Relatório de Aulas Práticas - Biologia Molecular Aplicada à Biomedicina

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UNIVERSIDADE PAULISTA – UNIP 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO: Biomedicina DISCIPLINA: Biologia Molecular Aplicada à Biomedicina 
 
NOME DO ALUNO: Michelle dos Anjos Viana Bucci 
 
R.A: 2105755 POLO: Praia Grande - Tupi 
 
DATA: 30/11/2022 
 
 
 
TÍTULO DO ROTEIRO: BIOLOGIA MOLECULAR APLICADA À BIOMEDICINA 
 
INTRODUÇÃO 
 
A biologia celular e molecular é uma das áreas das ciências da vida que avançam 
mais rapidamente, sendo que progressos significativos são constatados em 
intervalos relativamente curtos de tempo. Assim, este campo pode parecer 
assustador, em função do vasto conteúdo e da necessidade de constante 
atualização. 
 A compreensão da biologia molecular das células é uma área dinâmica de 
pesquisa que é fundamental para todas as ciências biológicas. Isto é verdade 
não somente do ponto de vista da pesquisa básica, mas também com respeito a 
um número crescente de aplicações práticas na agricultura, na biotecnologia e 
na medicina. As aplicações médicas fornecem exemplos muito interessantes, 
com novos métodos para prevenção e tratamento tornados possíveis a partir de 
uma crescente compreensão das bases celulares e moleculares de muitas 
doenças humanas. (PERES, 2020) 
 A Biologia Molecular tem como campo de estudo as interações bioquímicas 
celulares envolvidas na duplicação do material genético e na síntese proteica. É 
uma área intimamente ligada à genética e à bioquímica. A Biologia Molecular 
consiste principalmente em estudar as interações entre os vários sistemas da 
célula, partindo da relação entre o DNA, o RNA e a síntese de proteínas, e o 
modo como essas interações são reguladas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AULA 1 ROTEIRO 1 
Uso de Micropipetadores 
 
Na experiência realizada nesta aula, nos foi ensinado a forma correta de 
utilização, do ajuste e das diferenças de volume, cuidados com a calibragem e a 
precisão das micropipetas. 
 
Procedimento: 
 Atividade 1- Observe as pipetas disponíveis no laboratório e identifique-as. 
 
Figuras 1, 2 e 3 – Micropipetas p10, p200 e p1000 respectivamente. 
 
 
Fonte: Própria. 
 
 
 
 
Atividade 2- Escolha, dentre as pipetas disponíveis no laboratório, a pipeta 
adequada para coletar os volumes a seguir. Anote, ao lado, a sua escolha. 
1,5 μL – p10 
12 μL – p10 
576 μL – p1000 
0,001 mL – p10 
0,02 mL – p200 
1000 μL – p1000 
200 μL – p200 
1 mL – p1000 
0,5 mL – p1000 
1,2 Ml – p10 
 
Atividade 3- Faça a pipetagem dos volumes listados no exercício 2 e observe. 
 
Figuras 4 e 5 – Pipetagem com alaranjado de metila referente à atividade 2, mostrando a 
grande diferença de um microtubo para o outro. 
 
Fonte: Própria. 
 
 
 
 
 
 
 
Atividade 4- Identifique os microtubos, marcando A, B e C. Prepare os tubos 
conforme o quadro a seguir: 
 
Um total de 20 µL foi adicionado a cada tubo; para verificar se a pipetagem foi 
correta, ajuste a pipeta P20 para 20 µL e, cuidadosamente, meça o volume de 
cada tubo. 
 
Figuras 6, 7 e 8 – Microtubos A, B e C com alaranjado de metila. 
 
 
Fonte: Própria. 
 
 
 
 
Para refletir: 
- Como estava preenchida a ponteira? R: Completa. 
- Algum espaço com ar? R: Não. 
- Ficou algum volume no tubo? R: Sim. 
- Houve alguma diferença? R: Sim. 
-Qual explicação você daria? R: Erro na aliquotagem ou micropipeta 
descalibrada. A calibração das micropipetas é importante para que exista uma 
maior precisão nos processos de medição de substâncias líquidas que são 
determinadas em cada experimentação, e é essa precisão que determinará os 
resultados mais exatos nos experimentos realizados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Atividade 5- Identifique os microtubos, marcando D, E e F. Prepare os tubos 
conforme o quadro a seguir: 
 
Um total de 1000 μL foi adicionado a cada tubo; para verificar se a pipetagem foi 
correta, ajuste a pipeta para 1000 μL e, cuidadosamente, meça o volume de cada 
tubo. 
 
