RELATORIO CARBOIDRATOS

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SERGIPE
CENTRO DE CIÊNCIAS EXATAS E TECNOLOGIA
DEPARTAMENTO DE QUÍMICA
AULA EXPERIMENTAL
CARBOIDRATOS
Relatório apresentado como atividade avaliativa referente a disciplina Química de Biomoléculas, administrada pelo professor André Luís Bacelar Silva Barreiros.
Lyslie de Jesus Souza Ribeiro
São Cristóvão, 06 de Junho de 2015.
SUMÁRIO
INTRODUÇÃO
OBJETIVO
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA
MATERIAIS E MÉTODOS
RESULTADOS E DISCUSSÃO
CONCLUSÃO
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AULA EXPERIMENTAL SOBRE CARBOIDRATOS
INTRODUÇÃO
Os carboidratos são os constituintes orgânicos mais abundantes dos vegetais e são de grande importância para todos os organismos vivos. Eles servem não somente como fonte de energia para animais e vegetais, mas em alguns seres serve como constituintes importantes dos tecidos de suporte. 
Os carboidratos são definidos normalmente como poli-hidroxialdeídos e poli-hidroxicetonas. Os carboidratos mais simples, que não podem ser hidrolisados em carboidratos menores, são chamados monossacarídeos. Carboidratos que quando hidrolisados produzem somente duas moléculas de monossacarídeos são chamados dissacarídeos; aqueles que produzem três são chamados trissacarídeos e assim por diante. Carboidratos que quando submetidos à hidrólise produzem 2 a 10 moléculas de monossacarídeos são normalmente chamadas de polissacarídeos. 
Os monossacarídeos contendo um grupo aldeído são chamados aldoses e aqueles que contêm grupamentos cetônicos são chamados cetoses.
Em soluções aquosas, os monossacarídeos com cinco ou mais átomos de carbono ocorrem, predominantemente, como estruturas cíclicas nas quais o grupo carbonila forma uma ligação covalente com o oxigênio de um grupo hidroxila ao longo da cadeia, formando derivados chamados hemicetais ou hemiacetais.
Estas formas apresentam um carbono assimétrico adicional e assim podem existir duas formas estereoisoméricas. 
Os açúcares podem ainda ser classificados como açúcares redutores e não redutores. Os açúcares redutores contêm grupamentos hemiacetais ou hemicetais. Carboidratos que contém somente grupos cetais ou acetais são chamados açucares não redutores.
OBJETIVO
A aula experimental teve como objetivo:
Identificar se uma substância é ou não um carboidrato;
Distinguir entre açúcares redutores e não redutores;
Distinguir entre aldoses e cetoses e entre mono e polissacarídeos;
Identificar e caracterizar um carboidrato em alimentos.
FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA
3.1) Teste de Molisch
Os carboidratos mais importantes são os formados por cinco ou seis átomos de carbono. Por serem moléculas muito ricas em grupamentos hidroxila, os monossacarídeos podem ser facilmente desidratados por ação de ácidos fortes concentrados. Os polissacarídeos têm suas ligações glicosídicas rompidas em presença do ácido, quebrando-as, fornecendo monossacarídeos que são em seguida desidratados.
A desidratação de monossacarídeos causada pelo ácido concentrado leva a formação de pentoses (carboidratos de cinco átomos de carbono) que geram como produto final o furfural, e as hexoses (carboidratos com seis átomos de carbono) geram o hidroximetilfurfural. No caso de oligossacarídeos ou polissacarídeos, são primeiro hidrolisados em seus monossacarídeos constituintes, e depois desidratados.
        Tanto o furfural quanto o hidroximetilfurfural são substâncias incolores, impedindo que a reação seja visualizada. Para resolver esse problema, adiciona-se um composto fenólico ao meio, o α-naftol, conhecido como reativo de Molisch. O fenol reage como os produtos incolores, e provoca o aparecimento de um anel de coloração violeta.
