APOSTILA PRÁTICA DE MICROSCOPIA DE ALIMENTOS

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APOSTILA PRÁTICA DE 
MICROSCOPIA DE ALIMENTOS 
 
 
 
 
 
 
 
Samella Fabiane Piva 
Michele Corrêa Bertoldi 
Uelinton Manoel Pinto 
 
 
 
 
 
 
 
 
Ouro Preto, MG. 
2013 
UNIVERSIDADE FEDERAL DE OURO PRETO 
ESCOLA DE NUTRIÇÃO 
DEPARTAMENTO DE ALIMENTOS 
 
ALI 252- MICROSCOPIA DE ALIMENTOS 
APRESENTAÇÃO 
 
A disciplina Microscopia de Alimentos é oferecida no início do curso 
de Ciência e Tecnologia de Alimentos da Universidade Federal de Ouro 
Preto e desta forma, possibilita um dos primeiros contatos do estudante 
com conteúdo especificamente voltado para a área de Alimentos. 
As empresas alimentícias buscam garantir a qualidade e segurança de 
seus alimentos empregando diversas ferramentas que hoje estão centradas 
em um controle sistêmico da produção. A aplicação das Boas Práticas de 
Produção e da Análise de Perigos e Pontos Críticos de Controle (APPCC) 
na indústria alimentícia tem apresentado excelentes resultados na qualidade 
e segurança dos produtos. Além disso, as empresas utilizam diversas 
análises laboratoriais para monitoramento e verificação da qualidade e 
segurança dos produtos. A Microscopia de Alimentos é uma forte aliada 
aos métodos físico-químicos e microbiológicos para o controle da higiene 
dos alimentos apontando e prevenindo possíveis falhas no processamento. 
Durante o semestre, os alunos são apresentados às técnicas de análise 
microscópicas dos alimentos, com o intuito de identificar elementos 
histológicos característicos e determinar a presença de materiais estranhos 
em produtos alimentícios. Tais conhecimentos permitem um bom 
embasamento para a execução de diversas técnicas de análise que serão 
utilizadas no decorrer do curso de graduação em Ciência e Tecnologia de 
Alimentos. 
 
 
Os autores 
 
 
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ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
 
SUMÁRIO 
 
 
Introdução ........................................................................................................................ 2 
Cuidados no laboratório e generalidades ......................................................................... 2 
Equipamentos, materiais e reagentes ................................................................................... 3 
Legislação ............................................................................................................................ 4 
Métodos de análise .............................................................................................................. 4 
Apresentação dos resultados da análise microscópica ........................................................ 4 
 
PRÁTICA 1: Uso do microscópio ótico e estereoscópico .................................................. 6 
 
PRÁTICA 2: Preparo de lâminas temporárias para a identificação de elementos 
histológicos ......................................................................................................................... 15 
 
PRÁTICA 3: Identificação de amido .................................................................................. 18 
PRÁTICA 4: Extração e caracterização de amido .............................................................. 23 
PRÁTICA 5: Identificação de elementos histológicos e materiais estranhos em mel ........ 25 
 
PRÁTICA 6: Identificação de elementos histológicos e materiais estranhos em 
condimentos ........................................................................................................................ 28 
 
PRÁTICA 7: Pesquisa de materiais estranhos em tempero ................................................ 30 
 
PRÁTICA 8: Pesquisa de materiais estranhos em manteiga e leite, bebida láctea 
e iogurte .......................................................................................................................... 31 
 
PRÁTICA 9: Pesquisa de sujidades leves utilizando o método da digestão ácida ............ 35 
 
PRÁTICA 10: Pesquisa de sujidades leves pelo método da flutuação em óleo, 
utilizando o frasco armadilha de Wildman ......................................................................... 37 
 
PRÁTICA 11: Pesquisa de sujidades leves utilizando o método da digestão enzimática 
(pancreatina) ....................................................................................................................... 39 
 
PRÁTICA 12: Identificação de elementos histológicos, pesquisa de materiais estranhos 
e fraudes em cacau e chocolate em pó ................................................................................ 41 
 
PRÁTICA 13: Avaliação microscópica do café torrado e moído ...................................... 45 
Referências bibliográficas .................................................................................................. 48 
ANEXO 1: Preparo de soluções utilizadas em microscopia ............................................... 51 
 
 
 
 
 
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ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
 
INTRODUÇÃO 
 
A microscopia de alimentos consiste em uma técnica microanalítica, simples e de 
baixo custo, tendo como principal finalidade a identificação de elementos histológicos 
característicos e a detecção de materiais estranhos em produtos alimentícios. 
A análise histológica possibilita a verificação da presença/ausência de substâncias 
declaradas ou não nos rótulos. Por outro lado, a detecção de material estranho no produto 
fornece um indicativo da condição higiênico-sanitária na qual o alimento se encontra, e pode 
estar associada a uma ou mais etapas do processamento do produto, desde a colheita até o 
armazenamento no ponto de venda. 
Desta forma, a análise microscópica permite a detecção de fraudes, que não são 
evidenciadas por métodos físico-químicos ou microbiológicos, além de auxiliar no controle de 
qualidade dos alimentos. Porém, a análise microscópica é utilizada como ferramenta auxiliar 
na análise de alimentos e, desta forma, não substitui as análises físico-químicas e 
microbiológicas convencionais para a avaliação da qualidade dos produtos alimentícios. 
 Além de resultados qualitativos, a microscopia de alimentos também pode ser utilizada 
na obtenção de dados quantitativos, como por exemplo, para estimar a composição de 
misturas de pós de origem vegetal em especiarias, ou a proporção de areia e/ou paus em 
condimentos, ou ainda a porção vegetal utilizada como adulterante. 
A eficiência da técnica depende da experiência e conhecimentos do analista acerca das 
características estruturais de materiais estranhos, da estrutura interna dos ingredientes de 
origem vegetal e animal presentes no produto alimentício, bem como das alterações 
morfológicas destes ingredientes durante o processamento. 
 
 CUIDADOS NO LABORATÓRIO E GENERALIDADES 
 
Para a proteção do analista, é indispensável o uso de jaleco, calçados fechados, óculos de 
proteção, dentre outras medidas. 
Não se devem trocar as tampas dos frascos dos reagentes. A quantidade de reagente 
restante/em excesso não deve ser retornada para o frasco. 
As vidrarias graduadas de alta precisão, não deverão ser aquecidas em temperaturas 
superiores a 50 ºC, para que não percam sua calibração. 
Ao acender o bico de gás, primeiro acenda o fósforo e, em seguida, abra o registro do 
gás. 
Ácidos e bases fortes devem ser adicionados sempre à água, e não o processo inverso. 
Pipetar reagentes tóxicos e corrosivos com o auxílio de pipetador ou pera. Nunca devem 
ser pipetados com a boca. 
Nas medidas de volume, o nível inferior do menisco do líquido contido nos recipientes 
deve aflorar o traço de aferição.As concentrações das soluções de sólidos em líquidos são expressas em percentagens de 
peso em volume (p/v) e as de líquidos em líquidos, em percentagens de volume em volume 
(v/v). 
As etapas em que se utilizam soluções de hidróxido de sódio ou mistura de álcool-éter 
devem ser realizadas em capela. 
A solução de hidróxido de sódio deve ser neutralizada antes do seu descarte. 
 
 
 
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EQUIPAMENTOS, MATERIAIS E REAGENTES 
 
 O laboratório de microscopia deve estar suficientemente equipado para alcançar os 
objetivos da análise. A seguir, estão descritos os aparatos necessários para uma boa eficiência 
na análise microscópica. 
 
Equipamentos 
 
 Agitador mecânico; 
 Balança semi-analítica eletrônica de precisão, com sensibilidade mínima de 0,1g; 
 Balança analítica eletrônica de precisão, com sensibilidade de 0,01g; 
 Capela de exaustão; 
 Cronômetro com alarme; 
 Chapa aquecedora; 
 Equipamento para filtração a vácuo; 
 Estufa de secagem; 
 Microscópio estereoscópico; 
 Microscópio ótico composto, com as especificações mínimas: binocular, condensador, 
oculares com aumento de 10X, três objetivas com aumentos de 10X, 25X e 40X, além 
de acessórios para luz polarizada; 
 Sistema de aquecimento de água filtrada; 
 Autoclave. 
 
Materiais 
 
 Alça de platina; 
 Bastão de vidro; 
 Béquer de vidro, com diferentes 
capacidades; 
 Cálice de vidro cônico; 
 Dessecador; 
 Erlenmeyer de vidro, com 
diferentes capacidades; 
 Gral de porcelana e pistilo; 
 Lâminas e lamínulas de vidro; 
 Papel de filtro qualitativo; 
 Peneiras de aço inox, com 
diferentes malhas; 
 Pesa-filtro; 
 Pincel; 
 Placa de Petri de vidro; 
 Vidro de relógio. 
 
Reagentes – ver Anexo 1 sobre o preparo de soluções utilizadas em microscopia 
 
 Água glicerinada a 2% ou a 
66%; 
 Álcool etílico P.A.; 
 Água destilada; 
 Clorofórmio P.A.; 
 Éter etílico P.A.; 
 Sílica gel azul (4/8 mm); 
 Hipoclorito de sódio e potássio 
(2,5% a 10,0%); 
 Solução de cloreto férrico a 3%; 
 Solução de hidróxido de sódio a 
(1,0 a 5,0 %); 
 Solução de lugol; 
 Suspensão de pancreatina; 
 Gelatina glicerinada; 
 Solução de Hoyer; 
 Solução de acido clorídrico a 
5,0%; 
 Reagente universal; 
 Solução de acido fosfórico (1 
 
 
4 
 
 
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+40); 
 Sudan II, III e IV; 
 Óleo mineral; 
 Óleo de rícino; 
 Querosene; 
 Heptano; 
 Óleo de cedro; 
 Solução de lauril sulfato de 
sódio; 
 Sudan II, III e IV 
 
 LEGISLAÇÃO 
 
Resolução – RDC n° 175, de 8 de julho de 2003 (DOU de 10/07/2003), da Agência 
Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA/MS), aprova o Regulamento Técnico de 
Avaliação de Matérias Macroscópicas e Microscópicas Prejudiciais à saúde humana em 
Alimentos Embalados. 
 
