apostila parte 1 2018-1

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NORMAS DE CONDUTA NO LABORATÓRIO 
 
 
 
 Laboratório – Análises microbiológicas e físico-químicas. 
 Normas: minimizar os riscos de contaminação: Alimentos/Amostras e Manipuladores 
 
Normas Gerais: 
1. Ocupar sempre o mesmo lugar. 
2. Usar avental, touca, luvas e sapato/tênis nas aulas práticas. Cabelos presos. 
3. Guardar pertences no armário. 
4. OBSERVAÇÃO IMPORTANTE: antes de iniciar os trabalhos práticos e após a realização dos 
mesmos, retirar adornos e LAVAR AS MÃOS COM ÁGUA E SABÃO. 
5. Não utilizar celular ou outras fontes de contaminação. 
6. Lavar imediatamente quaisquer ferimentos provocados durante o trabalho. 
7. Comunicar imediatamente qualquer suspeita de haver se contaminado; indicando o material ou a 
cepa com a qual estava trabalhando. 
8. Ter o máximo de cuidado para que não ocorram acidentes e/ou auto-contaminações. 
9. Observar rigorosamente o horário das aulas práticas. 
10. Qualquer dúvida quanto à colocação dos materiais: forno, estufa, banho-maria etc. recorrer aos 
professores ou aos funcionários da disciplina. 
11. Contribuir com adequada organização do Laboratório e realizar os trabalhos práticos com dedicação 
para um melhor aproveitamento. 
 
 
Observações importantes: 
 Nosso trabalho é realizado em equipe e, portanto, todos devem contribuir com o melhor de si, para 
que possamos chegar a eficiência, ou seja, devemos trabalhar de forma inteligente e não exaustiva. 
 Toda equipe precisa ser harmoniosa e se espelhar no voo dos gansos (solidariedade). 
 
 
PROCEDIMENTOS ROTINEIROS: 
1-Esterilização – uso de agentes físicos e/ou químicos para eliminar totalmente os organismos vivos 
presentes em um material. 
2-Desinfecção – uso de agentes químicos germicidas para destruição da infecciosidade potencial de 
um dado material, não implicando, portanto, na eliminação total dos organismos vivos. 
 
 
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LAVAGEM DAS MÃOS 
 
I. INTRODUÇÃO 
Mãos: 
 1848 Semmelweis – importância da lavagem das mãos. 
 Microbiotas: Residente: 
 Bactérias Gram+ (estafilococos coagulase negativa – Staphylococcus epidermidis) 
 Localizam-se nas fendas das mãos, no interior do folículo piloso e principalmente, em 
volta e sob as unhas 
 Não são facilmente removidos 
 São de baixa virulência (problemas com imunodeprimidos ou quando se realizam 
procedimentos invasivos) 
 Podem ser inativadas por antissépticos 
Transitória: 
 Bactérias Gram- e o estafilococo coagulase positiva (S. aureus) 
 Superfície da pele, junto às gorduras e sujidades (contaminantes) 
 Micro-organismos passageiros e viáveis apenas por um curto período de tempo 
 Esta microbiota é frequentemente responsável pelas infecções hospitalares e 
contaminação de alimentos 
 Pode ser reduzida com a lavagem básica das mãos. 
Higiene das mãos 
a) Lavar as mãos no início e fim dos trabalhos práticos. 
b) Lavar as mãos após o contato com materiais contaminados, tendo utilizado ou não luvas. 
c) Retirar adornos: anéis, pulseiras, relógios. 
 
TÉCNICA 
 
Lavagem básica: 
a) Abrir a torneira 
b) Ensaboar as mãos, punhos e antebraços, fazendo fricção por 30 segundos, especialmente entre 
os espaços interdigitais e unhas. 
c) Enxaguar com água corrente 
d) Secar com papel toalha 
e) Fechar a torneira com o próprio papel 
 
Antissepsia: 
 Álcool 70% p/p ou 77% v/v, glicerinado, friccionando até secar espontaneamente. 
 
II. OBJETIVO 
 Realizar a lavagem básica das mãos e antissepsia. 
 
III. MATERIAL 
Água corrente, sabão líquido e antisséptico ou degermante (PVPI), papel toalha. 
 
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NORMAS PARA A COLETA DE AMOSTRAS DE ÁGUA 
 
- Lavar as mãos. 
- Utilizar EPIs (máscara, touca e luvas) 
- Sempre que possível, verificar cloro (0,2 a 2,0 mg/L) e pH (6,0-9,5). 
- Utilizar recipiente de boca larga, estéril, com capacidade para 250 mL. 
- Não abrir os frascos até o momento da colheita. 
- Colher assepticamente 200 mL da amostra. 
- Os frascos para coleta de água clorada devem ser adicionados de tiossulfato de sódio (0,1 mL de solução 
a 1,8% (2%) para cada 100 mL de amostra). 
- Identificar a amostra. 
- Transporte: caixa isotérmica, “tipo isopor”, com gelo. 
- Tempo entre a coleta e o início das análises: até 24h para águas tratadas, 12h para águas não tratadas e 
06 para águas muito poluídas (em refrigeração). 
- Ideal: 02h. 
 
Tipos de Coleta: 
1 Torneira – Limpar a parte externa com etanol a 70% e flambar, deixar a água fluir por 2 a 3 minutos, 
coletar a amostra assepticamente. 
2 Reservatórios – utilizar o próprio frasco de coleta com auxílio de uma pinça de braços longos. 
 
 
PIPETAGEM COM AUXÍLIO DE PERAS 
 
I. INTRODUÇÃO 
 De acordo com as normas técnicas para prevenção da transmissão de doenças nos serviços de 
saúde (Ministério da Saúde, 1989), as pipetas mecânicas ou eletrônicas devem ser usadas de rotina, não 
sendo permitido pipetar material biológico com a boca. 
 Água e os alimentos não representam materiais biológicos, porém podem estar contaminados 
com micro-organismos patogênicos. 
 
II. OBJETIVO 
 Treinar pipetagens com auxílio de peras ou pipetas mecânicas (pipetador do tipo seringa). 
 
III. MATERIAL 
Pipetas, peras, béquer, água destilada e papel absorvente. 
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ANÁLISE BACTERIOLÓGICA DA ÁGUA 
 
1 - CONTAGEM DE AERÓBIOS MESÓFILOS 
(CONTAGEM PADRÃO EM PLACA E SUBSTRATO DEFINIDO) 
 
I. INTRODUÇÃO 
 
 Antigamente – aspectos físicos. 
 Avanços da bacteriologia – prova concreta de que a água poderia veicular doenças. 
 Doenças causadas por agentes físicos, químicos e microbianos. 
 Doenças infecciosas e parasitárias. 
Via oral  cólera, febre tifoide, febre paratifoide 
 disenteria bacilar, disenteria amebiana 
 hepatite infecciosa, poliomielite, helmintose, Tuberculose. 
Via cutânea  esquistossomose, leptospirose 
  conjuntivites, otites, micoses 
 Ensaios: 
 A pesquisa de agentes etiológicos  não é usual / problemas. 
 Indicadores de contaminação: 
 Indicadores químicos: NH3, NO2. 
 Indicadores biológicos: algumas bactérias ou grupos. 
 