O teste de Molisch permite fazer a distinção de um carboidrato de outro composto. Um teste positivo indica a presença de hidratos de carbono e negativo a ausência.
Figura 1 – Reação de Molisch
3.2) Teste de Fehling
Este teste é usado para determinar-se se um composto com presença da carbonila se trata de um aldeído ou de uma cetona. Com a solução de Fehling é possível diferenciar carboidratos solúveis em água de cetonas, sendo também um teste para monossacáridos. 
O reagente de Fehling é composto por duas soluções separadas, solução A e solução B. O Fehling A é uma solução aquosa de sulfato de cobre (II), enquanto o Fehling B é uma solução aquosa incolor de tartarato de sódio e potássio (também conhecido como sal de Rochelle) e uma base forte (normalmente hidróxido de sódio). Iguais quantidades das duas soluções são adicionadas para originar a solução final de Fehling, que possui uma cor azul escura. Nesta solução final, os ânions tartarato quelatam os íons Cu2+ da solução A, dando origem ao complexo de bistartarocuprato (II) – [Cu(C4H4O6)2]4-. Os íons tartarato, ao ligarem-se aos cátions de cobre, impedem a formação de hidróxido de cobre (II) – Cu(OH)2 – através da reação entre o sulfato de core e o hidróxido de sódio, presentes na solução.
O complexo de bistartarocuprato (II), presente na solução final, é um agente oxidante. O composto a testar é adicionado à solução de Fehling e a mistura é aquecida. Aldeídos são oxidados, dando um resultado positivo, mas as cetonas não o são, com exceção das α-hidroxicetonas. O bistartarocuprato oxida o aldeído a um aníon carboxilato e, durante este processo, os cátions Cu2+ do complexo são reduzidos a cátions de Cobre (I), que precipitam sob a forma de óxido de cobre (I), um sal insolúvel em água com cor vermelha, indicando um resultado positivo. Um resultado negativo corresponde à ausência do precipitado vermelho. No entanto, o teste de Fehling não pode ser aplicado com aldeídos aromáticos.
O teste de Fehling pode ser usado como teste genérico para a presença de monossacáridos. Este dá um resultado positivo tanto para aldoses (devido ao grupo aldeído oxidável) como para cetoses (dado que estas se convertem para aldoses pela base do reagente).
Figura 2 – Reação de Fehling
3.3) Teste de Benedict
O teste de Benedict consiste na redução de íons cobre presentes no reagente, o qual é reduzido na presença de açúcares redutores, formado um precipitado de coloração amarela ou vermelha (Cu2O). O açúcar, por sua vez, é oxidado e polimerizado na solução alcalina. Os carboidratos redutores possuem grupos aldeídos ou cetonas livres ou potencialmente livres, sofrendo oxidação em solução alcalina de íons metálicos como o obre.
Os íons cúpricos (Cu++) são reduzidos pela carbonila dos carboidratos a íons cuprosos (Cu+) formando o óxido cuproso, que tem cor vermelho tijolo.
Figura 3 – Reação de Benedict
3.4) Teste de Tollens
O reagente de Tollens é um composto químico muito usado para determinar se um determinado composto com grupos carbonila é um aldeído ou uma α-hidroxicetona. É, normalmente, uma solução amoniacal de nitrato de prata, mas também pode ser uma de muitas outras misturas, desde que se encontre presente em solução aquosa o complexo catiônico diaminoprata(I) – [Ag(NH3)2]+.
Um teste positivo com o reagente de Tollens resulta na precipitação de prata nas paredes do recipiente, produzindo um “espelho de prata” no interior do recipiente.
A adição do reagente de Tollens a aldeídos leva a um teste positivo, consequência da reação de oxidação e redução que ocorre, na qual os ions de prata são reduzidos a prata elementar, originando a superfície espelhada no recipiente.