MÉTODOS DE ANÁLISE 
 
 A análise microscópica deve seguir as metodologias de análise recomendadas 
pela Food and Drug Administration (FDA), pela Association of Official Analytical 
Chemists International (AOAC), pela International Organization for Standardization 
(ISO), pelo Instituto Adolfo Lutz e pela Comissão do Codex Alimentarius e seus 
comitês específicos, ou ainda seguindo métodos validados conforme protocolos 
adotados por entidades internacionalmente reconhecidas. 
 APRESENTAÇÃO DOS RESULTADOS DA ANÁLISE MICROSCÓPICA 
 
 O resultado da análise microscópica deverá seguir recomendações dos órgãos 
responsáveis mencionados no item anterior e deverá apresentar, dentre outros: 
Especificação dos amidos e elementos histológicos de vegetais identificados, 
utilizando o nome científico (Gênero + espécie + cultivar), conforme normas do Código 
Internacional de Nomenclatura Botânica, seguido do nome comum entre parênteses; 
Ex.: Triticum aestivum (trigo), Zea mays L. (milho) Hordeum sp. (Cevada). 
 Relatar a presença de substância amilífera alterada, de levedura (característica do 
fermento biológico), de fibras musculares e outros. 
 Relatar a presença dos elementos histológicos não identificados, mesmo que sua 
identificação não seja possível. 
 Especificar os materiais estranhos encontrados no produto, como insetos inteiros ou 
em partes, parasitas, excrementos de insetos ou de outros animais, objetos inteiros e 
pontiagudos; 
 
 
 
 
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Figura 1: Exemplo de laudo utilizado para análise microscópica. 
 
Logo, nome e endereço do laboratório. 
Número de registro do laboratório em conselho profissional específico 
Nome do responsável técnico pelo laboratório 
Número de registro na Vigilância Sanitária 
LAUDO DA ANÁLISE MICROSCÓPICA N° xx 
Data da coleta: / / Horário da 
coleta:__________________________________. 
Local da coleta: Empresa_____________. 
Endereço: _______________________________. 
Coletador: ________________________________. 
Analista: ____________________________________. 
Amostra:_____________________________. Lote: _________________ 
Quantidade coletada: _____ unidades. 
Local armazenado até a análise:___________________________________. 
 
 METODOLOGIA PARA A COLETA: 
Amostragem por atributos (Ref. ABNT 5426:1977). 
Quantidade de amostra destinada à análise: ____ g / Redução manual por quarteamento 
Análise de sujidades pelo método da flutuação (Ref. A.O.A.C. n° 965.38 17
a
 Ed. 2000) 
Análise visual e por microscopia ótica. 
 
 DIAGNÓSTICO 
A análise microscópica de chocolate em pó revelou a presença de elementos 
histológicos de Zea sp. (milho) e Hordeum sp. (cevada), de elementos histológicos não 
identificados, partículas metálicas, fragmentos de Tribolium sp (besouros) e baratas 
(Blattella sp.), larvas e fragmentos de Tribolium castaneum L. (besouro-castanho), 
totalizando n fragmentos de materiais estranhos/ 100 g do produto. 
 
 CONCLUSÃO 
A amostra de cacau em pó não atende à Resolução RDC n. 175/2003 por apresentar 
vetores mecânicos sendo, portanto, reprovada. 
 
 Data: ___/___/_______ 
 _________________________________________ 
 Técnico responsável- Carimbo/Assinatura 
 
 
 
 
 
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PRÁTICA 1: USO DO MICROSCÓPIO ÓTICO E ESTEREOSCÓPIO 
 
1. INTRODUCAO 
 
A análise microscópica dos alimentos normalmente é realizada com o auxílio 
dos microscópios ótico e estereoscópico, que apresentam ampliação entre 5 a 2000, 
suficientes para alcançar os objetivos da análise. A microscopia eletrônica possui poder 
de ampliação 1000X maior em relação ao microscópio ótico, porém, considerando o 
elevado custo dos equipamentos e das análises, bem como a complexidade da 
preparação da amostra, tal técnica não é empregada no cotidiano dos laboratórios de 
microscopia de alimentos. Em geral, a identificação ao microscópio do material 
preparado na lâmina deve ser iniciada pela observação no menor aumento, prosseguindo 
gradativamente até o aumento máximo. Os tipos mais comuns de microscópios 
utilizados em microscopia de alimentos são: 
MICROSCÓPIO ESTEREOSCÓPIO DE CAMPO AMPLO 
Campo de visão não invertido. Aumentos utilizados: 5 a 100X. 
Tipo "Greenough": compostopor um sistema de prismas e lentes convergentes, 
independentes (um para cada olho). Possui grande resolução. Preferido para trabalhos 
críticos, produz imagens plásticas (observações tridimensionais, estereoscópicas). 
Vários tipos de microscópios de baixo poder: que produzem campo invertido, e onde os 
sistemas de lentes e prismas estão situados em um trilho ou anel. As lentes "zoom" são 
deste tipo, O poder de resolução não é tão bom como no tipo "Greenough", porém o 
trabalho fotográfico é obtido mais facilmente. 
VANTAGENS: Para cada aumento, a distância de trabalho é constante: o campo visual 
é amplo e permite manipulação fácil e natural do objeto, sem interromper a observação. 
Com a adição de acessórios, podem-se realizar observações com iluminação episcópica 
e diascópica, com luz polarizada e fluorescência. Permite ainda a confecção de 
fotografias. 
MICROSCÓPIO ÓTICO 
Geralmente, apresenta campo de visão invertido. As manipulações de objetos 
são extremamente difíceis, mesmo trabalhando com pequenos aumentos. O microscópio 
ótico geralmente produz uma ampliação máxima útil de 1000X do tamanho original. O 
termo “ampliação útil” significa que as estruturas ainda são claramente distinguíveis, 
em vez de estarem embaçadas. Com algumas modificações, incluindo oculares de alta 
potência, a ampliação máxima de um instrumento pode ser aumentada. Mesmo com 
estes ajustes, o limite de ampliação útil do microscópio ótico é de aproximadamente 
2000X. Existem vários tipos: 
Microscópio composto: com óptica de quartzo e iluminação especial: pode produzir 
efeito ultravioleta para fotografia. Com filtros e colorações especiais temos a 
microscopia de fluorescência. Com iluminação oblíqua ou condensadores especiais 
(iluminação de campo escuro) permite a visualização de partículas extremamente 
pequenas. 
 
 
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Microscópio de contraste de fase e interferência (tipo Nomarski): aumentam o 
contraste e detalhes observáveis em material biológico não colorido, enfatizando as 
diferenças em espessura ou índice de refração. 
MICROSCÓPIO 
O microscópio é composto por partes mecânicas e ópticas. Apesar de o sistema 
óptico ser sua principal característica, as partes mecânicas devem fornecer grande 
precisão, rigidez e fácil ajustamento. Sua constituição geral é a seguinte: 
 Base ou pé: sustenta o instrumento. 
 Braço: sustenta a parte ótica (lentes) e serve de transporte do aparelho. 
 Charriot: permite movimentos horizontais e verticais da lâmina em observação. 
 Tubo ou canhão: contém em uma das extremidades a lente e na outra, o 
revólver. 
 Mesa ou Platina: é o local onde a lâmina é colocada para visualização sobre 
uma abertura central para a passagem dos raios luminosos, coletados pelo 
espelho, "reforçados", “purificados” e dirigidos pelo condensador e o diafragma. 
 Parafuso macrométrico e micrométrico: 
 
Parafuso macrométrico: permite movimentos verticais (acima e abaixo) rápidos das 
lentes. Obtém- se com ele a focalização grosseira da peça a ser examinada. 
Parafuso micrométrico: fornece controle de focalização mais precisa, mesmo quando 
se está trabalhando com grandes aumentos. 
 Revólver: peça giratória na qual se prendem as objetivas. 
 Objetivas: localizadas na extremidade inferior do tubo ou canhão. São sistemas 
ópticos, construídos com 4-6 ou mais lentes superpostas. São montadas sobre 
um revólver porta-objetivas que pode ser girado para mover qualquer uma delas 
em alinhamento com o condensador. Produzem a imagem aumentada do item 
em observação que é projetado para o olho do observador. Existem vários tipos 
de objetivas, e todos os tipos apresentam sistemas "secos" e de imersão. A 
imagem formada pelas objetivas é também ampliada pelas lentes oculares. 
Assim, a combinação do sistema de lentes oculares produz a ampliação. A 
ampliação total obtida com qualquer uma das objetivas é determinada pela 
multiplicação do poder de ampliação da objetiva pelo poder de ampliação da 
ocular (geralmente 10X), como mostrado a seguir: 
 
 
 
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 Oculares: localizadas na extremidade superior do tubo. Ampliam a imagem e a 
projetam ao olho de observador. As oculares apenas ampliam a imagem formada 
pela objetiva e não melhoram a nitidez das estruturas do objeto observadas. 
Desta forma, seria ilógico o emprego de objetivas de menor aumento, e oculares 
de grande poder de ampliação. Também não é aconselhado o uso simultâneo de 
objetivas e oculares de forte aumento, pois o campo visual seria pouco nítido. 
Geralmente, a ampliação da imagem deve ser obtida pela seleção de uma 
objetiva de grande poder e uma ocular de baixo poder. Por exemplo, aumentos 
de 100X devem ser obtidos com uma objetiva de 20X e uma ocular de 5X. 
 