Indicadores biológicos de contaminação da água: 
1-Bactérias heterotróficas – aeróbias mesófilas 
2-Coliformes totais e termotolerantes (fecais) 
3-Enterococcus faecalis (Streptococcus faecalis) 
4-Pseudomonas aeruginosa 
5-Clostrídios sulfito-redutores 
 
CONTAGEM DE BACTÉRIAS HETEROTRÓFICAS (AERÓBIOS MESÓFILOS) 
 
Bactérias heterotróficas – utilizam nutrientes orgânicos e energia química derivada de reação de oxido-
redução. 
Aeróbios mesófilos – micro-organismos heterotróficos aeróbios que crescem bem a uma temperatura 
média de 35ºC. 
 Indicam a qualidade microbiológica da água e alimentos. 
 Número elevado é sinal que podem existir bactérias patogênicas na água ou alimento analisado. 
 
Contagem de bactérias heterotróficas - determinação da densidade de bactérias que são capazes de 
produzir unidades formadoras de colônias (UFC), na presença de compostos orgânicos contidos em meio 
de cultura apropriada, sob condições pré-estabelecidas de incubação: 35,0, ± 0,5°C por 48 horas; 
 
Importância da quantificação das bactérias heterotróficas na água: 
 Acusa um aumento repentino do nº de micro-organismos presente num poço ou manancial. 
 Verifica a eficiência do tratamento da água (etapas/todo). 
 Completa as informações sobre a qualidade da água de um novo manancial. 
 Deve ser realizada em 20% das amostras do S.A.A. (sistema de abastecimento de água) colhidas 
mensalmente para a pesquisa de coliformes. 
 O limite máximo aceitável é de 500 UFC/mL. 
Excedidas 500 unidades formadoras de colônia (UFC) por mL, devem ser providenciadas 
imediata recoleta, inspeção local e, se constatada irregularidade, outras providências cabíveis. 
 
 
Má qualidade sanitária da água 
Perigo de infecção. 
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II. OBJETIVO 
 Realizar o exame bacteriológico da água através da: 
 Contagem Padrão em Placa e Substrato Definido. 
 
1-CONTAGEM PADRÃO EM PLACA (CPP): 
 
- Diluições seriadas 10-1, 10-2 e 10-3. 
- Diluente: Água peptonada a 0,1% ou Salina a 0,85%. 
- Inocular em profundidade por meio da técnica pour-plateem placas e adicionar o Ágar padrão ou 
nutriente. 
 Depositar 1 mL do inóculo no centro da placa e adicionar 15 a 20 mL do meio de cultura 
fundido e resfriado a 45ºC. 
 Realizar movimentos circulares, 8 a 10 vezes, a fim de homogeneizar o inoculo. 
 Esperar aproximadamente 15 minutos para solidificar o ágar. 
 Incubar as placas invertidas, em estufa bacteriológica a 35ºC/48h. 
 Proceder a leitura e interpretação das mesmas. 
 
Material: 
 Tubos de ensaios de tamanhos variados, placa de Petri, vidro com rolha esmerilhada para coleta 
de água, pipetas, bico de Bunsen, água peptonada estéril (ou Salina estéril). 
 Meio de cultura: Ágar para contagem padrão (PCA). 
 
 
Método: Plaqueamento em profundidade (Pour-Plate). 
 
 
 RESULTADO: 
 
 
 CONCLUSÃO: 
 ‘ 
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2- TECNOLOGIA DO SUBSTRATO DEFINIDO 
QUANTIFICAÇÃO DE BACTÉRIAS HETEROTRÓFICAS – ÁGUA 
SimPlate (IDEXX) 
 
O SimPlate também pode ser utilizado para contagem de bactérias heterotróficas em água. Esta 
metodologia baseia-se no do Substrato Definido, a qual detecta bactérias viáveis na água por meio de 
enzimas sabidamente presentes nesses micro-organismos. 
O SimPlate utiliza vários substratos combinados ao MUG para as múltiplas enzimas bacterianas, 
que produzem fluorescência quando metabolizados pelas bactérias heterotróficas presentes na água. 
A amostra e o sistema reagente são adicionados na placa SimPlate e incubados. Posteriormente, 
a leitura é feita com o auxílio de uma lâmpada de UV, verificando as cavidades fluorescentes. O número 
de cavidades fluorescentes deve ser correlacionado em tabela específica para a determinação do Número 
Mais Provável de bactérias heterotróficas /mL de amostra analisada. A técnica SimPlate corresponde à 
técnica da contagem padrão em ágar 35 – 37°C por 48 horas de incubação. 
Material: 
 Tubos com o substrato definido para 
amostras de 10 mL 
 Placas SimPlate estéreis 
 Pipetas de 10 mL 
 Incubadora 
 Lâmpada UV (365nm e 6 Watts) 
 Tabela específica 
Procedimento de análise: 
1-Adicionar 10 mL de amostra ao tubo contendo o meio de cultura; 
2-Transferir o conteúdo do tubo para o centro da placa SimPlate; 
3-Fechar a placa e fazer movimentos circulares a fim de espalhar a amostra nas cavidades. Bolhas nas 
cavidades não interferem no resultado; 
4-Inverter a placa e incubar a 35ºC por 48 horas; 
5-Após 48 horas, retirar as placas da incubadora e contar as cavidades fluorescentes, colocando uma 
lâmpada de UV 365 nm sobre a placa; 
6-Observar a contagem correspondente na tabela de conversão. Essa tabela é utilizada para corrigir a 
contagem em função do volume inicial de amostra, já que descartamos o excesso da mesma com o 
meio de cultura no algodão absorvente da placa. 
Observações: 
1-Os procedimentos devem seguir técnicas assépticas; 
2-Amostras contendo cloro devem ser tratadas com tiossulfato de sódio; 
3-Caso seja necessário, os resultados podem ser lidos até 72 horas depois de iniciado a análise; 
4-Depois da incubação, as placas podem conter bactérias viáveis, portanto devem ser esterilizadas; 
5-Caso necessário, as amostras podem ser diluídas antes da análise, desde que se obtenha um volume 
final de 10 mL para se transferir para os tubos. O resultado lido na tabela deverá, portanto, ser 
multiplicado pelo inverso da diluição realizada; 
6-O resultado obtido na tabela já está ajustado para 1 mL da amostra. Portanto, o resultado é o NMP/mL 
de amostra, com ou sem diluição. 
 
