Normas de Segurança no Laboratório de Fitoquímica

Prévia do material em texto

APOSTILA DE AULAS 
PRÁTICAS DE 
FITOQUÍMICA 
Elaboração: Profa. Dra. Fernanda Oliveira de Gaspi 
- Araras/ 2019 - 
� �2
Normas de Segurança no Laboratório de Fitoquímica 
! 
❀ Qualquer laboratório onde se manipule substâncias químicas é potencialmente perigoso. 
Portanto, tenha o máximo de cautela e atenção ao realizar um experimento, evitando 
conversas e brincadeiras que dispersem a concentração. 
❀ As substâncias químicas, principalmente os solventes, são normalmente, voláteis, corrosivos 
e combustíveis. Desta forma, o uso de chama deve ser evitado, quando utilizado, deve-se 
cercar de todas as precauções. 
❀ Existe uma regra geral que deve ser seguida no desenvolvimento dos experimentos: toda 
substância desconhecida é potencialmente perigosa até que se prove o contrário. 
❀ A toxicidade das substâncias químicas varia enormemente e nem todas, mesmo as mais 
comuns, tiveram seus aspectos toxicológicos suficientemente estudados. Por isso, deve-se 
sempre seguir as normas a fim de evitar acidentes. Abaixo há uma lista de instruções 
específicas que os alunos devem seguir para a sua segurança e de seus colegas. 
1. Não trabalhe sozinho no laboratório. Um companheiro, ao menos, sempre será uma ajuda 
ou testemunha em caso de acidente. 
2. Use o jaleco para proteção. 
3. Use sapato fechado (nunca sandálias!) 
4. Não fume no laboratório. 
5. Evite brincar no laboratório. 
6. Se algum ácido ou outro produto químico for derramado, lave o local com bastante água e 
comunique o professor. 
7. Leia com atenção o rótulo dos reagentes para se ter certeza de que pegou o frasco correto. 
8. Não jogue material sólido na pia. 
9. Observe a limpeza dos materiais antes de utilizá-los. 
10.Não gaste reagentes e soluções inutilmente, utilize somente o necessário para o 
experimento. 
11.Nunca pese material diretamente sobre o prato da balança; use béquer, vidro de relógio ou 
papel toalha. 
12.Se houver precipitado ou duas fases em solução a ser utilizada, agite cuidadosamente de 
modo a homogeneizá-la. 
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �3
13.Não ingira ou beba qualquer alimento no laboratório. 
14.Não recoloque nos frascos soluções restantes, podem contaminar o conteúdo do 
recipiente. 
15.Quando utilizar soluções e reagentes, certifique-se que o rótulo esteja voltado para cima, 
evitando que se estrague. 
16.Só use água destilada nos experimentos. 
17.Não trabalhe com material defeituoso, principalmente o de vidro. 
18.Não deixe sobre a mesa a lamparina acesa com chama forte. 
19.Não deixe vidro quente em lugar que possam pegá-lo inadvertidamente. 
20.Não prove ou engula drogas ou reagentes do laboratório. 
21.NUNCA pipete com a boca soluções ou líquidos puros. 
22.Não trabalhe com inflamáveis próximos a chamas. 
23.Não aqueça tubos de ensaio com a boca virada para si ou para outra pessoa. Habitue-se a 
aquecer o tubo de ensaio de forma intermitente. 
24.Não aqueça substâncias inflamáveis ou voláteis em chama direta, use banho-maria. 
25.Feche direito os frascos das soluções e regentes, principalmente os que forem voláteis e 
inflamáveis. 
26.Utilize o descarte para líquidos inflamáveis. Evite jogar na pia. 
27.NUNCA adicione água a uma solução de ácido ou base concentrada para diluí-los. 
Sempre adicione essas soluções concentradas à água. 
28.Substâncias como vapores tóxicos tais como: bromo, cloro, ácido clorídrico e nítrico 
concentrados, solução concentrada de amônia entre outras devem ser manipuladas na 
capela. 
29.Tão importante quanto trabalhar em segurança é trabalhar ordenadamente, com 
consciência da seqüência a ser realizada. Leia atentamente o procedimento experimental 
certificando-se de que todos os materiais e reagentes necessários estão disponíveis. Anote 
os resultados obtidos relacionados à teoria e à prática. 