Figuras 9, 10 e 11 – Microtubos D, E e F com alaranjado de metila. 
 
 
Fonte: Própria. 
 
 
 
Para refletir: 
- Como estava preenchida a ponteira? R: Completa. 
- Algum espaço com ar? R: Não. 
- Ficou algum volume no tubo? R: Sim. 
- Houve alguma diferença? R: Sim. 
-Qual explicação você daria? R: Erro na aliquotagem ou micropipeta 
descalibrada. A calibração das micropipetas é importante para que exista uma 
maior precisão nos processos de medição de substâncias líquidas que são 
determinadas em cada experimentação, e é essa precisão que determinará os 
resultados mais exatos nos experimentos realizados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AULA 2 ROTEIRO 1 
Extração de DNA – parte 1 
 
Na experiência desta aula, realizamos a extração do DNA do morango e da 
cebola. Para este tipo de experiência, o morango é o mais utilizado por ser mais 
didático. Ele é um octâmero, ou seja, tem oito cópias do mesmo cromossomo. É 
um pseudofruto, seu DNA fica no núcleo, ou seja, é eucariota, e é usado a ação 
mecânica (maceração) para romper o seu tecido. Seguem abaixo o passo a 
passo e imagens de todo o processo: 
 
PROTOCOLO DE EXTRAÇÃO DO MORANGO: 
1. Retiramos os cabos do morango e macerá-lo no cadinho com a ajuda do 
pistilo; 
2. Adicionamos por volta de 12 ml da solução detergente; 
3. Adicionamos uma colherzinha de NaCl; 
4. Misturamos vigorosamente; 
5. Coamos a mistura no béquer com o funil e o papel-filtro; 
6. Adicionamos, devagar, o álcool gelado pela borda do tubo, até formar uma 
camada 2 vezes a quantidade da solução obtida; 
7. Aguardamos alguns minutos até a formação do DNA (10 minutos); 
8. Recolhemos o DNA para um tubo eppendorf ou um tubo cônico, com a ajuda 
de um palito de madeira ou da micropipeta com ponteira; 
9. Lavar com álcool (etanol) bem gelado e desprezar o sobrenadante 
vagarosamente. 
 
 
 
Figuras 12, 13, 14, 15 e 16 – Processo de extração de DNA do morango.
 
 
 
Fonte: Própria. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PROCEDIMENTO DE EXTRAÇÃO DO DNA DA CEBOLA: 
1. Colocamos 10 mL de detergente e uma pitada de sal (1 colher de café), em 
20 mL de água num copo, e misturamos bem; 
2. Colocamos a cebola picada no copo com a solução de detergente e levamos 
ao banho maria por, exatamente, 15 minutos, a 60 ºC; 
3. Resfriamos a mistura, colocando o copo no gelo, por cerca de 5 minutos, 
mexendo periodicamente; 
4. Bata a mistura resfriada no liquidificador por, exatamente, 5 segundos 
(opcional); (essa parte não fizemos) 
5. Filtramos a mistura, recolhendo o filtrado em um copo limpo; 
6. Adicionamos, lentamente e pela borda do copo, cerca de 20 mL de álcool 
etílico comercial gelado; 
7. Esperamos alguns minutos. Bolhas se formaram e o DNA precipitou; 
8. Mergulhamos o bastão de vidro no copo fazendo movimentos circulares 
cuidadosos. Não mexer muito as camadas para não quebrar as moléculas de 
DNA; 
9. Os “fios” esbranquiçados e grudentos formados são aglomerados de muitas 
moléculas de DNA e ficaram presos na ponta do bastão de vidro. Deixamos 
secar sobre uma estante e ressuspendemos o DNA em água ou em solução de 
cloreto de sódio, a 4%. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figuras 17, 18, 19, 20 e 21 – Processo de extração de DNA da cebola. 
 
 
 
Fonte: Própria. 
 
