ROTEIRO DE AULA PRÁTICA DE LÍPIDIOS

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO PIAUÍ 
CAMPUS MINISTRO PETRÔNIO PORTELA 
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE 
DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA E FARMACOLOGIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ROTEIRO DE PRÁTICAS DE BIOQUÍMICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
Professor: Dr. João Marcelo de Castro e Sousa 
SIAPE 1731057 
ANO - 2021 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
LIPÍDIOS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO DOS LIPÍDIOS 
Os lipídios biológicos constituem um grupo de compostos que, apesar de quimicamente diferentes 
entre si, exibem a sua insolubilidade em água como característica definidora e comum a todos. A 
função principal dos lipídios no organismo é de reserva energética, atuando também como: isolante 
térmico, elétrico, mecânico, veículos de vitaminas, impermeabilizantes, hormônios, etc. O objetivo 
desta aula prática é analisar as propriedades físicas e químicas dos ácidos graxos e triacilgliceróis. 
 
A - Hidrólise alcalina dos triacilgliceróis 
Técnica: 
Colocar em um tubo de ensaio de grosso calibre, 10g de margarina, 10mL de solução alcoólica de 
KOH 5%. Aquecer em banho-maria fervente durante 30 minutos. Os triacilglicerídeos são 
saponificados, obtendo-se uma solução de sais alcalinos de ácidos graxos, isto é: sabões. Verificar se 
a hidrólise foi completa, observando a solubilidade mistura. Reservar a solução. Esquematizar e 
nomear a reação química ocorrida. 
Reação de saponificação 
Triacilglicerol + KOH → Glicerol + Sais de ácido graxo (sabão) 
 
B - Separação dos ácidos graxos 
Adicionar ao tubo da reação A, 1 mL de ácido clorídrico concentrado, gota a gota, sob agitação. 
Colocar novamente em banho-maria e deixar até separação de uma camada oleosa na superfície do 
líquido. Esfriar em banho de gelo. Observar. Isolar os produtos obtidos, decantando o líquido do 
tubo cuidadosamente. Reservar os produtos obtidos para as próximas fases. 
 
Sabão + 3HCl → Ácido graxo (camada oleosa) + 3KOH 
 
C - Solubilidade nos solventes 
Retirar com bastão uma alíquota dos ácidos graxos obtidos no item B e distribuir em três tubos de 
ensaio: 
a) ácidos graxos + 2mL de H2O destilada 
b) ácidos graxos + 2mL de álcool 
c) ácidos graxos + 2mL de éter 
Agitar. Observar, anotar e explicar os resultados. 
 
D - Formação de “sabão” por redissolução dos ácidos graxos 
Adicionar ao tubo da experiência B, 10mL de H2O e 6mL de solução de KOH 0,5 N. Aquecer  5 
minutos, em banho-maria fervente. Agitar e observar. Guardar o tubo para a experiência seguinte. 
 
E - Separação do “sabão” por salificação 
Colocar numa proveta 3mL da solução de “sabões” da experiência D. Completar o volume a 20mL 
com H2O destilada. Adicionar cloreto de sódio em agitando até saturação. Note que pelo aumento de 
tensão superficial os sabões abandonam a fase líquida e floculam e devido sua menor densidade 
flutuam. Observar, anotar e explicar. 
 
F - Formação de “sabão” insolúvel (precipitados) 
Preparar dois tubos de ensaio, contendo: 
a) 2 mL da solução de “sabão” obtido na experiência D + 5 gotas de solução de CaCl2 5% 
b) 2 mL da solução de “sabão” obtido na experiência D + 5 gotas de solução de (CH3COO)2 Pb 
(acetato de chumbo). Observar, anotar e explicar os resultados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
INSATURAÇÃO DE ÁCIDOS GRAXOS 
 
Objetivo: Identificar a presença de insaturações nas moléculas de óleos; 
 
Como vocês sabem existem vários tipos de lipídeos, entre eles, estão os ácidos graxos e 
os triacilgliceróis. Os ácidos graxos podem ser insaturados e saturados. Os insaturados 
podem fixar hidrogênio e halogênio como pode ser visto nas reações abaixo: 
 
 
 
A reação do iodo com o AG é utilizada na bioquímica para se determinar a 
presença de AG insaturados em uma gordura. Na semana passada 
estudamos a utilização do iodo para determinar a presença de amido em um meio. Na 
aula de hoje utilizaremos novamente o iodo para determinar se a as amostras de lipídeos 
contém AG insaturados. Para isso utilizaremos o amido como indicador da presença de 
iodo livre na solução, pois o iodo ligado ao AG não poderá reagir com o 
amido. Mas, atenção: esse teste deve ser realizado com cuidado, pois a adição de uma 
quantidade de iodo que ultrapasse a capacidade de fixação pelo ácido graxo insaturado 
levará a iodo livre em solução, podendo ocasionar interpretação errônea. 
 