30. Consulte o professor quando tiver dúvidas e avise-o de qualquer acidente que ocorra por 
menor que pareça. 
31.Lave bem as mãos ao deixar o laboratório. 
! 

Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �4
1) EXTRAÇÃO E IDENTIFICAÇÃO GENÉRICA DE FLAVONOIDES E TANINOS 
EXTRAÇÃO FLAVONOIDES 
❀ Pesar 2g do material vegetal em um erlenmeyer. 
❀ Adicionar 20mL de solução etanol:água 70%. 
❀ Ferver por cerca de 5 minutos em chapa elétrica. 
❀ Deixar amornar e filtrar por algodão. 
❀ Distribuir o filtrado em 5 tubos de ensaio identificados, sendo que o tubo n° 5 será o branco. 
❀ Executar as reações de identificação A, B, D, G. 
EXTRAÇÃO TANINOS 
❀ Pesar 1g do material vegetal em um béquer. 
❀ Adicionar 30mL de água destilada. 
❀ Ferver por cerca de 5 minutos em chapa elétrica. 
❀ Deixar amornar e filtrar por algodão. 
❀ Distribuir o filtrado em 5 tubos de ensaio identificados, sendo que o tubo n° 5 será o branco. 
❀ Executar as reações de identificação B, E, F, H. 
REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO 
A. REAÇÃO DE SHINODA (Cianidina) 
➢ Colocar 2 mL do extrato em tubo de ensaio. 
➢ Adicionar 0,5 mL de HCl concentrado. 
➢ Adicionar um fragmento de magnésio metálico. 
➢ Observar se após o desprendimento de hidrogênio há o aparecimento de coloração. 
B. REAÇÃO DO CLORETO FÉRRICO 
➢ Colocar 1 mL do extrato em tubo de ensaio. 
➢ Adicionar 4 mL de água destilada. 
➢ Adicionar 1-2 gotas de FeCl3 2%. 
➢ Observar se há o aparecimento de coloração e/ou precipitação. 
C. REAÇÃO DO CLORETO DE ALUMÍNIO 
➢ Em um papel de filtro aplicar duas gotas do extrato em duas áreas. 
➢ Colocar sobre uma das manchas uma gota da solução etanólica de cloreto de alumínio 5%. 
➢ Após a evaporação do solvente, comparar a fluorescência sob luz ultravioleta. 
D. REAÇÃO COM ÁCIDO SULFÚRICO 
➢ Colocar 1 mL do extrato em tubo de ensaio. 
➢ Adicionar 3 gotas de Ácido sulfúrico. 
➢ Observar se há o aparecimento de coloração. 
E. REAÇÃO DE STIASNY 
➢ Colocar 1 mL do extrato em tubo de ensaio. 
➢ Adicionar 3 gotas de formol e 2 gotas de Ácido clorídrico. 
➢ Observar se há precipitação. 
F. REAÇÃO COM ACETATO ÁCIDO DE CHUMBO 
➢ Colocar 2 mL do extrato em tubo de ensaio. 
➢ Adicionar 4 mL ácido acético glacial. 
➢ Adicionar 2 mL solução de acetato de chumbo 10%. 
➢ Observar se há precipitação. 
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �5
G. REAÇÃO COM HIDRÓXIDOS ALCALINOS 
➢ Colocar 1 mL do extrato em tubo de ensaio. 
➢ Adicionar 4 mL de água destilada. 
➢ Adicionar 15 gotas de NaOH 1N. 
➢ Observar se há o aparecimento de coloração. 
H. REAÇÃO COM GELATINA 
➢ 2 ml do extrato + 2 gotas de HCl diluído + solução de gelatina a 2,5% gota a gota. 
➢ Se ocorrer formação de precipitado: reação positiva para taninos. 
Tabela 1: Resultados para os respectivos testes de caracterização de flavonoides e taninos. Cores 
apresentadas em caso de resultado positivo. 