III. RESULTADO: 
 
IV. CONCLUSÃO: 
 
1. No tubo de ensaio com o meio SimPlate for HPC, adicionar 10mL da amostra de água. Tampar 
e agitar para dissolver. 
2. Colocar o conteúdo do tubo no centro da placa do SimPlate. 
3. Fazer movimentos circulares, até que preencha todos as cavidades. 
4. Inclinar a placa mais ou menos 120º, para verter o excesso no algodão absorvente. 
5. Inverter a placa e incubar durante 24-48 h, 35±0,5 ºC. 
6. Contar o número de cavidades que apresentar fluorescência sob lâmpada de U.V. 
7. Consultar a tabela de N.M.P. do SimPlate, para encontrar o número de UFC de bactérias 
heterotróficas/mL de água. 
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2 - PESQUISA QUALITATIVA DE COLIFORMES TOTAIS E TERMOTOLERANTES 
 
Bacteriologia convencional para coliformes totais e termotolerantes: 
Ensaio presuntivo, prova de confirmação, prova completa. 
 
Enterobactérias 
Coliforme (fermentador) 
Não fermentador 
Bethesda Ballerupi 
 
1. Coliformes 
coliformes totais (bactérias do grupo coliforme) - bacilos gram-negativos, aeróbios ou anaeróbios 
facultativos, não formadores de esporos, oxidase-negativos, capazes de desenvolver na presença de sais 
biliares ou agentes tensoativos que fermentam a lactose com produção de ácido, gás e aldeído a 35,0 ± 
0,5 °C em 24-48 horas, e que podem apresentar atividade da enzima ß -galactosidase. A maioria das 
bactérias do grupo coliforme pertence aos gêneros Escherichia, Citrobacter, Klebsiella e Enterobacter, 
embora vários outros gêneros e espécies pertençam ao grupo; 
coliformes termotolerantes - subgrupo das bactérias do grupo coliforme que fermenta a lactose a 44,5 
± 0,2°C em 24 horas; tendo como principal representante a Escherichia coli, de origem exclusivamente 
fecal; 
Escherichia coli - bactéria do grupo coliforme que fermenta a lactose e manitol, com produção de ácido 
e gás a 44,5 ± 0,2°C em 24 horas; produz indol a partir do triptofano, oxidase negativa, não hidrolisa a 
uréia e apresenta atividade das enzimas ß galactosidase e ß glucoronidase, sendo considerada o mais 
específico indicador de contaminação fecal recente e de eventual presença de organismos patogênicos; 
 
Vantagens: 
 Encontram-se normalmente no intestino do homem e de animais de sangue quente (são eliminadas 
regularmente). 
 Apresentam-se nas excretas, na proporção de 300 milhões de bactérias por grama. 
 Apresentam-se em alta prevalência no esgoto, sendo prontamente isoladas em águas, recentemente 
poluídas por matéria fecal. 
 São de fácil cultivo e identificação. 
 Os testes necessários são de baixo custo. 
 São mais resistentes na água que as outras bactérias patogênicas provenientes das fezes. 
Desvantagem: 
 Reside na existência de coliformes termotolerantes (fecais) e ambientais, que devem ser 
diferenciados através de provas complementares. 
 
Etapas da pesquisa: 
Ensaio presuntivo para coliformes totais (Teste de Presença ou Ausência) 
Caldo lauril sulfato triptose ou Caldo lactosado (enriquecimento) 
Falso (+) bastonetes aeróbios Gram  do gênero Bacillus 
Bastonetes anaeróbios Gram  do gênero Clostridium 
Leveduras e fungos filamentosos 
Sinergismo microbiano. 
Ensaio confirmativo para coliformes totais: 
Meios seletivos e indicadores (Caldo lactosado Biliado Verde brilhante, Teague ou EMB e ENDO) 
Prova para coliformes termotolerantes (meios seletivos) 
Caldo E.C. ou C.L.A.B. 
Repicar as colônias do Teague ou ENDO, ou 1 a 2 alças de platina do C.L.B.V.B. para o E.C. e incubar 
em B.M. a 44,5º C por 24h. 
Dos coliformes, só os de origem fecal desenvolvem e produzem gás. 
 
 
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II- OBJETIVO: 
 Realizar o ensaio presuntivo, confirmativo e completo para coliformes totais e termotolerantes 
(fecais) e deste modo, avaliar possível contaminação da água por matéria de origem fecal. 
 
III- MATERIAL E MÉTODO: 
 Caldo lactosado, Caldo Lauril Sulfato Triptose, Caldo Lactosado Biliado Verde Brilhante, Endo-
C Ágar, Teague e Caldo E.C. 
 Método: Fermentação da Lactose e características das colônias. 
 
Caldo Lactosado 
Extrato de carne...................................3-5g 
Peptona ................................................... 5g 
Água destilada .................. ...............1000 mL 
Lactose: 1% 
Aquecer para dissolver, ajustar pH a 7,4 ou 7,6 e 
filtrar. 
Distribuir em tubos e esterilizar em autoclave a 
121ºC - 20'. 
OBS : Atualmente, utiliza-se o Caldo lauril 
sulfato triptose (Caldo LST) 
 Meio rico que facilita o crescimento de 
micro-organismos. Oferece a Lactose como 
fonte de carbono, e ainda o lauril sulfato que 
inibeconsideravelmente a microbiota 
acompanhante. 
 
Caldo Verde Brilhante Lactose Bile 2% (*Este meio já é fornecido desidratado) 
Peptona especial ................................. 10g 
Lactose ............................................... 10g 
Bile bovina dessecada ........................ 20g 
Verde brilhante ............................ 0,0133g 
Modo de preparo: dissolver 40g em 1 litro 
de água destilada. Autoclavar a 121ºC por 
20'. Depois de esfriar, distribuir nos tubos. 
 
Endo-C Ágar 
Peptona de carne ................................ 10g 
Lactose ............................................... 10g 
 
Sulfite de sódio ................................. 2,5g 
Fucsina básica ................................... 0,4g 
Ágar..................................................20,0g 
Teague ou EMB 
Ágar simples ............................... 100 mL Preparar uma solução de lactose a 10% e 
Lactose ............................................... 1g* acrescentar ao meio depois de pronto. 
Eosina 2% ....................................... 2 mL Modo de preparo: autoclavar a 121ºC por 20’. 
Azul metileno 0,5%......................... 2 mL Distribuir em tubos. 
 
