COPROLOGIA E PARASITOLOGIA - AULA 5

Prévia do material em texto

Exame Parasitológico 
Disciplina: FBC0538 - Diagnóstico Laboratorial de Infecções Fúngicas e Parasitárias
FCF-USP
Escarro ( expectorado ou aspirado )
Fígado e Pulmão;
Sangue, Nódulos linfáticos, Medula Óssea e Baço;
Úlceras Cutâneas, Urina;
Biópsia ou Curetagem nas bordas das lesões;
LCR;
Tecidos ( musculares e Subcutâneo);
Raspados e Material de Biópsia Córnea;
Fezes.
Exame Parasitológico
Coleta e Preservação de amostras fecais
Tipos de amostras:				
Fezes emitidas espontaneamente
Fezes emitidas através do uso de laxantes: fosfato de sódio e sulfato de sódio tamponado
Coleta e Preservação de amostras fecais
Fatores considerados na coleta das fezes:
	Tipo de recipiente utilizado para coleta
	Idade da amostra
	Volume de material
	Utilização de medicamentos interferentes
Coleta e Preservação de amostras fecais
Informações básicas:
Nome do paciente
Número de identificação
Idade
Data e horário da coleta
Nome do médico (opcional)
Coleta e Preservação de amostras fecais
Coleta de fezes sem conservantes:
	As fezes devem ser recolhidas em recipientes limpos isentos de 	contaminação com urina ou com outros elementos do meio externo 
	Coletar 3 amostras com 2 dias ou mais de intervalo
	Não ingerir os seguintes medicamentos antes da coleta: antibióticos, 	antidiarréicos, hidróxido de magnésio, bário e óleo mineral
Coleta e Preservação de amostras fecais
Estabilidade das Amostras após a evacuação
Líquidas: Até 30 minutos
Pastosas: Até 1 hora
Sólidas: Até 24 horas
Coleta e Preservação de amostras fecais
Preservação das amostras:
Refrigeração (3-5°C) - Preservação de ovos e cistos por vários dias
Larvas de S. stercoralis e de ancilostomídeos podem sofrer alterações morfológicas, assim como trofozoítos de protozoários
Coleta e Preservação de amostras fecais
Preservação das amostras:
Conservantes/Fixadores (1:3)
	Formaldeído 5 ou 10%
	MIF (mertiolato-iodo-formaldeído)
	SAF (acetato de sódio-ácido acético-formaldeído)
	APV (álcool polivinílico)
	Schaudinn
	Bicromato de potássio  para oocistos de coccídios
Exame MACROSCÓPICO
Consistência das fezes (formadas, pastosas, cíbalos, diarréicas ou líquidas)
Aspecto fecal (normal, mucosa, sanguinolenta ou mucos-sanguinolenta)
Exame da superfície da amostra ( proglotes de Taenia, Ascaris ou Enterobius adulto.
Exame MICROSCÓPICO
Métodos diretos 
Técnicas de concentração (gerais e específicos)
Métodos de contagem
Métodos especiais e de coloração
Visam demonstrar a presença de: ovos e larvas de helmintos; cistos ou trofozoítos de protozoários; oocistos ou esporocistos de coccídios e esporos de microsporídios
I. Métodos Diretos:
Exame direto a fresco 		
Exame direto com lugol
Procedimentos eficazes apenas nas infestações maciças.
É um método bastante econômico, mas requer bastante prática por parte do examinador. Deve ser utilizado juntamente com outras técnicas, leitura com objetivas de 10 e 40X
II.Técnicas de Concentração
1. Técnica de Sedimentação (Lutz, 1919; Hoffman, Pons e Janer, 1934)
Princípio: Sedimentação espontânea
Finalidade: Método de escolha para a pesquisa de ovos pesados, como os de Schistosoma mansoni, sendo muito útil também para a pesquisa de outros ovos e larvas de helmintos e cistos de protozoários.
Filtrar em 
cálice
Lâmina + Lugol
 + lâmínula
Técnica de Hoffman
2-24h
Parasitos
Microscópio
100 e 400X
Fezes
+
H2O
https://www.youtube.com/watch?v=t4XECGahNuI
Técnica de Hoffman
II. Técnica de concentração
2. Técnica de Faust e colaboradores (1938)
	
