'Bioengenharia e biotecnologia' relatório

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
Fernanda Oliveira Dias 
R.A: 2146324 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE BIOENGENHARIA E BIOTECNOLOGIA APLICADA A 
BIOMEDICINA 
Prof.º Roberta 
 
 
 
 
 
2023 
São Paulo – SP – Polo Tatuapé 
 
 
INTRODUÇÃO 
Bio significa vida, associada a palavra tecnologia tem como conceito melhorar e criar 
ferramentas biológicas. A biotecnologia abrange diversas áreas como: alimentícia, industrial, 
farmacêutica, cosmetológica etc. (BRUNO, A. N. et al. 2014) 
A biotecnologia é uma ciência futurística, sempre visando a evolução. Como exemplo 
temos as leveduras, que por meio delas, com o estudo, conhecimento e testes obtivemos queijos, 
bebidas fermentadas, antibióticos dentre outros. Esse tipo de conhecimento foi obtido por meio 
da biotecnologia antiga, a cerca de 10 mil anos atrás. Além das leveduras, temos um impacto 
genético com o marco da clonagem da ovelha Dolly, a descoberta da dupla fita do DNA, 
genômica, enfim, um grande marco da biotecnologia clássica. Esse conhecimento teve como 
estopim a segunda guerra mundial, que proporcionou descobertas como a penicilina, acetona 
etc. (BRUNO, A. N. et al. 2014) 
Chamamos de biotecnologia, todo produto produzido com organismos vivos para 
melhoria ou fabricação de alimentos, vacinas, clonagem etc. Nesse roteiro vamos abordar a 
tecnologia que envolve a extração de DNA, a fabricação de primers, proteases, leveduras e 
fungos. (BORZANI, W., SCHMIDELL, W., LIMA, U.A., AQUARONE, E. 2001) 
A extração de DNA permite que possamos identificar doenças genéticas, vírus e 
bactérias, criar organismos modificados no intuito de produzir insulina, antibióticos como a 
penicilina e hormônios. (VITOLO, M. 2014) 
Já com o PCR ou reação em cadeia da polimerase, consegue ampliar ou copiar uma 
região do DNA específica através de primers. Método que hoje faz-se extremamente necessário 
principalmente na fase da pandemia para determinar quem estava ou não contaminado com o 
SARS-CoV-2. (BORZANI, W., SCHMIDELL, W., LIMA, U.A., AQUARONE, E. 2001) 
Esses e outros assuntos como enzimas e suas funções na indústria serão abordados 
durante o roteiro, e nele iremos abordar experimentos e aplicabilidade da biotecnologia. 
 
 
 
AULA 01 – ROTEIRO 01 – EXTRAÇÃO DE DNA 
Objetivo: Extração de DNA de cebola utilizando produtos de uso doméstico (detergente 
para lavar louça, sal de cozinha e álcool). 
A extração de ácidos nucleicos (DNA e/ou RNA) geralmente é a primeira de várias 
etapas para o estudo da biologia molecular de qualquer organismo. Nesta aula, serão utilizados 
produtos de uso doméstico para a extração de DNA da cebola (Allium cepa), para demonstrar 
que procedimentos para extração de ácidos nucleicos são simples e podem ser executados 
mesmo em laboratórios sem infraestrutura específica para esse fim. 
PROCEDIMENTOS: 
1. Rale a cebola e coloque o material ralado em um dos frascos (retirar as sépalas). 
2. Adicione 100 mL de uma solução feita com 80 mL de água quente, 20 mL de 
detergente e uma colher de sopa de sal (NaCl) – solução de lise. Misture bem a 
solução com a cebola ralada. Aguardar aproximadamente 5-10 min. 
3. Coloque o frasco com a cebola ralada em um banho de gelo (recipiente com um 
pouco de água e gelo). À medida que a suspensão onde está a cebola ralada esfriar, 
deverá ser possível observar que o líquido parece estar “talhando” (formando 
grumos). 
4. Quando a suspensão com a cebola ralada estiver fria, filtre-a com gaze e colete o 
líquido filtrado em um frasco limpo. 
5. Incline o frasco de vidro com o líquido filtrado (ângulo de 30º a 40º) e derrame 
vagarosamente, pela parede lateral, o álcool gelado. Você verá que o álcool não se 
mistura prontamente com a solução filtrada, havendo a formação de duas fases (na 
superior fica o álcool). Entre as duas fases, é possível observar a formação de um 
precipitado com aspecto de “fiapos” esbranquiçados, que são os ácidos nucleicos. 
6. Com a ajuda do bastão ou da pipeta de vidro, é possível enrolar os ácidos nucleicos 
que estão precipitando, ou seja, você pode “pescar” o DNA da cebola. 
7. Uma vez enrolados no bastão, os ácidos nucleicos devem secar por alguns minutos 
ao ar para a evaporação do etanol; depois, o material deve ser transferido da 
extremidade do bastão para um tubo com 0,5 mL de água destilada. Assim, a amostra 
será reidratada rapidamente e o DNA em solução poderá posteriormente ser 
analisado por eletroforese em gel de agarose (caso tenha os aparelhos para tal). 
 
