cola). As placas podem ser
construídas a partir de acrílico de 2 mm de espessura,
seguindo o gráfico abaixo (Figura 31) (cuidado que o
clorofórmio utilizado pelos vendedores de acrílico para
colar peças entre si não resiste ao formol). Nos dois casos,
se pode utilizar como cola (com resultados variáveis)
resina sintética, cola para PVC ou cola epoxy. Cola para
papel e silicone geralmente não dão bom resultado.
Figura 31. Placas de triagem.
 143
separar a amostra a ser triada das outras;
no caderno de triagem, anotar os dados da amostra
presentes nas DUAS etiquetas. Se as informações
diferem, confiar na etiqueta interna... depois de verificar
nas folhas de campo;
anotar essas informações em papel vegetal e etiqueta
autocolante a serem colocados no pequeno frasco: este
é o frasco onde será depositado o plâncton; colocar
formalina 5% limpo no frasco pequeno, e o deixar
aberto perto do estereomicroscópio
passar a amostra para uma peneira (com malha de 500
micrômetros), recolhendo o formalina emum grande pote;
colocar a amostra, com um pouco de formalina ou água
para impedi-la de secar, em uma placa de Petri de
tamanho adequado;
colocar uma pequena fração (<= 1cm cúbico) do
material a ser triado na placa de triagem; completar com
água; nunca utilizar formalina; distribuir o plâncton em
toda a placa;
Enumerar todos os ovos de peixe presentes; não haverá
identificação de ovos;
Nota importante: se os ovos forem extremamente
abundantes (total estimado > 2000), dividir a amostra.
O número de divisão varia com a quantidade estimada
de ovos na primeira placa de triagem. Dividir primeiro
em dois (= duas metades), eventualmente dividir uma
das duas metades em dois (=dois quartos), ou dividir
um quarto resultante em dois (= dois oitavos), etc. com
o Falstom Splitter (fracionador).
- se você não tiver acesso a um fracionador, a amostra
inteira deverá ser enumeradas para ovos;
- as frações obtidas (e.g., 1/2, 1/4, 1/8, 1/16, e um outro
1/16) são colocadas em frascos diferenciados;
- enumerar os ovos de uma das duas frações menores
(1/16, no caso). Se o número de ovos for inferior a 1000
(mil), enumerar a outra fração menor (o outro 1/16).
Se o número ainda for menor que 1000, passar para a
fração imediatamente maior (1/8). Repetir o processo
até ter enumerado pelo menos 1000 ovos.
- anotar o número total de ovos enumerados e a fração
triada (e.g., 1/16 + 1/16 + 1/8 = 2/8 = 1/4);
catar TODAS as larvas e juvenis de peixe (na amostra
inteira). Não haverá fracionamento para as larvas. Se
houver fracionamento para enumeração de ovos, catar
todas as larvas em todas as frações.
as larvas e juvenis são pegos com uma pinça fina, com
bastante precaução, e depositadas no frasco pequeno;
quando toda a placa de triagem for passada sob o
estereomicroscópio e todas a larvas catadas, limpa a
placa acima da segunda peneira, com a ajuda de um
picete d’água;
colocar novo plâncton não triado na placa de triagem e
repetir o processo até triar a amostra inteira;
no final do trabalho, colocar o amostra triada de volta
no frasco de armazenamento, completar com formalina
adicionar no caderno de triagem os dados de triagem:
dia, pessoa, fracionamento, número de frascos de
plâncton separado, etc.
armazenar o ictioplâncton separado em local escuro.
6.3.8.2 Identificação do ictioplâncton da rede de 500
micrômetros
A identificação do ictioplâncton se fará a nível de família,
utilizando a bibliografia pertinente;
os organismos apresentando problemas na identificação
deverão ser separados dos outros (esta separação deve
ser claramente descrita no caderno de triagem),
colocados em um frasco com as informações de coleta
(e de triagem) para futura conferência, envio a um
colega, fotografia, etc.
6.3.8 Apresentação dos dados
Os dados devem apresentados de maneira tabular, com
variáveis nas colunas e amostras nas linhas; uma certa
redundância é desejável para diminuir o risco de erro.