Princípio: Concentração baseado na centrifugo-flutuação em sulfato de zinco de densidade 1,18 para amostra sem conservante e 1,20 para amostra com conservante. 
Finalidade: Técnica específica para cistos de protozoários e ovos leves de helmintos (ovos de Schistosoma mansoni, larvas e ovos inférteis de Ascaris lumbricoides poderão ser eventualmente encontrados).
Fezes
+
H2O
Filtrar em 
tubo de
ensaio
Sulfato
de zinco
Lavar 3x
 Parasitas
Detritos
Sulfato 
de zinco
(dens.=1,18)
Alça de platina
Lâmina + Lugol
 + lâmínula
Microscópio
100 e 400X
Técnica de Faust
Técnica de Faust
https://www.youtube.com/watch?v=X0Qjp4URRlU
II. Técnica de concentração
3. Técnica de Ritchie (1948)	
Também conhecido por método de concentração em formol-éter ou acetato de etila. 
Princípio: Centrifugo-sedimentação.
Finalidade: É recomendado para cistos de protozoários, ovos e larvas de helmintos, incluindo os ovos de Schistosoma mansoni.
Filtrar em 
cálice
Fezes
+
H2O
Formol 10 + éter ou
Acetato de etila
Transferir para
 tubo de ensaio e centrifugar
 Parasitos
Acetato de etila
Formol
Detritos
Lâmina + Lugol
 + lâmínula
c
Microscópio
100 e 400X
Técnica de Ritchie
Técnica de Ritchie
https://www.youtube.com/watch?v=wjgjYIpo9Hg
II. Técnica de concentração
4. Técnica de Willis (1921)
	
Princípio: O método é baseado sobre uma dupla propriedade que possuem certos ovos de helmintos: a de flutuar na superfície de uma solução saturada de cloreto de sódio de densidade 1,20 e a de aderir no vidro. 
Finalidade: Ideal para a pesquisa de ovos leves, como os de ancilostomídeos, semi-leves de helmintos e cistos, eventualmente larvas poderão ser encontradas.
Fezes
+
H2O
Filtrar em 
tubo de
ensaio
Lavar 3x
Solução 
saturada
de NaCl
Lâmina + Lugol
 + lâmínula
Microscópio
100 e 400X
Técnica de Willis
Parasitos (ovos leves)
Detritos
Solução saturada
de NaCl
Técnica de Willis
https://www.youtube.com/watch?v=dTKaE76ypOA
II. Técnica de concentração
5. Técnica de Baermann (1917), Moraes (1948)
		
Princípio: termotropismo e hidrotropismo positivos.	
Finalidade: Utilizada originalmente para isolar larvas de nematóides do solo. Adaptada para a extração de larvas das fezes, principalmente as de Strongyloides stercoralis. 
	
 Recomenda-se a utilização de fezes recém-emitidas. 
Nível da água (40-45°C)
Peneira com fezes
Pinça de Mohr
Tubo de borracha
Microscópio
100 e 400X
Vidro de relógio
1 hora
Larvas de 
Parasitos
Técnica de Baermann
https://www.youtube.com/watch?v=NO_tPjZR6DI
II. Técnica de concentração
	6. Técnica de Rugai, Matos e Brisola (1954)
	
Princípio: termotropismo e hidrotropismo positivos. Modificação do método de Baermann
Finalidade: detecção de larvas de nematóides, principalmente Strongyloides stercoralis. É uma técnica econômica, higiênica e simples. Oferece vantagens e tem sido largamente utilizada. 
Técnica de Rugai
Lâmina + Lugol
 + lâmínula
Microscópio
100 e 400X
Cálice com
H2O aquecida
(40-45°)
90 min
Larvas de 
Parasitos
Gase
Técnica de Rugai
https://www.youtube.com/watch?v=-EM5hS3GtCA
III. Métodos de Contagem
1. Método de Stoll
		
		É utilizado principalmente para avaliar quantitativamente as infecções causadas por ancilostomídeos. O número de ovos de outros helmintos também pode ser avaliado por essa técnica e a quantidade de vermes albergada pelos pacientes calculada, levando-se em conta a consistência das fezes através de constantes previamente estabelecidas.
III. Métodos de Contagem
	2. Método de Kato, 1960; Katz, Chaves e Pellegrino, 1972.
		