A forma mais comum de preparação do reagente consiste em adicionar umas gotas de uma solução aquosa diluída de hidróxido de sódio a uma solução aquosa de nitrato de prata, obtendo-se cátions [Ag(H2O)4]+, os íons hidróxido reagem com o complexo hidratado de prata, dando origem a óxido de prata (I), Ag2O, que é insolúvel em água e tem uma cor castanha:
2 AgNO3 (aq) + 2 NaOH (aq) → Ag2O (s) + 2 NaNO3 (aq) + H2O (l)
 Seguidamente, uma solução aquosa de amoníaco é adicionada à mistura até que todo o precipitado castanho esteja dissolvido, ou seja, que todo o óxido de prata (I) seja convertido a nitrato de diaminoprata (I), [Ag(NH3)2]NO3, solúvelem água. Neste ponto a solução volta a ficar transparente e o hidróxido de sódio é regenerado:
Ag2O (s) + 4 NH3 (aq) + 2 NaNO3 (aq) + H2O (l) → 2 [Ag(NH3)2]NO3 (aq) + 2 NaOH (aq)
Após a confirmação da presença de grupos carbonilo num composto orgânico, utilizando-se o reagente de Tollens pode ser utilizado para determinar se o composto é uma cetona ou um aldeído. 
Este teste baseia-se no fato de os aldeídos serem agentes redutores mais fortes que as cetonas; isto deve-se à presença de um hidrogênio associado ao carbono do grupo carbonilo. Normalmente, o teste é executado num banho de água morna.
Num teste positivo, o complexo diaminoprata (I) oxida o aldeído a um íon carboxilato, que posteriormente, em condições mais acídicas, é convertido ao ácido carboxílico correspondente. O [Ag(NH3)2]+ é reduzido a prata sólida e a amoníaco. A prata precipita e deposita-se na superfície interior das paredes do recipiente, originando uma superfície espelhada. O ácido carboxílico não é imediatamente formado, dado que a reação ocorre em condições alcalinas. As seguintes equações descrevem o que decorre durante o teste, sendo R um grupo alquilo:
[Ag(NH3)2]+ (aq) + e− → Ag (s) + 2 NH3 (aq)
RCHO (aq) + 3 OH− → RCOO− + 2 H2O + 2 e−
 3.5) Teste de Seliwanoff
O teste de Seliwanoff é um teste que visa obter a distinção entre aldoses e cetoses, seguindo os mesmos princípios teóricos que embasam a reação de Molisch. Sob ação desidratante de ácidos concentrados, nesse caso o ácido clorídrico, são transformados em furfural e hidroximetilfurfural. Adiciona-se um composto fenólico, o resorcinol, ao meio para que seja desenvolvida coloração visível, um composto vermelho.         
Esse teste permite diferenciar aldoses de cetoses porque a reação com a cetose é mais rápida e mais intensa. Isso porque a formação do furfural é mais fácil que a formação do hidroximetilfurfural.
Figura 4 – Reação de Seliwanoff
 3.6) Teste de Bromo
O teste com água de bromo resume-se em um meio oxidante brando que consegue converter aldeídos em ácido carboxílicos. É um teste de diferenciação entre aldoses e cetoses. O meio ácido impede a isomerização.
Figura 5 – Reação do teste de bromo
3.7) Extração e caracterização do amido
O amido é um alimento de reserva em plantas (tubérculos, caules, raízes e algas) e um nutriente importante para os animais. As plantas sintetizam uma mistura de glicanos, transformando na principal reserva de alimento, e está depositado no citoplasma das células de plantas como grânulos insolúveis compostos por α-amilose e amilopectina. 
A α-amilose é um polímero linear de milhares de resíduos de glicose ligado. Apesar da α-amilose ser um isômero da celulose, ela possui propriedades estruturais muito diferentes. Isso ocorre porque as ligações β-glicosídicas da celulose causam nos resíduos sucessivos de glicose uma rotação de 180º em relação ao resíduo anterior, fazendo com que o polímero assuma uma conformação completamente distendida e facilmente empilhável. As ligações α-glicosídicas da α-amilose fazem com que ela adote uma conformação helicoidal. 