REAÇÃO FLAVONA FLAVONOL FLAVANONAS DERIVADOS ANTOCIÂNICOS CHALCONAS ISOFLAVONAS TANINOS
A SHINODA
Amarelo 
Laranja Vermelha Violácea
Vermelha 
rosa - - -
B
CLORETO 
FÉRRICO Verde
Verde-
acastanhado
Verde-
acastanhado - Amarela Verde
Precipitado
Azul (hidr) 
verde 
(condens)
C CLORETO DE ALUMÍNIO
Fl. 
Amarela 
esverdeada
Fl.Amarela Fl. Azul-esverdeada - Fl.Amarela
Fl.Amarelo-
acastanhado-
D ÁCIDO SULFÚRICO
Amarelo 
intenso
Amarelo 
intenso
Laranja – 
vermelho -
Vermelho – 
carmim
Vermelho - 
carmim -
E STIASNY - - - - -
Precipitado 
(condens.)
F
ACETATO 
ÁCIDO DE 
CHUMBO
Precipitado 
(hidrolis.)
G
HIDRÓXIDOS 
ALCALINOS Amarelo - flavonoides
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �6
2) ALCALOIDES 
2.1 – EXTRAÇÃO E PURIFICAÇÃO 
PROCESSO A (Análise direta em meio ácido) 
Colocar cerca de 2g da droga pulverizada em um tubo de ensaio. 
Adicionar 40 mL de solução aquosa de ácido clorídrico a 2%. 
Aquecer a mistura em chapa elétrica por 3 minutos. 
Deixar esfriar e filtrar em algodão. 
Dividir o filtrado em duas porções : A e B 
Distribuir a porção A em 6 tubos de ensaio. 
Colocar 2 gotas dos reativos de precipitação: Branco, Mayer, Bertrand, Dragendorff, Bouchardart e 
Sonnenschein (Tabela 1). 
PROCESSO B 
Alcalinizar a porção B com solução de hidróxido de amônio a 10% até pH 9-10. 
Efetuar extrações em funil de separação com 20 mL de clorofórmio. 
Extrair cautelosamente. 
Decantar a camada clorofórmica e separá-la. 
Separar 10mL para a reação da murexida (item 2.2). 
Evaporar o clorofórmio da fase orgânica restante em banho-maria (=levar à secura). 
Ressuspender o resíduo resultante em 5 mL de solução de ácido clorídrico 2%. 
Distribuir o material em 6 tubos de ensaio e em cada tubo colocar uma gota dos reativos de 
precipitação: Branco, Mayer, Bertrand, Dragendorff, e Bouchardart, ácido fosfomolibidico. 
Anotar os resultados. 
2.2 – REAÇÃO DE MUREXIDA 
Colocar o extrato clorofórmico reservado em cápsula de porcelana e evaporar o solvente em banho-
maria até a secura. 
Adicionar ao resíduo 0,5mL de ácido clorídrico 6N, 2 gotas de clorato de potássio 0,1N e 
homogeneizar com auxílio de um bastão de vidro. 
Evaporar o solvente novamente em banho-maria. 
Adicionar ao resíduo 3 gotas de hidróxido de amônio. 
Observar a coloração. 
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �7
RGA Composição Cor do precipitado
Dragendorff Iodo bismutato de potássio Alaranjado
Mayer Iodo mercurato de potássio Branco
Bertrand Ácido sílico-túngstico Branco
Bouchardat/Wagner Iodo-iodeto de potássio Marrom
Sonnenschein Ácido fosfomolíbdico Branco
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �8
3) EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE HETEROSÍDEOS CARDIOATIVOS 
3.1 EXTRAÇÃO 
! Pesar cerca de 10g das folhas frescas da planta e triturar. 
! Colocar em um erlenmeyer e adicionar 40mL de etanol 50%. 
! Ferver em chapa elétrica por 15 minutos. 
! Após resfriar, adicionar 15mL de solução saturada de acetato de chumbo e misturar devagar. 
! Após a precipitação, filtrar. 
! Transferir o filtrado para um funil de separação e extrair duas vezes com 20mL de clorofórmio (Não 
agitar com força para evitar a formação de emulsão). 
! Reunir as frações orgânicas e agitar com pequena porção de sulfato de sódio anidro. 
Filtrar em algodão e evaporar até metade do volume. 
Com cada uma, efetuar as reações abaixo: 
3.2) REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO 
 A) REAÇÃO DE KELLER-KILLIANI 
 ! Evaporar 2mL do extrato clorofórmico em um tubo de ensaio. 
