000 Roteiro HEMATOLOGIA CLINICA

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Roteiros 
Hematologia Clínica
2024 2 
Orientações gerais sobre as aulas práticas/relatório e atividades obrigatórias
 � Leia atentamente todos os roteiros. 
 � As normas para entrada nos laboratórios devem ser respeitadas, caso contrário 
o aluno não poderá participar das aulas (leia as orientações para aulas práticas da 
disciplina, disponíveis no AVA).
 � Para elaboração do relatório, leia com atenção o Manual de Orientações de Aulas 
Práticas disponível no AVA.
 � O relatório deve ser elaborado individualmente, segundo as normas da ABNT.
 � O prazo para postagem do relatório é de 7 dias a contar da última aula prática da 
disciplina, sendo realizada uma única postagem.
 � Observar se o arquivo do relatório foi corretamente anexado, se não está corrompido, 
em branco, se está disponível e se corresponde à disciplina correta. Relatórios com tais 
erros/falhas não serão considerados para a correção e será atribuída nota zero.
 � Do relatório fazem parte as atividades obrigatórias, que só poderão ser anexadas 
vistadas pelo(a) professor(a) responsável pela(s) aula(s) prática(s).
 � O(a) aluno(a) deve imprimir as folhas com as questões, responder no campo destinado 
e entregar ao(à) docente para vistar durante a aula prática. 
 � O(a) professor(a) responsável pela prática deve vistar preferencialmente as atividades 
sempre após o final do período de aula correspondente. 
 � O(a) professor(a) não assinará folhas em branco sob nenhuma circunstância.
 � Folhas com assinaturas do(a) docente rasuradas não serão aceitas.
 � Relatórios que não contarem com as atividades obrigatórias não serão validados.
 � O(a) aluno(a) deve anexar somente as atividades referentes às aulas práticas de que 
participou, da mesma forma que deve descrever no relatório somente os procedimentos 
de que participou.
 � O número de atividades obrigatórias varia de acordo com a carga horária de cada 
disciplina prática. 
 � Serão confrontados o relatório e questões entregues com a frequência registrada 
em sistema. Por esse motivo, não deixar de registrar a frequência no polo. A nota é 
proporcional à frequência registrada em sistema.
 � O relatório deve ser confeccionado na seguinte ordem: 1. Capa; 2. Atividades 
obrigatórias; 3. Importância dos conteúdos práticos realizados e a aplicação para 
formação profissional; 4 Referências.
 � Para maiores informações/orientações consulte (AVA > Disciplina > Manual de 
orientações para a prática).
Regras básicas de segurança no laboratório
1. Durante a aula prática, mantenha sempre atenção ao roteiro, tendo-o sempre próximo 
a você. Pode ser efetuada marcação com caneta sob cada item realizado do experimento de 
forma a não se perder durante a execução.
2. Leia sempre o roteiro antes de iniciar a prática e mesmo antes das explicações do 
professor.
3. Observe a localização do material e dos equipamentos de emergência (chuveiro, lava-
olhos etc.).
4. Não abra qualquer recipiente antes de reconhecer seu conteúdo pelo rótulo.
5. Não pipete líquidos diretamente com a boca, use pipetas adequadas.
6. Não tente identificar um produto químico pelo odor ou pelo sabor.
7. Não deixe de utilizar os equipamentos de proteção.
8. Não adicione água aos ácidos, mas os ácidos à água.
9. Não trabalhe com sandálias, chinelos ou sapatos abertos e com salto no laboratório.
10. Sempre identifique o conteúdo presente nos frascos ou nos tubos utilizados no 
experimento com caneta para vidros. Isso facilita seu descarte adequado por parte dos 
responsáveis pelo laboratório.
11. Mantenha os solventes em recipientes adequados e devidamente tampados, bem 
como materiais inflamáveis longe de fontes de calor (bico de Bunsen).
12. Utilize a capela sempre que manipular reagentes ou solventes que liberem vapores.
13. Conheça as propriedades tóxicas das substâncias químicas antes de empregá-las pela 
primeira vez no laboratório. Caso tenha dúvidas, consulte o professor ou o técnico a respeito.