 Condensador: É a porção mais inferior do sistema óptico e situa-se abaixo da 
platina. Regula a quantidade de luz adequada à visualização do objeto. Deve 
estar centralizado. O sistema de lentes do condensador fornece a luz concentrada 
e a focaliza no plano do objeto. Para se obter uma ótima resolução, a imagem da 
fonte de luz deve estar no foco simultaneamente com o objeto examinado. 
Movendo-se o condensador para fora do foco, o contraste do material não 
corado aumentará. Esta operação é, algumas vezes, vantajosa. No entanto, 
acarreta a diminuição do poder de resolução. 
 
 Diafragma: O diafragma controla a forma do cone de luz projetado pelo 
condensador. Para total eficiência, a lente da objetiva deve estar inteiramente 
preenchida pela luz. É necessário diminuir a luz para maior conforto do 
observador, pois o excesso de brilho prejudica o exame. Para as objetivas de 
menor aumento, utiliza-se o diafragma fechado, eliminando os raios laterais. As 
objetivas de maior aumento usa-se o diafragma aberto. 
 
 Iluminador: é a fonte da luz que é dirigida através do espécime pelo 
condensador e diafragma. 
Cada parte do sistema óptico tem algum efeito nos raios luminosos. Os raios 
passam através do condensador e são focalizados por ele no plano do objeto, 
modificados por este, coletados pela objetiva e, então projetados na ocular, que amplia 
a imagem primária. A imagem é formada por meios ópticos e não é necessariamente 
idêntica ao espécime real. Parte da habilidade de um bom microscopista consiste no 
conhecimento e experiência necessários para interpretar adequadamente as imagens. A 
deformação mais perceptível da realidade é, sem dúvida, o achatamento bidimensional 
da imagem de objetos tridimensionais. 
PODER DE RESOLUÇÃO 
 
À medida que dois objetos se aproximam, atinge-se um ponto tal em que é 
impossível distingui-los 
Designação 
da objetiva 
Ampliação 
da objetiva 
Ampliação 
da ocular 
Ampliação 
total 
Baixa Ampliação 4 ou 10 10 40 ou 100 
Média Ampliação 40 10 400 
Imersão 100 ou 200 10 1000 ou 2000 
 
 
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como entidades separadas. A menor distância na qual, dois objetos poderão ser vistos 
separadamente é o poder de resolução. A 25 cm de distância, o olho humano tem poder 
de resolução de cerca de, 0,1 nm a 0,2 mm, o que significa que distancias inferiores são 
observadas como um ponto único. O limite de resolução dos microscópios óticos é de 
cerca de 200 nm ou 2000 Å (angstrom), maior que o olho humano em até 2000X. 
A ampliação útil de um microscópio é limitada pelo seu poder de resolução ou 
sua habilidade de distinguir imagens de dois objetos muito próximos,mas separados 
como entidades distintas. O poder de resolução é função do comprimento de onda da 
luz e da abertura numérica do sistema de lentes. Assim, o poder de resolução máximo 
de um microscópio é fixado pelo comprimento de onda da luz utilizada e pelas 
propriedades óticas das lentes. Os microscópios luminosos que utilizam a luz visível 
têm um poder de resolução de aproximadamente 0,1 a 0,25 μm, o que significa que 
partículas de tamanhos inferiores a esta faixa não podem ser distinguidas umas das 
outras. 
As estruturas celulares que desejamos evidenciar são da ordem de 1 mm 
(milímetro), equivalente a 1000 μm (micrômetros) ou 1000000 nm (nanômetros), ou 
inferior. Desta forma, a ampliação destas estruturas com o auxílio dos auxilio dos 
microscópios ótico e estereoscópico é suficiente para a sua observação com o olho 
humano. 
A maioria dos tecidos é incolor, o que dificulta a sua observação ao microscópio 
ótico. Assim, a visualização dos constituintes e estruturas celulares pode ser realçada 
por testes histoquímicos, utilizando reagentes específicos denominados corantes, o que 
permite a sua identificação (Tabela 1). 
Tabela 1. Principais reagentes utilizados em testes histoquímicos para a detecção de 
componentes e estruturas celulares. 
Estrutura/ Componente 
celular 
Reagente Coloração característica 
Amido Solução de lugol Azul arroxeada 
Celulose Cloreto de zinco Azul 
Tanino Cloreto férrico a 10% e carbonato 
de cálcio a 2% 
Reagente universal 
Azul-esverdeada 
Azul-esverdeada 
Ácidos graxos saturados e 
insaturados 
Sudan III 
Sudan IV 
Solução de lugol 
Reagente universal 
Vermelho-alaranjado 
Amarelo 
Vermelho-alaranjado 
 
Proteínas Acido tânico 
Acido pícrico 
Biureto 
Precipitado amarelo 
 
Precipitado amarelo 
 
 
 
 
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Lignina Floroglucina clorídrica 
Cloreto de zinco iodado 
Reagente universal 
Vermelho 
Amarelo 
Amarelo 
Gomas, pectinas e mucilagens. Acetato de chumbo alcoólico Precipitado 
Alcaloides Reagente universal Parda 
 
IMERSÃO EM ÓLEO 
Quanto maiores as ampliações, menor será a quantidade de raios luminosos a 
atravessar o tubo do microscópio. Desta forma, para aproveitar a maior quantidade 
possível de luz, interpõe-se entre a objetiva e a lamínula uma gota de óleo de cedro ou 
outro óleo que possua índice de refração igual a 1,575. 
Uma vez que o índice de refração do ar é menor que o do vidro, os raios de luz 
são refratados ou desviados à medida que passam através da lâmina. Assim, muitos 
raios de luz que são desviados pela lâmina que contém o material a ser observado não 
penetram na objetiva. Quanto maior for à ampliação, menor será a quantidade de raios 
luminosos a atravessarem o tubo do microscópio. 
Para se utilizar a objetiva de imersão, deve-se primeiramente focalizar a 
estrutura a ser analisada com a menor ampliação. Em seguida, adicionar uma gota de 
óleo sobre o centro iluminado da lamínula e virar direto o revólver para a objetiva de 
imersão. Observar pela ocular, ajustando a focalização micrométrica, colocando a 
imagem em foco. 
Após o uso, a lamínula e a lente da objetiva devem ser limpas, utilizando, um 
pano macio, umedecido em um pouco de algumas soluções tais como: benzol, gasolina, 
clorofórmio, xilol, ou álcool-éter. Uma vez que as lentes das objetivas são coladas nas 
partes metálicas com resinas, deve-se evitar solvente em excesso, que empregados com 
frequência, podem deslocar as lentes. 
 
 
CUIDADOS COM O MICROSCÓPIO 
1) Evitar tocar as lentes, pois as impressões digitais sobre a superfície de uma lente 
diminuem sensivelmente sua área útil, prejudicando o processo de formação da 
imagem. 
2) Limpar as partes metálicas com pano macio embebido em álcool 70%. Lubrificar as 
superfícies deslizantes e engrenagens com vaselina. 
3) Para a limpeza das oculares, utilizar algodão, cotonete caseiro ou palito isenta de 
ferpas, com a ponta envolvida com algodão, pano macio e que não solte fiapos. 
Pode-se usar solução de limpeza (50% éter sulfúrico PA, 50% clorofórmio PA), 
álcool ou xileno, com muito cuidado e em quantidades mínimas, pois estes podem 
penetrar no cimento das lentes. 
 
 
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4) Para limpeza das objetivas de imersão utiliza-se uma solução de álcool-éter 1:3 e 
um pano macio. 
 
Antes de se iniciar a limpeza da parte óptica do microscópio, os seguintes cuidados 
devem ser tomados: 
 Observar se as lentes possuem fungos; 
 Observar se a camada de filme fino anti-reflexiva não está deteriorada (isto 
pode ser observado através da diferença de coloração entre o vidro e o 
filme); 
 Após estas observações, inicia-se a limpeza de baixo para cima, ou seja, 
limpam-se os vidros e espelhos da base, da lâmpada, até chegar-se ao topo, 
nas oculares. Para a limpeza de fungos utiliza-se água oxigenada a 10 
volumes. O procedimento para aplicação é o seguinte: segura - se o cotonete 
sem tocá-lo, para evitar depositar gordura das mãos no algodão; 
 Segura-se a lente, pela lateral, limpando as duas superfícies. Inicia-se a 
aplicação pelo centro, fazendo-se um movimento em espiral. O mesmo 
procedimento é utilizado na limpeza de espelhos. 
 Para a limpeza das lentes com manchas de gorduras ou outras que não 
fungos, executa-se o mesmo procedimento anterior, porém com a solução de 
limpeza; 
 
OBS: Os filtros e lentes de plástico ou acrílico não podem ser limpos com a solução de 
clorofórmio e éter sulfúrico, pois isto danificaria a sua superfície tornando-os opacos. 
Utiliza-se para isto álcool etílico. 
5) Não retirar as objetivas ou oculares dos orifícios do microscópio. Se precisarem ser 
removidas, vedar os orifícios com tampas plásticas próprias. 
6) Nunca mexa no sistema de ajustamento micrométrico, como também nos prismas. 
Os sistemas de prismas dificilmente são alinhados sem equipamento especial. 
7) Transporte o microscópio pela haste e pela base, nunca pelos parafusos do 
mecanismo macrométrico e micrométrico. 
8) Para focalizar a preparação, mova a platina sempre de baixo para cima, nunca de 
cima para baixo. Não force o mecanismo micrométrico, quando estiver no fim e 
mantenha-o sempre no meio. 
 
O microscópio, quando não estiver em uso, necessita de cuidados especiais para se 
evitar a proliferação de fungos. O ideal é que seja mantido em sala com ar 
condicionado, pois este auxilia a manutenção de uma umidade relativa baixa. A 
utilização de capas protetoras é recomendada e o material deve ser pano ou qualquer 
outro tecido que permita aeração do microscópio (o uso de plástico não é recomendado 
por reter umidade). 
 