 ! Dissolver o resíduo em 1mL de ácido acético glacial. 
 ! Adicionar 2 gotas de cloreto férrico 2%. 
 ! Transferir CUIDADOSAMENTE o conteúdo deste tubo para outro com 2mL de ácido sulfúrico 
concentrado. NÃO AGITAR. 
Observar a coloração. 
Cor da formação do anel → vermelhado acastanhado → reação + 
Cor da fase acética → azul-esverdeado. 
 B) REAÇÃO DE LIBERMANN-BURCHARD 
! Evaporar 2mL do extrato clorofórmico em um tubo de ensaio. 
! Adicionar ao resíduo 1 mL de anidrido acético. 
! Adicionar 1mL de ácido sulfúrico concentrado (SEM AGITAR). 
! Observar a coloração. 
Cor azul ou verde → provavelmente núcleo esteroidal. 
Cor vermelha, rosa, púrpura ou violeta → provavelmente núcleo terpênico. 
C) REAÇÃO DE KEDDE 
! Evaporar 2mL do extrato clorofórmico em um tubo de ensaio. 
! Adicionar ao resíduo 6 gotas de reagente de Kedde e 3 gotas de hidróxido de potássio 1N. 
! Observar a coloração. 
Cor → castanho avermelhado a vermelho-violeta → reação positiva. 
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �9
D) REAÇÃO DE BALJET 
! Evaporar 2mL do extrato clorofórmico em um tubo de ensaio. 
! Adicionar ao resíduo 5 gotas de solução aquosa de ácido pícrico 5% e 2 gotas de hidróxido de 
potássio 1N. 
Observar a coloração. 
Cor → amarelo → reação positiva. 
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �10
4) ÓLEOS VOLÁTEIS E MÉTODOS EXTRATIVOS 
4.1 CARACTERES ORGANALÉPTICOS 
! Separar pequena amostra da droga a ser analisada, triturar e esfregar entre os dedos. 
! Observar o odor característico. 
! No caso de amostras de óleo essencial puro, abrir o recipiente e deixar que seu odor disperse pelo ar. 
Observar a sua cor e aspecto oleoso em tubo de ensaio. 
4.2 MICRODESTILAÇÃO 
! Adicionar em um tubo de ensaio cerca de 0,5g da droga devidamente triturada ou pulverizada, 
umedecendo-a em seguida com água destilada. 
! Colocar o tubo em banho-maria com auxílio de garras de madeira e a seguir, coloque na boca deste, 
uma lâmina de microscopia. 
! Observar que após alguns minutos a lâmina irá conter, em sua parte inferior, vapores condensados 
provenientes do interior do tubo. Realizar duas coletas diferentes. 
! Verificar o odor do condensado. 
! Em seguida, cobrir a primeira lâmina com lamínula e colocá-la em microscópio óptico, a fim de 
visualizar as gotículas de óleo essencial dispersas em água. 
! Adicionar uma gota de Sudam III no condensado da segunda lâmina, cobrir com lamínula e colocar o 
conjunto no microscópio. Observar a coloração. 
4.3 CONTROLE DE QUALIDADE (Testes qualitativos) 
A) PRESENÇA DE ÓLEO FIXO 
! Adicionar, com auxílio de pipeta de Pasteur, 4 gotas de óleo essencial e 2 gotas de éter dietílico em 
um tubo de ensaio. 
! Agitar em seguida para misturar os componentes. 
! Colocar uma gota da mistura em 3 regiões diferentes de um papel de filtro. 
! Identificar as manchas no papel e deixá-lo por cerca de 15-20 minutos em estufa a 100oC. A 
presença de mancha gordurosa translúcida após a evaporação do óleo essencial e do éter indica a 
presença de óleo fixo. 
B) PRESENÇA DE ÁLCOOL 
! Em uma proveta graduada de 10mL, com auxílio de pipeta volumétrica, adicionar 2mL de óleo 
essencial a igual volume de uma solução de água glicerinada (água + glicerina 1:1). Observar 
cuidadosamente o menisco no momento das duas adições, pois os volumes têm que ser EXATOS e 
IDÊNTICOS. Se necessário, efetuar os devidos acertos com pipeta Pasteur. 