CaldoE.C. 
Triptose ......................................................... 20g 
Lactose ............................................................ 5g 
Sais biliares .................................................. 1,5g 
Fosfato dipotássico .......................................... 4g 
di-hidrogenofosfato de potássio ................... 1,5g 
Cloreto de sódio .............................................. 5g 
Este meio é fornecido desidratado. 
Modo de preparo: dissolver 37g em um 
litro de água destilada e autoclavar a 121ºC 
por 20 minutos. Distribuir em tubos. pH 
final 7,2. 
Observação: 
Na falta do caldo E.C., é possível substituí-lo pelo 
Caldo Lactosado Ácido Bórico. 
 
Caldo Lactosado Ácido Bórico (substitui o E.C.) 
Proteose peptona ........................................... 10g 
Lactose ............................................................ 5g 
Fosfato ácido de potássio (K2HPO4) ............ 3,5g 
Fosfato biácido de potássio (KH2PO4) ......... 1,5g 
Ácido bórico ............................................... 3,25g 
Modo de preparo: depois de adicionado em 
1 litro de água destilada, autoclavar a 
121ºC por 20’. Distribuir em tubos com o 
tampão manchado de azul, para que possa 
ser diferenciado do Caldo Lactosado 
Simples. 
 
RESULTADO: 
 
 
CONCLUSÃO: 
 
 
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3 IDENTIFICAÇÃO BIOQUÍMICA DE ENTEROBACTÉRIAS (PRESUNTIVO). 
 
I – IMVIC (Provas Presuntivas de Identificação). 
1- Água de peptona 
– Indol  Avalia a capacidade da bactéria em decompor o Aminoácido triptofano e produzir o Indol 
que é relevado pelo Reativo de Kovaks, dando cor rosada ou vermelha ao meio (anel do 
indol). 
 
– H2S  Avalia a capacidade da bactéria em produzir H2S através da utilização de substratos que 
contém enxofre. É revelado pelo precipitado negro que se forma no papel impregnado de 
acetato de chumbo, acoplado a tampa rosqueada. 
2- Clark Lubs (Caldo Glicosado) 
– VM / VP  Cultiva-se a bactéria em caldo glicosado (Clark Lubs) por 4 dias a 37º C e pelas 
reações de VM e VP determina-se qual a via utilizada pelas bactérias para 
metabolizar a glicose: 
 fermentação ácido mista  VM 
 ácidos + vermelho de metila  vermelha (VM +) 
 fermentação butileno – glicolítica  VP (Voges Proskauer) 
 Acetoína (neutra) + alfa naftol + KOH  vermelho fluorescente  “diacetila”. 
3- Citrato de Simmons 
- Citrato  Avalia a capacidade da bactéria em utilizar o citrato como única fonte de “C”. Esta 
bactéria precisa dispor da enzima citrato permease. 
 O Citrato é transportado para dentro da célula e vai ser intermediário no ciclo de Krebs: 
 
Citrato Citrato permease Ác. pirúvico e CO2 
 
CO2 + Na  Na2CO3 
 do meio Alcaliniza o meio 
 
 Verde  Azul 
 
 
 
 
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Meios de Cultura e Reagentes 
01 – Água de Peptona: 
Peptona .................................................. 15g 
Cloreto de sódio ....................................... 5g 
Água destilada ................................ 1000 mL 
Ajustar o pH entre 7,4 e 7,6. Distribuir em tubos e esterilizar a 121º C durante 15 minutos. 
02 – Meio de Clarck & Lubs. 
Peptona ................................................. 0,5g 
Fosfato monoácido de potássio ............. 0,5g 
Água destilada .................................. 100 mL 
Autoclavar a 120º C durante 15 minutos. Deixar esfriar e acrescentar e 5 mL de solução de 
glicose a 10 % previamente esterilizada por filtração. Distribuir o meio em tubos de ensaio em 
porções de 10 mL. 
03 – Ágar Citrato de Simmons. (Este meio é fornecido desidratado). 
Fosfato biácido de amônio ...................... 1g. 
Fosfato monoácido de potássio ............... 1g. 
Cloreto de sódio ...................................... 5g. 
Citrato de sódio ....................................... 2g. 
Sulfato de magnésio ............................. 0,2g. 
Azul de bromotimol ............................ 0.08g 
Ágar....................................................... 15g. 
Água destilada ............................... 1000 mL 
Fundir o ágar na água destilada. Dissolver os outros componentes e acertar o pH em 6,9. 
Distribuir o meio em tubos de ensaio em volume suficiente para uma placa de Petri. Autoclavar 
a 121º C por 15 minutos. 
04 – Soluções de Barrit “A” . 
Alfa naftol ............................................... 5g. 
Álcool etílico absoluto ....................... 95 mL 
05 – Solução de Barrit “B”. 
Hidróxido de potássio ........................... 40g. 
Creatina ................................................ 0,3g. 
Água destilada ................................. 100 mL 
Dissolver o hidróxido de potássio na água destilada. 
06 – Solução de Vermelho de Metila 
Vermelho de metila ............................... 0,1g 
Álcool etílico 95 % .......................... 300 mL 
Água destilada ................................. 200 mL 
Dissolver o vermelho de metila no álcool. Acrescentar a água destilada. 
07 – Reativo de Kovacs. 
Álcool amílico .................................... 75 mL 
p-dimetilaminobenzaldeído...................... 5g 
Ácido cloridrico concentrado ................. 25g 
Dissolver o p-dimetillaminobenzaldeído no álcool amílico e, a seguir acrescentar o ácido 
cloridrico. 
08 – Tira de Papel de Filtro impregnada com solução saturada de Acetato de Chumbo. 
Preparar uma solução saturada de acetato de chumbo; 
Colocar as tiras de papel de filtro em uma placa de Petri grande e molhar as mesmas com a 
solução de acetato de chumbo. 
Levar a placa com as tiras para secar na estufa a 37º C. 
Transferir as tiras secas para um vidro com tampa de baquelite rosqueável (vidro de maionese). 
Autoclavar a 121º C por 15 minutos. 
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II - Outros meios: Meios c/ multiprovas bioquímicas 
Pessoa e Silva, BacTray e API 20E 
 
No Pessoa e Silva ou Rugai modificado: 
Técnica: Com a agulha de platina longa picar a colônia suspeita. A seguir, introduzir no tubo, de 
modo a perfurar a camada de separação até atingir o meio de cultura inferior do tubo. Voltar a 
semear em estrias na superfície inclinada do meio, tampar o tubo com o seu próprio tampão de 
algodão, incubar por 18-24h a 35-37º C. Após a incubação, proceder a identificação comparando o 
tubo com o quadro padrão de reações. Pode-se observar: 
 Produção do indol 
 Fermentação ou não da glicose e sacarose 
 Produção de gás 
 Hidrólise da Ureia (urease) 
 Produção de H2S 
 Desaminação do L – triptofano 
 Descarboxilação da L – Iisina 
 Motilidade 
 
Meio de Pessoa e Silva 
 
API 
 BACTRAY 
 
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4 CONFECÇÃO DE LÂMINAS E COLORAÇÃO DE GRAM 
 
I. INTRODUÇÃO 
O Método de Gram tem como princípio a composiçãoda parede celular bacteriana. 
Bactérias Gram positivas (roxas) – espessa lâmina mucopeptídica (retém o iodopararrosanilina). 
Bactérias Gram negativas (vermelhas) – fina lâmina mucopeptídica e grande quantidade de lipídeos 
(retém a coloração de fundo). 
 