 
 
Exercícios: 
1. Por que é necessário macerar o morango e picar a cebola? 
R: Porque o DNA está no núcleo e com a maceração possibilita o rompimento 
dos tecidos. 
2. Em que etapa do procedimento ocorre o rompimento das membranas das 
células do morango? 
R: Na maceração, com a força mecânica. 
3. Qual é a função do sal de cozinha? 
R: O sal faz a dissociação, pois ele neutraliza e ajuda na separação dos outros 
componentes celulares. Assim ocorre a precipitação das moléculas.4. Qual é o papel do álcool? 
R: O DNA não é solúvel em álcool. Ele separará, aglutinará e subirá. Ficará na 
interface entre o suco e o álcool. 
5. Por que você não pode ver a dupla hélice do DNA extraído? 
R: Porque não é possível visualizar a olho nu, sendo necessário utilizar um 
microscópio digital. 
6. Considerando os procedimentos da extração do DNA genômico, você espera 
obtê-lo sem as quebras mecânicas e/ou químicas? 
R: Para visualizar é necessário que haja o rompimento da membrana. Sem essa 
etapa não é possível extrair. 
 7. Qual é a função do detergente? 
R: O detergente age nas camadas fosfolipídicas, contribuindo na separação das 
moléculas. 
 8. Qual é a função do sal? 
R: O sal faz a dissociação, pois ele neutraliza e ajuda na separação dos outros 
componentes celulares. Assim ocorre a precipitação das moléculas. 
9. Qual é a importância da temperatura neste procedimento? 
R: A temperatura é essencial no desarranjo dos fosfolipídios, das membranas e 
desnaturação parcial das enzimas, evitando que o DNA seja fragmentado, o que 
dificulta sua extração. 
10. Para que filtrar o extrato? 
R: Para separar o DNA dos outros componentes moleculares desnecessários. 
11. Qual é a função do álcool etílico? 
R: Ele separará, aglutinará e subirá. Ficará na interface entre o suco e o álcool. 
 
AULA 3 ROTEIRO 1 
Extração de DNA – parte 2 
 
Nesta aula, realizamos a extração do DNA de bactérias. Seguem abaixo o passo 
a passo e imagens de todo o processo: 
 Frequentemente, é necessária a purificação de DNA de alto peso molecular para 
a sua manipulação e as análises subsequentes. Os procedimentos mais comuns 
para a preparação de DNA genômico bacteriano consistem na lise das bactérias, 
com a utilização de lisozima e/ou detergente, seguida de extrações com 
solventes orgânicos (fenol/clorofórmio) para a remoção de proteínas. Os ácidos 
nucleicos são, então, precipitados com o etanol, na presença de concentrações 
relativamente altas de sal (0,1 M – 0,5 M). Na obtenção de DNA de alto peso 
molecular (molécula longa e fibrosa) deve ser tomados alguns cuidados para se 
evitar a sua fragmentação. 
 
PROCEDIMENTO DE EXTRAÇÃO DO DNA DE BACTÉRIAS: 
1. Centrifugar 14 ml de cultura TSA de Escherichia Coli, a 5000 rpm, por 5 min. 
Balancear os tubos! (1ª pesagem: 20,5g / 2ª pesagem: 19,83g) 
2. Após descartar o sobrenadante (meio da cultura), adicionar 6 mL da solução I 
(citrato de sódio). Tampar o tubo e ressuspender o precipitado de bactérias por 
inversão. 
3. Adicionar 0,7 mL da solução II (lauril sulfato de sódio). Fechar o tubo e incubá-
lo em banho-maria, a 60 °C, por 10 min., com agitação manual suave. 
4. Retirar o tubo do banho, abrir e deixá-lo à temperatura ambiente, por 5 min. 
Adicionar volume igual de acetato de sódio -3M. Não pipetar com a boca! Fechar 
muito bem o tubo. Agitar, suavemente, por 10 min. à temperatura ambiente. Esta 
etapa deve ser realizada na capela de exaustão. 
5. Centrifugar 5 minutos a 5000 rpm. 
6. Remover, delicadamente, a fase aquosa (fase superior) com a pipeta Pasteur, 
para um tubo falcon. 
7. Adicionar 2 vezes o volume da amostra de etanol gelado, pela parede do tubo. 
8. “Enrolar” o DNA com uma pipeta Pasteur de ponta curva. Transferi-lo para um 
tubo de ensaio contendo 10 mL da solução IV (NaCl 1%). Aquecer a 50 ºC, por 
10-20 minutos, até a completa dissolução. 
 