! Misturar cuidadosamente os componentes da proveta e deixar em repouso por cerca de 10-15 
minutos. 
A contração do volume da essência, indica a presença de álcool. 
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
��11
4.4) EXTRAÇÃO DE ÓLEOS VOLÁTEIS POR HIDRODESTILAÇÃO 
Colocar a droga vegetal ou a planta fresca adequadamente rasurada ou moída no balão de destilação 
de boca esmerilhada. 
Adicionar água quente de modo a ocupar pouco mais da metade do volume do balão. 
Acoplar o aparelho de Clevenger e preencher com água fria a parte do tubo graduado e tubo de 
retorno. 
Promover o aquecimento do balão até a fervura da água, controlando a ebulição. 
Medir no tubo graduado a quantidade de óleo obtida. Calcular a porcentagem em relação à droga. 
! 
4.5) EXTRAÇÃO EM APARELHO DE SOXHLET 
❀ Pesar 20 g de folhas frescas. 
❀ Acondicionar no cartucho próprio para aparelho de Soxhlet. 
❀ Colocar cerca de 200mL de clorofórmio no balão de fundo redondo. 
❀ Submeter a aquecimento por cerca de 40 minutos. 
❀ Retirar o extrato obtido. 
❀ Concentrar em rotaevaporador. 
❀ Envasar em vidro âmbar e rotular. 
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �12
5) CROMATOGRAFIA EM CAMADA DELGADA 
❀ Preparar as cubas cromatográficas com a seguinte fase móvel (FM): 
✴ Tolueno: Acetato de etila (93:7). 
❀ Preparar a placa cromatográfica conforme a figura abaixo: 
 
! 
❀ Aplicar as amostras e os padrões nos respectivos pontos de partida com o auxílio de um capilar. 
❀ Amostras: soluções metanólicas dos óleos voláteis ou extratos a 1%. 
❀ Padrões: soluções metanólicas dos compostos puros presentes nos óleos voláteis ou extratos a 0,5%. 
❀ Colocar a placa na cuba cromatográfica e aguardar o desenvolvimento (LF =10 cm). 
❀ Retirar da cuba e esperar evaporar o solvente. 
❀ Observar a placa diretamente e na luz UV. 
❀ Aspergir de maneira uniforme sobre a camada de sílica, cerca de 10,0 mL dos reveladores 
específicos. 
❀ Após a nebulização, aquecer a placa cromatográfica em estufa a 105ºC por 10 minutos. 
❀ Anotar os resultados obtidos: número de manchas, seqüência, valores de Rf, cor, forma e intensidade 
das mesmas, comparando com os padrões. 
LF=10 cm
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
Linha do solvente
Linha de frente 
1 cm
1 cm
1 cm
✴ Fase fixa: Silicagel G. 
✴ Desenvolvimento: simples ascendente.
� �13
6) SAPONINAS: Técnicas de identificação e doseamento 
A) Teste de espuma (qualitativo) 
-Colocar 1 g da droga em pó ou fragmentada em um Becker. 
-Adicionar 10 ml de água destilada. 
-Ferver por 3 minutos. 
-Filtrar e transferir para um tubo de ensaio. 
-Resfriar e agitar energicamente por 15 segundos. 
-Observar se ocorre a formação de espuma persistente por mais de 15 minutos. 
-Adicionar 1mL de solução de HCl 2 mol/L. Observar. 
B) Determinação do Índice de Espuma ou Afrosimétrico (Análise Semi-Quantitativa) 
Definição: maior diluição do extrato aquoso, referindo-se a 1g do fármaco vegetal, capaz de formar 1 cm de 
altura de espuma persistente, decorridos 15 minutos depois de agitados. 
Preparo do extrato aquoso da droga 
-Colocar 1,0 g da droga vegetal em erlenmeyer contendo cerca de 50 mL de água destilada. 
-Manter sob fervura por 10 minutos. 
-Resfriar e Filtrar em algodão. 
Obs.: Se necessário, adicione à solução filtrada e fria certa quantidade de uma solução de carbonato 
de sódio até que ela se torne neutra (monitore com papel tornassol). 