II. OBJETIVO 
 Preparar as lâminas e proceder a coloração de Gram, a fim de comprovar morfológica e 
tintorialmente os micro-organismos isolados. 
 
III. MATERIAL 
 Lâminas, suportes para lâminas, alças de platina, bico de Bunsen. 
 Corantes: Cristal Violeta Fenicada, Lugol, Álcool a 95º C, Fucsina Diluída. 
 
 MÉTODO: GRAM 
 Corar 1 minuto com sol. de Cristal violeta fenicada. 
 Escorrer o corante e cobrir com lugol durante 1minuto. 
 Lavar a lâmina em um filete de água corrente. 
 Diferenciar com álcool absoluto a 95º (tempo delicado). 
 Lavar em um filete água corrente. 
 Corar o fundo rapidamente com fucsina diluída (1/10). 
 Lavar, secar e examinar. 
 
CORANTES: 
Cristal Violeta Fenicada: (Seg. Nicolle). 
Cristal violeta (ou violeta genciana) ........ 1g 
Álcool a 95º ................................. .......10 mL 
Fenol fundido ........................................... 2g 
Água destilada .................................. 100 mL 
Dissolver num Gral o corante no álcool. Adicionar aos poucos o ácido fênico, misturando sempre, 
de modo a obter uma mistura bem homogênea. Juntar a água, pouco a pouco, lavando o gral. 
Filtrar após 24 horas de repouso. 
Sol. de Lugol: 
Iodo .......................................................... 1g 
Iodeto Potássio ......................................... 2g 
H2O destilada ................................... 300 mL 
* Dissolver os dois sais normalmente com a água. 
Fucsina Fenicada (seg. Ziehl). 
Fucsina Básica ......................................... 1g 
Álcool a 95º ............................................ 10g 
Fenol Fundido .......................................... 5g 
H2O destilada ................................... 100 mL 
OBS: Compras: dar preferência para corantes não preparados a partir de fenol. 
 
RESULTADO 
 
 
CONCLUSÃO 
 11 
5 PESQUISA QUANTITATIVA DE COLIFORMES TOTAIS E TERMOTOLERANTES 
 
5.1- COLIMETRIA 
 
Determinação do Número Mais Provável de coliformes totais em 100 mL de Água (N.M.P.) 
 
I. INTRODUÇÃO 
Este método baseia-se no conhecimento do tipo de distribuição das bactérias suspensas num 
líquido e na teoria das probabilidades. O resultado (NMP) sai em função da combinação matemática do 
número de tubos positivos em cada diluição. Na tabela de Hoskins esses cálculos já estão prontos e basta 
comparar a combinação encontrada. 
Limite de confiança: 95%. 
 
A presença de coliformes na água indica poluição ou contaminação. 
A ausência é evidência de água bacteriologicamente segura. 
 
Lembretes: 
Água com cloro residual: tiossulfato de sódio a 10% (0,1 mL/100 mL de H2O). 
Água com metais pesados: EDTA a 15% (0,3 mL/100 mL de H2O); 
 
Legislação brasileira: Portaria 2914 de dezembro de 2011. 
 
II. OBJETIVO: 
Colimetria: Determinar o número mais provável de coliformes totais e termotolerantes (fecais) em 
100 mL de água. 
 
III. MATERIAL: 
Bateria de 15 tubos de ensaio com tubos de Durhan, pipetas, bico de Bunsen e vidro com tampa 
esmerilhada para coleta de água. 
Meio de cultura: Caldo Lactosado Biliado Verde Brilhante 
 
Método: Fermentação dos tubos múltiplos 
 
 
 
IV. RESULTADO: 
 
 
 
 
V. CONCLUSÃO: 
 
 
 
Observação: o modo de preparo do meio de cultura utilizado nesta prática já se encontra descrito em 
aulas anteriores. 
 
 12 
 
Após verificar os tubos de Caldo Lactosado Biliado Verde Brilhante, repicar os tubos com resultado 
positivo (turvação e produção de gás) em Caldo EC. Incubar a 44,5ºC, em banho-Maria, por 24h. 
Verificar o número de tubos positivos neste meio e prosseguir com a determinação do NMP/100 mL 
na mesma Tabela de Hoskins. 
 13 
TABELA DE HOSKINS 
 
 
Tubos 
positivos 
NMP/ 
100mL 
10 1 0,1 
0 0 0 <1.8 
0 0 1 1.8 
0 0 2 3,8 
0 0 3 5,4 
0 0 4 7,2 
0 0 5 9 
0 1 0 1,8 
0 1 1 3,6 
0 1 2 5,5 
0 1 3 7,3 
0 1 4 9,1 
0 1 5 11 
0 2 0 3,7 
0 2 1 5,5 
0 2 2 7,4 
0 2 3 9,2 
0 2 4 11 
0 2 5 13 
0 3 0 5,6 
0 3 1 7,4 
0 3 2 9,3 
0 3 3 11 
0 3 4 13 
0 3 5 15 
0 4 0 7,5 
0 4 1 9,4 
0 4 2 11 
0 4 3 13 
0 4 4 15 
0 4 5 17 
0 5 0 9,7 
0 5 1 11 
0 5 2 13 
0 5 3 15 
0 5 4 17 
0 5 5 19 
 
Tubos 
positivos 
NMP/ 
100mL 
10 1 0,1 
1 0 0 2 
1 0 1 4 
1 0 2 6 
1 0 3 8 
1 0 4 10 
1 0 5 12 
1 1 0 4 
1 1 1 6,1 
1 1 2 8 
1 1 3 10 
1 1 4 12 
1 1 5 14 
1 2 0 6,1 
1 2 1 8 
1 2 2 10 
1 2 3 12 
1 2 4 15 
1 2 5 17 
1 3 0 8,3 
1 3 1 10 
1 3 2 13 
1 3 3 15 
1 3 4 17 
1 3 5 19 
1 4 0 11 
1 4 1 13 
1 4 2 15 
1 4 3 17 
1 4 4 19 
1 4 5 22 
1 5 0 13 
1 5 1 15 
1 5 2 17 
1 5 3 19 
1 5 4 29 
1 5 5 24 
 