MATERIAIS E MÉTODOS 
Cebola, cubeta, água quente, detergente e NaCl (solução de lise) , gelo, etanol gelado, 
bastão de vidro, tubo, água destilada e aparelho de eletroforese e gel de agarose. 
Imagem do meu arquivo pessoal 
CONCLUSÃO 
Ao passar no aparelho de eletroforese o resultado foi inconclusivo, não houve material 
genético suficiente. 
Imagem do meu arquivo pessoal 
AULA 01 – ROTEIRO 02 – DESENHO DE OLIGONUCLEOTÍDEOS (primers) 
Objetivo: Introduzir os bancos de dados de anotação genômica e apresentar as 
ferramentas de bioinformática, como o primer blast. Fundamento: os oligonucleotídeos 
iniciadores (primers) são necessários para a síntese de DNA in vitro. O desenho de iniciadores 
adequados é importante para o bom rendimento da reação de PCR. O iniciador direto (forward) 
amplifica fragmentos na mesma direção da transcrição, enquanto o iniciador Reverso (reverse) 
amplifica fragmentos na direção inversa à transcrição. Atualmente, estão disponíveis diversos 
softwares para o desenho de primers. Contudo, certas recomendações devem ser seguidas e a 
análise visual detalhada é primordial para a escolha do par correto. 
Os primers são muito importantes nas reações de PCR, em tempo real, para o 
diagnóstico da COVID-19. Para a realização dessa reação são desenhados primers específicos 
para as 3 regiões do RNA viral, o gene que codifica para o nucleocapsídeo (N), o que codifica 
para RdRp (RNA polimerase dependente de RNA) e o envelope (E). A avaliação desses genes 
por PCR, em tempo real, permite avaliar se o paciente está ou não contaminado pelo vírus. A 
seguir, são listadas algumas regras essenciais para o desenho de primers: 
1. Presença de uma extremidade OH livre no carbono 3’; 
2. Conteúdo GC bem distribuído em todo o primer (35% a 60%); 
3. Complementaridade com a fita molde (é tolerável algum mau pareamento ou 
mismatch, exceto na extremidade 3’); 
4. Temperatura de pareamento (52 a 58 ºC, e não passar de 5 ºC de diferença, entre o 
direto e o reverso); 
5. Tamanho do primer (18 a 24 nt); 
6. Distância máxima e mínima entre os primers (20 pb a 20 Kb; média: 100 pb e 5 Kb); 
7. Concentração iônica ideal da solução (50 mM de MgCl2); 
8. Evitar self-annealing (autopareamento) e dimers (dímeros). 
MATERIAL: 
Esta aula deverá ser desenvolvida no laboratório de informática. Os alunos irão precisar de 
acesso à internet. Tarefas a serem realizadas no computador: 
1. Entrar no site: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/; 
2. Escolher a base de dados “genome” e digitar “sars cov 2” na busca; 
3. Discutir com os alunos as informações apresentadas; 
4. Clicar no link que aparece em “RefSeq”; 
5. Após, clicar em FASTA (sequência completa do DNA) e Grafics (Organização genômi- 
ca com a posição dos genes). Aproveitar para introduzir o conceito de ORF e discutir 
com os alunos alguns genes apresentados; 
6. Copiar a referência do genoma no NCBI NC_045512.2; 
7. Entrar no site: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast/; 
8. Colar a referência copiada no primeiro quadro branco que aparece [Enter accession, 
gi, or FASTA sequence (A refseq record is preferred)]; 
9. Clicar em “Get primers”, no final da página; 
10. Aguardar a sugestão de primers pelo programa e discutir com os alunos os parâmetros 
apresentados (tamanho, temperatura de melting, conteúdo GC, autocomple- 
mentariedade); 
11. Cheque os seus resultados e eleja a melhor opção, justificando-a;12. Desenhe os novos primers, alterando os parâmetros. 
EXERCÍCIOS: 
1. A qual organismo pertence a sequência trabalhada? A que tipo de produto ela 
corresponde? SARS-CoV-2 
2. Qual seria melhor: um primer com o tamanho igual a 15 ou igual a 23 b (considere as 
condições ideais iguais para os demais parâmetros)? Justifique. 23 b pois quanto mais 
bases menor o índice de especificidade 
3. Por que é importante considerar a temperatura de pareamento na hora de confeccionar o 
primer? A temperatura de pareamento ou TM se for muito alta não irá anelar, e se for 
muito baixa terá muitos anelamentos (inespecíficos) 
4. Quais parâmetros devem ser analisados na síntese de primers para o PCR? TM, tamanho 
do primer (18 a 23 b), quantidade de guanina e citosina e o dímero do primer. 
 