Figuras 22, 23, 24, 25 e 26 – Processo de extração de DNA de Bactéria - Soluções. 
 
 
 
Fonte: Própria. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figuras 27, 28, 29, 30 e 31 – Processo de extração de DNA de Bactéria. 
 
 
 
Fonte: Própria. 
 
 
 
Questões: 
1. Qual é a função do SDS, do clorofórmio e do etanol nas etapas da purificação? 
Dado: clorofórmio não é miscível em água. 
R: SDS - romper as membranas celulares; Clorofórmio - agente desnaturante 
das proteínas contidas na amostra; Etanol - O álcool desidrata o DNA, de 
maneira que este não fica mais dissolvido no meio aquoso. 
2. Por que é possível “enrolar” o DNA no bastão de vidro? 
R: Porque o DNA é um filamento. 
3. Cite dois cuidados importantes para o sucesso da experiência realizada. 
R: Uso de luvas, não deixar o DNA em temperatura ambiente e utilizar somente 
materiais esterilizados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AULA 4 ROTEIRO 1 
Desenho de Oligonucleotídeos Iniciadores (primers) 
 
Na experiência realizada nesta aula, nos foi ensinado a introduzir os bancos de 
dados de anotação genômica e apresentar as ferramentas de bioinformática, 
como o primer blast. 
 Os oligonucleotídeos iniciadores (primers) são necessários para a síntese de 
DNA in vitro. O desenho de iniciadores adequados é importante para o bom 
rendimento da reação de PCR. O iniciador direto (forward) amplifica fragmentos 
na mesma direção da transcrição, enquanto o iniciador reverso (reverse) 
amplifica fragmentos na direção inversa à transcrição. Atualmente, estão 
disponíveis diversos softwares para o desenho de primers. Contudo, certas 
recomendações devem ser seguidas e a análise visual detalhada é primordial 
para a escolha do par correto. Os primers são muito importantes nas reações de 
PCR, em tempo real, para o diagnóstico da COVID-19. Para a realização dessa 
reação são desenhados primers específicos para as 3 regiões do RNA viral, o 
gene que codifica para o nucleocapsídeo (N), o que codifica para RdRp (RNA 
polimerase dependente de RNA) e o envelope (E). A avaliação desses genes 
por PCR, em tempo real, permite avaliar se o paciente está ou não contaminado 
pelo vírus. 
 
Tarefas a serem realizadas no computador: 
 1. Entrar no site: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/; 
2. Escolher a base de dados “genome” e digitar “sars cov 2” na busca; 
3. Discutir com os alunos as informações apresentadas; 
4. Clicar no link que aparece em “RefSeq”; 
5. Após, clicar em FASTA (sequência completa do DNA) e Grafics (Organização 
genômica com a posição dos genes). Aproveitar para introduzir o conceito de 
ORF e discutir com os alunos alguns genes apresentados; 
6. Copiar a referência do genoma no NCBI  NC_045512.2; 
7. Entrar no site: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast/; 
8. Colar a referência copiada no primeiro quadro branco, que aparece [Enter 
accession, gi, or FASTA sequence (A refseq record is preferred)]; 
9. Clicar em “Get primers”, no final da página; 
 
10. Aguardar a sugestão de primers pelo programa e discutir com os alunos os 
parâmetros apresentados (tamanho, temperatura de melting, conteúdo GC, 
autocomplementariedade); 
11. Cheque os seus resultados e eleja a melhor opção, justificando; 
12. Desenhe os novos primers alterando os parâmetros. 
 
Figura 32 – Desenho primer. 
 
Fonte: Retirada do site https://doi.org/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.3.2000045. 
 
Exercícios: 
1. A qual organismo pertence a sequência trabalhada? 
R: Isolados 2 de Wuhan-Hu-1 da síndrome aguda severa. 
2. Qual seria melhor: um primer com o tamanho igual a 15 ou 23 b (considere as 
condições ideais iguais para os demais parâmetros)? Justifique. 
R: 23, pois 15 fica pouco específico, acima de 24 muito específico. Ideal 18 a 24. 
3. Por que é importante considerar a temperatura de pareamento na hora de 
confeccionar o primer? 
R: Porque existe um limite de temperatura. Quanto maior o conteúdo GC, maior 
a temperatura do anelamento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
AULA 4 ROTEIRO 2 
Busca de mutações e procura de genes no PUBMED 
 
Na experiência realizada nesta aula, acessamos novamente o sinte NCBI, pois 
segundo nossa professora orientadora, o site PUBMED não era o apropriado 
para esta atividade. 
 