Tubos 
positivos 
NMP/ 
100mL 
10 1 0,1 
2 0 0 4,5 
2 0 1 6,8 
2 0 2 9,1 
2 0 3 12 
2 0 4 14 
2 0 5 16 
2 1 0 6,8 
2 1 1 9,2 
2 1 2 12 
2 1 3 14 
2 1 4 17 
2 1 5 19 
2 2 0 9,3 
2 2 1 12 
2 2 2 14 
2 2 3 17 
2 2 4 19 
2 2 5 22 
2 3 0 12 
2 3 1 14 
2 3 2 17 
2 3 3 20 
2 3 4 22 
2 3 5 25 
2 4 0 15 
2 4 1 17 
2 4 2 20 
2 4 3 23 
2 4 4 25 
2 4 5 28 
2 5 0 17 
2 5 1 20 
2 5 2 23 
2 5 3 26 
2 5 4 29 
2 5 5 32 
 
Tubos 
positivos 
NMP/ 
100mL 
10 1 0,1 
3 0 0 7,8 
3 0 1 11 
3 0 2 13 
3 0 3 16 
3 0 4 20 
3 0 5 23 
3 1 0 11 
3 1 1 14 
3 1 2 17 
3 1 3 20 
3 1 4 23 
3 1 5 27 
3 2 0 14 
3 2 1 17 
3 2 2 20 
3 2 3 24 
3 2 4 27 
3 2 5 31 
3 3 0 17 
3 3 1 21 
3 3 2 24 
3 3 3 28 
3 3 4 31 
3 3 5 35 
3 4 0 21 
3 4 1 24 
3 4 2 26 
3 4 3 32 
3 4 4 36 
3 4 5 40 
3 5 0 25 
3 5 1 29 
3 5 2 32 
3 5 3 37 
3 5 4 41 
3 5 5 45 
 
Tubos 
positivos 
NMP/ 
100mL 
10 1 0,1 
4 0 0 13 
4 0 1 17 
4 0 2 21 
4 0 3 25 
4 0 4 30 
4 0 5 35 
4 1 0 17 
4 1 1 21 
4 1 2 26 
4 1 3 31 
4 1 4 36 
4 1 5 42 
4 2 0 22 
4 2 1 26 
4 2 2 32 
4 2 3 38 
4 2 4 44 
4 2 5 50 
4 3 0 27 
4 3 1 33 
4 3 2 39 
4 3 3 45 
4 3 4 55 
4 3 5 59 
4 4 0 34 
4 4 1 40 
4 4 2 47 
4 4 3 54 
4 4 4 62 
4 4 5 69 
4 5 0 41 
4 5 1 48 
4 5 2 56 
4 5 3 64 
4 5 4 72 
4 5 5 81 
 
Tubos 
positivos 
NMP/ 
100mL 
10 1 0,1 
5 0 0 23 
5 0 1 31 
5 0 2 43 
5 0 3 58 
5 0 4 76 
5 0 5 95 
5 1 0 33 
5 1 1 46 
5 1 2 63 
5 1 3 84 
5 1 4 110 
5 1 5 130 
5 2 0 49 
5 2 1 70 
5 2 2 94 
5 2 3 120 
5 2 4 150 
5 2 5 180 
5 3 0 79 
5 3 1 110 
5 3 2 140 
5 3 3 180 
5 3 4 210 
5 3 5 250 
5 4 0 130 
5 4 1 170 
5 4 2 220 
5 4 3 280 
5 4 4 350 
5 4 5 430 
5 5 0 240 
5 5 1 350 
5 5 2 540 
5 5 3 920 
5 5 4 1600 
5 5 5 >1600 
 
 
 14 
5.2-MEMBRANA FILTRANTE 
 
I. INTRODUÇÃO 
 
 A técnica da filtração em membrana torna possível a determinação mais rápida das densidades 
de coliformes, utilizando maiores volumes de amostras do que no caso dos tubos múltiplos de 
fermentação. O processo fornece um resultado direto da concentração de bactérias, ao invés de uma 
estimativa matemática. 
 Neste método, realiza-se uma filtração a vácuo, utilizando-se de membranas de filtro porosa, na 
qual as bactérias ficam retidas e serão cultivadas quando aderidas às placas com meios de cultura 
adequados. 
Poro da membrana: 0,45m / Bactérias: 0,8 a 11m 
 Após a incubação, verifica-se o número de UFC/100 mL de água analisada. 
 Pode ser realizado para os coliformes totais e para os Estreptococos fecais. 
 O método tem grande utilidade na vigilância da água tratada. 
 
* LIMITAÇÕES PARA O MÉTODO: 
 
- Presença de turbidez (algas e outros materiais capazes de interferir na filtração). 
- Interferência de grande número de micro-organismos que não seja do grupo coliforme. 
 
* VANTAGENS: 
 
- Maior precisão que o N.M.P. (resultado direto); 
- Maior sensibilidade, permitindo examinar volumes maiores de água que o N.M.P; 
- Resultado em tempo mais curto; 
- Filtração da amostra no campo e envio da placa já com a membrana para o laboratório de referência. 
 
II. Objetivo 
 
 Realizar o exame bacteriológico, qualitativo e quantitativo da água através da técnica da 
membrana filtrante. 
 
III. MATERIAL E MÉTODO 
Filtros de acetato de celulose, portas filtros, equipamentos para filtragens a vácuo (bomba de 
vácuo), placas de millipore, placa de Petricomum, vidro c/ rolha esmerilhada p/ coleta de água, pinças, 
lamparinas, álcool e membrana filtrante. 
Meios de cultura: ENDO-C-AGAR ou E.A.M. (Teague)= Cor Roxa / vinho acastanhado 
Enterococcus Agar = Cor Branco Amarelado (Estreptococos fecais). 
 
MÉTODO: Filtração à vácuo e bacteriologia. 
 
Observação importante: Sempre que mudar a amostra de água exame, deve-se lavar o porta-filtro c/ água 
destilada quente ou de preferência, utilizar outro porta-filtro, já esterilizado (Autoclave ou Ultravioleta). 
 