-Completar o volume para 100 mL com água destilada (em balão volumétrico). 
- Preparar a série de diluições conforme a tabela abaixo. 
-Para facilitar as medições e observações, os tubos devem ter o mesmo diâmetro e a mesma altura. Marque 
todos os tubos de ensaio com duas marcações, sendo a primeira correspondente ao volume de 10 mL e a 
segunda igual a 1cm acima desse nível. 
Tabela 1: Diluições das Soluções extrativas 
-Agitar energicamente cada tubo, vedando com o dedo polegar, durante 15 segundos. Deixe-os em repouso 
por 15 minutos. 
-Observar qual tubo apresenta anel de espuma de aproximadamente 1 cm de altura. 
-Adicionar em cada tubo 1 mL de solução de ácido clorídrico 2 mol/L. 
- Se a altura da espuma de todos os tubos for inferior a 1 cm, o índice de espuma é menor do que 100. Caso, 
em qualquer um dos tubos, a altura da espuma permanecer igual ou superior a 1 cm, calcular o índice 
conforme a equação: 
TUBOS I II III IV V VI VII VIII IX X
Solução extrativa (mL) 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Água destilada (mL) 9 8 7 6 5 4 3 2 1 -
Volume total (mL) 10 10 10 10 10 10 10 10 10 10
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �14
IE = 1000/A (volume em mL do decocto) 
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi
� �15
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 
BRUNETON, J. Pharmacognosy, phytochemistry, medicinal plants. 2ªed. Paris : Lavoisier 
Publishing, 1999. 
COSTA, A. F. Farmacognosia. Lisboa: Fundação Calouste Gulbenkian, 3v, todas edições. 
CUNHA, A.P. Farmacognosia e fitoquímica. Lisboa : Fundação Calouste Gulbenkian, 2005. 
DI STASI, L.C., org. Plantas medicinais: Arte e Ciência. Um guia de estudo interdisciplinar. 5ª 
ed. São Paulo: Editora UNESP, 1996. 230p. 
Farmacopéia brasileira, 4ª edição, São Paulo: Atheneu, 1996-2000. 
Farmacopéia brasileira: oficializada pelo Governo Federal - Decreto n. 78840 de 25-11-1976, revista e 
complementada conforme a Portaria Miisterial n. 383/1977. 3ª ed. São Paulo : Organização Andrei 
Editora, 1977. 1213p. 
Farmacopéia dos Estados Unidos do Brasil. 2ª ed. São Paulo: Indústria Gráfica Siqueira, 1959. 
Farmacopéia dos Estados Unidos do Brasil. 1ª ed. São Paulo: Nacional, 1926. 
HARBORNE, J. B. Phytochemical methods : a guide to modern techniques of plant analysis. 3ªed. 
London : Chapman e Hall, 1998. 
HARRI, L.; ABREU, F.J. Plantas medicinais no Brasil: nativas e exóticas. 1ª ed. e 2ª ed.. Nova Odessa: 
Instituto Plantarum de Estudos da Flora Ltda., 2002 e 2008. 
MATOS, J. M. D.; MATOS, M.E. Farmacognosia- curso teórico-prático. Fortaleza: 
Edições UFC, 1989. 245p. 
Ministério da Saúde; INFARMED. Farmacopéia Portuguesa VI: edição oficial, 6ª ed. Lisboa: Ministério 
da Saúde, INFARMED, 1997. 1818p. e suplementos de 1998, 1999 e 2000. 
OLIVEIRA, F. de; AKISUE, G.; AKISUE, M.K. Farmacognosia. São Paulo: Atheneu, 1991-1998, 412p. 
ROBBERS, J.E. et al. Farmacognosia e Farmacobiotecnologia. São Paulo: Editorial Premier, 1997. 
372p. 
SIMÕES, C.M.O. et al. Farmacognosia: da planta ao medicamento. 3ª ed., 5ª ed. e 6ª ed. Porto Alegre: 
Editora da UFRGS, 2001, 2004 e 2007. 
WAGNER, H.; BLADT, S. Plant Drug Analysis. 2ª ed., Berlim: Springer-Verlag, 1996. 
Apostila de Fitoquímica/2019 Profa. Dra. Fernanda de Gaspi