14. Se tiver cabelo longo, prenda-o ao realizar qualquer experiência no laboratório. Não 
se alimente e nem ingira líquidos nos laboratórios.
15. O uso dos EPIs é obrigatório em qualquer laboratório e procedimento a ser realizado 
e é de responsabilidade do discente trazê-los consigo a cada aula prática a ser realizada.
Instituto de Ciências 
da Saúde
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Determinação do hematócrito
ROTEIRO 1
Objetivo 
Determinação do hematócrito. O hematócrito é um exame rápido, de boa reprodutibilidade 
e preciso, que requer pequena quantidade de sangue para seu processamento. A técnica do 
micro-hematócrito, desenvolvida em tubos capilares, é simples e bastante utilizada quando 
não se dispõe de um equipamento de automação para a realização do hemograma. O valor 
do hematócrito é utilizado para o cálculo dos índices hematimétricos.
Procedimento
O aluno deverá seguir conforme descrito:
1. Preencher um tubo capilar com sangue até ¾ da sua altura. Limpar a parede externa 
com gaze ou papel.
2. Fechar uma das extremidades na chama do bico de busen ou com massa de modelar 
para a oclusão do capilar).
3. Colocar o capilar em uma centrífuga apropriada (centrífuga própria para 
micro-hematócrito) por 5 minutos em 10000 a 12000 rpm.
4. Fazer a leitura na tabela de leitura de micro-hematócrito que acompanha a centrífuga. 
A tabela poderá ser impressa e distribuída para todos os grupos. A base do capilar é posicionada 
na marca 0 (zero) da escala de leitura e o menisco do plasma na marca 100 (cem). O resultado 
é o valor correspondente ao limite de separação da massa dos eritrócitos com o plasma. O 
resultado é expresso em porcentagem de eritrócitos em relação ao sangue total.
Materiais Quantidade por Grupo
Sangue de carneiro 500 µL em tubo eppendorf
Tubo capilar 6
Estante para tubo eppendorf 1
Papel absorvente 1 rolo
Massa de modelar 1
Descarte para tubos e ponteiras 1
Equipamentos Quantidade
Centrífuga para micro-hematócrito 1
Bico de Bunsen 1
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de Ciências 
da Saúde
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Determinação da hemoglobina
ROTEIRO 2
Objetivo
Determinação da hemoglobina. A determinação da hemoglobina é utilizada para o 
diagnóstico das anemias e policitemias. Pode ser quantificada por espectrofotometria. O 
Fe (II) do grupo heme da hemoglobina, oxihemoglobina e carboxihemoglobina é oxidado 
para o estado férrico pelo ferricianeto, formando hemiglobina (Hi), que se combina com o 
cianeto ionizado para produzir cianeto de hemiglobina (HiCN), que é medido em 540 nm.
Procedimento
O aluno deverá seguir as etapas de procedimento descritas na bula do kit. E, com o auxílio 
do professor, interpretar os resultados obtidos. 
Pedir ao aluno para esquematizar todo o procedimento de acordo com a bula: o que 
será pipetado em cada tubo, condições de incubação, comprimento de onda a ser utilizado 
e cálculos.
Materiais Quantidade por Grupo
Sangue de carneiro 200 µL em tubo eppendorf
Kit para determinação da hemoglobina 1
Controle de hemoglobina 1 
Pipeta automática P1000 1 
Pipeta automática P20 1 
Papel absorvente 1 rolo
Descarte para tubos e ponteiras 1
 
Equipamentos Quantidade
Especrofotômetro 1
Observação: o controle de hemoglobina, além de ser utilizado como padrão, pode 
ser diluído e utilizado como amostra do paciente.
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança:
As soluções presentes nos tubos deverão ser desprezadas na pia, com água corrente.
Instituto de Ciências 
da Saúde
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Contagem de hemácias 
em câmara de Neubauer
ROTEIRO 3
Objetivo 
Quantificar hemácias. A quantificação de hemácias é parte do eritrograma e necessária 
para os cálculos hematimétricos. Pode ser realizada em sistemas automatizados, mas, também, 
de forma manual em câmara de Neubauer quando não se dispõe de tais equipamentos. 