 15 
 
 
 
 
 
 
 
 
 16 
MEIOS DE CULTURA: 
01 – Endo-C-Agar: Modo de preparo, em aulas anteriores.(ou Teague ) 
 
02 – Enterococus Agar: 
Triptose ................................................. 20 g 
Extrato de levedura ................................. 5 g 
Dextrose .................................................. 2 g 
Fosfato dipotássico.................................. 4 g 
Azida sódica ........................................ 0,4 g 
Ágar....................................................... 10 g 
2,3,5-cloreto trifenil tetrazólio .............0,1 g 
* Este meio nos é fornecido desidratado: 
Modo de Preparo: Dissolver 42 g. em um litro de água destilada, aquecer em B.M. até ebulição. Após 
dissolvido, ajustar pH = 7,2, distribuir em placas. 
Observação: Após o crescimento das colônias e interpretação dos resultados, deve-se confeccionar 
lâminas (Gram), a fim de confirmar os resultados encontrados. 
 
IV. RESULTADO: 
 
 
IV. CONCLUSÃO: 
 
 
 
Observações: 
 
Finalidades da Pesquisa do Grupo Coliforme 
1- Fazer o controle de qualidade de águas destinadas: 
a) ao abastecimento público (sem ou com simples desinfecção, ou após tratamento convencional); 
b) à irrigação de hortaliças e plantas; 
c) à recreação de contato primário (natação, esqui-aquático, mergulho); 
d) à piscicultura e a ostreicultura; 
e) à dessedentação de animais, 
f) ao abastecimento industrial (alimento, medicamento), 
g) ao abastecimento de serviços de saúde e de alimentação. 
2 – Fazer o acompanhamento do ponto de vista bacteriológico, dos sistemas: produtor, distribuidor, de 
reservação e da rede de distribuição. 
3 – Para localizar focos de contaminação e realizar sua consequente eliminação. 
 
Finalidades da pesquisa do grupo Enterococcus: 
Estreptococos (Streptococcus faecalis ou Enterococcus faecalis) 
 Cocos Gram (+), geralmente ocorrem aos pares ou em cadeias curtas, crescem bem na presença 
de sais biliares, suportam bem a temperatura de 45ºC, produzem ácido a partir de glicose, 
lactose e do manitol. 
Vantagens: 
 Fazem parte da microbiota intestinal normal 
 Técnicas de cultivo são simples e de baixo custo 
 Não se multiplicam de ordinário, fora do intestino 
 Confirmam a origem fecal do coliforme 
 São mais resistentes a ação do cloro. 
Desvantagem: Estão no intestino, em número inferior ao dos coliformes 
 17 
5.3- SUBSTRATO CROMOGÊNICO DEFINIDO (COLILERT- IDEXX) 
 
Metodologia do Substrato Cromogênico para a determinação do número mais provável de 
coliformes totais e E. coli, semelhante à técnica descrita no Standard Methods for Examination of 
Water and Wastewater, 22ª edição. 
 
I- Introdução: 
O teste para coliformes através do substrato cromogênico utiliza substâncias cromogênicas 
hidrolisáveis para a detecção de enzimas dos coliformes. 
Quando a técnica cromogênica é usada, o grupo coliforme é definido por todas as bactérias 
possuidoras da enzima B-D-galactosidase e capazes de quebrar o substrato cromogênico. Ao contrário 
dos métodos de fermentação da lactose que permitem o crescimento de muitos micro-organismos 
aeróbios e eliminam ou suprimem alguns não coliformes por meio de substâncias químicas inibitórias, 
esta técnica contém nutrientes que são mais seletivos e específicos para crescimento de coliformes. O 
teste pode ser usado qualitativa ou quantitativamente e é atualmente, o 3º método de escolha para a 
determinação de coliformes totais, dependendo da origem da amostra. 
 
II- Princípio: 
Substratos cromogênicos, tal como o orto-nitro-fenil-B-D-galactopiranosídeo (ONPG), são 
usados para detectar a enzima B-D -galactosidase, a qual é produzida por bactérias coliforme totais. A 
enzima B-D-galactosidase hidrolisa o substrato (ONPG) e produz a mudança de cor, o que indica e 
comprova um teste positivo dentro de 24 a 28 horas. 
OBS: Bactérias não coliformes, tal como Aeromonas sp e Pseudomonas sp, que produzem pequenas 
quantidades da enzima, são suprimidas e não produzirão uma resposta positiva dentro de 28 horas, a 
menos que estejam presentes mais que 10.000 UFC/mL de amostra. 
 
Meio de cultura e seu mecanismo: 
O Sistema Colilert (IDEXX) é composto pelos substratos definidos como ONPG- MUG. 
 
 Nutrientes para coliformes totais (ONPG): 
 Açúcar: B-D-galactopiranosídeo 
 Enzima: B-D-galactosidase 
 Radical orgânico cromogênico: orto-nitro-fenil. 
 Coliforme Total: hidrólise do ONPG, liberando o orto-nitro-fenol que apresenta coloração amarela; 
 
 Nutrientes para E. coli (MUG): 
 Açúcar: B-D-glucuronídeo 
 Enzima: B-D-glicuronidase 
 Radical orgânico cromogênico: 4-metil-umbeliferil 
 E. coli: hidrólise do MUG, liberando o 4-metil-umbeliferone que produz fluorescência. 
 
III- Aplicações: 
O teste é recomendado para as análises de água tratada e água natural. Inicialmente, os 
laboratórios planejaram usar esse procedimento, procurando determinar se havia reprodutibilidade, 
quando comparado aos testes padrões, obtendo resultados satisfatórios. 
 
IV- Interferentes: 
Água natural contendo matéria orgânica ou apresentando cor: deve-se comparar as cartelas 
incubadas com cartelas contendo apenas a amostra. 
OBS: Não se usa o teste substrato cromogênico para identificar culturas presuntivas de coliformes ou 
colônias coliformes da membrana filtrante, porque o substrato pode ser parcialmente metabolizado pelo 
inóculo com produção de pequena quantidade de B-galactosidase produzida por não coliformes, 
causando falso positivo. 
 18 
 
 V- Material: 
 Seladora Quanti-Tray; 
 Cartelas Quanti-Tray: 
 51 cavidades: faz contagem direta até 200,5 NMP; 
 97 cavidades de dois tamanhos: faz contagem direta de até 2419 NMP. 
 Frasco estéril de 100 mL para coleta de água; 
 Frasconete com meio de cultura desidratado (contendo substrato ONPG-MUG); 
 Incubadora a 35º C; 
 lâmpada UV (365nm e 6 Watts); 
 Tabela específica. 
 
VI- Técnica: 
 Adicionar o conteúdo dos frasconetes (Colilert) em 100 mL da amostra; 
 Agitar o frasco no mínimo25 vezes para homogeneizar micro-organismos, flagelos que poderiam 
estar aderidos ao frasco; 
 Passar a mistura (100 mL da amostra + Colilert) para a cartela; 
 Introduzir a cartela contendo a mistura na seladora para a selagem; 
 Incubar a cartela por 24 a 28 horas a 35º C; 
 Fazer a leitura sob luz natural e lâmpada UV. 
 