MATERIAIS E MÉTODOS
Para realização dos testes descritos foram utilizadas amostras de glicose, frutose, sacarose, amido e celulose.
4.1) Teste de Molish
4.1.1) Vidrarias e equipamentos
Suporte para tubo de ensaio
05 tubos de ensaios 
05 espátulas
Pisseta
Conta-gotas
Pipeta graduada de 10 mL
Pêra
Capela de exaustão
4.1.2) Reagentes
Ácido sulfúrico P.A.
Água destilada
Solução de α-naftol a 10%
4.1.3) Procedimento
Em cada tubo de ensaio foi colocado com o auxílio de uma espátula aproximadamente 0,1g uma amostra de glicose, frutose, sacarose, amido e celulose. Em seguida foi adicionado aproximadamente 1,0 mL de água destilada com o auxilio de uma pisseta. Foi adicionado em cada tubo 04 gotas de solução de α-naftol a 10%. Para realizar a adição do ácido sulfúrico, o suporte com os tubos foi levado para a capela de exaustão, e foram adicionados 2,0 mL do reagente com o auxílio de uma pipeta graduada em cada tubo contendo a amostra diluída. A adição do ácido foi realizada lentamente, com o tubo inclinado levemente, e observado a reação ocorrida em cada amostra.
4.2) Teste de Fehling
4.2.1) Vidrarias e equipamentos
Suporte para tubo de ensaio
05 tubos de ensaios 
05 espátulas
Conta-gotas
Bécker de vidro de 1,0L
Chapa aquecedora
4.2.2) Reagentes
Solução de Fehling A
Solução de Fehling B
Água destilada
4.2.3) Procedimento
Inicialmente foi preparado o complexo de Fehling, a junção das soluções A e B. Em cada tubo de ensaio foi colocado com o auxílio de um conta-gotas, 2,5 mL da solução de Fehling A e 2,5 mL da solução de Fehling B. Em seguida os tubos foram colocados em banho-maria num becker com água destilada sob uma chapa aquecedora, por 2 min. Após a preparação do reagente de Fehling foi adicionado com o auxílio de uma epátula, uma amostra de glicose, frutose, sacarose, amido e celulose em cada tubo. Os tubos continuaram em aquecimento por mais 2 min. Foi feita a observação da reação ocorrida em cada amostra.
4.3) Teste de Benedict
4.3.1) Vidrarias e equipamentos
Suporte para tubo de ensaio
05 tubos de ensaios 05 espátulas
Conta-gotas
Bécker de vidro de 1,0L
Chapa aquecedora
4.3.2) Reagentes
Reativo de Benedict
Água destilada
4.3.3) Procedimento
Em cada tubo de ensaio foi colocado com o auxílio de um conta-gotas 5 mL do reativo de Benedict. Em seguida foi adicionada com uma espátula uma amostra de cada carboidrato em um tubo de ensaio. Os tubos de ensaio foram colocados em banho-maria num bécker com água destilada sob uma chapa aquecedora por 2 min. Foi feita a observação da reação ocorrida em cada amostra.
4.4) Teste de Tollens
4.4.1) Vidrarias e equipamentos
Suporte para tubo de ensaio
05 tubos de ensaios 05 espátulas
Conta-gotas
4.4.2) Reagentes
Solução de Hidróxido de Amônio 5%
Solução de Nitrato de Prata 1,0 mol/L
Solução de Hidróxido de Sódio a 10%
4.4.3) Procedimento
Inicialmente foi realizada a preparação do reagente de Tollens. Foi colocado em cada tubo de ensaio 2,0 mL de solução de Nitrato de Prata 1,0 mol/L, gotas da solução de NaOH a 5% e ainda foi adicionado a solução de Hidróxido de Amônio até a completa dissolução do precipitado (aproximadamente 10 mL). Os tubos ficaram em repouso até o aparecimento do espelho de prata. Foi feita a observação da reação ocorrida em cada amostra.