Procedimento experimental 
Material 
Reagentes e soluções 
- óleo de soja 
- margarina fundida; 
-manteiga 
-manteiga da terra. 
-Leite 
-solução de amido 1 % 
- solução de hidróxido de sódio (NaOH) 6 mol/L; 
- solução de lugol (como fonte de iodo). 
Procedimento 
Vidraria e instrumental 
- 5 tubos de ensaio; 
- conta-gotas ou pipeta de Pasteur. 
Procedimento 
1. Numerar os tubos de ensaio e em cada um colocar 5 mL de cada amostra. 
2. adicionar 10 gotas de lugol a cada tubo; 
3. ferver os tubos em banho-maria até o desaparecimento da coloração provocada 
pelo lugol; 
4. após resfriamento a temperatura ambiente, adicionar 3 gotas de solução de amido a 
cada tubo; 
5. observar os resultados. 
6. Se desejar, adicione mais algumas gotas de lugol, como contraprova; 
7. anote suas observações. 
8. Descreva quimicamente todos os passos do experimento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PESQUISA QUALITATIVA DOS CONSTITUINTES QUÍMICOS DO LEITE 
 
A - OBJETIVOS ESPECÍFICOS 
No final desta aula prática o estudante deverá saber: 
01. Separar proteínas do leite por precipitação e decantação. 
02. Identificar a presença de proteínas sem líquidos biológicos pelo teste de biureto. 
03. Identificar em líquidos biológicos a presença de gordura, lactose, fósforo, cálcio e 
cloretos. 
04. Definir pI. 
05. Explicar o significado das reações e operações realizadas. 
 
B - MATERIAL NECESSÁRIO 
 1 erlenmeyer de 250 ml 
 1 bequer de 100 ml 
 1 bequer de 250 ml 
 tubos de ensaio e suporte 
 pipetas graduadas (1, 2, 5 e 10 ml) 
 bico de gás, 1 tripé, 1 tela, 1 caneca 
 algodão: filtração em algodão 
 funil 
 vidro de relógio ou placa de Petri 
 
C - REAGENTES 
 leite 
 água destilada 
 ácido acético 5% 
 álcool absoluto 
 éter 
 - solução de NaOH a 10% 
 solução de CuSO4 a 1% 
 reagente de Benedict 
 solução de molibdato de amônio a 5% 
 leite x 
 leite y 
 reagentes de Sulkovitch: 2,5 g ácido oxálico; 2,5 g oxalato de amônio; 5,0 ml ácido 
acético glacial; água q.s.p. 150 ml 
 NHO3 concentrado 
 solução de AgNO3 a 5% 
 
D - INTERPRETAÇÃO 
O leite é um dos alimentos mais completos que o homem conhece. Sua 
composição: 87% água; 4,9% carboidratos; 3,9% lipídeos; 3,5% proteínas; 0,7% sais 
minerais; além de vitaminas e certas enzimas. Seu pH é 6,6. Devido ao seu alto teor em 
água é um alimento diluído, mas seu valor nutritivo é elevado. 
01. Com o procedimento de extração obteremos o seguinte: 
a) precipitação isoelétrica de proteína (caseína) pela adição de ácido ao leite, obtendo-se 
inicialmente um precipitado que contém água, proteínas, lipídeos e um soro, que contém 
água, substâncias orgânicas e inorgânicas, nela solúveis. 
b) a lavagem por duas vezes com álcool absoluto tem a finalidade de retirar a água que 
permaneceu junto à proteína coagulada. 
c) com a segunda filtração (soro) procuramos separar lactose, cloretos, fosfatos, etc das 
proteínas coaguladas e outros sais que se precipitavam com o aquecimento. 
 