VII- Resultados: 
Célula transparente na cartela = Negativo para coliformes Totais e E. coli 
Célula amarela na cartela = Positivo para coliforme total 
Célula Fluorescente na cartela = Positivo para E. coli 
 
VIII- Vantagens do Método Colilert através da Cartela: 
 Tempo de manipulação: 2 minutos; 
 Detecção simultânea para coliforme total e E. coli; 
 Resultados prontos em 24 horas; 
 Resultados fáceis de serem interpretados e não necessitam de confirmação; 
 Detecção de um único organismo em 100 mL de amostra; 
 Recupera as bactérias lesadas e estressadas. 
 
IX- RESULTADO: 
 
 
 
 
X- CONCLUSÃO: 
 
 
 19 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 20 
 
 21 
6 EXAME BACTERIOLÓGICO DOS UTENSÍLIOS DE MESA E DAS MÃOS 
 
I. INTRODUÇÃO 
 Muitas vezes adquirimos doenças através dos utensílios que utilizamos e/ou dos manipuladores 
de alimentos. 
 Por isso são muito importantes: Educação Sanitária, Legislação e fiscalização. 
 Mãos e utensílios fazem parte da cadeia esquemática de transmissão de doenças. 
 
Micro-organismos 
oriundos das 
 vias aéreas 
 excretas 
 pele 
Mãos 
Profissionais de saúde/ 
Manipuladores de alimentosDOENÇAS 
Artigos 
Superfície, equipamentos e Utensílios de mesa 
 
 
 
Mãos: 
 1848 Semmelweis – importância da lavagem das mãos. 
 Microbiota: 
Residente: bactérias Gram, que não são facilmente removíveis, entretanto podem ser reduzidas por 
antissépticos. Localizam-se nas fendas das mãos, no interior do folículo piloso e principalmente em volta 
e sob as unhas. São de baixa virulência. (problema: imunodeprimidos em procedimentos invasivos) 
Transitória: bactérias Gram  e o estafilococo, que são passageiras e viáveis apenas por um curto período 
de tempo. Superfície da pele, junto às gorduras e sujidades (contaminantes). Esta microbiota é 
frequentemente responsável pelas infecções hospitalares e pode ser reduzida com a lavagem básica das 
mãos. 
 
Profilaxia das doenças veiculadas pelas mãos: 
 Educação sanitária e treinamento 
 Exame de saúde 
 Observação da GMP, regras básicas de higiene pessoal e do meio ambiente (lavagem das mãos, uso 
de luvas, acondicionamento e destino correto do lixo...) 
Lavagem das mãos: 
 Básica: água corrente e sabão 
 Básica + antissepsia: água corrente e sabão; antisséptico ou degermante. 
Materiais necessários: 
 Sabões; Sabonete; Sabão/sabonete antimicrobiano (barra pequena); Sabão líquido 
 Antissépticos 
 Água corrente (torneiras sensíveis a aproximação, de único toque, acionadas com o joelho) 
 Papel toalha 
 Lixeira com pedal 
 Antissépticos 
a. Soluções degermantes: 
 PVPI a 10% (1% de iodo livre). 
 Clorexidina a 4% (4% de álcool etílico) 
b. Soluções alcoólicas para antissepsia das mãos 
 Álcool iodado a 0,5% ou 1%, com ou sem 2% de glicerina 
 Álcool etílico a 77% v/v, com ou sem 2% de glicerina 
 
 
 
 
 
 22 
LAVAGEM DAS MÃOS NA ÁREA DE PRODUÇÃO DE ALIMENTOS: 
 
 Para higienização das mãos nas áreas de processamento de produtos crus e cozidos, são 
necessários: 
 Sabonete líquido + antisséptico ou degermante 
 Papel toalha 
 Lixeira com pedal 
 Torneira com água potável. 
 
Frequência: 
 Os funcionários devem lavar as mãos sempre que: 
 Chegar ao trabalho 
 Utilizar sanitários 
 Tossir, espirrar, assoar o nariz 
 Utilizar panos de limpeza 
 Fumar 
 Recolher lixo e outros resíduos 
 Tocar em sacarias, caixas, garrafas e sapatos 
 Tocar em alimentos não higienizados ou crus 
 Pegar em dinheiro 
 Houver interrupção do serviço 
 Ao iniciar um novo serviço 
 Antes de tocar em utensílios higienizados 
 Antes de colocar luvas 
Técnica: 
 Lavar mãos e antebraços, friccionando-os por pelo menos 1 minuto. 
 
 
PROCESSAMENTO DE UTENSÍLIOS DE MESA: 
 
 Padrões americanos (EUA/Canadá) - é permitido no máximo 100 bactérias/utensílio de mesa. 
 Profilaxia – técnicas. 
 Lavagem com água e sabão 
 Enxágue 
 Desinfecção dos utensílios 
 Física: calor – água fervente ou a 80°C por 15’ 
Máquina de lavar louças: 
Lavagem: 55 a 65°C 
Enxágue: 80 a 90°C. 
 Química 
Cloro a 1% por 30’ e enxágue 
Cloro a 0,02% por 60’ e secar. 
Álcool 70% - friccionar e deixar secar espontaneamente. 
 
OBJETIVOS: 
Verificar a presença de contaminação bacteriana nas mãos e utensílios de mesa através do exame 
bacteriológico dos mesmos. 
Avaliar a importância da lavagem correta das mãos. 
 
II. MATERIAL 
Utensílios de mesa, mãos de voluntários, tubos de ensaios e de Durhan, estantes, estufa a 37ºC, pipetas, 
tubos com 9 mL de água destilada fosfatada estéril, placas de Petri, zaragatoa estéril, béquer, tubos de 
ensaio com 4 mL de água tamponada fosfatada estéril e bico de bunsen. 
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Meios de cultura: Ágar Simples, Caldo Lactosado ou LST e Caldo Glicose Azida. 
 
(PCA) Ágar para a contagem padrão e Caldo Lactosado – preparo – aulas anteriores 
 
Caldo Glicose Azida 
Extrato de carne....................4,8g 
Peptona ..................10g 
Caseína…………………15g 
Glicose………………….7,5g 
NaCl................................7,5 
Azida sódica...................0,2g 
 Se os Estreptococos estiverem presentes – ocorre turvação do meio com viragem de cor (roxo-
amarelo) e surgimento de precipitado branco. Para dar continuidade pode-se utilizar do caldo etil violeta 
azida. 
 
Método: diluição seriada, fermentação e plaqueamento em profundidade. 
 
 
III. RESULTADO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
IV. CONCLUSÃO 
 
 
Obs: acrescentar púpura de bromocresol.........0,013g 
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