ProcedimentoDiluição em tubo de ensaio:
1. Em um tubo de ensaio colocar 4 mL da solução de Gower. Limpar a parede externa 
da ponteira com uma gaze ou papel. 
2. Pipetar 20 µL de sangue homogeneizado. Limpar a parede externa da ponteira com 
uma gaze ou papel. Rinsar a pipeta várias vezes até a completa transferência da amostra 
para o diluente.
3. Homogeneizar a solução final por agitação manual durante 30 segundos. Aguardar 
2 minutos.
4. Preencher a câmara de Neubauer com o auxílio da pipeta. 
5. Contar as hemácias de 5 quadrados centrais e multiplicar por 10000.
Líquido de Gower
Ácido acético glacial ..................................... 66,6 mL
Na2SO4 anidro................................................... 25 g
Água destilada (q.s.p)..................................... 400 mL
Materiais Quantidade por Grupo
Sangue de carneiro 100 µL em tubo eppendorf
Tubos de ensaio 2
Líquido de Gower 10 mL
Câmara de Neubauer 1
Pipeta automática P1000 ou P5000 1
Pipeta automática P20 1
Estante para tubos 1
Papel absorvente 1 rolo
Descarte para tubos e ponteiras 1
Equipamentos Quantidade
Microscópio 1
Localize no esquema abaixo o local de contagem das hemácias:
Fonte: Adaptado de: https://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/a/ab/Reticulo_Neubauer.jpg.
Altura entre a superfície e a lamínula = 0,1 mm
Volume da área central: 0,1 mm3
Volume de cada quadrado médio central: 0,2 x 0,2 x 0,1 = 0,004 mm3
Diluição da pipeta: 1/200 
Números de quadrados médios centrais contados: 5
Portanto:
5 x 0,004 x 1/200 = 0,0001 = 1/10.000
Ou seja, o fator é 10.000.
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de Ciências 
da Saúde
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Contagem de leucócitos 
em câmara de Neubauer
ROTEIRO 4
Objetivos 
Contagem global de leucócitos. A quantificação de leucócitos é parte do leucograma 
e necessária para a contagem diferencial absoluta. Pode ser realizada em sistemas 
automatizados, mas também, de forma manual em câmara de Neubauer quando não se 
dispõe de tais equipamentos. 
Procedimento
Diluição em tubo de ensaio: 
1. Em um tubo de ensaio colocar 0,4 mL da solução diluente. Limpar a parede externa 
com gaze ou papel.
2. Pipetar 20 microlitros de sangue homogeneizado. Limpar a parede externa com gaze 
ou papel. Rinsar a pipeta várias vexes até a completa transferência da amostra.
3. Homogeneizar a solução final por agitação manual durante 30 segundos. Aguardar 
2 minutos.
4. Preencher a câmara de Neubauer com o auxílio de um tubo capilar.
5. Contar os leucócitos de 4 quadrados laterais e multiplicar por 50.
Líquido de Turk
Ácido acético glacial ..................................... 3 mL
Água destilada (q.s.p).................................... 100 mL
1 gotas de solução de violeta de genciana a 1% ou de azul de metileno
Materiais Quantidade por Grupo
Sangue de carneiro 100 µL em tubo eppendorf
Tubos de ensaio 2
Líquido de Turk 10 mL
Câmara de Neubauer 1
Pipeta automática P1000 1
Pipeta automática P20 1
Estante para tubos 1
Papel absorvente 1 rolo
Descarte para tubos e ponteiras 1
Equipamentos Quantidade
Microscópio 1
Localize no esquema abaixo o local de contagem dos leucócitos:
Fonte: Adaptado de: https://upload.wikimedia.org/wikipedia/commons/a/ab/Reticulo_Neubauer.jpg.
Por que o fator é 50? Cálculo da Câmara de Neubauer para contagem de 
hemácias.
Cálculo da Câmara de Neubauer para contagem de leucócitos.