 
 
12 
 
 
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2. OBJETIVO 
Identificar e conhecer as respectivas partes do microscópio ótico e estereoscópico e 
aprender a manuseá-lo adequadamente. 
 
3. MATERIAL E MÉTODO 
 
Material 
 
 Microscópio ótico 
 Estereomicroscópio 
 Lâminas permanentes 
 Placas de Petri 
 
Método 
 
Os procedimentos de utilização do microscópio estão descritos a seguir. 
1) Encaixar a lamina a ser observada no orifício da platina. 
2) Girar o botão que se situa no pé do microscópio e ajustar a luminosidade. Não 
precisa girar até o fim. 
3) Com a objetiva de menor aumento posicionada, girar o parafuso macrométrico 
até que a objetiva se aproxime da lâmina. Proceda olhando por fora e não pela 
ocular. 
4) Girar o macrométrico até obter a nitidez necessária para a observação. Desta 
vez, observando pelaocular. 
5) Focalizar com o micrométrico. Para aumentar a ampliação, gire o revólver e 
utilize a objetiva de aumento imediatamente superior. Faça o ajuste fino 
utilizando o micrométrico. Repita a operação ao mudar a objetiva. 
6) A observação utilizando a objetiva de maior aumento (100X), ou objetiva de 
imersão, deve ser realizada conforme descrito no item anterior, com adição de 
uma gota de óleo de imersão por cima da lamínula. 
 
 
13 
 
 
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4. RESULTADOS 
 
Lâmina Desenho esquemático Aumento da 
Objetiva 
Observações 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
14 
 
 
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Complete o desenho abaixo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
15 
 
 
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PRÁTICA 2: PREPARO DE LÂMINAS TEMPORÁRIAS PARA A 
IDENTIFICAÇÃO DE ELEMENTOS HISTOLÓGICOS 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
A análise histológica de alimentos tem como objetivo a confirmação dos 
ingredientes declarados no rótulo do produto, garantindo ao consumidor a aquisição de 
produtos em conformidade com a legislação. A identificação histológica também visa 
caracterizar os materiais estranhos, auxiliando na detecção de fraudes. 
Para que a identificação dos constituintes do alimento seja feita de forma correta, 
o analista deve estar familiarizado com as características morfológicas e histológicas 
dos tecidos vegetais e animais. 
 
2. OBJETIVO 
 
Observar as características histológicas de diversos itens alimentícios pela montagem de 
lâminas temporárias. 
 
3. MATERIAL E MÉTODO 
 
Material 
 
 Acetona, éter etílico ou etanol; 
 Água glicerinada 2% (Lâminas 
temporárias) 
 Lâminas e lamínulas 
 Microscópio ótico 
 Solução de lugol 
 Solução de cloral hidratado 
ou hipoclorito de sódio 10% 
 Solução de NaOH 5% 
 Bisturi ou estilete 
 Placas de Petri 
 Becker 
 Álcool 
 Lamparina ou vela 
 Banho-maria 
 Base de unha 
 Espátula 
 Gral com pistilo 
 Papel de filtro 
 Funil 
 Bomba de vácuo 
 Etiquetas 
 
 
Método 
Preparo da amostra e montagem de lâminas temporárias: 
1) Transferir os cortes histológicos para uma lâmina. 
2) Acrescentar uma gota de água destilada ou água glicerinada a 2%. 
3) Cobrir com lamínula. Caso haja presença de bolhas de ar, fazer movimentos 
cuidadosos de um lado para outro para eliminação das bolhas de ar, ou aquecer 
rapidamente na chama, ou adicionar uma gota de álcool entre a lâmina e a 
lamínula. 
 
 
16 
 
 
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4) Observar ao microscópio ótico. 
 
Produto Preparo da 
amostra 
Preparo da lâmina Elemento 
histológico típico 
Desenho 
Esquemático 
Aumento 
Cebola 
(Allium 
cepa) e alho 
(Allium 
sativum) 
Fazer cortes 
muito finos 
com auxílio 
de bisturi 
Colocar o corte 
mais uma gota de 
água glicerinada 
entre lâmina e 
lamínula 
Células do 
parênquima 
 
Banana 
(Musa 
paradisiaca) 
Picar em 
rodelas na 
hora da 
análise 
Macerar e colocar 
uma porção com 
uma gota de lugol 
entre lâmina e 
lamínula 
Vasos espiralados 
Mamão 
(Carica 
papaya) 
Macerar a 
fruta em 
água 
glicerinada 
Colocar uma porção 
com uma gota de 
água glicerinada 
entre lâmina e 
lamínula 
Tubo lactífero 
Abacaxi 
(Ananas 
comosus L. 
Merril). 
Macerar a 
fruta em 
água 
glicerinada 
Colocar uma porção 
com uma gota de 
água glicerinada 
entre lâmina e 
lamínula 
Ráfides de 
oxalato de cálcio 
 
Tomate 
(Lycopersic
um 
esculentum 
Mill) Partir a fruta 
separando 
epicarpo, 
mesocarpo, 
endocarpo e 
espermoder
ma. 
Colocar uma porção 
de cada uma das 
partes 
separadamente com 
uma gota de água 
glicerinada entre 
lâmina e lamínula 
Epicarpo: células 
poligonais em 
forma de contas. 
Mesocarpo: 
células grandes, 
arredondadas 
contendo 
pigmentos. 
 Endocarpo: 
Células com 
protuberância. 
Espermoderma: 
células sinuosas 
com falsos pelos 
 
 
Salsa 
(Petrosoliu
m sativum). 
Clarificar 
com solução 
de 
hipoclorito 
de sódio 
Colocar uma porção 
com uma gota de 
água glicerinada 
entre lâmina e 
lamínula 
Células com 
paredes muito 
finas. 
 
Orégano 
(Origanum 
vulgare) 
Clarificar 
com solução 
de 
hipoclorito 
de sódio 
Colocar uma porção 
com uma gota de 
água glicerinada 
entre lâmina e 
lamínula 
Células típicas e 
pelos da epiderme 
 
 
Sal Não é 
necessário 
colocar 
lamínula 
Observar os cristais 
na objetiva de 4X 
Cristais 
Areia Não é 
necessário 
colocar 
lamínula 
Observar os cristais 
na objetiva de 4X 
Cristais 
 
 
17 
 
 
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Açúcar Não é 
necessário 
colocar 
lamínula 
Observar os cristais 
na objetiva de 4X 
Cristais 
Vidro Não é 
necessário 
colocar 
lamínula 
Observar os cristais 
na objetiva de 4X 
Cristais 
 
4. RESULTADOS 
 
Preencha o quadro anterior fazendo um esboço dos elementos histológicos observados. 
 
 
 
18 
 
 
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PRATICA 3: IDENTIFICAÇÃO DE AMIDOS 
 
1. INTRODUÇÃO 
O amido é um polissacarídeo de extrema importância em alimentos. Ele é 
produzido em grande quantidade nas folhas dos vegetais como forma de 
armazenamento dos produtos da fotossíntese e é a forma de carboidrato mais comum na 
alimentação humana, representando cerca de 90% dos carboidratos da nossa dieta. 
É um alimento de reserva em plantas e um nutriente importante para os animais. 
Ele é uma mistura de glicanos que as plantas sintetizam como principal reserva de 
alimento, e está depositado no citoplasma das células de plantas como grânulos 
insolúveis compostos por dois polissacarídeos estruturalmente diferentes: α-amilose e 
amilopectina. 
A α-amilose (Figura 1) é um polímero linear, hidrossolúvel, de unidades de 
glicose unidos por ligações α 1,4. As ligações α-glicosídicas da α-amilose fazem com 
que ela adote uma conformação helicoidal irregularmente agregada. 
Já amilopectina (Figura 2) é uma macromolécula menos hidrossolúvel que a 
amilose, que consiste principalmente, de cerca de 1400 resíduos de α – glicose, ligadas 
por pontes glicosídicas α-1,4, ocorrendo também ligações α -1,6. A amilopectina 
constitui, aproximadamente, 70 a 80% dos polissacarídeos existentes no grão de amido. 
 
FIGURA 1. Fórmula Estrutural da α-Amilose [SOUZA & NEVES, 2009]. 
 
FIGURA 2. Fórmula Estrutural da Amilopectina [SOUZA & NEVES, 2009]. 
 
 
19 
 
 
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1. OBJETIVO 
 
Distinguir a estrutura microscópica dos grãos de amidos de diferentes origens. 
Verificar alterações nos grãos de amido. 
 
2. MATERIAL E MÉTODO 
 
Material 
 
 Microscópio ótico 
 Espátulas 
 Lâminas e Lamínulas 
 Água glicerinada 2% 
 Solução de lugol 
 Hidróxido de sódio 0,9% 
 Acetona, éter etílico ou etanol. 
 
Método 
 
Identificação da estrutura microscópica dos grãos de amido 
 
1) Adicionar uma ou duas gotas de água glicerinada sobre a lâmina 
2) Adicionar pequena porção da amostra sobre a gota 
3) Cobrir com lamínula4) Observar ao microscópio nas objetivas de 10 a 40X 
5) Comparar com padrões, desenhos ou microfotografias. 
 
Alterações nas características microscópicas do amido 
 
Cor 
Repetir todo o procedimento descrito anteriormente utilizando o lugol, ao invés 
da água glicerinada. 
 
Estrutura 
Dissolver pequena porção de amido de batata-doce ou de araruta em água 
aquecida e verificar as alterações 
Dissolver pequena porção de amido de batata-doce e de araruta em hidróxido de 
sódio 0,9% e verificar as alterações 
 
Solubilidade 
Dissolver pequena porção de amido em solvente orgânico (acetona, éter etílico ou 
etanol a frio) e verificar a solubilidade. 
 
3. RESULTADOS 
 
Descreva as alterações nas características dos grãos de amido e complete o 
quadro a seguir. Lembre-se de anotar a objetiva utilizada para visualização. 
Observações: A estrutura do grão refere-se à presença ou ausência de estrias. O 
grão homogêneo é aquele 
 
 
20 
 
 
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que não apresenta estrias enquanto que o grão estratificado apresenta estrias. 
 