02. O reagente de Benedict dá reação positiva para glicideos redutores. Aplicando-se o 
teste no soro do leite ele deve dar reação positiva devido a presença de alguns 
carboidratos, dos quais o dissacarídeo lactose é o mais abundante. 
03. O aparecimento da cor amarelo-esverdeada na reação do soro com o molibdato de 
amônio é devido a formação de fosfomolibdato, indicando que o fósforo é umdos 
constituintes minerais do leite. 
04. O reagente de Sulkowitch contém oxalato de amônio que em presença de cálcio irá 
formar oxalato de cálcio, insolúvel e branco. Se o teor de cálcio é baixo nota-se apenas 
ligeira turvação. A reação positiva para o soro indica pois que o cálcio é outro 
constituinte mineral do leite. Juntamente com o fósforo tem grande importância na 
calcificação dos recém-nascidos. Além disso, o cálcio participa da coagulação do leite. 
05. O aparecimento de turvação ou precipitação branca resulta da formação de AgCl, ao 
reagir-se o soro com AgNO3. Evidencia-se assim a presença de cloretos no leite. 
 
E - PROCEDIMENTO 
 
I - EXTRAÇÕES 
01. Adicionar 50 ml de água destilada morna e 50 ml de leite em um bequer de 250 ml. 
02. Acrescentar CH3COOH 5% gota a gota, com agitação lenta até que o leite se 
coagule (queijo). 
03. Deixar em repouso por cerca de 5 minutos. 
04. Decantar o líquido sobrenadante sobre o filtro de algodão, recolhendo o filtrado no 
erlenmeyer de 125 ml. Lavar o precipitado 2 vezes com 5 ml de álcool absoluto. 
05. Transferir o filtrado acima para o béquer de 250 ml. 
Aquecê-lo diretamente na chama, até a ebulição. Deixar fervendo até reduzir o volume a 
40 ml. Agitar constantemente com bastão de vidro para evitar formação de bolhas 
(cuidado com o rosto). 
06. Filtrar em papel de filtro e deixar esfriar. (Filtrado 2) 
 
II - PESQUISA DE GLÍCIDEOS REDUTORES 
01. Colocar 2 ml do reagente de Benedict em um tubo de ensaio. 
02. Adicionar 1 ml do filtrado 2. Misturar. 
03. Aquecer até a ebulição e observar a mudança de coloração do reagente. 
04. Ler a interpretação. 
III - PESQUISA DE FÓSFORO 
01. Colocar 2 ml do filtrado respectivamente em 2 tubos de ensaio. 
02. Adicionar 1 ml de solução de molibdato de amônio a 5% a um dos tubos. Misturar. 
03. Observar o aparecimento de cor amarelo-esverdeada, comparando com o tubo 
controle. 
04. Ler a interpretação correspondente. 
IV - PESQUISA DE CÁLCIO 
01.Colocar 2 ml do filtrado em um tubo de ensaio. 
02.Adicionar o reativo de Sulkowitch gota a gota até o aparecimento de uma turvação 
ou precipitado branco. 
03. Ler a interpretação correspondente. 
V - PESQUISA DE CLORETOS 
01. Colocar 2 ml de filtrado em um tubo de ensaio. 
02. Adicionar 2 a 3 gotas de HNO3 concentrado. 
03. Adicionar gotas de AgNO3 5% até o aparecimento de turvação ou precipitado 
branco. 
VI - TESTES PARA VERIFICAÇÃO DE SUBSTÂNCIAS ESTRANHAS AO 
LEITE. 
Nos 3 testes abaixo, fazer com as 2 amostras de leite. 
01. Pesquisa de amido. Colocar em um béquer, 5 ml de leite. Aquecer. Em seguida, 
adicionar 6 gotas de reativo de lugol. 
02. Pesquisa de urina. Pipetar 5 ml de leite e colocar em um béquer. Juntar em seguida 5 
ml de HCl, 5 ml de álcool Etílico e 0,5 ml de HNO4 
03. Pesquisa de sacarose. Colocar 5 ml de leite em um béquer e 1 ml de reativo de 
Seliwanoff. Aquecer em banho maria durante 10 minutos. Agitar de vez em quando. 
 
F - RELATÓRIO 
01.Como a caseína do leite pode ser separada? 
02.Explicar qual o mecanismo de coagulação espontânea do leite que não sofreu fervura 
ou pasteurização. 
03.O pI da caseína é maior ou menor que 7,0? Explique. 
04. Por que os lipídeos são extraídos do leite pelo tratamento com éter? 
05. Citar as reações ou testes utilizados neste trabalho prático, bem como os seus 
objetivos: 
06. Por que se reduz o volume de soro até 40 ml? 
07. Citar as reações ou testes utilizados neste trabalho prático, bem como os seus 
objetivos. 
08. Por que se reduz o volume do soro até 40 ml? 
08. Qual leite (x ou y) é de melhor qualidade? Explique. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CONSTITUINTES DO OVO 
 
A - OBJETIVOS ESPECÍFICOS 
No final desta aula prática o estudante deverá saber: 
01. Determinar experimentalmente a percentagem de proteína e lipídeos da gema. 
02. Determinar experimentalmente a percentagem de proteína da clara. 
03. Determinar aproximadamente o pI de proteína. 
04. Identificar a presença de proteína em líquido biológico usando sua propriedade de 
precipitação por agentes químicos e físicos. 
05. Determinar experimentalmente o valor calórico aproximado do ovo. 
 