Tarefas a serem realizadas no computador: 
1. Entrar no site: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/. Na aba da esquerda, selecionar 
a palavra “gene”; 
2. Digite o nome do gene: IDUA e procure o seu código. Lembre-se que existem 
váriostipos de IDUA e que queremos procurar o “humano”. Responda: 
 
a) Qual é o nome do gene? 
R: Alpha-L-iduronidose 
b) Qual é a identidade do gene? 
R: Gene ID: 3495 
c) Qual é a localização desse gene e quantos éxons ele possui? 
R: Cromossomo 4p 163, 18 exons. 
d) Cite os três locais onde ele é mais expresso. 
R: Baço, estômago e tecido adiposo. 
e) Qual é o número da proteína? 
R: NP_000194.2 
f) Quantos transcritos esse gene possui? 
R: 12 transcritos. 
g) Na aba NCBI Reference Sequences (RefSeq) clicar em GenBank. Qual é 
o tamanho do gene? 
R: 21.355 BP (pares de base). 
h) Voltar na página original e ir para a aba mRNA and Protein(s), clicar em 
NM_000203.5. Qual é o tamanho do mRNA? 
R: 2.174 BP 
 
 
 
3) Usando a sequência a seguir, siga os seguintes passos: 1 agtgcagccc 
gaagccccgc agtccccgag cacgcgtggc catgcgtccc ctgcgccccc 61 gcgccgcgct 
gctggcgctc ctggcctcgc tcctggccgc gcccccggtg gccccggccg 121 aggccccgca 
cctggtgcat gtggacgcgg cccgcgcgct gtggcccctg cggcgcttct 181 ggaggagcac 
aggcttctgc cccccgctgc cacacagcca ggctgaccag tacgtcctca 241 gctgggacca 
gcagctcaac ctcgcctatg tgggcgccgt ccctcaccgc ggcatcaagc 301 aggtccggac 
ccactggctg ctggagcttg tcaccaccag ggggtccact ggacggggcc 361 tgagctacaa 
cttcacccac ctggacgggt acctggacct tctcagggag aaccagctcc 421 tcccagggtt 
tgagctgatg ggcagcgcct cgggccactt cactgacttt gaggacaagc 481 agcaggtgtt 
tgaatggaag gacttggtct ccagcctggc caggagatac atcggtaggt 541 acggactggc 
gcatgtttcc aagtggaact tcgagacgtg gaatgagcca gaccaccacg 601 actttgacaa 
cgtctccatg accatgcaag gcttcctgaa ctactacgat gcctgctcgg 661 agggtctgcg 
cgccgccagc cccgccctgc ggctgggagg ccccggcgac tccttccaca 721 ccccaccgcg 
atccccgctg agctggggcc tcctgcgcca ctgccacgac ggtaccaact 781 tcttcactgg 
ggaggcgggc gtgcggctgg actacatctc cctccacagg aagggtgcgc 841 gcagctccat 
ctccatcctg gagcaggaga aggtcgtcgc gcagcagatc cggcagctct 901 tccccaagtt 
cgcggacacc cccatttaca acgacgaggc ggacccgctg gtgggctggt 961 ccctgccaca 
gccgtggagg gcggacgtga cctacgcggc catggtggtg aaggtcatcg 1021 cgcagcatca 
gaacctgcta ctggccaaca ccacctccgc cttcccctac gcgctcctga 1081 gcaacgacaa 
tgccttcctg agctaccacc cgcacccctt cgcgcagcgc acgctcaccg 1141 cgcgcttcca 
ggtcaacaac acccgcccgc cgcacgtgca gctgttgcgc aagccggtgc 1201 tcacggccat 
ggggctgctg gcgctgctgg atgaggagca gctctgggcc gaagtgtcgc 1261 aggccgggac 
cgtcctggac agcaaccaca cggtgggcgt cctggccagc gcccaccgcc 1321 cccagggccc 
ggccgacgcc tggcgcgccg cggtgctgat ctacgcgagc gacgacaccc 1381 gcgcccaccc 
caaccgcagc gtcgcggtga ccctgcggct gcgcggggtg ccccccggcc 1441 cgggcctggt 
ctacgtcacg cgctacctgg acaacgggct ctgcagcccc gacggcgagt 1501 ggcggcgcct 
gggccggccc gtcttcccca cggcagagca gttccggcgc atgcgcgcgg 1561 ctgaggaccc 
ggtggccgcg gcgccccgcc ccttacccgc cggcggccgc ctgaccctgc 1621 gccccgcgct 
gcggctgccg tcgcttttgc tggtgcacgt gtgtgcgcgc cccgagaagc 1681 cgcccgggca 
ggtcacgcgg ctccgcgccc tgcccctgac ccaagggcag ctggttctgg 1741 tctggtcgga 
tgaacacgtg ggctccaagt gcctgtggac atacgagatc cagttctctc 1801 aggacggtaa 
ggcgtacacc ccggtcagca ggaagccatc gaccttcaac ctctttgtgt 1861 tcagcccaga 
cacaggtgct gtctctggct cctaccgagt tcgagccctg gactactggg 1921 cccgaccagg 
ccccttctcg gaccctgtgc cgtacctgga ggtccctgtg ccaagagggc 1981 ccccatcccc 
 