		Esta técnica é uma adaptação do método de Kato-Miúra para torná-lo quantitativo. É simples e de fácil execução, sendo o método de escolha para a pesquisa de helmintos, sobretudo Schistosoma mansoni. Entretanto não é recomendado para contagem de ovos de ancilostomídeos e Hymenolepis nana (após uma hora de preparo). Não é adequado para visualização de protozoários e larvas de helmintos.
Método de Kato-Katz
 Espátula
 Cartão retangular (com um orifício de 6 mm)
 Lâmina
 Tela de náilon 
 Papel celofane semipermeável
 Solução Verde de Malaquita em glicerina
 Comprimir a tela de náilon sobre as fezes
 Raspar com uma espátula 
 Transferir as fezes filtrada para um cartão retangular contendo um orifício que deve estar sobre uma lâminaPreencher completamente o orifício
 Retirar o cartão cuidadosamente 
 Cubrir o material fecal com a lamínula
 de papel celofane embebido na solução
 de Verde Malaquita 
No. de ovos x 24 = No. ovos/g de fezes
PROCEDIMENTO
https://www.youtube.com/watch?v=apuE0YQxVnk
	1. Swab Anal
		
	Método baseado na biologia do Enterobius vermicularis. As fêmeas migram para a região anal e perianal, onde fazem sua desova; os ovos permanecem aderidos à mucosa nessa região. Assim, são facilmente coletados com fita adesiva. Eventualmente pode ser utilizado para coletar ovos de Taenia.
	
IV. Métodos Especiais de Coloração
https://www.youtube.com/watch?v=T1X2WQ4hu84
	2. Tamisação das fezes
		
	Método para pesquisa de proglotes de Taenia, por meio de lavagem e peneiragem das fezes coletadas durante 24 horas. Este processo oferece vantagem por permitir o diagnóstico diferencial entre T. solium e T. saginata após clarificação e observação das proglotes.
IV. Métodos Especiais de Coloração
	3. Hematoxilina Férrica
		
	Método de coloração para protozoários intestinais, os quais tomam a cor azulada ou cinzenta com estruturas nucleares em preto. Os corpos cromatóides dos cistos das amebas e inclusões, tais como bactérias ou então hemácias no citoplasma dos trofozoítos, coram-se de preto.
» É uma técnica complicada por apresentar várias etapas para sua execução
IV. Métodos Especiais de Coloração
	4. Coloração pelo Tricrômico
		
	Método de coloração para protozoários intestinais, os quais tomam a cor verde-azulada. A cromatina nuclear, corpos cromatóides, hemácias e bactérias coram-se de vermelho ou púrpura escuro. O material de fundo, usualmente cora-se em verde, contrastando com o protozoário. 
IV. Métodos Especiais de Coloração
	5. Método de Kinyoun
		Método de coloração utilizado para o diagnóstico de parasitos protozoários intestinais oportunistas, como Cryptosporidium e Isospora. Cora estruturas álcool-ácido resistentes com fucsina contrastadas com verde-malaquita ou azul de metileno.
IV. Métodos Especiais de Coloração
Parasitos Intestinais (diagnosticados por exames de fezes)
  
Protozoários
Giardia lamblia Cisto ou trofozoíto
Entamoeba histolytica Cisto ou trofozoíto
Entamoeba coli* Cisto ou trofozoíto
Iodamoeba butschilli* Cisto ou trofozoíto
Endolimax nana* Cisto ou trofozoíto
Chilomastix mesnili	 Cisto ou trofozoíto
Blastocystis hominis	 Oocisto
Cryptosporidium parvum Oocisto
Isospora belli Oocisto
Platelmintos
Taenia sp Ovo
Hymenolepis nana Ovo
Hymenolepis diminuta Ovo
Schistosoma mansoni Ovo
Nematelmintos
Ascaris lumbricoides Ovo (fértil ou infértil)
Enterobius vermicularis Ovo
Trichuris trichiura Ovo
Ancylostoma duodenale Ovo ou larva**
Necator americanus Ovo ou larva**
Strongyloides stercoralis Larva
 
* amebas comensais (não patogênicas para o homem)
** somente em fezes mantidas no laboratório por mais de 24 horas
Obrigado!!
42
 
 
 
 
 
.MsftOfcThm_Accent2_lumMod_60_lumOff_40_Fill {
 fill:#F68C80; 
}
 
 
 
 
 
 
 
.MsftOfcThm_Accent6_lumMod_40_lumOff_60_Fill {
 fill:#E3EDAD; 
}
 
 
.MsftOfcThm_Accent4_lumMod_75_Fill {
 fill:#D6AF07; 
}