4.5) Teste de Seliwanoff
4.5.1) Vidrarias e equipamentos
Suporte para tubo de ensaio
05 tubos de ensaios 
05 espátulas
Pisseta
Conta-gotas
Bécker de vidro de 1,0L
Chapa aquecedora
4.5.2) Reagentes
Água destilada
Reativo de Seliwanoff
4.5.3) Procedimento
Em cada tubo de ensaio foi colocado com o auxílio de uma espátula aproximadamente 0,2g uma amostra de glicose, frutose, sacarose, amido e celulose. Em seguida foi adicionado aproximadamente 2,0 mL de água destilada com o auxilio de uma pisseta. O reativo de Seliwanoff foi adicionado em seguida com um conta-gotas cerca de 1,0 mL em cada tubo contendo a amostra diluída. Após agitação, os tubos de ensaio foram colocados em banho-maria, num bécker contendo água, sob uma chapa aquecedora. As amostras permaneceram em aquecimento por 2 min. Foi observada a reação em cada uma delas.
4.5) Teste de Água de Bromo
4.5.1) Vidrarias e equipamentos
Suporte para tubo de ensaio
05 tubos de ensaios 
05 espátulas
Pisseta
Conta-gotas
4.5.2) Reagentes
Água destilada
Solução de Bromo a 5%
4.5.3) Procedimento
Em cada tubo de ensaio foi colocado com o auxílio de uma espátula aproximadamente 0,1g uma amostra de glicose, frutose, sacarose, amido e celulose. Em seguida foi adicionado aproximadamente 1,0 mL de água destilada com o auxilio de uma pisseta. Foi adicionado com um conta-gotas cerca de algumas gotas da solução de bromo a 5% até a permanência da cor amarelada. Foi observada a reação em cada uma delas.
4.6) Extração, caracterização e precipitação do amido
4.6.1) Vidrarias e equipamentos
Suporte para tubo de ensaio
06 tubos de ensaios EspátulaPisseta
Conta-gotas
Proveta de 25 mL
Bastão de vidro
Gaze
Funil
Becker de 50mL, 100mL, 250mL, 1 L
Garra e suporte para funil
Chapa aquecedora
Pipeta graduada 10 mL
Pera
Papel filtro. 
4.6.2) Reagentes
Água destilada
α-naftol 10% em etanol
Ácido sulfúrico P.A.
Solução de Lugol
Sulfato de amônio
Etanol 
1 batatinha
1 pedaço de banana
1 pedaço de pão
4.6.3) Procedimento
Com o auxílio de uma espátula, foi raspado uma batata em um bécker de 100 mL. Foi adicionado 50 mL de água destilada. Com um bastão de vidro foi feito a agitação. O material foi filtrado em uma gaze, recolhendo o filtrado em um bécker de 250 mL. O material ficou em repouso por 10 min. Com o auxilio de um bastão de vidro, o líquido foi decantado. O amido extraído ficou depositado no fundo do bécker. Foi então adicionado 50 mL de água destilada na temperatura ambiente em agitação. Depois foi adicionado 50 mL de água destilada previamente aquecida. O material foi colocado para aquecer na chapa em agitação. 
Teste de Molisch: foi pipetado com um conta-gotas 1,0 mL da solução de amido recentemente preparada em um tubo de ensaio. Foi adicionado 04 gotas da solução de α-naftol 10%, em seguida foi pipetado o ácido sulfúrico lentamente. Foi observada a reação.
Teste de Lugol: no tubo de ensaio foi pipetado 2,0mL da amostra de solução de amido recentemente preparada. Foi adicionado 03 gotas de Lugol. O tubo foi colocado em banho-maria para aquecimento. Visto que a reação estava retardando, a amostra foi transferida para um bécker de 50 mL, para acelerar a reação. Após a mudança de coloração, o bécker foi resfriado em água corrente. As reações foram observadas.