CONCLUSÃO 
Com está ferramenta é possível identificar o organismo, desenhar primers, e identificar 
dados importantes sobre o tipo de gene que iremos analisar, treinar este tipo de ferramenta será 
essencial para trabalhar com biologia molecular. Durante o roteiro acessamos o computador da 
faculdade aonde aprendemos o básico sobre desenhar primes e fazer pesquisa sobre doenças. 
 
Imagem do meu arquivo pessoal 
Quando desenhamos o primer selecionamos a melhor opção, no caso acima a melhor 
opção seria o primer 01 que possui o TM mais próximo. É importante levar em consideração 
as especificações do material para selecionar um primer adequado, além disso, existem 
parâmetros a serem seguidos ao desenhar um primer. 
 
AULA 02 – ROTEIRO 01 – OBSERVAÇÃO DE LEVEDURAS 
Objetivo:As leveduras ou fermentos são microrganismos de grande importância 
econômica. Como agentes biológicos da fermentação alcoólica, as leveduras participam tanto 
na produção de biocombustíveis (etanol de cana-de-açúcar) como na indústria de alimentos 
(pães, bolos, bebidas alcoólicas). 
 
PROCEDIMENTOS: 
 
A. Observação macroscópica 
Observar e comparar a textura, a cor e o cheiro do fermento seco e do fermento fresco. 
 Cor Cheiro Textura Umidade 
FRESCO + ++++ Pastoso ++++ 
SECO +++ + Granulado - 
 
B. Observação microscópica 
Observar, no microscópio, um pouco de levedura fresca em uma gota de água. 
C. Observação de colônias 
1. Abrir um pacote de fermento e, com uma espátula bem limpa, transferir uma 
pitada de fermento para um tubo de ensaio com 5 mL de água esterilizada. 
2. Molhar um cotonete na suspensão de leveduras. 
3. Em condições assépticas, abrir a placa e deslizar o cotonete sobre a superfície 
do meio nutriente. 
4. Fechar a placa. 
5. Incubar a temperatura ambiente de 48 a 72 horas. 
6. Observar as colônias. 
7. Desenhar ou fotografar as colônias. 
8. Pode-se fazer coloração de Gram ou tinta nanquim. 
9. Discutir sobre o uso de leveduras em biotecnologia com artigos. 
10. Recomenda-se a leitura do artigo disponível em: 
http://www.biotecnologia.com.br/Revista/bio12/proteinas.pdf. 
 
Usamos uma placa Petri com colônia do fungo sabourad, com ajuda de um swab 
umedecido em água para injeção, raspamos um pouco do fungo e passamos para uma placa 
Petri nova com espalhamento em zigzag e colocamos em estufa. 
Como não obtivemos o resultado imediato da colônia por necessitar 48/72h para crescer, 
observamos o material já disponível no laboratório feito por outras turmas. 
http://www.biotecnologia.com.br/Revista/bio12/proteinas.pdf
 
Imagem do meu arquivo pessoal 
 
 
MATERIAIS 
• Levedura seca 
• Levedura fresca 
• Azul de metileno 
• Azul de astra 
• Lâminas e lamínulas, álcool, água destilada e microscópio. 
Lâmina de fermento fresco com azul astra: 
Imagem do meu arquivo pessoal 
Lâmina de fermento seco com azul de metileno: 
Imagem do meu arquivo pessoal 
CONCLUSÃO 
Durante a aula foi nos dado o embasamento teórico sobre a importância da levedura 
para a biotecnologia a nível industrial. Na aula iniciamos fazendo a fixação das lâminas, meu 
grupo usou o corante Astra e azul de metileno por 2min nas leveduras, lavamos com água 
destilada, fixamos a lamínula com álcool 70%. Por fim, visualizamos no microscópio as 
leveduras, ambas em formato arredondado, porém, a seca aparentava ser um pouco menor, 
provavelmente pelo seu ressecamento. 
Em relação ao cultivo de fungos e bactérias, estes se fazem úteis em antibiograma, além 
de ser um meio qualitativo para leveduras, fungos e outros microrganismos. 
 