CARACTERÍSTICA TRIGO MILHO BATATA-INGLESA 
ESTRUTURA DO GRÃO 
FORMA DO GRÃO 
ESTADO DE 
AGREGAÇÃO 
POSIÇÃO DO HILO 
FORMA DO HILO 
POSIÇÃO ESTRIAS 
 
CARACTERÍSTICA CARÁ INHAME ARROZ 
ESTRUTURA DO GRÃO 
FORMA DO GRÃO 
ESTADO DE 
AGREGAÇÃO 
POSIÇÃO DO HILO 
FORMA DO HILO 
POSIÇÃO ESTRIAS 
 
CARACTERÍSTICA 
MANDIOCA (POLVILHO 
DOCE) ARARUTA BATATA-DOCE 
ESTRUTURA DO GRÃO 
FORMA DO GRÃO 
ESTADO DE 
AGREGAÇÃO 
POSIÇÃO DO HILO 
FORMA DO HILO 
POSIÇÃO ESTRIAS 
 
 21 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
ANEXO 
 
Representação da estrutura microscópica dos grãos de amido 
 
TRIGO MILHO 
 
 
 
 
BATATA-INGLESA BATATA-DOCE 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
MANDIOCA ARARUTA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
ARROZ 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte: GASSNER (1989) 
 
 
 22 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
Representação da estrutura microscópica de trigo (Triticum aestivum L.) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte: GASSNER (1989) 
 
 
 
 
 23 
 
 
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PRATICA 4: EXTRAÇÃO E CARACTERIZAÇÃO DE AMIDO 
1. OBJETIVO 
Extrair, purificar e secar o amido da batata e o da banana identificando e 
caracterizando suas respectivas morfologias através de análise microscópica. 
2. MATERIAL E MÉTODO 
 Material 
 Batata-inglesa 
 Banana 
 Água destilada 
 Liquidificador 
 Gaze 
 Béquer 100 mL 
 Papel filtro 
 Estufa 
 Funil de Buchner 
 Bomba de Vácuo 
 Água Glicerinada 2% 
 Solução de Lugol 
 Lâmina 
 Lamínula 
 Microscópio 
 
Método 
1) Pesar a batata e/ou a banana e anotar a massa. 
2) Descascar uma batata e picar em pedaços bem pequenos. 
3) Bater a batata ou a banana no liquidificador com 50 mL de água destilada. 
4) Filtrar o suco da batata ou da banana em gaze, transferindo-o para um béquer. 
5) Deixar a solução filtrada em repouso por 20 minutos e verificar o surgimento de 
um precipitado branco no fundo. Separar cuidadosamente o sobrenadante do 
precipitado com o auxílio de pipetas (no início utilizar a pipeta graduada para 
descartar volumes maiores e ao final passe para a pipeta Pasteur para retirar com 
cuidado o sobrenadante, sem ressuspender o precipitado). 
6) Adicionar 50 mL de água destilada, agitar e deixar decantar por 5 minutos. 
Remover o sobrenadante. Repetir o procedimento por 3 vezes. 
7) Pesar o papel de filtro e anotar o valor. Adicionar ao amido 50 mL de água 
destilada e filtrar a vácuo e colocar para secar na estufa 50°C por 10 minutos. 
8) Depois de seco, pesar o papel e preparar uma lâmina com uma gota de água 
glicerinada 2% e observar. Fazer o mesmo com a solução de lugol. 
 
3. RESULTADOS 
Determinar o rendimento da extração. 
 
Fazer desenho esquemático dos amidos extraídos. 
 
 
 
 
 
 24 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
Amido da Batata-Inglesa (Solanum 
tuberosum) 
Amido da Banana (Musa paradisíaca) 
 
 
Micrografias dos grãos de amido de batata inglesa e banana. 
 
 
Figura 1: Batata inglesa (Solanum tuberosum) Figura 2: Banana (Musa paradisíaca) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 25 
 
 
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 PRATICA 5: IDENTIFICAÇÃO DE ELEMENTOS HISTOLÓGICOS E 
MATERIAIS ESTRANHOS EM MEL 
 
 1. INTRODUÇÃO 
 
O mel natural é um produto açucarado fornecido pela abelha Apis mellifera L. 
Apidae. O produto é uma solução aquosa concentrada de açúcares, geralmente com 
predominância de frutose e glicose, e de pequenas quantidades de dextrinas, enzimas, 
ceras, óleos voláteis, ácidos orgânicos, ésteres, substâncias gomosas, albuminoides e 
minerais. 
De acordo com a instrução normativa n° 11 de 2000, que regulamenta a 
identidade e qualidade do mel, as características sensoriais são: cor, sabor, aroma e 
consistência (viscosidade). A coloração, aroma e sabor do mel variam de acordo com a 
sua origem floral, podendo ser quase incolor (oriundo de flores como o assa-peixe), 
âmbar (flores de laranjeiras), escuro (eucalipto, silvestre) e pardo escuro (trigo 
sarraceno). Com a idade e conforme a temperatura de estocagem do mel observa-se 
escurecimento. De maneira geral, o mel escuro tem mais sais minerais do que o mel 
claro. Pesquisas mostram que os mais escuros podem ter de quatro a seis vezes mais 
sais minerais que os claros, com destaque para o manganês, potássio, sódio e ferro. 
A viscosidade do mel depende grandemente do seu conteúdo de água e está 
assim ligada a sua densidade relativa; quanto menos água, mais altas a densidade e 
viscosidade. Méis de meliponíneos caracterizam-se pela fluidez, devido ao alto teor de 
água, o que pode ser uma vantagem no envase. 
 
A principal forma de falsificação do mel é a adição de açúcar comercial, glicose 
e dextrinas. Além disso, pode ocorrer no comércio mel artificial, que é constituído por 
açúcar com adição de substâncias aromáticas e/ou de mel natural. A análise do mel tem 
por finalidade descobrir se o produto é genuíno, artificial ou falsificado. A Figura 1 
mostra elementos típicos encontrados em uma análise de mel. 
 
 26 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
 
 
FIGURA 1: Análise microscópica de mel: elementos vegetais, cera e cristais de 
açúcar, grãos de pólen, fragmentos de abelha, grãos de amido. 
 
2. OBJETIVO 
 
Identificar elementos histológicos característicos e/ou estranhos, e detectar 
fraudes pela presença de amido em mel. 
 
3. MATERIAL E MÉTODO 
 
Material 
 
 Balança semi - analítica 
 Bomba de vácuo 
 Microscópio ótico composto 
 Bastão de vidro 
 Béquer de 400 mL 
 Béquer 50 mL 
 Espátula 
 Lâmina 
 Lamínula 
 Papel de filtro 
 Placa de Petri 
 Água glicerinada 2% 
 Lugol 
 
Método 
 
 
 27 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
1) Homogeneizar a amostra e pesar 50 g em béquer de 400 mL. 
2) Adicionar 200 mL de água filtrada e misturar com um bastão de vidro, até 
dissolvera amostra. 
3) Filtrar a vácuo, o conteúdo do béquer, sobre o papel de filtro. 
4) Transferir o papel de filtro para a placa de Petri. 
5) Com uma espátula, retirar pequenas porções do material retido no papel de filtro 
e preparar lâminas utilizando a água glicerinada a 2% como meio de montagem. 
Se necessário, umedecer o papel com água glicerinada para facilitar o processo e 
examinar ao microscópio. 
6) Verificar a presença de grãos de pólen e pesquisar amidos e elementos 
histológicos vegetais estranhos ao produto. 
7) Preparar lâminas do material com solução de lugol e observar substância 
amilífera alterada. 
 
Detecção de fraude por xarope de amido em mel: 
1) Homogeneizar a amostra e pesar 10 g em béquer de 50 mL. 
2) Adicionar 10 mL de água filtrada e misturar com um bastão de vidro, até 
dissolver a amostra. 
Acrescentar 1 mL da solução de Lugol e observar. 
Obs.: Na presença de xarope de amido hidrolisado, uma coloração violeta pode ser 
observada. 
 
 
4. RESULTADOS 
Fazer desenhos esquemáticos do pólen e do amido presente, se encontrado. 
Indicar os materiais histológicos estranhos (amido) ou qualquer outro material estranho. 
 
Imagem microscópica do grão de pólen. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 2: Grão de pólen. 
 
 28 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
PRATICA 6: IDENTIFICAÇÃO DE ELEMENTOS HISTOLÓGICOS E 
MATERIAIS ESTRANHOS EM CONDIMENTOS 
 
1. OBJETIVO 
 
Identificar elementos histológicos característicos e/ou estranhos e verificar a 
presença de matérias estranhas em condimentos moídos, pastosos e líquidos. 
 
2. MATERIAL E MÉTODO 
 
Material 
 
 Lâminas e lamínulas 
 Microscópio ótico e 
estereoscópico 
 Solução de lugol 
 Balança semi-analítica 
 Equipamento para filtração 
(Bomba de vácuo, kitassato 
e funil de Buchner). 
 Papel de filtro 
 Bisturi ou estilete 
 Placas de Petri 
 Espátula 
 Banho-maria 
 Água glicerinada 2% (Lâminas 
temporárias) 
 Solução de cloral hidratado 
ou hipoclorito de sódio 10% 
 Solução de NaOH 5% 
 Béquer 
 Solução álcool-éter etílico 
1:1; v/v. 
 Gral com pistilo 
 Bastões de vidro 
 Proveta 
 
Método 
 
Condimentos moídos e mistura de condimentos (cúrcuma, cultural). 
 