Explicar o significado das reações e operações realizadas. 
B - MATERIAL NECESSÁRIO 
 2 bequeres de 100 ml 
 1 cilindro graduado de 50 ml 
 1 cilindro graduado de 100 ml 
 balança 
 algodão 
 1 funil 
 2 papéis de filtro 
 lâmpada infra-vermelho 
 chapa de aquecimento para banho de areia 
 estufa 
 tubos de ensaio e suporte 
 1 bastão de vidro 
 bico de gás 
 1 pipeta graduada de 2 ml ao centésimo 
 1 pipeta graduada de 10 ml ao décimo 
 
C - REAGENTES 
 1 ovo (por bancada) 
 álcool a 95% 
 Eter destilado 
 Sulfato de sódio 
 Sulfato de sódio anidro 
 Clorofórmio 
 Solução saturada (22%) de triclorato de antimônio em clorofórmio 
 Acetato de sódio a 0,1 N 
 Ácido acético a 0,1 N 
 Ácido nítrico concentrado 
 Cloreto de mercúrio a 1% 
 Solução saturada (13%) de ácido pícrico 
 
D - INTERPRETAÇÃO 
A gema do ovo contém como constituintes principais proteínas e lipídeos que 
podem ser isolados. Nas pesquisas I e II as proteínas são precipitadas e extraídas pela 
adição de álcool, ao passo que os lipídeos serão solubilizados e extraídos pelo éter. 
Após a filtração de mistura, o precipitado representará a fração proteica da gema e o 
filtrado representará a fração lipídica. O sulfato de sódio anidro é adicionado ao filtrado 
com o objetivo de se remover a água do solvente. Tendo-se o peso da gema, o cálculo 
de porcentagem de proteínas e de lipideos na gema do ovo será feito por simples regra 
de três. 
A clara do ovo também é constituída de proteínas e lipídeos. Entretanto aqui a 
fração mais importante é a proteica, formada principalmente de albumina. Na pesquisa 
III as proteínas são precipitadas por adição de álcool. Conhecendo-se o volume total de 
clara do ovo, pode-se facilmente calcular o teor de proteínas na clara de ovo. A fração 
lipídica e carboidratados são tão pequenos que podem ser desprezados para cálculo do 
valor calorífico do ovo. 
As substâncias orgânicas quando oxidadas no organismo libertam uma certa 
quantidade de calor que irá variar segundo o tipo de substância. Assim, as proteínas 
liberam uma média de 4 Kcal por grama de substância; os lipideos liberam 9 Kcal por 
grama e os carboidratos 4 Kcal por grama. Portanto, na pesquisa VI conhecendo-se os 
valores percentuais de proteínas e lípidios na gema e na clara do ovo pode-se calcular o 
valor calórico total de um ovo. 
Uma das técnicas de isolamento de proteínas é a sua precipitação no ponto 
isoelétrico, onde as mesmas são menos solúveis mas sem perder a atividade. O objetivo 
da pesquisa V é determinar o ponto isoelétrico de albumina do ovo. Para isto preparou-
se soluções da albumina em diferentes pHs e observou-se aquela em que ocorreu a 
precipitação da proteína. Entretanto certas proteínas, entre elas a albumina, apresentam 
grande solubilidade em água e por isso torna-se difícil observar a sua precipitação no 
ponto isoelétrico. Adiciona-se então à solução um agente que compete com a proteína 
pelo solvente, num processo semelhante ao "salting out". No presente caso empregou-se 
o álcool. Entretanto é bom levar em consideração que o álcool quando permanece muito 
tempo em contato com a proteína introduz modificações intramoleculares na mesma, 
acarretando uma desnaturação. 
A pesquisa VI permite observar a ação do calor e de alguns agentes precipitantes 
sobre a albumina do ovo e para extensão, sobre as proteínas. São os processos 
conhecidos por coagulação a desnaturação. 
a) O calor promove a coagulação da albumina num processo de desnaturação 
irreversível. 
b) A adição de ácidos fortes a uma solução de proteína promove a sua 
desnaturação com a consequente precipitação. O presente teste (Reaçãode Heller) é 
comumente empregado nos laboratórios clínicos quando se deseja verificar a presença 
de albumina do soro na urina em casos de suspeita de albumina (doença renal). 
c) A adição de solução de sais de metais pesados a uma solução da proteína 
promove a formação de proteinatos insolúveis. Em casos de envenenamentos por sais de 
chumbo e mercúrio costuma-se administrar clara de ovo aos pacientes, pois a reação é 
imediata e sua eliminação é facilitada. 
d) Os reagentes de alcalóides (ácido pícrico, fosfotungstico, tânico, metafosfórico, 
etc) precipitam os alcalóides de suas soluções por formarem com os mesmos sais 
insolúveis. Estes reagentes agem da mesma forma quando adicionados a uma solução de 
proteína formando igualmente sais insolúveis. 
 