AULA 02 – ROTEIRO 02 – AS PROTEASES NOS PRODUTOS COMERCIAIS 
Objetivo: Identificar a presença de proteases nos produtos comerciais para a lavagem 
de roupas. As enzimas nas máquinas de lavar roupas. 
Nos produtos comerciais para a lavagem de roupas, as enzimas se encontram em 
proporção de 1% a 2%, às vezes ainda menor. No entanto, essa quantidade é considerada 
suficiente porque, sendo catalisadores, as enzimas se recuperam intactas ao finalizar a reação 
química que promovem. Seu papel é aproximar as moléculas, diminuindo a energia necessária 
para formar ou romper uma ligação química. 
Além de eficientes, as enzimas são específicas. Como um sistema de chave e fechadura, 
cada uma exerce sua ação sobre um substrato específico: as proteases atuam sobre as proteínas; 
as amilases, sobre o amido; as lipases, sobre gorduras e azeites; e as celulases, sobre a celulose. 
As enzimas são proteínas e, por conseguinte, biodegradáveis. As enzimas incluídas nos 
produtos para lavagem de roupas eliminam a necessidade de esfregar, um trabalho pesado e que 
desgasta as roupas. Contudo, é necessário deixar as peças de molho durante um tempo para 
facilitar a ação das enzimas. Estas hidrolisam as substâncias orgânicas específicas, 
fragmentando-as e facilitando sua remoção. 
Na lavagem de roupas, as enzimas utilizadas respondem a condições determinadas de 
temperatura (200 a 500º C) e pH (alcalino, entre 9 e 11). Evita-se, assim, o aquecimento da 
água para lavar a roupa, assegurando-se também a coexistência da enzima com o surfactante. 
 A remoção de manchas 
As manchas podem ser constituídas por proteínas, amido e outros carboidratos, ácidos 
graxos e lipídios, sais inorgânicos, argila e pigmentos. 
As principais enzimas das máquinas de lavar roupas são as proteases e as amilases. Em 
geral, estas hidrolisam seus respectivos substratos quando os encontram na roupa, mas também 
eliminam as manchas por digestão das proteínas que as grudam ao tecido. 
Durante a lavagem, as lipases não eliminam mais do que a quarta parte das manchas 
específicas; porém, elas apresentam um efeito de tipo residual particularmente interessante. 
Adsorvidas pelos lipídios, as lipases não são eliminadas totalmente no enxágue. Além 
de continuar agindo durante a secagem, facilitam a remoção da mancha na lavagem seguinte. 
Também são incluídas celulases para remover as fibrilas que formam bolinhas 
desagradáveis no tecido, com o objetivo de melhorar o aspecto das roupas, suavizando-as ao 
tato e realçando suas cores. 
 
ATIVIDADE PRÁTICA 
Os produtos para lavagem de roupas comprados em armazéns e supermercados têm sua 
composição detalhada na embalagem. Nem todos levam enzimas. As proteases são enzimas que 
fragmentam as proteínas que pigmentam algumas manchas, facilitando sua remoção. 
Como identificar a presença de proteases em um produto? 
 
PROCEDIMENTOS: 
1. Rotular os copos (controle, produto 1, produto 2, produto 3 e produto 4). 
2. Preparar a gelatina conforme as instruções da embalagem. 
3. Distribuir quantidades iguais nos 5 copos e completar os passos 4, 5 e 6. 
4. Colocar 1 colher de água em um dos copos (controle) e misturar bem. 
5. Colocar 1 colher do primeiro produto no copo correspondente e misturar bem. 
6. Repetir o item anterior com os produtos restantes. 
7. Depois de duas horas, colocar na geladeira, até que a gelatina do copo controle 
solidifique. 
8. Observar se a gelatina solidificou ou não nos copos restantes. 
9. Interpretar os resultados. 
O procedimento não apresenta maiores dificuldades.Se a gelatina não solidificar, o 
produto contém proteases. Contudo, se a gelatina solidificar, o resultado pode ser considerado 
ambíguo: o produto não tem proteases ou simplesmente não conseguimos detectá-las (devido 
ao tempo insuficiente de incubação, por exemplo). 
Como as proteases são as enzimas mais frequentes nos produtos para lavar roupas, é 
provável que algum deles forneça um resultado positivo. Um bom indício relativo à presença 
de proteases é o conselho, na embalagem, de evitar o uso do produto para lavar lã e seda. 
Dependendo do contexto, pode-se realizar essa atividade como um teste cego, 
identificando os produtos só quando finalizar a atividade. 
 