1) Homogeneizar a amostra. 
2) Transferir cerca de 10 g de amostra para um béquer de 250 mL. 
3) Se necessário, adicionar 100 mL de solução álcool: éter 1:1 (v/v) para desidratar 
e desengordurar a amostra. Misturar com o bastão de vidro, deixar em contato 
durante 15 minutos. 
4) Filtrar a vácuo sobre papel de filtro. Se necessário, repetir a etapa anterior. 
5) Transferir o papel de filtro para uma placa de Petri. 
6) Deixar o material secar a temperatura ambiente. 
7) Transferir o material do filtro para um béquer com o auxílio de uma espátula. 
8) Adicionar cerca de 50 mL de hipoclorito de sódio a 2,5% e deixar em contato 
até clareamento do material. 
9) Se necessário, repetir a etapa de clareamento. 
10) Filtrar a vácuo sobre papel de filtro. 
11) Raspar o material retido no papel, montando-o em água glicerinada ou solução 
de lugol entre lâmina e lamínula. 
12) Examinar ao microscópio estereoscópico e verificar quanto à presença de 
insetos e seus fragmentos, além de outros materiais estranhos. 
 
 29 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
Condimentos preparados pastosos (catchup, maionese, mostarda). 
1) Homogeneizar a amostra. 
2) Transferir para um béquer de 500 mL cerca de 50 g de amostra. 
3) Adicionar 100 mL de solução álcool: éter 1:1 para desidratar e desengordurar a 
amostra. Agitar vigorosamente. 
4) Deixar em repouso por 30 minutos. 
5) Filtrar a vácuo sobre papel de filtro. 
6) Transferir para uma placa de Petri 
7) Examinar ao microscópio estereoscópico e verificar quanto à presença de 
insetos e seus fragmentos, além de outros materiais estranhos. 
8) Raspar (retirando) o material retido no papel, montando-o em água glicerinada 
ou solução de lugol entre lâmina e lamínula. 
 
Condimentos preparados líquidos (molho japonês, molho inglês). 
1) Homogeneizar a amostra. 
2) Transferir 100 mL de amostra para um béquer de 500 mL 
3) Adicionar 100 mL de solução álcool-éter para desidratar e desengordurar a 
amostra. Agitar vigorosamente. 
4) Filtrar a vácuo sobre papel de filtro. 
5) Transferir para uma placa de Petri. 
6) Examinar ao microscópio estereoscópico e verificar quanto à presença de 
insetos e seus fragmentos, além de outros materiais estranhos. 
7) Umedecer o papel de filtro com água destilada e raspar (retirando) o material 
retido no papel 
8) Transferir esse material para lâminas e examinar ao microscópio óptico, 
montando-o em água glicerinada ou solução de lugol entre lâmina e lamínula. 
9) Observar estruturas típicas de vegetais e materiais estranhos se houverem. 
Caso necessário, realize uma etapa de clareamento com 20 mL de hipoclorito de 
sódio, seguido de filtração a vácuo. 
 
3. RESULTADOS 
 
Identifique os elementos histológicos estranhos e as matérias estranhas 
encontrados nos alimentos analisados. 
 
 
 
 30 
 
 
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PRÁTICA 7: PESQUISA DE MATERIAIS ESTRANHOS EM TEMPEROS 
 
1. OBJETIVO 
 
Verificar a presença de matérias estranhas em temperos 
 
2. MATERIAL E MÉTODOS 
 
Material 
 
 Lâminas e lamínulas 
 Microscópio ótico e 
estereoscópico 
 Solução de lugol 
 Balança semi-analítica 
 Equipamento para filtração 
(Bomba de vácuo, kitassato 
e funil de Buchner). 
 Papel de filtro 
 Bisturi ou estilete 
 Placas de Petri 
 Espátula 
 Banho-maria 
 Água glicerinada 2% (Lâminas 
temporárias) 
 Solução de cloral hidratado 
ou hipoclorito de sódio 10% 
 Solução de NaOH 5% 
 Béquer 
 Solução álcool-éter etílico 
1:1; v/v. 
 Gral com pistilo 
 Bastões de vidro 
 Proveta 
 
Métodos 
Temperos (misto, completo, alho e sal). 
 
1) Pesar 20 g da amostra. 
2) Adicionar cerca de 200 mL de água destilada. 
3) Filtrar à vácuo em papel de filtro. 
4) Transferir o resíduo do papel (raspagem cuidadosa) para um béquer de 500 
mL. 
5) Tratar com aproximadamente 50-150 mL de éter etílico + álcool (1:1), caso 
necessário. 
6) Para as amostras que apresentarem forte coloração, descorar com cerca de 80 
mL de hipoclorito de sódio, caso necessário. 
7) Filtrar à vácuo em papel de filtro. 
8) Fazer lâminas e observar ao microscópio ótico. 
9) Raspar o material retido no papel, montando-o em água glicerinada ou 
solução de lugol entre lâmina e lamínula. 
10) Examinar ao microscópio estereoscópico e verificar quanto à presença de 
insetos e seus fragmentos, além de outros materiais estranhos. 
 
3. RESULTADOS 
 
Identifique os elementos histológicos estranhos e as matérias estranhas 
encontrados nos alimentos analisados. 
 
 
 31 
 
 
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PRÁTICA 8: PESQUISA DE MATERIAIS ESTRANHOS EM MANTEIGA, 
LEITE, BEBIDA LÁCTEA E IOGURTE. 
 
1. INTRODUÇÃO 
 
O Brasil é um dos maiores produtores de leite do mundo. Porém, o leite e os 
produtos lácteos apresentaram variações de qualidade, sendo frequentemente 
encontrados com algum tipo de irregularidade. O Ministério da Agricultura, Pecuária e 
Abastecimento (MAPA) e a Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA) são 
os responsáveis pela fiscalização destes produtos no país. O Artigo 543 do Regulamento 
de Inspeção Industrial e Sanitária de Produtos de Origem Animal(RIISPOA) especifica 
que o leite não pode conter nenhuma substância estranha adicionada o que caracterizaria 
um tipo de fraude. 
 
 
1. OBJETIVO 
 
Verificar a presença de matérias estranhas em produtos lácteos. 
 
2. MATERIAL E MÉTODOS 
 
Material 
 
 Lâminas e lamínulas 
 Microscópio ótico e 
estereoscópico 
 Solução de lugol 
 Balança semi-analítica 
 Equipamento para filtração 
(Bomba de vácuo, kitassato 
e funil de Buchner). 
 Papel de filtro 
 Bisturi ou estilete 
 Placas de Petri 
 Espátula 
 Banho-maria 
 Água glicerinada 2% (Lâminas 
temporárias) 
 Solução de cloral hidratado 
ou hipoclorito de sódio 10% 
 Solução de NaOH 5% 
 Béquer 
 Solução álcool-éter etílico 
1:1; v/v. 
 Gral com pistilo 
 Bastão de vidro 
 Proveta 
 Solução de ácido fosfórico: 
1+40 (H3PO4: 1+40)- digestão 
ácida 
 Hidróxido de sódio 1-5% em 
água 
 Álcool comercial 95% 
 Barra magnética de agitação a 
quente 
 Agitador de manteiga 
 Solução de lugol 
 
 
Métodos 
 
Manteiga, Margarina, queijo macio ou cremoso, creme ácido, leite em pó 
desnatado e integral (REF. AOAC N° 960.49,17ª ED, 2000, C). 
 
1) Pesar 225 g de margarina ou manteiga. 
 
 32 
 
 
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2) Adicionar 800-1000 mL de H3PO4 (1+40) fervente em béquer de 1,5 -2 L 
3) Agitar continuamente em agitador de manteiga (ou bastão de vidro), a baixa 
velocidade, ou em placa de agitação a quente (ou sobre chama), com bastão de 
agitação de cerca de 75x12mm, até dispersar a amostra (em geral mais de 20 
minutos). 
4) Filtrar sem deixar a mistura acumular no papel de filtro, lavando continuamente 
com água próxima da ebulição, para prevenir entupimento. 
5) Se a filtração estiver difícil, adicionar água, ou álcali diluído (1-5%), ou H3PO4 
(1+40) ou álcool aquecido, até limpar o filtro. 
6) Recomeçar a adição da suspensão da amostra e de água. 
7) Fazer exame microscópico. 
 
Bebida láctea e iogurte 
 
1) Homogeneizar a amostra e pesar 10g em béquer de 400 mL 
2) Adicionar 200 mL da mistura álcool-éter, proporção 1:1 (v/v), a amostra. 
3) Misturar com bastão de vidro, deixar em contato durante 15 min. e decantar o 
sobrenadante sobre o papel de filtro em funil de Buchner e filtrar a vácuo. 
4) Se necessário, repetir a operação até a retirada da maior parte da gordura do 
produto. 
5) Transferir o papel de filtro para placa de Petri e deixar secar a temperatura 
ambiente. 
6) Com uma espátula, retirar pequenas porções do material retido no papel de filtro, 
preparar lâminas utilizando água glicerinada a 2% como meio de montagem e 
examinar ao microscópio. 
7) Identificar os amidos e os elementos histológicos característicos do produto e 
pesquisar e identificar os estranhos. 
8) Se necessário, preparar lâminas com lugol e pequenas quantidades do material 
retido no papel de filtro e examinar ao microscópio. Verificar presença se 
substância amilífera alterada. 
9) Se necessário, transferir o material retido no papel de filtro para béquer de 1000 
mL, adicionar 400 mL de solução de hidróxido de sódio a 3% e ferver em chapa 
aquecedora (ou em chama), por cerca de 5 min., agitando ocasionalmente, com 
bastão de vidro. 
10) Filtrar o conteúdo do béquer a vácuo sobre papel de filtro. 
11) Com uma espátula, retirar pequenas porções do material retido no papel de 
filtro, preparar lâminas utilizando água glicerinada a 2% como meio de 
montagem e examinar ao microscópio. 
12) Identificar os elementos histológicos característicos do produto e pesquisar e 
identificar os estranhos. 
 
Leite (Instituto Adolfo Lutz, 2005). 
 