 
E - PROCEDIMENTO 
01. Pesar 2 béqueres de 100 ml. 
02. Separar bem a gema da clara e colocar cada uma das partes nos respectivos 
béqueres. 
03. Pesar os béqueres e anotar o peso da gema e da clara. 
04. Transferir a clara para o cilindro graduado de 100 ml e anotar o seu volume. 
 
I - DETERMINAÇÃO DA PORCENTAGEM DE PROTEÍNAS NA GEMA 
Nota: Durante todas estas operações não deve haver nenhum bico de gás ligado no 
laboratório. 
01. Adicionar à gema isolada 15 ml de álcool a 95%. Agitar bem por alguns minutos. 
02. Adicionar 30 ml de éter. Agitar por 5 minutos. 
03. Filtrar através de algodão para um erlenmeyer de 125 ml. 
04. Lavar o precipitado no funil com 3 porções de 10 ml de éter. Adicionar somente 
uma porção de éter depois da precedente ter sido completamente drenada no erlenmeyer 
que está recebendo o filtrado. Guardar o filtrado. 
05. Pesar um papel de filtro grande. 
06. Transferir o precipitado extraído para o papel de filtro, desprezando o pedaço de 
algodão. 
07. Secar o papel com o precipitado usando lâmpada infra-vermelho como fonte de 
calor. Não usar estufa. 
08. Pesar o papel de filtro mais o precipitado seco. 
09. Calcular a porcentagem de proteína na gema. 
10. Ler a interpretação correspondente. 
 
II - DETERMINAÇÃO DA PORCENTAGEM DE LIPÍDEOS NA GEMA 
01. Pesar um béquer seco de 100 ml. 
02. Adicionar 3 g de sulfato de sódio anidro ao filtrado obtido em I, item 4. Agitar por 5 
minutos. 
03. Filtrar em papel de filtro recolhendo o filtrado no béquer pesado. 
04. Evaporar o solvente em manta aquecedora. 
05. Pesar o béquer com o resíduo. Conservar o resíduo. 
06. Calcular a percentagem de lipídeos na gema. 
07. Ler a interpretação correspondente. 
 
III - PRECIPITAÇÃO DE ALBUMINA DO OVO 
a) Precipitação pelo calor 
01. Colocar 2 ml da clara em um tubo de ensaio. 
02. Aquecer a chama (CUIDADO: manter vidros de álcool e éter longe da chama). 
03. Observar a formação de um precipitado. 
04. Ler a interpretação correspondente. 
b) Precipitado por ácidos fortes (reação de Heller) 
01. Colocar 2 ml da solução de albumina em um tubo de ensaio. 
02. Acrescentar lentamente no fundo do tubo 2 ml de HNO3 concentrado. Para isto 
introduz-se a pipeta contendo o ácido na solução, mantendo-se a extremidade superior 
tampada com o dedo. Somente quando a ponta da pipeta atingir o fundo do tubo de 
ensaio é que deverá ser escoado o ácido da pipeta. 
03. Observar a formação de um anel na superfície de separação das duas camadas. 
04. Ler a interpretação correspondente. 
c) Precipitação por sais de metais pesados 
01. Colocar 2 ml da solução de albumina em um tubo de ensaio. 
02. Adicionar 3 gotas de HgCl2 a 1%. 
03. Observar o precipitado formado. 
04. Ler a interpretação correspondente. 
d) Precipitação por agentes de alcalóides 
01. Colocar 2 ml da solução de albumina em um tubo de ensaio. 
02. Adicionar 3 gotas de solução saturada de ácido pícrico. 
03. Observar a formação de um precipitado. 
04. Ler a interpretação correspondente.