As colunas conterão os seguintes dados:
estado do país;
ponto amostral, no formato numérico 1 até 8;
latitude (S) do ponto amostral, no formato ggmmss,d
(grau minuto segundo, decimal);
longitude (W) do ponto amostral, no formato ggmmss,d
(grau minuto segundo, decimal);
data, no formato dd/mm/aaaa;
hora, no formato hh:mm (24 horas);
duração, no formato mm:ss;
distância percorrida, estimada pelo GPS, em metro;
a velocidade de arrasto, estimada pelo GPS, em metro
por segundo;
constante do fluxômetro (se a amostragem ocorrer entre
dois aferrinemos periódicos, e se as constantes
calculadas antes e depois desta amostragem forem
diferentes, fazer uma estimação linear; isso pressupõe
que os fluxômetros forem utilizados somente nas
amostragens do Milênio).
número do fluxômetro no início do arrasto, no formato
de 6 dígitos;
número do fluxômetro no final do arrasto, no formato
de sete dígitos; o primeiro digito será um zero (0) e será
seguido pelo número lido; nos raros casos que o
fluxômetro passe por o valor zero entre início e fim do
arrasto, o primeiro digito será um (1) e será seguido do
número lido;
 144
a fração utilizada na enumeração de ovos,
distância varrida, em metros, com uma casa decimal,
calculada a través da formula seguinte:
Distância = Diferença+de+número* constante_do_fluxômetro
 999999
velocidade de arrasto, em metro por segundo,
calculada a través da formula seguinte, com
duração de arrasto em segundos, com duas casas
decimais :
 Velocidade = Distância aa
 Duração_do_arrasto
volume filtrado, em metros cúbicos, calculado a través
da formula seguinte, com diâmetro do aro da rede
(0,50m) em metros, com duas casas decimais:
Volume = π* Diâmetro_do_aro2 * Distância
 4
as colunas seguintes conterão as abundâncias calculadas
de ovos de peixe, famílias de peixe, em número por 100
metros cúbicos, com 3 casas decimais; as abundâncias
serão calculadas com as formulas seguintes:
Abundância ovos = 100 * Número_de_ovos
 fracção_triada * Volume
Abundância ictioplâncton = 100 * Número_de_larvas
 Volume
5.3.10 Planilha de Campo
Uma sugestão para uma planilha de campo é anexada
a seguir:
6.4 REFERÊNCIAS
BOLTOVSKOY, D. (Ed.) (1981) Atlas del Zooplancton del
Atlántico Sudoccidental. Mar del Plata: INIDEP.
_____. (1999). South Atlantic Zooplankton. [S.l.]: Leiden:
Backhuys Publishers.
EDLER, L. (1979). Recomendations on phytoplankton and
chlorophyl. W.C. Balt. Mar. Biologist., [S.l.], v. 9, p. 59 p.
LENZ, J. (2000). Introduction. In: HARRIS, R. P. Et al. (Eds.).
Zooplankton methodology manual. Great Britain:
Academic Press.
LUND, J. W. et al. (1958). The inverted microscope
method of estimating algal numbers and the statistical
basis of estimation by couting. Hydrobiologia, Dordrecht,
v. 11, p. 143-170.
UEHLINGER, V. (1964). Étude statistique des méthodes
de dénobrement planctoniqe. Arch. Sci., [S.l.], v. 17, n.
2, p. 121-123.
UTERMÖHL, H. (1958). Zur Vervollkommung der quantitativen
Phytoplankton metodik. Mitt. Int. Ver. Theor. Argew.
Limnol., Hickory Corners, v. 9, p. 1-38.
 
LOCAL____________________________ DATA______________ 
___________________________________________________________________ 
PONTO/ARRASTO_______ MALHA_________micrômetros 
LATITUDE___________________ LONGITUDE___________________ 
HORA_____________ DURAÇÃO__________________ 
FLUXÔMETRO-entrada_____________________ 
FLUXÔMETRO-saída_______________________ 
DISTÂNCIA-GPS___________________________ 
VELOCIDADE-GPS_________________________ 
Parâmetros físico-químicos ? Sim Não 
NOTAS_______________________________________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________________________________________
________________________________________________________________________________ 
________________________________________________________________________ 
PONTO/ARRASTO_______ MALHA_________micrômetros 
LATITUDE______________ LONGITUDE_______________ 
HORA_____________ DURAÇÃO__________________ 
FLUXÔMETRO-entrada_____________________ 
FLUXÔMETRO-saída_______________________ 
DISTÂNCIA-GPS___________________________ 
VELOCIDADE-GPS_________________________ 
Parâmetros físico-químicos ? Sim Não 
NOTAS_______________________________________________________________________________________________________
______________________________________________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________________________________________ 
 
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