1) Aquecer, em um béquer de 500 mL, um volume de 200 mL da amostra de leite 
por 10 minutos ou até 45°C. OBS.: Não deixar o leite ferver, pois isto dificulta a 
filtração. 
2) Após o aquecimento, filtrar a amostra em papel de filtro utilizando a bomba de 
vácuo. 
3) Raspar o material retido no papel, montando-o em água glicerinada ou solução 
 
 33 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
de lugol entre lâmina e lamínula. 
4) Examinar ao microscópio estereoscópico e verificar quanto à presença de insetos 
e seus fragmentos, além de outros materiais estranhos. 
 
 
3. RESULTADOS 
 
Identifique os elementos histológicos estranhos e as matérias estranhas 
encontrados nos alimentos analisados e preencha o laudo. 
 
 34 
 
 
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LAUDO DA ANÁLISE MICROSCÓPICA N° ____ 
Data da coleta: / / Horário da 
coleta:__________________________________. 
Local da coleta: Empresa _____________. 
Endereço: _______________________________. 
Coletador: ________________________________. 
Analista: ____________________________________. 
Amostra:_____________________________. Lote: _________________ 
Quantidade coletada: _____ unidades. 
Local armazenado até a análise:___________________________________. 
 
 METODOLOGIA PARA A COLETA: 
Amostragem por atributos (Ref. ABNT 5426:1977). 
Quantidade de amostra destinada à análise: ____ g 
Método da análise: 
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________ 
 
 DIAGNÓSTICO 
-
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________ 
 
 CONCLUSÃO 
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________
_____________________________________________________________________ 
 
 Data: ___/___/_______ 
 _________________________________________ 
 Técnico responsável- Carimbo/Assinatura 
 
 
 35 
 
 
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PRÁTICA 9: PESQUISA DE SUJIDADES LEVES UTILIZANDO O MÉTODO 
DA DIGESTÃO ÁCIDA 
 
1. OBJETIVO 
 Fazer a digestão ácida, utilizar peneira e funil de separação para a extração das 
sujidades e identificar as possíveis sujidades presentes nas amostras. 
 
2. MATERIAL E MÉTODOS 
 
Material 
 
 Microscópio ótico 
 Espátulas 
 Lâminas e Lamínulas 
 Água glicerinada a 2% 
 Solução de lugol 
 Microscópio estereoscópico 
 Equipamento para filtração a 
vácuo 
 Placas de Petri 
 Espátulas 
 Frasco armadilha de Wildman 
 Papel de filtro riscado 
 Óleo de rícino, querosene, 
gasolina ou óleo mineral. 
 Água destilada quente (± 50°C) 
 Chapa de aquecimento 
 Proveta 
 Béquer de 1L 
 Agitador magnético 
 Balança semi-analítica 
 Funil de separação 
 Bastão de vidro 
 Barra magnética 
 Papel de filtro 
 Vidro de relógio 
 Autoclave 
 HCl e HCl (5+95) 
 Álcool/Clorofórmio 
 Óleo de rícino ou nujol /Heptano 
 Solução de Lauril sulfato de 
sódio 0,5% (antiespumante) 
 
Métodos 
 
Farinhas*, macarrão e pães. 
 
1) Pesar225g da amostra e coloque em um béquer de 2 litros. 
2) Adicionar 1 litro de água e 30 mL de HCL (verter o ácido sobre a água 
vagarosamente). 
3) Agitar até a completa dissolução da amostra. 
4) Adicionar Solução de Lauril sulfato de sódio 0,5% (anti-espumante) (± 
0,3 mL) e cobrir o béquer. 
5) Levar à autoclave a 121°C por 15-20 minutos. 
6) Transferir o digerido em pequenas porções para uma peneira n°140 
lavando com água. Após completa lavagem, lavar duas vezes, 
alternadamente com álcool e clorofórmio, nesta ordem. 
7) Enxaguar com álcool e finalmente água. 
8) Se pequeno resíduo for obtido, transferir o material para um papel de 
filtro e analisar no microscópio estereoscópico. 
* Caso utilize farinha de mandioca, é necessário triturar a mesma para facilitar a 
digestão. 
 
 36 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
Farinhas (trigo, mandioca, milho e outros). 
1) Homogeneizar a amostra e pesar 50 g em um béquer de 1000 mL. Obs.: 
amostras de farinha de mandioca precisam ser moídas em partículas mais finas, 
caso contrário, a digestão não será eficiente e haverá obstrução do funil de 
separação. 
2) Adicionar 400 mL de HCl 5% e 20 mL de óleo mineral (ou querosene ou 
heptano). 
3) Aquecer em um agitador magnético ou sobre tela de amianto com agitação com 
bastão de vidro. 
4) Digerir por 15 minutos. É importante chegar à fervura. 
5) Após a fervura, transferir para o funil de separação com o auxílio de um bastão. 
6) Colocar 50 mL de água destilada quente no béquer e transferir para o funil. 
Guardar o béquer e o bastão. 
7) Adicionar água destilada fria no funil de separação até ± 10 cm abaixo da borda. 
8) Deixar em repouso por 15 minutos e escoar cuidadosamente (para não formar 
bolhas) o conteúdo do funil de separação até que a camada oleosa esteja a 5 cm 
do fundo do funil. 
9) Adicionar 25 mL de heptano (ou querosene) no funil. 
10) Escoar a camada oleosa, retendo no béquer que ficou guardado. OBS: se houver 
excesso de amido misturado com a camada oleosa, hidrolisar com 100-200 mL 
de HCI (5+95) antes de completar a operação. 
11) Lavar os lados do funil com solução detergente a 0,5% de lauril sulfato de 
sódio, contendo antiespumante, e coletar em um béquer de 250 mL. 
12) Filtrar a vácuo o conteúdo do béquer, lavar o béquer com solução de detergente. 
13) Examinar o resíduo no microscópio estereoscópico e fazer lâminas do material 
estranho. 
 
3. RESULTADOS 
 
 Dê o diagnóstico e a conclusão da análise. 
 
 
 
 37 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
PRÁTICA 10: DETERMINAÇÃO DE SUJIDADES LEVES PELO MÉTODO DA 
FLUTUAÇÃO EM ÓLEO (FRASCO ARMADILHA DE WILDMAN) 
 
1. OBJETIVO 
 
 Isolar sujidades leves em suco de frutas pelo método da flutuação em óleo, 
utilizando o frasco armadilha de Wildman e identificar os materiais estranhos isolados. 
 
2. MATERIAL E MÉTODOS 
 
Material 
 
 
 Microscópio ótico 
 Espátulas 
 Lâminas e Lamínulas 
 Água glicerinada a 2% 
 Solução de lugol 
 Microscópio estereoscópico 
 Equipamento para filtração a vácuo 
 Placas de Petri 
 Espátulas 
 Frasco armadilha de Wildman 
 Papel de filtro riscado 
 Óleo de rícino, querosene, gasolina ou óleo mineral. 
 Água destilada quente (± 50°C) 
 Chapa de aquecimento 
 Proveta 
 Béquer 250 mL 
 
 
Métodos 
 
1) Adicionar 100 g ou 100 mL da amostra no Frasco armadilha de Wildman. 
2) Acrescentar 35 mL de querosene e misturar utilizando o próprio agitador do 
frasco. 
3) Adicionar água destilada aquecida (± 50°C). 
4) Agitar bem a amostra, movendo o agitador para cima e para baixo diversas 
vezes. 
5) Misturar durante 2 minutos. 
6) Completar o volume do frasco com a água aquecida até quase o gargalo. 
Adicionar a água vagarosamente pela parede do frasco, a fim de evitar a 
formação de bolhas de ar. 
7) Deixar o frasco em repouso durante 30 minutos, agitando-o ocasionalmente. 
8) Raspar as bolhas de óleo da parede do frasco com auxílio do agitador. 
9) Quando as fases estiverem separadas, adicionar água quente, vagarosamente, 
elevando o querosene até o gargalo do frasco. 
 
 38 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
10) Levantar o agitador vagarosamente até a parte inferior da camada do querosene e 
fechar a abertura do frasco. 
11) Transferir a fase oleosa para um béquer. Lavar o querosene do agitador e do 
gargalo do frasco, com água aquecida, transferindo as águas de lavagem para o 
béquer. 
12) Adicionar 15 mL de querosene ao frasco e agitar. 
13) ((Repetir os procedimentos descritos anteriormente, referentes aos itens 2) até 
11), se necessário. 
14) Descartar o conteúdo do frasco armadilha de Wildman. 
15) Filtrar à vácuo a solução coletada no béquer, utilizando papel de filtro 
qualitativo. 
16) Remover o papel de filtro, colocando-o em placa de Petri. 
17) Observar no microscópio estereoscópico. 
18) Isolar os materiais estranhos do filtro, com auxílio de pinça. 
19) Montar lâminas do material suspeito utilizando água glicerinada e observar no 
microscópio ótico. 
 
3. RESULTADOS 
 
 Dê o diagnóstico e a conclusão da análise. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 39 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
PRÁTICA 11: PESQUISA DE SUJIDADES LEVES UTILIZANDO O MÉTODO 
DA DIGESTÃO ENZIMÁTICA (PANCREATINA) 
 
1. INTRODUÇÃO 
A pancreatina é comumente usada em métodos microanalíticos para solubilizar 
o amido e a proteína existentes nos produtos alimentícios. O amido cru não é afetado 
com facilidade pela pancreatina, porém o amido alterado pelo calor é quase totalmente 
hidrolisado e pode ser filtrado em papel de filtro. A proteína é digerida pela 
pancreatina, que afeta muito pouco a cutícula dos insetos. O material proteico que 
mantém as células unidas nas farinhas e outros cereais é digerido, liberando amido e 
celulose. Este método apresenta as desvantagens de usar uma enzima de preço elevado 
e exigir controle de temperatura e pH, além de ser demorado. 
APLICAÇÕES: farinha de trigo, farinha de mandioca, farinha de milho, farinha de 
rosca, fubá, polvilho, formulados. 
 