Precipitação: Em um tubo de ensaio foi pipetado 5,0 mL da solução de amido recentemente preparada. E adicionado 5,0 mL de solução saturada de sulfato de amônio sob agitação severa. Em outro tubo foi adicionado 5,0 mL da solução de amido e 5,0 mL de etanol, também com agitação. Ambos foram deixados em repouso.
Após alguns minutos foi realizada a filtração dos dois tubos em papel filtro. Foi feito em seguida o teste de Lugol no material filtrado e no precipitado.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1) Teste de Molisch
Durante o teste foi possível observar a reação em cada amostra. Os resultados obtidos comprovaram que as amostras analisadas eram carboidratos. Quanto a amostra de glicose, embora tenha sido adicionado o ácido sulfúrico antes de adicionar o α-naftol, a amostra ainda apresentou resultado positivo para o teste, havendo a formação do anel violeta. Para a frutose, a sacarose, o amido e a celulose o resultado também foi positivo com formação do complexo violeta.
Um ponto relevante é que se o ácido sulfúrico for adicionado antes do α-naftol, a amostra poderá carbonizar devido à desidratação violenta a mesma.
Figura 6 – Resultado do teste de Molisch
5.2) Teste de Fehling
O reagente de Fehling é uma mistura instável, por isso as soluções de Fehling A e B são armazenadas separadas e o reativo é preparado antes do teste. Para haver a reação, o reagente necessita de aquecimento, e meio básico. Visto que os íons Cu2+ reagem com OH- formando precipitado, o tartarato é adicionado para dissolvê-lo.
É possível observar a reação ocorrida após adicionar as amostras no reativo de Fehling aquecido. A reação mais rápida ocorre com a frutose, a solução muda rapidamente da cor azul para vermelho tijolo. Já a glicose vai reagindo lentamente, mudando da cor azul, para cor amarronzada e em seguida para vermelho tijolo. Na amostra de sacarose, a solução mudou se azul para esverdeado. Nas amostras de amido e celulose as soluções permaneceram azuis, não ocorrendo nenhuma alteração.
Podemos observar que apenas a glicose e a frutose são açucares redutores, pois o teste de Fehling apresentou resultado positivo. No caso da sacarose, por ser um dissacarídeo, mesmo havendo mudança de coloração o teste foi negativo. A sacarose não possui o poder redutor da glicose. Isso acontece porque os grupos funcionais da molécula estão ocupados na ligação glicosídica para formação de monossacarídeos. A variação de cor pode ser explicada pela mudança de número de oxidação de cobre da solução de Fehling.
Figura 7 – Resultado do teste de Fehling
5.3) Teste de Benedict
Foi observada durante o aquecimento, a primeira amostra a dar resultado positivo foi a frutose, em seguida a glicose, visto que é oxidada a ácido glicurônico, reduzindo íons cúpricos a íons cuprosos, por isso a coloração muda para vermelho.
 A sacarose não sofre oxidação porque possui dois carbonos anoméricos envolvidos na ligação glicosídica (glicose + frutose). O amido e a celulose também apresentaram resultado negativo para o teste, confirmando que não são açucares redutores.
Figura 8 – Resultado do teste de Benedict
5.4) Teste de Tollens
O teste de Tollens é utilizado para diferenciação de aldeídos de cetonas, no entanto, em condições básicas ocorre a isomerização de cetoses em aldoses, impedindo a diferenciação entre as mesmas.