Área lateral: 1 mm2
Altura entre a superfície e a lamínula = 0,1 mm
Volume da área lateral: 1 mm3
Volume de cada quadrado lateral: 0,1 mm3
Diluição da pipeta: 1/20
Números de quadrados grandes laterais contados = 4 
Portanto: 4 x 0,1 x 1/20 = 1/50
Ou seja, o fator é 50.
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de Ciências 
da Saúde
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Determinação do ferro sérico
ROTEIRO 5
Objetivos 
Explicar a importância da determinação do ferro no soro e correlacionar com ferritina e 
capacidade total de ligação do ferro com a transferrina. 
Procedimento
O aluno deverá seguir as etapas de procedimento descritas na bula do kit. E, com o auxílio 
do professor, interpretar os resultados obtidos.
Materiais Quantidade por Grupo
Soro controle normal e patológico 1 mL
Tubos de ensaio 2
Kit para determinação de ferro sérico 1
Pipeta automática P1000 1
Estante para tubos 1
Papel absorvente 1 rolo
Descarte para tubos e ponteiras 1
Equipamentos Quantidade
Banho a 37 °C 1
Espectrofotômetro 1
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de Ciências 
da Saúde
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Confecção de esfregaço sanguíneo
ROTEIRO 6
Objetivos 
Confecção e coloração de um esfregaço fino, regular e de bordas livres para boa distribuição 
das células do sangue. O esfregaço é utilizado para a contagem diferencial de leucócitos e 
observação de alterações em hemácias, leucócitos e plaquetas. Também é importante para 
a visualização de parasitas como o Plasmodium.
Procedimentos
1. Limpar várias lâminas de vidro com álcool e secar com gaze. A lâmina deve estar sem 
resquícios de gordura ou defeitos.
2. Limpar a lâmina extensora (bordas arredondadas) com álcool e secar.
3. Homogeneizar a amostra de sangue.
4. Aplicar uma gota de sangue com o auxílio de um capilar na extremidade da lâmina. 
A gota deve ter cerca de 1 cm de diâmetro ou 10 µL quando aplicada com uma pipeta 
automática.
5. Colocar o lado da lâmina em que está o sangue em um ângulo de 45° com a face 
superior da lâmina extensora.
6. Fazer um ligeiro movimento para trás com a lâmina extensora até encostá-la na gota 
de sangue, deixando então, que a gota se difunda uniformemente, ao longo de toda borda 
por capilaridade.
7. Levar a lâmina extensora para frente de modo que ela arraste a gota de sangue, que se 
estenderá numa camada delgada e uniforme. Evitar paradas ou movimentos muito rápidos. 
Preparar uma lâmina por vez.
Fonte: autoria própria.
8. Escolher a melhor lâmina, esperar secar e proceder à coloração.
9. Colocar as lâminas em frasco contendo corante Instant Prov I e deixar em repouso 
por 5 segundos.
10. Aos 5 segundos retirar do corante e deixar escorrer durante 5 segundos.
11. Colocar as lâminas no frasco contendo o corante Instant Prov II e deixar em repouso 
por 5 segundos.
12. Retirar do corante e deixar escorrer durante 5 segundos.
13. Colocar as lâminas no frasco contendo corante Instant Prov III e deixar em repouso 
por 5 segundos. 
14. Retirar do corante. Deixar escorrer durante 5 segundos e lavar cuidadosamente as 
lâminas em água corrente.
15. Deixar secar.
16. Observar ao microscópio ou reservar para serem lidas na próxima aula de microscopia.
17. Identificar e desenhar as células observadas.
Procedimento para visualização da lâmina ao microscópio:
1. Ligar o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz.
2. Girar o potenciômetro até o ponto máximo de luz.
3. Girar o revolver do microscópio de modo que a objetiva de menor (4x) aumento fique 
em posição de uso.
4. Colocar a lâmina sobre a platina. Verificar se corresponde à superfície que contém a 
camada de células. 
5. Procurar uma região em que as hemácias estejam dispersas e seja possível identificar 
os leucócitos com nitidez.