2. OBJETIVO 
Fazer a digestão enzimática da amostra. Utilizar o frasco armadilha para extração das 
sujidades e identificar e pesquisar as possíveis sujidades presentes. 
 
3. MATERIAL E MÉTODOS 
 
Material 
 
 Microscópio ótico 
 Espátulas 
 Lâminas e Lamínulas 
 Água glicerinada a 2% 
 Solução de lugol 
 Microscópio estereoscópico 
 Equipamento para filtração a 
vácuo 
 Placas de Petri 
 Espátulas 
 Frasco armadilha de Wildman 
 Papel de filtro riscado 
 Óleo de rícino, querosene, 
gasolina ou óleo mineral. 
 Chapa de aquecimento 
 Balança semi-analítica. 
 Bastão de vidro 
 Barra magnética 
 Papel de filtro 
 Vidro de relógio 
 Solução de pancreatina 
 Óleo de rícino ou nujol /Heptano 
 Balança semi-analítica 
 Equipamento para filtração a 
vácuo 
 Microscópio estereoscópico 
 Frasco-armadilha de Wildman 
com capacidade de 2000 mL 
 Provetas de 100 mL e 500 mL 
 Papel de filtro qualitativo de 
filtração média 
 Béqueres de 1000 mL e 250 mL 
 Placas de Petri 
 pHmetro. 
 Termômetro 
 Solução de fosfato de sódio 
tribásico a 5% 
 Formol 
 
 
 40 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
Métodos 
 
 
Digestão da amostra 
 
1) Homogeneizar a amostra. 
2) Pesar 50 gem um béquer de 1000 mL. 
3) Adicionar 100 mL de solução de pancreatina (item 7 ver anexo) e misturar bem. 
4) Diluir com água filtrada até o volume de 400 mL. 
5) Elevar o pH a 8, com solução de fosfato de sódio (Na3P04) a 5%. Deixar em 
repouso por 15 minutos. Verificar o pH e ajustá-lo, se necessário. 
6) Repetir o mesmo procedimento após 45 minutos. 
7) Adicionar 3 gotas de formol e deixar digerir durante 18 horas à temperatura 
igual ou inferior a 40C. 
8) Transferir para o frasco de Wildman, lavando bem o béquer com porções de 
água destilada. 
9) Completar o volume com água destilada para aproximadamente 900 mL. 
10) Adicionar 30 mL de querosene. 
11) Inclinar o frasco de Wildman em um ângulo de 45° e movimentar a haste com 
rápidos movimentos ascendentes e descendentes para misturar bem o líquido de 
extração. Misturar, em seguida, durante um minuto, com movimentos de 
rotação, evitando a perda ou derrame do líquido. 
12) Adicionar água quente (40-50°C) até que o líquido de extração (camada oleosa) 
atinja o gargalo do frasco. Agite ocasionalmente durante 20 minutos, deixando 
10 minutos em repouso para haver separação nítida das fases aquosa e oleosa. 
 
 
Isolamento de materiais estranhos 
 
1) Levantar a haste o mais próximo possível do gargalo de modo que a 
camada oleosa fique acima da rolha. 
2) Transferir a camada oleosa para um béquer de 250 mL evitando a 
passagem da camada aquosa. Cuidado para trazer farinha, pois entope o 
filtro. 
3) Lavar a haste com água filtrada, recolhendo no mesmo béquer. 
4) Repetir a técnica de extração adicionando 20 mL de querosene, 
recolhendo o líquido de extração no mesmo béquer da primeira extração. 
5) Filtrar o conteúdo do béquer a vácuo sobre papel de filtro. 
6) Transferir o papel de filtro para uma placa de Petri. 
7) Examine o papel de filtro ao microscópio estereoscópico e verifique se há 
presença de insetos, fragmentos de insetos e pêlos de roedores. 
8) Montar os elementos não identificados em água ou água glicerinada entre 
lâmina e lamínula. 
9) Examinar no microscópio composto com aumentos de 100 a 400X. 
 
 
4. RESULTADOS 
 
 Dê o diagnóstico e a conclusão da análise. 
 
 41 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
 
PRÁTICA 12: IDENTIFICAÇÃO DE ELEMENTOS HISTOLÓGICOS, 
PESQUISA DE MATERIAL ESTRANHO E FRAUDES EM CACAU E 
CHOCOLATE EM PÓ 
 
1. OBJETIVO 
 
 Identificação de elementos histológicos específicos do cacau e estranhos 
 Detecção de fraudes como a presença de amido estranho, açúcar, farinha de 
soja, cevada, dentre outros. 
 
 
2. MATERIAL E MÉTODOS 
 
Material 
 
 Microscópio ótico 
 Espátulas 
 Lâminas e Lamínulas 
 Água glicerinada 2% 
 Solução de lugol 
 Papel de filtro 
 Placa de Petri 
 Equipamento para filtração a vácuo 
 Solução de hidróxido de sódio a 5% 
 Funil de Buchner 
 Bastão de vidro 
 Achocolatado em pó 
 
 
Métodos (Instituto Adolfo Lutz) 
 
Preparo do laminário-padrão 
 
1) Adicionar uma ou duas gotas de água glicerinada sobre a lâmina contendo uma 
pequena porção de cada amostra-padrão (cacau, açúcar, farinha de soja, amidos) 
para confecção do laminário-padrão. 
2) Cobrir com lamínula 
3) Observar ao microscópio nas objetivas de 10 a 40X 
 
 
Identificação de fraudes (açúcar) 
 
 
1) Preparar lâmina utilizando óleo vegetal como meio de montagem 
2) Adicionar sobre a gota de óleo a amostra de cacau em pó supostamente 
fraudada, e sem tratamento prévio; 
3) Verificar ao microscópio a presença de cristais (açúcar) 
 
 42 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
 
Identificação de amido (IAL, 1999). 
 
1) Homogeneizar a amostra e pesar 5 g em um béquer de 200 mL. 
2) Adicionar 50 mL da mistura etanol-éter etílico 1:1 (v/v) ao béquer. 
3) Misturar com o bastão de vidro, deixar em contato durante 15 minutos e 
decantar o sobrenadante sobre papel de filtro em funil de Buchner. 
4) Se necessário, repetir a operação até retirada da maior parte da gordura do 
produto. 
5) Filtrar a vácuo o conteúdo do béquer sobre o mesmo papel de filtro. 
6) Transferir o papel de filtro para placa de Petri. 
7) Deixar o material secar a temperatura ambiente. 
8) Retirar, com auxílio de uma espátula, pequenas porções do material retido no 
filtro. 
9) Preparar lâminas utilizando água glicerinada como meio de montagem e 
examinar ao microscópio nas objetivas de 10 a 40X. 
10) 10. Preparar lâminas utilizando solução de lugol como meio de montagem e 
examinar ao microscópio nas objetivas de 10 a 40X. 
 
 
Identificação de elementos histológicos (IAL, 1999) (opcional). 
 
1) Transferir o material retido no filtro para um béquer de 200 mL 
2) Adicionar 100 mL de solução de hidróxido de sódio a 5% e ferver em chapa 
aquecedora, por cerca de 5 minutos, agitando ocasionalmente com bastão de 
vidro. 
3) Filtra a vácuo o conteúdo do béquer sobre papel de filtro. 
4) Transferir o papel de filtro para placa de Petri. 
5) Retirar, com auxílio de uma espátula, pequenas porções do material retido no 
filtro. Preparar lâminas utilizando água glicerinada como meio de montagem e 
examinar ao microscópio nas objetivas de 10 a 40X. 
6) Identificar a presença de elementos histológicos característicos (cacau) e 
estranhos (soja). 
 
3. RESULTADOS 
 
 Dê o diagnóstico e a conclusão da análise. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 43 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1: Elementos característicos de soja. 
Fonte: GASSNER (1989) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 44 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
 
 
 PROCESSO DE FABRICAÇÃO DE CACAU EM PÓ 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Fonte: MINIFIE (1989) 
 
COLHEITA 
QUEBRA E RETIRADA DAS 
FAVAS 
FERMENTAÇÃO NATURAL 
SECAGEM AO SOL 
TRITURAÇÃO CASCAS 
FAVAS 
FRUTOS 
TORREFAÇÃO 
MOAGEM 
LIQUOR DE CACAU 
PRENSAGEM MANTEIGA DE CACAU 
TORTA DE CACAU 
Açúcar 
MOAGEM 
CACAU EM PÓ 
 
 45 
 
 
ALI252- Microscopia de Alimentos- Ciência e Tecnologia de Alimentos 
PRÁTICA 13: AVALIAÇÃO MICROSCÓPICA DO CAFÉ TORRADO E 
MOÍDO 
 
1. OBJETIVO 
 
Determinar fraudes em café (presença de cascas de café, arroz, cevada, milho, 
sorgo, açúcar, outros) pela avaliação dos elementos histológicos da amostra. 
Verificar a presença de materiais estranhos 
 
2. MATERIAL E MÉTODOS 
 
Material 
 
 Balança semi-analítica. 
 Microscópio estereoscópico 
 Microscópio ótico 
 Estufa 
 Capela 
 Pinça 
 Estilete/Espátula 
 Béquer de 50 mL 
 Placa de Petri 
 Bastão de vidro 
 Equipamento de filtração a 
vácuo 
 Pesa filtro 
 Cálice de 150 mL 
 Pincel 
 Tamis nº 80 (peneira) 
 Lâminas e lamínulas 
 Clorofórmio 
 Água glicerinada a 2% 
 Solução de lugol 
Métodos 
a) Preparo do laminário padrão 
1) Adicionar uma ou duas gotas de água glicerinada a 2% sobre a lâmina. 
2) Adicionar, em seguida, pequena quantidade da amostra a ser analisada, incluindo 
a matéria-prima normalmente encontrada no produto (café torrado e moído), 
bem como outras possivelmente utilizadas em fraudes (amido,