 Durante o experimento, a glicose e a frutose, assim que adicionados nos tubos, começaram a ficar acinzentados. Foi adicionado mais algumas gotas de hidróxido de amônio para ajustar o pH do meio, e com o tempo foi se formando o espelho de prata nos tubos contendo as amostras de glicose e de frutose, apresentando assim resultado positivo para o teste
Para a sacarose o resultado é negativo, pois os monossacarídeos que a compõem fazem ligação do tipo cetal ou acetal, a qual não se rompe em meio básico. O amido e a celulose apesar de apresentarem uma ligação hemiacetal no final da cadeia, esta não é detectada, pois todo o resto da cadeia apresenta ligações do tipo acetal. Assim o teste deu resultado negativo
 Figura 9 – Resultado do teste de Tollens
5.5) Teste de Seliwanoff
Uma cetose origina pela ação desidratante do ácido sulfúrico um derivado furfúrico com muito mais facilidade do que uma aldoses. Este derivado condensa rapidamente com o resorcinol. O aparecimento de cor deve se dar de 20 a 30 segundo de fervura, quando presente em uma cetose. Entretanto, quando for uma aldose, o tempo é um pouco maior.
É importante considerar que um aquecimento prolongado pode transformar uma parcela de aldoses em cetose por epimeração catalisada pelo HCl, gerando um falso positivo.
O resultado das amostras analisadas foi teste positivo primeiro para a frutose, com a presença da cor vermelha, depois para sacarose. As demais amostras apresentaram teste negativo. A frutose por possuir um anel de cinco carbonos foi desidratada primeiro que a sacarose que é um dissacarídeo, que antes precisa romper as ligações glicosídicas para poder haver a reação.
 
 Figura 10 – Resultado do teste de Seliwanoff
5.5) Teste de Água de Bromo
Das amostras analisadas, apenas a frutose apresentou teste negativo, pois ao ser adicionada a solução de bromo, a coloração do bromo permanece na solução. Como as cetoses não possuem hidrogênio no carbono anomérico, estas não reagem.
Já nas amostras de glicose, sacarose, amido e celulose, o teste dá positivo. Ao ser gotejado a solução de bromo, a aldoses vai reagindo e a solução voltando a ficar incolor. 
Figura 11 – Resultado do teste de Bromo
5.6) Extração, caracterização e precipitação do amido
Durante a extração do amido foi possível realizar o experimento com batata doce e batatinha. Assim, observamos que, durante o teste de Molish, a amostra da batata doce teve reação mais rápida que a batatinha, devido a composição da batata doce conter outros carboidratos além do amido. Ambas amostras apresentaram teste de Molish positivo. 
Já durante o teste de Lugol, foi possível observar que o Lugol adicionado ao amido apresenta uma cor azul escura, devido a reação com o iodo. Com o aquecimento, a amostra fica incolor. Isso acontece porque com o aumento a temperatura as ligações de hidrogênio se quebram, rompendo as estruturas de hélice do amido e o iodo escapa da molécula. Quando foi realizado o resfriamentoda amostra em água corrente, a amostra apresentou novamente a coloração azul. Porque com o resfriamento as ligações com o hidrogênio se refazem e o iodo retorna para a molécula.
Figura 12 - Extração do amido da batata doce e da batatinha.
Figura 13 - Teste de Lugol positivo para Figura 14 - Teste de Lugol positivo para o pão e para a a solução de amido. banana.
Figura 15 - Teste de Lugol positivo para o precipitado de amido.
CONCLUSÃO
Após análise dos resultados, verificou-se que os objetivos foram alcançados com sucesso. Foi possível realizar a caracterização de algumas amostras de glicídios.
Foi possível aplicar os testes em diversos tipos de amostras e observar as reações relacionando o conhecimento teórico com a prática.
De modo geral, pode-se afirmar que o experimento foi bastante proveitoso, 
BIBLIOGRAFIA
LEHNINGER, A.B.; NELSON, D. L.; COX, M. Princípios de bioquímica. 2. ed. São Paulo: Sarvier, 2000, 839 p.
SOUZA, K. F. D. Experimentos de Bioquímica. São Paulo: UNESP. 2009.
WILMO, 2008. E. F. J. Carboidratos: estruturas, propriedades e funções. Química nova na escola: Conceitos científicos em destaque. N° 29, Agosto 2008.