6. Focalizar as células com a objetiva de menor aumento utilizando inicialmente o 
parafuso macrométrico para facilitar a focalização. Ambos os olhos devem estar abertos. 
7. Melhorar o foco usando parafuso micrométrico (foco fino).
8. Girar o revolver e mudar para objetiva (10x), acertar o foco com o parafuso micrométrico. 
9. Utilizando o charriot escolher a área.
10. Mudar para a objetiva de (40x) com cuidado para que ela não atinja a lâmina ou 
quebre a lamínula. 
11. Focalizar as células com o ajuste fino.
12. Girar o revólver, deixar sem objetiva e adicionar 01 gota de óleo de imersão. 
13. Girar o revolvere mudar para objetiva (100x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico. 
14. Procurar a região na qual as células estão bem dispersas.
Fonte: autoria própria.
Materiais Quantidade por Grupo
Sangue de carneiro 2 mL
Lâminas de vidro 20
Lâminas extensoras 4
Tubo capilar 1
Pipeta P10 1
Estante para secagem de lâminas 1
Papel absorvente 1
Gaze 1
Descarte para lâminas de vidro 1
Pisseta com álcool 70%
Frasco/copo para coloração de lâminas 3
Corante panótico Instant Prov I, II e III 1 Conjunto
Equipamentos Quantidade
Microscópio 1
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de Ciências 
da Saúde
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Identificação de alterações 
morfológicas em hemácias
ROTEIRO 7
Objetivos 
Identificação das alterações morfológicas em hemácias. A revisão manual das lâminas 
de amostras que apresentam alterações em um ou mais parâmetros tem como objetivo a 
identificação de anormalidades no tamanho, forma, coloração e presença de inclusões. 
Procedimentos
1. Ligar o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz.
2. Girar o potenciômetro até o ponto máximo de luz.
3. Girar o revolver do microscópio de modo que a objetiva de menor (4x) aumento fique 
em posição de uso.
4. Colocar a lâmina sobre a platina. Verificar se corresponde à superfície que contém a 
camada de células. 
5. Utilizando o charriot, centralizar o meio/cauda da lâmina (região em que as hemácias 
estão regularmente dispersas).
1. cabeça; 2. meio; 3. cauda.
Fonte: autoria própria.
6. Focalizar as células com a objetiva de menor aumento utilizando inicialmente o 
parafuso macrométrico para facilitar a focalização. Ambos os olhos devem estar abertos. 
7. Melhorar o foco usando parafuso micrométrico (foco fino)
8. Girar o revolver e mudar para objetiva (10x), acertar o foco com o parafuso micrométrico. 
9. Utilizando o charriot escolher a área.
10. Mudar para a objetiva de (40x) com cuidado para que ela não atinja a lâmina ou 
quebre a lamínula. 
11. Focalizar as células com o ajuste fino.
12. Girar o revólver, deixar sem objetiva e adicionar 41 gota de óleo de imersão. 
13. Girar o revolver e mudar para objetiva (100x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico. 
14. Procurar a região na qual as células estão bem dispersas.
15. Identificar as alterações presentes. 
Possíveis alterações que podem estar presentes:
Fonte: autoria própria.
Materiais Quantidade por Grupo
Esfregaço de sangue periférico de arquivo 1 por aluno
Óleo de imersão 1
Gazes 1
Papel absorvente 1 rolo
Equipamentos Quantidade
Microscópio 1
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
Instituto de Ciências 
da Saúde
Disciplina: Hematologia Clínica
Título da Aula: Contagem diferencial 
de leucócitos
ROTEIRO 8
Objetivos 
Contagem diferencial de leucócitos. A contagem diferencial de leucócitos em neutrófilos 
(bastonetes e segmentados), linfócitos, monócitos, eosinófilos e basófilos pode ser realizada 
por automação ou a partir de esfregaços corados por coloração de Leishman, entre outras. 
Procedimentos
1. Ligar o microscópio na tomada (verificar se é 110 volts) e acender a luz.
2. Girar o potenciômetro até o ponto máximo de luz.
3. Girar o revolver do microscópio de modo que a objetiva de menor (4x) aumento fique 
em posição de uso.