gggcaatcca tgagcctgtg ctgagcccca gtgggttgca cctccaccgg 2041 cagtcagcga 
gctggggctg cactgtgccc atgctgccct cccatcaccc cctttgcaat 2101 atatttttat 
attttattat tttcttttat atcttggtac caacgccccc tttaaagcgg 2161 ctttgcacag gtca 
 
a) Abra o site do pubmed em uma outra aba. No final da página, clique em 
Blast. 
 
b) Clique em nucleotide blast, digite e cole a sequência dada. Clique em 
human genomic. Qual é o gene que foi encontrado? 
R: Gene alpha-L-iduronidase variante 1. 
 
c) Observe, atentamente, e veja se há alguma alteração de base. Se sim, 
qual é a posição e a troca? 
R: Sim. Alteração mismatch, troca de guanina para adenina. Posição 494 – 
base que indica uma mutação de substituição de base de guanina para 
adenina. 
 
4. Procure um artigo no pubmed sobre uma doença genética que você tenha 
interesse. Lembre-se de procurar o nome da doença em inglês. Escreva, 
aqui, o número do artigo. 
R: R.Q. Alcântara, C.A. Martins, C. Puton, P.P.R. Macêdo, B.C.R. Silva, G.P. 
Bertholucci, M.O. Andrade, J.F. Fernandes, P.P. Katopodis, A.M.T.C. Silva, 
A DOENÇA FALCIFORME NO CENÁRIO DE PANDEMIA DA COVID-19: 
REVISÃO DA LITERATURA, 
Hematology, Transfusion and Cell Therapy, 
Volume 42, Supplement 2, 
2020, 
Page 28, 
ISSN 2531-1379, 
https://doi.org/10.1016/j.htct.2020.10.046. 
(https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S2531137920303321) 
 
 
 
 
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
 
CORMAN. et al, 2020. Detection of 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) by 
real-time RT-PCR. Euro Surveillance, 2020. Disponível em: 
https://doi.org/10.2807/1560-7917.ES.2020.25.3.2000045. Acesso em 01 de 
dezembro de 2022. 
 
GOUVEIA, João J., REGITANO, Luciana C. “Protocolos da Biologia Molecular” 
Disponível em: https://core.ac.uk/download/pdf/45489437.pdf. Acesso em 01 de 
dezembro de 2022. 
 
JUNQUEIRA, Luiz Carlos Uchoa; CARNEIRO, José – Biologia Celular e 
Molecular – Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2015. 
 
PERES, Giovani Bravin, et al - Biologia Molecular Aplicada à Biomedicina – 
São Paulo: Editora Sol, 2020. 
 
R.Q. Alcântara, C.A. Martins, et al. - A DOENÇA FALCIFORME NO CENÁRIO 
DE PANDEMIA DA COVID-19: REVISÃO DA LITERATURA, Disponível em: 
https://doi.org/10.1016/j.htct.2020.10.046. Acesso em 01 de dezembro de 2022. 
 
Figura 32 “Desenho - Primer” Disponível em: https://doi.org/10.2807/1560-
7917.ES.2020.25.3.2000045. Acesso em 01 de dezembro de 2022.