MATERIAIS 
1. Sabão Ipê 
2. Sabão Ases 
3. Sabão Brilhante 
• Gelatina sem sabor incolor 
• Banho Maria 
• Geladeira 
Separamos quatro frascos dos quais foram numerados de 1 a 3 e o quarto foi nomeado 
controle. 
Nosso controle foi classificado como (-) sendo esperado que seu estado permaneça 
solido. Já os sabões por “conterem” enzimas espera-se que após um tempo fiquem em estado 
líquido ou minimamente semi solido. 
CONCLUSÃO 
Após os testes os sabões ases e brilhante não tiveram a reação esperada, já o sabão Ipê 
ao final da aula obteve a reação esperada, que seria a ação das enzimas sobre a proteína da 
gelatina. Porém a professora, trouxe algumas marcas e experiências com outras marcas. 
Possivelmente, os sabões ases e brilhante não contém proteases. Seria necessário mais 
testes para uma avaliação assertiva. 
Houve reação (+) Não houve reação (-) 
Ipê Brilhante 
 Ases 
 
AULA 02 – ROTEIRO 03 – BIOPLASTICOS/PLÁSTICOS DE AMIDO 
Objetivo: Preparar um bioplástico a partir de amido e óleo vegetal. A transformação de 
um polímero de origem biológica em bioplástico ocorre quando se altera sua estrutura com 
alguma substância dispersante. Nesta atividade, o óleo vegetal cumpre a função de agente 
dispersante do amido (polissacarídeo). 
PROCEDIMENTOS: 
1. Misturar em um saco plástico 2 colheres de sopa de amido, 2 colheres de sopa de 
água e umas gotas de corante para alimentos. 
2. Acrescentar 4 ou 5 gotas de óleo vegetal no saco plástico e misturar muito bem o 
conteúdo. 
3. Fechar o saco, deixando uma abertura na ponta. 
4. Esquentar no micro-ondas por 30 ou 40 segundos. 
5. Aguardar até a temperatura abaixar e distribuir em formas. 
6. Deixar secar a temperatura ambiente. 
7. Analisar algumas das características do bioplástico obtido (dureza, flexibilidade, 
degradabilidade, por exemplo). 
Controle: repetir o procedimento, substituindo, no item 2, o óleo vegetal por água 
Trata-se de uma atividade muito simples que sempre tem sucesso. Na hora de retirar o 
saco plástico do forno micro-ondas, devem-se extremar os cuidados para evitar queimaduras. 
À medida que o plástico vai secando, perde a flexibilidade e, depois de um ou dois dias, fica 
rígido. 
Comparar os bioplásticos obtidos com diferentes fontes: maisena, farinha de trigo, 
fécula de batata, fécula de mandioca etc. Comparar os bioplásticos obtidos com diferentes 
dispersantes: óleo de soja, óleo de girassol, óleo de milho etc. 
Modificar as proporções de maisena e óleo. 
MATERIAIS 
Amido de milho, óleo vegetal, corante e água. 
Usamos um saco plástico e nos separamos em quatro grupos: grupo Ian, grupo Cida, 
grupo Vanessa e grupo Priscila. Separamos sacos: saco A (contendo óleo vegetal, amido, água 
e corante), saco B (contendo amido, água e corante) e a professora fez um saco C (contendo 
amido, água, corante e muito óleo vegetal) 
Cada grupo colocou duas espátulas de amido em cada saco, variando quantidade de 
corante, água variando de 25mL a 30mL e aproximadamente 5 gotas de óleo para os sacos A. 
Após homogeneizar os conteúdos de ambos os sacos todos foram ao micro-ondas por 
40 segundos. Então analisamos os seguintes parâmetros: flexibilidade, dureza e 
degradabilidade. 
 Flexibilidade Dureza Degradabilidade 
Grupo Ian B>A B>A B>A 
Grupo Cida A>B B>A B>A 
Grupo Vanessa B>A B>A B>A 
Grupo Priscila A>B A>B A>B 
 
CONCLUSÃO 
Apesar da variação nos resultados, a grande maioria teve a mesma impressão de que 
sem o óleo o bioplástico é mais flexível e mais degradável. 
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
BRUNO, A. N. et al. Biotecnologia I: princípios e métodos. Porto Alegre: Artmed, 
2014. (Tekne). 
BORZANI, W., SCHMIDELL, W., LIMA, U.A., AQUARONE, E. Biotecnologia 
Industrial –Fundamentos (Vol 1). São Paulo: Edgard Blucher Ltda, 2001. 
VITOLO, M. Biotecnologia farmacêutica: Aspectos sobre aplicação industrial, 
Editora Edgard Blucher Ltda, 2014.