4. Colocar a lâmina sobre a platina. Verificar se corresponde à superfície que contém a 
camada de células. 
5. Procurar uma região em que as hemácias estejam dispersas e seja possível identificar 
os leucócitos com nitidez.
6. Focalizar as células com a objetiva de menor aumento utilizando inicialmente o 
parafuso macrométrico para facilitar a focalização. Ambos os olhos devem estar abertos. 
7. Melhorar o foco usando parafuso micrométrico (foco fino).
8. Girar o revolver e mudar para objetiva (10x), acertar o foco com o parafuso micrométrico. 
9. Utilizando o charriot escolher a área.
10. Mudar para a objetiva de (40x) com cuidado para que a mesma não atinja a lâmina 
ou quebre a lamínula. 
11. Focalizar as células com o ajuste fino.
12. Girar o revólver, deixar sem objetiva e adicionar 01 gota de óleo de imersão. 
13. Girar o revolver e mudar para objetiva (100x), acertar o foco com o parafuso 
micrométrico. 
14. Procurar a região na qual as células estão bem dispersas.
15. Proceder a contagem de cem células. Anotar cada tipo encontrado. Para evitar erros de 
contagem (ou seja, contar a mesma célula em duplicata), adotar o método em zigue-zague. 
Iniciar a contagem da região do corpo do esfregaço e ir em direção à cauda. Identificar as 
alterações presentes. 
Fonte: autoria própria.
 
Células Quantidade
Neutrófilos bastonetes
Neutrófilos segmentados
Linfócitos
Monócitos
Eosinófilos
Basófilos
Materiais Quantidade por Grupo
Esfregaço de sangue periférico de arquivo 1 por aluno
Óleo de imersão 1
Gaze 1
Papel absorvente 1 rolo
Equipamentos Quantidade
Microscópio 1
Descarte do material utilizado conforme Normas Internacionais de Segurança.
Nome: __________________________________ RA: __________ Data: ____/____/____
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 1
Caso clínico
A paciente R.S., de 20 anos, sentiu-se cansada para a realização de suas atividades diárias e 
passou em consulta médica. Entre outros exames, foi solicitado o hemograma. No quadro abaixo 
seguem os valores de número de hemácias, concentração de hemoglobina, hematócrito e RDW. 
Calcule os valores dos índices hematimétricos. Classifique o tipo de anemia da paciente a partir da 
interpretação dos índices hematimétricos. Discuta a importância do parâmetro RDW. 
Valores de referência
Hemácias 4,5 milhões/mm3 3,5 - 5,5 milhões/mm3
Hemoglobina 10,9 g/dL 12 - 15 g/dL
Hematócrito 35% 36 - 48%
VCM 80 - 98 fL
HCM 25,4 - 34,6%
CHCM 30 - 36%
RDW 16% 11,6 - 14,8%
Visto do docente: (evitar rubricas e, se possível, adicione carimbo)
_________________________
Nome: __________________________________ RA: __________ Data: ____/____/____
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 2
Questão 1. A avaliação morfológica das hemácias deve ser realizada em esfregaço de sangue 
utilizando-se corantes panópticos, por exemplo. Entretanto, outras colorações podem ser utilizadas, 
entre estas a coloração com corante azul-de-cresil brilhante. Discuta a necessidade e importância 
da utilização dessa coloração.
Visto do docente: (evitar rubricas e, se possível, adicione carimbo)
_________________________
Nome: __________________________________ RA: __________ Data: ____/____/____
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 3
Questão 1. A eritropoese é o processo de formação de hemácias que ocorre na medula óssea e 
garante a produção contínua da massa de células vermelhas no organismo. Esquematize o processo 
de eritropoese a partir de proeritroblasto e identifique quais células estão presentes na medula 
óssea e quais estão presentes no sangue periférico em condições fisiológicas.
Visto do docente: (evitar rubricas e, se possível, adicione carimbo)
_________________________
Nome: __________________________________ RA: __________ Data: ____/____/____
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 4
Caso clínico
Paciente masculino, 55 anos, sem linfonodomegalia, não anêmico, não plaquetopênico, 
apresentou 12.000 leucócitos/mm3 e contagem diferencial indicando 9.000 linfócitos/mm3. A 
análise morfológica do esfregaço sanguíneo, indicou presença de linfócitos com cromatina muito 
condensada e parcialmente agregada, além de manchas de Gumprecht, encontradas como restos 
celulares. 
Questão 1. Discuta a importância da análise morfológica reportada nesse hemograma e a 
necessidade de exames hematológicos complementares para o diagnóstico. 
Visto do docente: (evitar rubricas e, se possível, adicione carimbo)
_________________________
Nome: __________________________________ RA: __________ Data: ____/____/____
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 5
Caso clínico
Paciente de 78 anos sofreu queda em domicílio, sofrendo um corte na perna direita, com 
necessidade de sutura. Após 5 diasde realizada a sutura, o paciente referiu sentir dor e odor fétido 
na lesão e febre. Foi realizado um hemograma. Segue abaixo o resultado do leucograma. Calcule 
os valores diferenciais absolutos e identifique as alterações presentes. 
Questão 1. As alterações são compatíveis com possibilidade de infecção bacteriana? Justifique.
Paciente % Paciente/mm3 Limites % Limites/mm3
Leucócitos 0 15.000/mm3 4.500-11.000
Promielócitos 0
Mielócitos 0
Metamielócitos 2%
Neutrófilos bastonetes 10% 0-5 0-550
Neutrófilos segmentados 75% 40-65 1.800-7.150
Linfócitos 10% 22-44 1.000-4.800
Monócitos 1% 2-11 80-1.200
Eosinófilos 1% 1-5 45-600
Basófilos 1% 0-2 0-200
Avaliação morfológica: presença de granulações tóxicas nos neutrófilos.
Visto do docente: (evitar rubricas e, se possível, adicione carimbo)
_________________________
Nome: __________________________________ RA: __________ Data: ____/____/____
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 6
Caso clínico
Um analista laboratorial, ao realizar os hemogramas de alguns pacientes, observou que o 
equipamento liberou um resultado que apresentava, como única alteração, 90.000 plaquetas/mm3. 
O analista laboratorial realizou uma extensão sanguínea e a análise microscópica evidenciou a 
presença de agregados plaquetários. 
Questão 1. Discuta qual deve ser a conduta do analista nesse caso.
Visto do docente: (evitar rubricas e, se possível, adicione carimbo)
_________________________
Nome: __________________________________ RA: __________ Data: ____/____/____
ATIVIDADE OBRIGATÓRIA 7
Caso clínico
R.F.M., 6 anos. Queixa principal: dor em todo o corpo há dois meses e palidez progressiva há 
um mês. A criança apresenta, desde do início das dores, febre baixa intermitente, cefaleia, vômitos 
frequentes, anorexia, perda de quatro quilos e irritação, com prejuízo do sono. A mãe consultou 
uma pediatra, que prescreveu sulfato ferroso, sem ter solicitado hemograma. Visto que não houve 
melhora, a mãe levou a criança em nova consulta. O médico pediu um hemograma. 
Hemograma: 
Hemoglobina: 6,7 g/dL
Reticulócitos: 0,1% (0,5 a 1,5%)
Leucócitos: 70.700/mm3 (3.800 – 11.000/mm3)
Blastos: 76%
Neutrófilos segmentados: 5% (40 – 78%) (1.700 – 7.800/mm3)
Linfócitos: 15% (20 – 50%) (1.000 – 4.500/mm3)
Eosinófilos: 4% (1 – 5%) (20 – 500/mm3)
Basófilos: 0% (0 – 2%) (0 – 200/mm3)
Plaquetas: 42.000/mm3 (150.000 – 400.000/mm3)
Questão 1. O que podemos concluir do caso clínico? São necessários exames complementares? 
Justifique sua resposta.
Visto do docente: (evitar rubricas e, se possível, adicione carimbo)
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